Name: Ein Rattenmodell von Kammerflimmern und Reanimation durch konventionelle Closed-Brust-Technik (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 47 s
Description: Lernen Sie ein Rattenmodell zur Simulation von Kammerflimmern und konventioneller Reanimation durch Thoraxkompressionen. Diese Methode ermöglicht Einblicke in die Pathophysiologie des Herzstillstands.

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Die Autoren möchten Dr. Wanchun Tang MD, MCCM, FCCP, FAHA und Jena Cahoon vom Weil Institute of Critical Care Medicine in Rancho Mirage, CA. für ihre Beiträge zur Gliederung des Wiederbelebungsprotokolls und für die Unterstützung bei der Ausbildung des Nagetierchirurgen (LL) danken. Die Erstellung dieses Artikels wurde zum Teil durch eine Spende zum Gedenken an den pensionierten SKC der US Navy, Robert W. Ply, von Frau Monica Ply für die Erforschung von Herzkrankheiten und Parkinson sowie durch einen diskretionären Fonds der Abteilung für Medizin der Rosalind Franklin University of Medicine and Science unterstützt.

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Kritische Schritte im Protokoll Es gibt kritische Schritte in dem Protokoll. Wenn beherrscht, gehen Sie die Vorbereitung und Protokoll als lapidar unten beschrieben. Das Operationsvorbereitung ist schnell, schnell fortschreit Katheter durch kleine Einschnitte Auslösung minimale oder gar keine Gefäßspasmen und Positionieren der Katheterspitzen, wie beabsichtigt, gefolgt von erfolgreichen Intubation nach einer einzigen oder wenigen Versuch (e); damit Abschluss der Vorbereitung in ≈ 90...

In der Nähe von 360.000 Personen in den Vereinigten Staaten ein und viele mehr leiden weltweit 2 Episoden plötzlichen Herzstillstand jedes Jahr. Versuche, Leben wiederherzustellen erfordern nicht nur, daß die Herzaktivität wiederhergestellt werden, doch dass die Schädigung lebenswichtiger Organe verhindert werden, minimiert wird, oder umgekehrt. Aktuelle Reanimation Techniken ergeben eine erste Wiederbelebungsrate von ca. 30%; jedoch ist das Überleben bis zur Krankenhausentlassung nur 5% 1. Myokardiale Dysfunktion, neurologische Funktionsstörung, systemische Entzündung, Begleiterkrankungen, oder eine Kombination davon auftreten Postreanimationskonto für den Großteil der Patienten, die trotz anfänglicher Rückzirkulations sterben. So besseres Verständnis der Pathophysiologie und neuartige Reanimation Ansätze sind dringend erforderlich, um die Rate der ersten Reanimation und anschließende Überleben mit intakter Organfunktion zu erhöhen. Tiermodusls von Herzstillstand eine entscheidende Rolle in der Entwicklung neuer Therapien Reanimation durch Einblicke in die Pathophysiologie von Herzstillstand und Reanimation und bietet praktische Hilfe zu konzipieren und zu testen, neue Interventionen, bevor sie beim Menschen 3 getestet werden. Das Rattenmodell der geschlossenen Brust kardiopulmonalen Reanimation (CPR) beschriebenen hat eine wichtige Rolle gespielt. Wissenschaftlicher Mitarbeiter an der Zeit - - 4 im Labor des verstorbenen Professor Max Harry Weil MD, Ph.D., und ihre Mitarbeiter Das Modell wurde 1988 von Irene von Planta entwickelt an der Universität für Gesundheitswissenschaften (umbenannt Rosalind Franklin Universität für Medizin und Wissenschaft im Jahr 2004) und wurde umfangreich im Bereich der Reanimation überwiegend von Stipendiaten der Professor Weil und ihre Auszubildenden eingesetzt. Das Modell simuliert eine Episode von plötzlichen Herzstillstand mit Reanimation durch konventionelle CPR Techniken versucht und umfasst somit inductIonen des Kammerflimmerns (VF) durch die Bereitstellung eines elektrischen Stroms an der rechten ventrikulären Endokard und Bereitstellung der geschlossenen Brust CPR durch einen pneumatisch angetriebenen Kolben-Vorrichtung, während gleichzeitig liefern positive Druckventilation mit Sauerstoff angereicherten Gases. Beendigung der VF wird durch transthorakale Lieferung von elektrischen Schlägen erreicht. Die Ratten-Modell schafft ein Gleichgewicht zwischen Modellen in großen Tieren (zB Schweine) und Modelle in kleineren Tieren entwickelt entwickelt (zB Mäuse) ermöglicht die Erkundung neuer Forschungskonzepte in einem gut standardisiert, reproduzierbar und effizient mit Zugang zu einem robusten Bestandsaufnahme der einschlägigen Messungen. Das Modell ist besonders nützlich in einem frühen Stadium der Forschung, um neue Konzepte der Auswirkungen der Störgrößen vor der Durchführung von Untersuchungen in größeren Tiermodelle, kostspieliger zu erforschen und zu untersuchen, aber von größerer translationalen Einfluss. Eine Medline-Suche für alle Peer-Review-Artikel Berichterstattungimilar Rattenmodell mit VF als Mechanismus der Herzstillstand und einer Form der geschlossenen Brust-Wiederbelebung wurden insgesamt 69 zusätzliche Originalstudien mit Hilfe des Modells, da sie erstmals im Jahr 1988 4 veröffentlicht. Die Forschungsschwerpunkte sind pathophysiologische Aspekte der Wiederbelebung von 5 bis 17, Einflussfaktoren auf die Ergebnisse von 18 bis 30, die Rolle der pharmakologische Interventionen untersuchen Vasopressoren 31-43, Puffermittel 44, inotropen Mitteln 45, Stoffe bei der myokardialen oder zerebralen Schutz 46-70 gerichtet, und auch die Auswirkungen von mesenchymalen Stammzellen 71-73. Die in diesem Artikel beschriebenen Modells und Protokoll wird derzeit an der Wiederbelebung Institut eingesetzt. Dennoch gibt es mehrere Möglichkeiten, &quot;Anpassen&quot; das Modell auf der Grundlage der für einzelne Forscher und die Ziele der Studien-Fähigkeiten.

<table><tbody><tr><td>Natrium-Pentobarbital</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3761</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en&region=US</td></tr><tr><td>Rektumthermistor</td><td>BIOPAC Systems, INC</td><td>TSD202A</td><td>http://www.biopac.com/fast-response-thermistor</td></tr><tr><td>Nadelelektrode biopolar konzentrisch 25 mm TP</td><td>BIOPAC Systems, INC</td><td>EL451</td><td>http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm</td></tr><tr><td>PE25-Polyethylen-Schlauch</td><td>Solomon Scientific</td><td>BPE-T25</td><td>http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing</td></tr><tr><td>26GA weiblicher Luer-Stub-Adapter</td><td>Access Technologies</td><td>LSA-26</td><td>http://www.norfolkaccess.com/needles.html</td></tr><tr><td>Absperrhähne mit Luer-Anschlüssen; 3-fach; männlicher Lock, unsteril</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-30600-02</td><td>http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way _male_lock_stopcocks _ 10_pack_Non_sterile/EW-30600-23</td></tr><tr><td>TruWave Einweg-Druckmessumformer</td><td>Edwards Lifesciences</td><td>PX600I&nbsp;</td><td>http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1</td></tr><tr><td>Thermoelement Typ T</td><td>Physitemp Instruments</td><td>IT-18</td><td>http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html</td></tr><tr><td>Zentralvenöser Kinderkatheter</td><td>Koch Medizin&nbsp;</td><td>C-PUM-301J</td><td>https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds</td></tr><tr><td>Abbocath-T intravenöser Katheter mit Schlüsselbein (14 g x 5 1/2")</td><td>Hospira</td><td>453527</td><td>http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427</td></tr><tr><td>Novametrix Medical Systems, Infrarot-CO2-Monitor</td><td>Soma Technology, Inc.</td><td>7100 CO2SMO&nbsp;</td><td>http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_ 7100.asp</td></tr><tr><td>Harvard Modell 683 Beatmungsgerät für Kleintiere</td><td>Harvard Apparatus</td><td>555282</td><td>http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_ HAI_ProductDetail_N_37322_37323</td></tr><tr><td>Doppelt flexible Drahtführungen</td><td>Cook Medical</td><td>C-DOC-15-40-0-2</td><td>https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds</td></tr><tr><td>Hochpräziser AC LVDT Wegsensor</td><td>Omega Engineering</td><td>LD320-25</td><td>http://www.omega.com/pptst/LD320.html</td></tr><tr><td>HeartStart XL Defibrillator/Monitor</td><td>Phillips Medical Systems</td><td>M4735A</td><td>http://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/</td></tr> <tr><td>Graefe micro Präparierzange 4 Zoll</td><td>Roboz&nbsp;</td><td>RS-5135</td><td>http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135</td></tr><tr><td>Graefe Mikrodissektionszange 4 Zoll mit Zähnen</td><td>Roboz&nbsp;</td><td>RS-5157</td><td>http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157</td></tr><tr><td>Extra feine Mikro-Präparierschere 4 Zoll</td><td>Roboz&nbsp;</td><td>RS-5882</td><td>http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp</td></tr><tr><td>Heiss Gewebe-Retraktor</td><td>Fine Science Tools&nbsp;</td><td>17011-10</td><td>http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&CategoryId=134&amp; lang=de-US</td></tr><tr><td>Crile Curve Spitze Hämostaten</td><td>Fine Science Tools&nbsp;</td><td>13005-14</td><td>http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372</td></tr><tr><td>Visistat Hautklammergerät&nbsp;</td><td>Teleflex Incorporated</td><td>528135</td><td>http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936</td></tr><tr><td>Geflochtene Seidennaht, 3-0</td><td>Harvard Apparatus</td><td>517706</td><td>http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_ HAI_ProductDetail_N_37916_37936</td></tr><tr><td>Betadine-Lösung</td><td>Butler Schein</td><td>3660</td><td>https://www.henryscheinvet.com/</td></tr> <tr><td>sterile Kochsalzlösung, 250 ml Beutel</td><td>Fisher</td><td>50-700-069</td><td>http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&storeId=10652</td></tr><tr><td>Heparin-Natrium-Injektion, USP</td><td>Fresenius Kabi</td><td>504201</td><td>http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html</td></tr><tr><td>Loxicom (meloxicam)</td><td>Butler Schein</td><td>045-321</td><td>https://www.henryscheinvet.com/</td></tr> <tr><td>Thermodilutionscomputer für Herzzeitvolumen für Kleintiere</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Speziell entwickelt am Resuscitation Institute unter Verwendung von Hardware von National Instruments und LabVIEW-Software</td></tr><tr><td>Analog-Digital-Datenerfassungs- und Analysesystem</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Speziell entwickelt am Resuscitation Institute unter Verwendung von Hardware von National Instruments und LabVIEW-Software</td></tr><tr><td>Pneumatisch angetriebenes und elektronisch gesteuertes Kolbengerät für die Thoraxkompression bei Kleintieren</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Speziell entwickelt am Weil Institute of Critical Care Medicine</td></tr><tr><td>60 Hz Wechselstromgenerator</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Speziell entwickelt am Weil Institute of Critical Care Medizin</td></tr></tbody></table>

ein rattenmodell von kammerflimmern und reanimation durch konventionelle closed-brust-technik

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

Ein Rattenmodell von elektrisch induziertem Kammerflimmern, gefolgt von einer Herzwiederbelebung unter Verwendung einer geschlossenen Brusttechnik, die die grundlegenden Komponenten der Herz-Lungen-Wiederbelebung beim Menschen beinhaltet, wird hierin beschrieben. Das Modell wurde 1988 entwickelt und in etwa 70 von Experten begutachteten Publikationen verwendet, in denen eine Vielzahl von Wiederbelebungsaspekten untersucht wurden, einschließlich ihrer Physiologie und Pathophysiologie, der Determinanten der Wiederbelebbarkeit, pharmakologischer Interventionen und sogar der Auswirkungen von Zelltherapien. Das in dieser Präsentation vorgestellte Modell umfasst: (1) Gefäßkatheterisierung zur Messung des Aorten- und Rechtsvorhofdrucks, zur Messung des Herzzeitvolumens durch Thermodilution und zur elektrischen Induktion von Kammerflimmern; und (2) tracheale Intubation zur Überdruckbeatmung mit sauerstoffangereichertem Gas und Beurteilung des endtidalenCO 2 . Eine typische Abfolge von Eingriffen umfasst: (1) die elektrische Induktion von Kammerflimmern, (2) die Thoraxkompression mit einer mechanischen Kolbenvorrichtung bei gleichzeitiger Überdruckbeatmung mit sauerstoffangereichertem Gas, (3) Elektroschocks zur Beendigung des Kammerflimmerns und zur Wiederherstellung der Herzaktivität, (4) die Beurteilung der hämodynamischen und metabolischen Funktion nach der Wiederbelebung und (5) die Beurteilung des Überlebens und der Wiederherstellung der Organfunktion. Es steht ein robuster Bestand an Messungen zur Verfügung, der unter anderem hämodynamische, metabolische und Gewebemessungen umfasst. Das Modell hat sich als sehr effektiv bei der Entwicklung neuer Wiederbelebungskonzepte und der Untersuchung neuartiger therapeutischer Interventionen erwiesen, bevor sie in größeren und translational relevanteren Tiermodellen für Herzstillstand und Wiederbelebung getestet wurden.

Die hier beschriebenen Rattenmodell wurde kürzlich verwendet, um die Wirkungen von zwei Inhibitoren des Natrium-sarkolemmalen Wasserstoffaustauschers Isoform 1 (NHE-1) auf die myokardiale und hämodynamische Funktion während der Herzdruckmassage und Post-Reanimations 61 zu vergleichen. Es wurde bereits berichtet, dass NHE-1-Hemmer verringern den myokardialen Reperfusionsschaden indem Natrium-induzierten cytosolischen und mitochondrialen Calciumüberladung und damit zur Erhaltung der linksventrikulären Dehnbarke...

Dieser Artikel beschreibt ein Rattenmodell von elektrisch induziertem Kammerflimmern und Wiederbelebung durch Thoraxkompression, Beatmung und Abgabe von Elektroschocks, das eine Episode eines plötzlichen Herzstillstands und einer konventionellen Herz-Lungen-Wiederbelebung simuliert. Das Modell ermöglicht es, Erkenntnisse über die Pathophysiologie des Herzstillstands zu gewinnen und neue Wiederbelebungsstrategien zu erforschen.

Ein Rattenmodell von Kammerflimmern und Reanimation durch konventionelle Closed-Brust-Technik

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, Einblicke in die Pathophysiologie des Herzstillstands zu gewinnen und neue Wiederbelebungsstrategien zu erforschen. Dies wird erreicht, indem das Tier zunächst chirurgisch instrumentiert wird, um verschiedene physiologische Parameter zu messen, die in einem Datenerfassungssystem für die anschließende Offline-Analyse gesammelt werden, wobei ein Herzstillstand durch elektrische Induktion von Kammerflimmern oder VF erzeugt wird. Für diesen Schritt wird ein vorgekrümmter G-Draht in die rechte Vena jugularis externa eingeführt und in den rechten Ventrikel vorgeschoben, wodurch die Abgabe eines elektrischen Stroms zur Induktion von vf ermöglicht wird.Nach acht Minuten unbehandelter VF wird die Thoraxkompression mit Hilfe einer Kolbenvorrichtung eingeleitet, wobei die Kompressionstiefe allmählich erhöht wird, während das Tier in eine Kolbenposition gebracht wird, die den höchsten diastolischen Aortendruck erzeugt. Nach acht Minuten Herzdruckmassage wird eine Defibrillation versucht, indem dem Tier Elektroschocks verabreicht werden. Tiere, die erfolgreich reanimiert werden, werden überwacht, um die Auswirkungen von Wiederbelebungsmaßnahmen auf die Post-Reanimation, die hämodynamische und metabolische Funktion und das Überleben zu beurteilen.Obwohl diese Methode Einblicke in neue Wiederbelebungsstrategien geben kann, kann sie auch nützlich sein, um die zugrunde liegenden Mechanismen zu erforschen, mit denen Therapien auf zellulärer Ebene durch Gewebeanalyse und Bewertung zirkulierender Marker wirken. Das rote Modell des Herzstillstands und der Wiederbelebung, das Sie heute sehen werden, wurde 1988 von Irene Bonta und meinem Mentor Professor Max Harry Wilde entwickelt. Das Modell wurde auf der ganzen Welt ausgiebig eingesetzt, und wir glauben, dass die visuelle Darstellung des Modells für Wissenschaftler hilfreich sein wird.Studierende, die sich für das Gebiet der Herz-Lungen-Wiederbelebung interessieren, Dieses Rattenmodell der geschlossenen Thorax-Wiederbelebung durch Herzstillstand kann nützlich sein, um unser Verständnis der Pathophysiologie des Herzstillstands und die Entwicklung neuartiger Wiederbelebungsansätze zu vertiefen Um das Vorschieben des PE 25-Katheters in die absteigende thorakale Aorta zu erleichtern, beginnen Sie mit einem zwei Zentimeter langen Schnitt im rechten Leistenbereich einer anästhesierten erwachsenen Ratte in einem 90-Grad-Winkel relativ zu ihrer Rille. Verwenden Sie als Nächstes ein Paar Hämostaten, um das umgebende Bindegewebe abzustumpfen, zu präparieren, die Oberschenkelgefäße und den Nerv freizulegen. Verwenden Sie eine gebogene Mikrodissektionszange, um die Gefäßscheide um die Gefäße herum freizulegen. Fahren Sie dann mit einer Mikrodissektionszange unter die Vene und den Nerv der Oberschenkelarterie und stützen Sie sie in einem 90-Grad-Winkel relativ zu den Gefäßen, wenn sowohl die Gefäße als auch der Nerv gestützt werden.Verwenden Sie eine weitere gebogene Mikrodissektionszange, um die Arterie auf eine Länge von etwa einem Zentimeter vom Nerv und der Vene zu trennen. Nach der Trennung wird eine distale und eine proximale Ligatur unter die Gefäße eingeführt. Verwenden Sie einen chirurgischen Knoten, um die distale Ligatur fest zu ziehen, gefolgt von zwei einzelnen Knoten.Ziehen Sie die proximale Ligatur mit einem lockeren Chirurgenknoten fest. Als nächstes machen Sie mit einer Mikrodissektionsschere einen kleinen Schnitt am Gefäß in der Nähe der distalen Ligatur in einem Winkel von 60 Grad relativ zum Gefäß und schneiden dabei etwa ein Viertel der Querschnittsfläche. Führen Sie dann eine 22-Gauge-Nadel mit einer abgestumpften und in einem 70-Grad-Winkel gebogenen Spitze in die Gefäßöffnung ein, während Sie vorsichtig an der distalen Ligatur mit den Hämostaten ziehen, um das Gefäß zu stabilisieren.Heben Sie nun die Einführnadel vorsichtig an, um das Lumen freizulegen, und führen Sie den PE 25-Katheter unter die Einführnadel, wobei Sie die Nadel entfernen. Sobald die Katheterspitze eingeführt wurde, schieben Sie den Katheter bis zur Acht-Zentimeter-Markierung vor, um seine Spitze in der absteigenden thorakalen Aorta zu positionieren, und ziehen Sie dann die proximale Ligatur fest, indem Sie zwei zusätzliche Einzelknoten hinzufügen, die den Katheter am Gefäß befestigen. Diese Aufnahme des Halses zeigt eine zuvor kanülierte rechte Vena jugularis externa, um die Luftröhre freizulegen.Verwenden Sie als Nächstes Hämostatika, um den Schnitt in Richtung Mittellinie zu erweitern, und verwenden Sie dann die Hämostatika, um das Zungenbein des Sternums, die Schilddrüse und das Mastoid der CTO-Kopfmuskulatur weiter abzustumpfen und zu präparieren. Verwenden Sie einen Gewebespreizer, um die Luftröhre freizulegen. Ziehen Sie dann die Zunge heraus, um die Atemwege mit festem Griff nach vorne zu dehnen.Eine Trachealkanüle mit fünf F, die auf einem Stilett montiert ist und deren Spitze nach oben zeigt, um in die oberen Atemwege, die Stimmbänder und die Luftröhre einzudringen. Eine erfolgreiche tracheale Intubation kann dann durch die Erkennung der charakteristischen kapnographischen Wellenform bestätigt werden. Messen Sie vor Beginn des Herzstillstands- und Wiederbelebungsprotokolls das Herzzeitvolumen und verschiedene Drücke, um die hämodynamische Stabilität zu überprüfen.Sobald die Ausgangswerte aufgezeichnet wurden, entfernen Sie den Drei-Wege-Absperrhahn aus dem Drei-F-Polyurethankatheter, der in die rechte äußere Halsvene des Tieres eingeführt wurde, und schieben Sie die weichere Spitze des G-Drahtes etwa sieben Zentimeter nach vorne. Versuchen, in den rechten Ventrikel einzudringen und gleichzeitig das EKG und den Aortendruck zu überwachen. Schalten Sie als Nächstes den 60-Hertz-Wechselstromgenerator ein und erhöhen Sie den Strom allmählich, während Sie den Aortendruck überwachen.Halten Sie die Strömung drei Minuten lang und die Intensität nach zwei Minuten aufrecht. Schalten Sie den Strom nach drei Minuten aus und entfernen Sie dann das Führungskabel. Verschließen Sie den Jugularkatheter mit einem Drei-Wege-Absperrhahn und entfernen Sie die geschliffene Nadel.Nachdem Sie VF spontan für die gewünschte Dauer fortgesetzt haben, schalten Sie das Beatmungsgerät ein und erhöhen Sie die Kompressionstiefe allmählich von null auf 10 Millimeter. Bewegen Sie das Tier in der ersten Minute der Herzdruckmassage leicht zur Seite und sroc. Auf der Suche nach einer Position, die den höchsten diastolischen Aortendruck für eine bestimmte Kompressionstiefe erzeugt.Erhöhen Sie dann in der zweiten Minute die Kompressionstiefe weiter, bis ein diastolischer Zieldruck der Aorta erreicht ist. Halten Sie die Herzdruckmassage für die gewünschte Dauer aufrecht, bevor Sie eine Defibrillation versuchen. Tragen Sie unmittelbar vor Abschluss der Thoraxkompressionen leitfähiges Gel auf ein maßgefertigtes Defibrillationspaddel eines handelsüblichen biphasischen Wellenform-Defibrillators auf und laden Sie den Defibrillator auf.Unterbrechen Sie dann die Thoraxkompression und geben Sie nach der Bestätigung, dass das Herz in VF bleibt, einen elektrischen Schock von fünf Joule über die Brustwand. Achten Sie auf die Rückkehr eines elektrisch organisierten EKGs mit Aortenimpulsen und einem mittleren Aortendruck von mindestens 25 Millimetern. Quecksilber. Wenn der mittlere Aortendruck weniger als 25 Millimeter beträgt, setzen Quecksilber die Herzdruckmassage für weitere 30 bis 60 Sekunden fort, unabhängig vom elektrischen Rhythmus.Bestimmen Sie das Wiederbelebungsergebnis nach Abschluss der Defibrillationskompressionszyklen gemäß dem Flussdiagramm. Erhöhen Sie dann die Beatmungsrate von 25 auf 60 pro Minute nach der Rückkehr der spontanen Zirkulation und senken Sie den Anteil des eingeatmeten Sauerstoffs von 1,0 auf 0,5 Nach 15 Minuten spontaner Zirkulation überwachen Sie das Tier schließlich, bis es sich vollständig erholt hat. Unter Verwendung dieses Protokolls konnte gezeigt werden, dass die Natriumwasserstoffaustauscher-Isoform-1-Inhibitoren IDE und V 4 4 5 4 B die Entwicklung eines vordefinierten diastolischen Aortendrucks mit geringerer Tiefe der Thoraxkompression ermöglichten, was zu einem höheren Verhältnis von koronarem Perfusionsdruck zu Tiefe nach der Wiederbelebung führte.Beide Verbindungen verbesserten die myokardiale Dysfunktion, aber das Überleben war mit Carri Ride größer, wie in der Abbildung dargestellt, was darauf hindeutet, dass IDE ein wirksamerer Natriumwasserstoffaustauscher-Isoform-Eins-Inhibitor ist als ein VE zur Wiederbelebung nach einem Herzstillstand. Bei diesem Rattenmodell kann die chirurgische Instrumentierung nach der Beherrschung in 90 Minuten abgeschlossen werden. Nach diesem Verfahren kann Blut für Messungen von Organ- und Organschäden am Herzen für die molekulare Analyse entnommen werden.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, haben Sie ein gutes Verständnis dafür, wie Sie auslösen, wann Flimmern im roten Bereich ausgelöst wird, wie Sie eine Wiederbelebung des Brustkorbs effektiv durchführen, wie Sie die Herzaktivität wiederherstellen und Variablen identifizieren, die überwacht werden müssen, um den Erfolg des Experiments sicherzustellen.

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Ein leistungsfähiges Modell für perioperative und Intensivmedizin akute Nierenversagen wird vorgestellt. Mit ganzen Körper Hypoperfusion durch Herzstillstand ist es möglich, fast replizieren die histologische und funktionelle Veränderungen der klinischen AKI induziert.

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Herz-Lungen-Reanimation und Defibrillation sind die einzigen wirksamen therapeutischen Optionen während des Herzstillstands, verursacht durch Kammerflimmern. Dieses Modell stellt ein standardisiertes Regime zur Induzieren, Bewertung und Behandlung dieses physiologischen Zustands in einem Schweinemodell dar und bietet so einen klinischen Ansatz mit verschiedenen Möglichkeiten zur Datenerfassung und -analyse.

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Dieser Artikel stellt eine effiziente Methode zur Durchführung von Myokard-Ischämie und anschließender chronischer Reperfusion bei Ratten mit einem minimal-invasiven Ansatz dar. Darüber hinaus wird die linksventrikuläre hämodynamische Funktion von Ratten durch Echokardiographie und isolierte Arbeitsherzmethoden beurteilt.

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