Name: Bestimmen Membrane Protein Topologie Mit Fluorescence Protease Schutz (FPP) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 14 s
Description: Erfahren Sie die Bestimmung der Membranproteintopologie mit Fluorescence Protease Protection in lebenden Zellen. Diese Methode nutzt GFP-Chimären und selektive Proteasesensitivität zur Analyse.

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Wir möchten der Calcium Imaging Core Facility an der CMS für ihre Hilfe und Anleitung bei der Bilderfassung und -analyse danken. Diese Studie wurde von den U.S. National Institutes of Health (NIH) HL102208 bis N.A.B. unterstützt. Dieser Ansatz wurde ursprünglich von Holger Lorenz und Jennifer Lippincott-Schwartz am NIH entwickelt.

1. Erzeugung und Validierung von Fluorescent Protein Chimären <ol><li> Append grün fluoreszierende Protein (GFP) an die Amino- oder Carboxytermini des Proteins von Interesse unter Verwendung von rekombinanten Standard-DNA-Strategien, 13. HINWEIS: Auch wenn wir GFP ausgiebig genutzt, andere Varianten wie zum Beispiel Cyan Fluorescent Protein (GFP), gelb fluoreszierendes Protein (YFP), DsRed und mCherry eingesetzt werden. Verbesserungen in der Fluorophor Faltungseffizienz, Helligkeit und Lichtstabilität werden ständig gemacht, und Ermittler sollten sich über die neueste Generation Konstrukte in Anspruch nehmen. <ol><li> Bestätigen korrekte DNA-Sequenz und sicherzustellen, dass die GFP-Einheit ist im Rahmen mit dem interessierenden Protein. Führen Sequenzierung unter Verwendung von rekombinanten Standard-DNA-Strategien 21. HINWEIS: Viele Institutionen haben Kern DNA Einrichtungen, die der Ermittler ist aufgefordert, für weitere Informationen zu kontaktieren. </li><li> Für Einzel- oder Doppelpass Membranproteine ​​zu erzeugensowohl Amino- und Carboxylende Versionen der Fusionsproteine ​​19. </li><li> Für Multi-Spanning Proteine ​​einfügen GFP im vermeintlichen extramembranären Schleifen, sowie die Enden. Besondere Vorsicht beim Erzeugen Trans Chimären mit dem fluoreszierenden Fusionsprotein mit dem Amino-Terminus des Zielproteins befestigt, wie Signalsequenzen werden oft durch Proteolyse abgespalten, sobald das Protein durch die ER Translokon geleitet. </li><li> Im Fall von noch vorhandenen Signalsequenzen, legen Sie die fluoreszierende Fusionsprotein distal der Spaltstelle, um ein reifes Protein eine intakte aminoterminale getaggte fluoreszierendes Protein enthält, zu erzeugen. Beschäftigen rekombinanten DNA-Standardstrategien zur Erzeugung von Chimären 21. </li></ol></li><li> Bestimmen Sie die Anwesenheit von ausreichend entsprechend lokalisierten Fluoreszenz-Signal in der Zelllinie von Interesse. <ol><li> Beachten Sie die Zellen unter Epifluoreszenzmikroskopie mit Hilfe der Eigenfluoreszenz von GFP unter entspreaß Filter festgelegten Bedingungen. Für GFP Filtersätze, die von 510 bis 560 nm umfassen, zu bestätigen, dass die richtigen Filter für die verwendete Fluorophor verwendet. HINWEIS: Ein ausreichendes Signal wird erreicht, wenn Beurteilung mit dem Auge bietet stark genug empfangen, dass die Zellstruktur, in dem das Signal liegt leicht über dem Untergrund gelöst. Zusätzlich sollte das Färbemuster des GFP-Proteins mit derjenigen von Markern zur geeigneten Organelle, und vorzugsweise identisch mit der des nativen unmarkierte Protein sein. </li></ol></li><li> Bestimmen Sie, ob eine stabile oder transiente Transfektion Ansatz wird basierend auf das Protein evaluiert genutzt werden. HINWEIS: Stabile Transfektanten in der Regel leisten niedrigere Expressionsniveaus als vorüberSysteme. Obwohl die transiente Expression ergibt eine hohe Expression von Proteinen und der Erhöhung der Signalintensität (~ 5-24 h nach der Transfektion in Abhängigkeit von dem Protein), kann es auch zu einer Überexpression Artefakte wie Protein aggr führenegation oder Sättigung der Proteintargetingsignalwege, was zu fehlerhaften subzelluläre Lokalisation. </li></ol> 2. Transfektion von Zellen und Zellkultur ANMERKUNG: Eine Vielzahl von Zellen sind zugänglich für FPP-Analyse, einschließlich HEK293, HeLa, COS-7 und CHO-Zellen 14. Die folgende Beschreibung ist auf das Ausdrücken von Membranproteinen in HEK293-Zellen. <ol><li> Wachsen menschliche embryonale Nierenzellen (HEK293) als adhärente Monolagen in 6 ml Dulbeccos Modified Eagles Medium (DMEM) mit 5% fötalem Rinderserum (FBS), 1% Natriumpyruvat und 250 &amp; mgr; g / ml Penicillin / Streptomycin ergänzt war, bei 37 &amp; deg; C mit 5% CO 2. Alle Arbeiten mit Zellen in einer laminaren Strömung Gewebekultur Kapuze. Wachsen Zellen, die in Kulturmedium, bis ~ 80% Konfluenz in einem T-75-Kolben. </li><li> Transfektion von Zellen mit jedem Standard-High-Effizienz, geringe Toxizität Transfektionsmethode, einschließlich Lipid-, viral- oder Elektroporation basierenden Technologien zu generieren transient oder stabile Expression. Typischerweise 2 &amp; mgr; g Plasmid-DNA pro 1 × 10 6 Zellen ergibt gute reproduzierbare Proteinexpression. Pflegen Zellen 5-48 h in geeigneten Gewebekulturmedien bei 37 ° C in einem CO 2 fähig Gewebekultur-Inkubator. </li><li> Überwachungszellen für die Expression des GFP-Fusionsprotein unter Verwendung der Epifluoreszenzmikroskopie, mit der intrinsischen Fluoreszenz von GFP-Signal, unter Verwendung von geeigneten Filtersätze gemäß dem Protokoll des Herstellers. Fluoreszenzsignal in der Regel ein Maximum erreicht innerhalb von 24-72 Stunden nach der Transfektion. Verwenden Sie Zellen, wenn das Fluoreszenzsignal einen Maximalwert erreicht. Überwachen Proteinexpressionsniveaus durch Immunoblot-Analyse unter Verwendung von Antikörpern, die entweder gegen das Protein von Interesse oder das GFP-Einheit geleitet. </li><li> Für experimentelle Analyse Platte Zellen auf beschichteten Deckgläsern. Sehen Sie entweder im Rahmen eines Live-cell-Konfiguration oder nach Fixierung und Montage auf Objektträger. Plattenzellen auf 60% bis 80% Zusammenfluss innerhalb von 24-48 h erreicht. <ol><li> Coat Deckgläser mit Poly-Lysin-Lösung (0,1 mg / ml), so dass die gesamte Oberfläche bedeckt ist. Inkubieren für 30 min unter einem UV-Licht bei Raumtemperatur, gefolgt von 60 min in einem Zellkulturbrutschrank bei 37 ° C. Überschüssiges Poly-Lysin und spülen Sie die Deckgläser in PBS 3 mal. </li><li> Alternativ Platte die Zellen auf einem Kammer-Deckglas, bestehend aus Zellkultur-Platten mit einem optischen Glasboden, um direkte Abbildung mit Öl-Immersionsobjektive ermöglichen. Die tatsächliche Mikroskopie Setup hängt davon ab, den der Forscher Ausrüstung, sollte aber in der Lage, eine schnelle Lösung Änderungen. Je nach Zelltyp und der Zellform, sollten Zellen um 60-90% konfluente zum Zeitpunkt des FPP-Assay. </li></ol></li></ol> 3. Fluoreszenzmikroskopie-Setup <ol><li> Verwenden Sie eine hohe numerische Apertur (NA) Ölimmersionsobjektiv für maximale Signalerfassung und räumliche Auflösung, wie ein 60X, 1,42 NA Ölimmersionsobjektiv. Verwenden the folgenden Laser, um die Fluorophore anzuregen: Argongas 488 nm (GFP und YFP) und 561 Dioden (RFP, mCherry). </li><li> Bestimmen Sie die optimale Belichtung, Verstärkung und Erfassungsrate der Bilder für jedes Konstrukt. Passen Laserintensität und Belichtungszeit zu minimieren Photobleaching (siehe Schritt 7.1.2). </li><li> Für Studien mit mehreren Fluorophoren (zB ein löslicher Marker für Membranpermeabilisierung im Konzert mit einem Membran-Protein-Marker), wählen Sie entsprechende Filtersätze zur Signalübersprechen zu minimieren und Signal-zu-Rausch-Verhältnis. </li></ol> 4. Aufbau Optimale Bedingungen für Plasma Membranpermeabilisierung <ol><li> Entfernen des Zellkulturmediums von den Zellen nur lösliche fluoreszierende Proteine ​​exprimieren (zB EGFP, DsRed). In KHM Puffer waschen der Zellen 3 mal (jeweils 1 min) (110 mM Kaliumacetat, 3 mM MgCl 2, 20 mM HEPES-NaOH, pH 7,2). Führen Sie Versuche mit Zellen und alle Reagenzien bei Raumtemperatur. </li><li> Ortszellen on Deckgläser (siehe Schritt 2.4) in KHM-Puffer auf einem Fluoreszenzmikroskop Bühne und sammeln Sie das erste Bild, das die Kontrolle &quot;nicht-permeabilisierten&quot; Stufe stellt. </li><li> Um selektiv durchdringbar, die Plasmamembran, fügen Digitonin (30 uM) in KHM Puffer zu den Zellen. Perfundieren Zellen mit Puffer (buffer + Digitonin) mit einer Geschwindigkeit von 5 ml / min für 10-60 sec. </li><li> Bestimmung der optimalen Digitonin Konzentration durch die schrittweise Erhöhung der Konzentration von Digitonin. Die optimale Digitonin Konzentration erreicht wird, wenn eine vollständige Verlust der Fluoreszenz-Signal von löslichen EGFP innerhalb 10-60 sec Digitonin Anwendung. Für viele Zellen Anwendung von 10-50 &amp; mgr; M Digitonin ausreichend ist, um die Zellmembran zu permeabilisieren. <ol><li> Für alle Anwendungen, die niedrigste mögliche Konzentration von Digitonin. Sammeln Sie die Bilder nach der Digitonin permeabilisierten Permeabilisierung für Hintergrundsignal. </li></ol></li><li> Bestätigen Sie, dass die GFP-Protein-Chimäre der Umgebung ist die Membran indurch Bestätigen zelluläre Retention des Fluoreszenzsignals nach Digitonin Permeabilisierung der Plasmamembran 16 integriert. <ol><li> Express eine Organelle spezifische fluoreszierende Protein 23. Mitochondriale Proteine ​​funktionieren gut in dieser Hinsicht 16 zB pDsRed2-Mito Vektor. Bestimmen Sie die optimale Expression Bedingungen wie in Schritt 2.1 beschrieben. </li><li> Bestätigen, dass das Digitonin Konzentration für den Zelltyp, indem sichergestellt eingesetzt ist angemessen, dass die Morphologie der intrazellulären Organellen über lange (bis zu 60 min) Einwirkung Digitonin konstant bleibt. HINWEIS: Verwenden Sie Standard-Immunfluoreszenz-Protokolle unter Verwendung von Antikörpern gegen verschiedene Zellkompartimente wie Lysosomen (zB LAMP1), Golgi (zB TGN38) Endoplasmatischen Retikulum (zB Calnexin), Endosomen (zB Rab5), Mitochondrien (zB Cytochrom c). Wenn intrazellulären Organellen-Morphologie / Integrität ändert sich dramatisch over 60 min, ist es wahrscheinlich, dass das Digitonin-Konzentration zu hoch war, und erfordert die Verringerung Digitonin Konzentration und / oder der Belichtungszeit. HINWEIS: Digitonin ist durch Einatmen und Hautkontakt toxisch. Geeignete persönliche Schutzausrüstung (PSA) tragen. </li></ol></li></ol> 5. Protease Behandlung von Fluoreszierende Proteine <ol><li> Waschen Sie die Zellen in KHM Puffer und fügen Protease (Proteinase K; 50 ug / ml in Puffer KHM) direkt auf die Zellen. Perfundieren Zellen bei einer Strömungsgeschwindigkeit von 5 ml / min unter Verwendung einer Schwerkraftzufuhr Perfusionssystem kontinuierlich Bad wurde der Zubereitung. <ol><li> Shop-Lösungen in 50 ml Spritzen und Polyethylenschlauch verbunden unabhängige Reservoirs mit einem Verteiler mit einem einzigen Auslass am Bad (5 ml / min Durchflussmenge). Positionieren Sie eine Saugpipette, eine konstante (0,5 ml) Badvolumen erhalten und erzielen Lösung Austausch durch manuelles Umschalten zwischen Perfusion Stauseen. </li></ol></li><li> Sammeln Bilder, ob der Fluor bestimmenzier Signal bestehen bleibt oder verschlechtert. Ein Verlust von&gt; 90% der Ausgangssignalstärke über 30-60 sec ist konsistent mit den proteolytischen Abbau des GFP-Protein-Chimären (siehe Repräsentative Ergebnisse). </li><li> Wenn keine Signalverschlechterung durch Proteinase K zu beachten, wenn ein solcher Verlust zu erwarten ist, ersetzen Sie die Proteinase K-Lösung mit Trypsin (4-8 mM) in KHM-Puffer. Falls erforderlich, verwenden eine Mischung von Proteinase K und Trypsin. Es besteht keine Notwendigkeit, die Protease-Aktivität zu quenchen. </li></ol> 6. alternativer Ansatz für Plasmamembranproteinen mit externen Domains <ol><li> Für Plasmamembranproteinen, führen Sie den Test für externe fluoreszierende Proteine ​​Chimären vor Permeabilisierung Digitonin. Die Zellen auf Deckgläsern in KHM-Puffer (5 ml / min x 3 min) waschen, und nehmen Sie ein Bild für die Pre-Protease-Behandlung und Quantifizierung von Pre-Protease-Fluoreszenz-Signal, wie in Schritt 7. </li><li> Expose Zellen Protease (Proteinase K; 50 &amp; mgr; g / ml Trypsin oder 4-8 mM in KHM Puffer) in ter Abwesenheit Digitonin durch Perfusion der Zellen mit Medium, das KHM Protease (Fließgeschwindigkeit 5 ml / min). Sammeln Bilder des fluoreszierenden Proteins, um zu bestimmen, wie schnell das Signal verschwindet, oder wie lange das Signal andauert. </li><li> Bevor Digitonin Permeabilisierung quenchen alle Proteaseaktivität, entfernt, indem die Zellen dreimal (jeweils 1 min) in Zellkulturmedium, das 10% Serum (FBS). </li><li> Waschen Sie die Zellen durch Perfusion mit KHM Puffer (Fließgeschwindigkeit von 5 ml / min) für 2 min. Erwerben Sie eine pre-Permeabilisierung Bild. Permeabilisierung der Zellmembran, wie in Schritt 4 beschrieben. </li><li> Sammeln Sie Bilder folgenden Protease hinaus wie in Schritt 5 beschrieben. </li></ol> 7. Bildanalyse <ol><li> Verwenden eines Umkehrmikroskops fähig &quot;lebenden Zellen&quot; aufzunehmen, in dem der Verlust der Fluoreszenzsignal in Echtzeit überwacht werden. Zur kontinuierlichen Überwachung, beschäftigen identischen Parametern (Belichtungszeit, Verstärkung, Laserintensität, etc.). <ol><li> Bestimmen experimental Parameter durch Beobachten des Fluoreszenzsignals von der GFP-Protein von Interesse unter Kontrollbedingungen (dh KBH Puffer allein). Einstellen der Verstärkung, der Laserintensität und die Belichtungszeit-Einstellungen auf der computergesteuerten Mikroskop, um sicherzustellen, dass es keinen nennenswerten Verlust an Signalintensität über einen Zeitraum von 10-20 Minuten. HINWEIS: Die Signalstärke ist kein absoluter Wert, sondern auf dem Mikroskopsystem und verfügbaren Einstellungen für jedes PI basiert. Überwachen Sie Änderungen der relativen Fluoreszenzintensität. </li></ol></li><li> Alternativ lassen Zellen zu festgelegten Zeitpunkten in Digitonin gefolgt von Protease und fixieren Zellen vor der Montage auf Deckgläser für die Bildgebung. Bestimmen Sie den Zeitpunkten empirisch folgenden Verfahren in den Schritten 4 und 5. Für die erste Untersuchung, beginnen bei 0, 30, 60, 120 und 300 Sekunden nach der Zugabe von Digitonin oder Protease. <ol><li> Fix-Zellen (20 min bei Raumtemperatur) unter Verwendung einer ausreichenden Menge an Fixierungsmittel (3,7% Paraformaldehyd in PBS) vollständig versenken thE-Zellen. </li><li> Quench Restparaformaldehyd durch Spülen Zellen mit PBS, enthaltend 20 mM Glycin (3 x 5 min). </li><li> Montieren Sie Deckgläser durch das Entfernen von überschüssiger Flüssigkeit aus dem Deckglas und Umkehren des Deckglases auf 50 ul Eindeckmittel auf einem Glasobjektträger für die Bildgebung. Die Objektträger dürfen über Nacht vor der Bildgebung zu trocknen. </li></ol></li><li> Sammeln Fluoreszenzmikroskopiebilder (unter den entsprechenden Filtern setzt kompatibel mit der Fluorophor verwendet wird) unter Verwendung der Videobild-Aufzeichnungsfunktion auf einer computergesteuerten Fluoreszenzmikroskop. </li><li> Quantifizierung Fluoreszenzsignalintensitäten als Funktion der Inkubationszeit Zustand. Besorgen Sie sich die mittlere Pixelintensität innerhalb einer Region of Interest (ROI), die eine einzelne Zelle umschließt. </li></ol>

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Die Autoren erklären, dass kein Interessenkonflikt besteht.

Die richtige Orientierung und Topologie von Membranproteinen ist von wesentlicher Bedeutung für die ordnungsgemäße Funktion. Trotz der Bedeutung des Verständnisses Membranproteintopologie gibt viele Proteine, für die diese Daten vollständig fehlen. FPP bietet eine einfache und effiziente Möglichkeit zur Bestimmung Membranproteintopologie und eine, die von den meisten Labors durchgeführt werden können. Die FPP-Ansatz bietet erhebliche Vorteile gegenüber den bisherigen Methoden zur Bestimmung von Protein-Topologie. Zum Be...

Die Plasmamembranen sowie die zahlreichen intrazellulären Membranen dienen als Barrieren zwischen zwei wässrigen Kompartimenten. Im Fall der Plasmamembran, ist die Trennung zwischen der Außenseite und der Innenseite der Zelle; für intrazelluläre Organellen ist zwischen dem Zytoplasma und dem Organell Lumen. Zum Beispiel, das Endoplasmatische Retikulum (ER) Membran trennt eine oxidierende Umgebung in dem Lumen des ER aus einer zytosolischen reduzierende Umgebung 1. Membranproteine ​​sind für ER-assoziierten Ribosomen synthetisiert und erreichen ihre endgültige Topologie in der ER-Membran 2. Die Übernahme von geeigneten Membranorientierung und Topologie für Proteine ​​ist entscheidend für ihre normale Funktion. Korrekte Topologie ermöglicht relevanten Domänen von Membranproteinen mit ihren Bindungspartnern zu interagieren, kann es entscheidend posttranslationale Modifikationen auftreten, und im Fall von Plasmamembranproteinen, ermöglicht die Zelle zu interagieren und reagieren to seiner Umgebung. Um die Funktion des Membranproteins bewusst zu werden, ist es natürlich unbedingt wissen, wie das Protein wird mit Bezug auf die Membran in dem sie sich befindet, dh seine Membrantopologie orientiert. Zusätzlich zur Übernahme von wissenschaftlicher Grundlagenforschung, das Verständnis der Topologie eines Membranproteins und welche Aspekte einer Proteinoberfläche an unterschiedliche Umgebungen ausgesetzt hat klinische Implikationen gekennzeichnet, da Membranproteine ​​umfassen die Mehrheit der pharmakologische Targets 3. Bis vor kurzem Ansätze zur Bestimmung der Membranprotein-Topologie haben erhebliche Investitionen in Zeit und Geld erforderlich oder haben Reagenzien, die schwer zu bekommen sind erforderlich. Sowohl experimentelle und in silico Ansätze wurden verwendet, um die Membrantopologie von Proteinen, die sich innerhalb der Plasmamembran bestimmen. Da die ersten Vorhersagen der Membran-überspannende Domänen auf der Grundlage der Auswertung Hydrophobizität indiviDual Aminosäuren 3, zahlreiche Vorhersagealgorithmen sind jetzt im Internet verfügbar und einfach Wissen um Aminosäuresequenz des Proteins erfordern. Allerdings sind Annahmen oft von zentraler Bedeutung für eine solche Modellierungsprogramme, Annahmen, die zu falschen Zuordnungen der Topologie 4,5 führen kann. Hinzu kommt, dass diese Computer-basierten Vorhersagen versuchsmembranüberspannenden Regionen zuzuordnen, aber nicht immer, ob die Amino- oder Carboxy-Termini von Proteinen im Zytoplasma oder Zellorganelle Lumens außen. Selbst bei erhöhter Rechenleistung und die Verwendung von Maschinenlernalgorithmen 6, wie Daten noch ein Modell, und müssen mit experimentell ermittelten Daten validiert werden. Direkte experimentelle Bestimmung der Membrantopologie wurde unternommen unter Verwendung von Platten aus monoklonalen Antikörpern mit bekannten Epitopen gesamten Proteins, wobei die Bewertung ihrer Immunreaktivität wurde vor und nach Zellpermeabilisierung hergestellt wurde verteilt. DieseAnsatz erfordert eine Reihe von Antikörpern, die nicht für das Protein von Interesse verfügbar sein werden. Eine alternative Strategie ist es, Epitop-Tags, wie myc und Hämagglutinin (HA) in verschiedene Positionen in dem Protein, wiederum durch Bestimmung der Immunreaktivität vor und nach einer Membranpermeabilisierung gefolgt Engineer. Neben immunogene Tags, enzymatischen Tags (einschließlich alkalischer Phosphatase, β Galactosidase oder β-Lactamase-) und chemischen Modifikationen, wie Cystein Scannen wurden alle verwendet, um Membranproteintopologie 7,8 zu bestimmen. Eine weitere für die topologische Abbildung von Plasmamembranproteinen verwendete Methode beruht auf einem etwas anderen Ansatz, um Epitop-Tags. In diesem Verfahren wird der Tag-Sequenz ist der N-verknüpften Glykosylierung Consensussequenz NXS / T. Da nur Glykosylierung tritt auf, wenn eine solche Sequenz in das Lumen des Biosynthesewegs der Anwesenheit des Etiketts in einer Lumen Vergleich vorliegta Cytosol wird leicht als Massenverschiebung auf SDS-PAGE-Gelen beobachtet. Eine solche Vorgehensweise hat zur multispanning Ionenkanal CFTR 9 angewandt. Während all diese Ansätze verwendet worden, ist es klar, dass sie alle erfordern erhebliche Investitionen in der Molekularbiologie zu generieren und zu sequenzieren, die vielfältigen Konstruktionen. Um zu bestimmen, topologische Informationen bezüglich Transmembranproteine ​​innerhalb der intrazellulären Organellen hat sich als schwieriger. Die Applikation der fluoreszenzbasierten Technologien hat jedoch die Bestimmung der Membrantopologie viel einfacher. Die Technik der bimolekularen Fluoreszenzkomplementation (BiFC) beruht auf der Wechselwirkung zwischen zwei nicht-fluoreszierenden Fragmente eines fluoreszierenden Proteins, das Wiederherstellen der fluoreszierenden Eigenschaften des Proteins 10. Obwohl zunächst zur Bestimmung von Protein-Protein-Wechselwirkungen in vivo 10 beschrieben, hat dieser Ansatz auch dazu verwendet worden,Membranproteintopologie in pflanzlichen Zellen 11 zu bestimmen. Dieser Ansatz ist aber auch zeitintensiv, da sie die Bildung nicht nur von Fusionsproteinen mit dem Protein von Interesse, sondern auch eine Vielzahl von Fusionsproteinen in das Cytosol oder Organell Lumen gezielte benötigt und erfordert die Kenntnis über den intrazelluläre Membranen, die das Protein von Interesse besteht in . Ein alternativer einfacherer Ansatz zur Bestimmung Membranprotein Topologie beschrieben worden 12. Der Assay, Fluoreszenz-Protease Protection (FPP) erfordert die Erzeugung eines Fusionsproteins zwischen GFP und das Gen von Interesse. Der Ansatz basiert auf der relativen Zugänglichkeit unspezifische Proteasen zu dem GFP-Einheit basiert; je nachdem, ob GFP aus Proteolyse durch die sich in das Lumen des intrazellulären Organellen oder geschützt wird, um die Proteolyse durch wobei im Cytosol vorliegende ausgesetzt. Wenn somit das GFP Einheit an das Protein von Interesse steht das Zytoplasma, wird es zu belichtendenProtease-Aktivität und das Fluoreszenzsignal verloren. Umgekehrt, wenn das GFP-Einheit an das Protein von Interesse sieht eine Umgebung &quot;geschützt&quot; aus der Protease (wie die Golgi-Lumen) anschließend wird das Fluoreszenz-Signal bestehen. Damit Proteasen in die Zelle eindringen, aber nicht in den intrazellulären Membran Abteile der Cholesterinbindungsarzneimittel Digitonin verwendet. Cholesterin ist der dominierende Sterol in Vertebraten, und ist speziell in der Plasmamembran relativ zu intrazellulären Kompartimenten angereichert. Die Glycosid-Toxin, Digitonin, wird aus der Anlage Digitalis purpurea extrahiert. Digitonin eine Affinität für Cholesterin reiche Membranen, wo sie führt zu einer selektiven Membran permeabiliztion 14,16 (Figur 1). Zusätzlich dazu, dass die Ausfahrt der kleinen cytosolischen Komponenten ermöglicht Digitonin Permeabilisierung auch den Eintritt von exogenen Molekülen, wie Proteinase K oder Trypsin. Die FPP-Protokoll nutzt die fact, dass die Plasmamembran enthält bis zu 80% des zellulären Cholesterin 17, wohingegen andere Zellorganellen, wie ER, Golgi, Endosomen, Mitochondrien, die einen sehr geringen Cholesteringehalt aufweisen, intakte 14 verbleiben. Die selektiven Einbau von Cholesterin in die Plasmamembran wurde in vielen eukaryotischen Zellen beobachtet worden, die die Verwendung von Digitonin-abhängigen Plasma Membranpermeabilisierung in so unterschiedlichen eukaryotischen Spezies wie S. cerevisiae die menschliche 14,18. Die FPP-Assay bietet eine einfache, schnelle und ziemlich robust Mittel zur Bestimmung (a) ob ein Protein membrangebunden / verknüpften oder im Cytosol und (b) die Domäne eines Membranprotein frei diffusions Gesichter der Cytosol oder Organelle Lumen. Sollte ein Membranprotein mehrere Orientierungen, wird das Signal von der dominanten Form entstehen und kleinere Formen werden nicht erkannt. Zwar gibt es einige Bedenken, dass die Zugabe eines GFP-Einheit an das Protein an Interesse kann die Funktion beeinträchtigen und/ Oder subzelluläre Lokalisierung, das ist eigentlich mehr theoretisch als tatsächlich. Tatsächlich wurden viele Studien haben klar gezeigt, dass die GFP-Tag nicht die Eigenschaften des Proteins 19,20 verändern.

<table><tbody><tr><td>Digitonin</td><td>Calbiochem</td><td>300410</td><td></td></tr><tr><td>Proteinase K</td><td>Sigma</td><td>P2308</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>Sigma</td><td>T3924</td><td></td></tr><tr><td>Cav1-GFP</td><td>Addgene</td><td>44433</td><td></td></tr><tr><td>pAcGFP-1 Golgi</td><td>Clontech</td><td>632464</td><td></td></tr><tr><td>Polylysin</td><td>Sigma</td><td>P4707</td><td></td></tr><tr><td>Eindeckmittel</td><td>Dako</td><td>cS704</td><td></td></tr></tbody></table>

bestimmen membrane protein topologie mit fluorescence protease schutz (fpp)

Determining Membrane Protein Topology Using Fluorescence Protease Protection (FPP)

Die korrekte Topologie und Orientierung von integralen Membranproteinen sind essentiell für ihre korrekte Funktion, doch solche Informationen wurden für viele Membranproteine nicht etabliert. Es wird eine einfache Technik namens Fluoreszenzproteaseschutz (FPP) vorgestellt, die es ermöglicht, die Membranproteintopologie in lebenden Zellen zu bestimmen. Diese Technik hat zahlreiche Vorteile gegenüber anderen Verfahren zur Bestimmung der Proteintopologie, da sie nicht die Verfügbarkeit mehrerer Antikörper gegen verschiedene Domänen des Membranproteins erfordert, keine großen Mengen an Protein benötigt und an lebenden Zellen durchgeführt werden kann. Die FPP-Methode nutzt die räumlich begrenzten Wirkungen von Proteasen auf den Abbau von grün fluoreszierenden Protein (GFP)-markierten Membranproteinen, um deren Membrantopologie und -orientierung zu bestimmen. Dieser einfache Ansatz ist auf eine Vielzahl von Zelltypen anwendbar und kann zur Bestimmung der Membranproteinorientierung in verschiedenen subzellulären Organellen wie den Mitochondrien, dem Golgi, dem endoplasmatischen Retikulum und Komponenten des endosomalen / Recycling-Systems verwendet werden. Membranproteine, die entweder an den N-Termini oder C-Termini mit einer GFP-Fusion markiert sind, werden in einer interessierenden Zelle exprimiert, die einer selektiven Permeabilisierung mit dem Detergens Digitonin unterzogen wird. Digitonin hat die Fähigkeit, die Plasmamembran zu permeabilisieren, während intrazelluläre Organellen intakt bleiben. GFP-Anteile, die dem Zytosol ausgesetzt sind, können durch die Applikation von Protease selektiv abgebaut werden, während GFP-Anteile, die im Lumen von Organellen vorhanden sind, vor der Protease geschützt sind und intakt bleiben. Der FPP-Assay ist unkompliziert und die Ergebnisse können schnell erzielt werden.

Plasma Membranpermeabilisierung Effiziente Plasma Membranpermeabilisierung wird durch die Verwendung von löslichen, fluoreszierenden Proteinen (zB GFP, DsRed) (Schritt 4) bestimmt. Diese Proteine, wenn sie in Zellen exprimiert wird, frei im Cytosol diffundieren und gehen verloren, wenn die Plasmamembran mit Digitonin (Abbildung 2) permeabilisiert. Ein vollständiges Verschwinden der Fluoreszenz-Signal sollte innerhalb von 10 bis 60 sec von Digitonin Anwendun...

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Bestimmung der Orientierung und Topologie von integralen Membranproteinen in lebenden Zellen. Dieses einfache Protokoll beruht auf der selektiven Proteaseempfindlichkeit der Chimären zwischen dem Protein von Interesse und GFP.

Bestimmen Membrane Protein Topologie Mit Fluorescence Protease Schutz (FPP)

The correct topology and orientation of integral membrane proteins are essential for their proper function, yet such information has not been established ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Topologie integraler Membranproteine zu bestimmen. Dies wird erreicht durch die Expression eines Fusionsproteins zwischen dem grün fluoreszierenden Protein oder GFP und den amino- oder carboxyl-terminalen Enden des Membranproteins. Zu Kontrollzwecken können in Zellen lösliche fluoreszierende Proteine wie RFP exprimiert werden.Anschließend wird die Plasmamembran einer selektiven Permeabilisierung unterzogen. Mithilfe des Detergens dig treten lösliche fluoreszierende Proteine aus der Zelle aus, während membranständige fluoreszierende Proteine in der Zelle zurückgehalten werden. Der letzte Schritt besteht in der Applikation einer Protease auf die permeabilisierten Zellen und der Bestimmung der Rückhaltung oder des Verlusts des fluoreszierenden Signals.Schließlich werden die mittels Fluoreszenzmikroskopie beobachteten Änderungen der Fluoreszenzintensität genutzt, um die Topologie und Orientierung integrierter Membranproteine darzustellen. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden, wie der Epitopkartierung, liegt darin, dass das Verfahren nicht viel spezialisierte Ausrüstung oder verschiedene schwer erhältliche Reagenzien erfordert. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen in der Biologie von Membranproteinen zu beantworten, beispielsweise welche Domänen eines integralen Membranproteins im Cytosol lokalisiert sein könnten und welche sich stattdessen im Lumen von Organellen wie dem endoplasmatischen Retikulum oder Endosomen befinden könnten.Beginnen Sie dieses Verfahren mit der Erzeugung und Validierung des fluoreszierenden Proteins KY, wie im Textprotokoll beschrieben. Danach transfizieren Sie das fluoreszierende Protein KY mittels einer beliebigen standardmäßigen Transfektionsmethode mit hoher Effizienz und geringer Toxizität – einschließlich lipidbasierter, viralbasierter oder Elektroporations-Technologien – in humane embryonale Nierenzellen oder HEK 293-Zellen, um eine transiente oder stabile Expression zu erzeugen. Anschließend werden die Zellen auf mit Polylysin beschichteten Deckgläsern ausplattiert. Kultivieren Sie die Zellen fünf bis 48 Stunden in geeignetem Zellkulturmedium bei 37 Grad Celsius in einem Zellkulturgehäuse mit Kohlendioxidzufuhr.Überwachen Sie die Zellen mittels Epifluoreszenzmikroskopie auf die Expression des GFP-Fusionsproteins. Das intrinsische fluoreszierende Signal von GFP erreicht normalerweise innerhalb von 24 bis 72 Stunden nach der Transfektion ein Maximum. Verwenden Sie die Zellen, wenn das fluoreszierende Signal sein Maximum erreicht hat. Die Proteinausprägung kann außerdem mittels Immunoblot-Analyse mit Antikörpern gegen das Protein von Interesse oder gegen die GFP-Gruppe überwacht werden.Zur Vorbereitung wird das gravitationsgesteuerte Perfusionsystem zur Behandlung der Zellen eingerichtet. Bereiten Sie 50-Milliliter-Spritzen für Lösungen mit Polyethylenschlauch vor, die mit unabhängigen Reservoirs und einem Verteiler mit einem einzigen Auslass im Bad verbunden sind. Positionieren Sie eine Absaugpipette, um ein konstantes Badvolumen aufrechtzuerhalten, und erreichen Sie den Lösungsaustausch, indem Sie manuell zwischen den Perfusionsreservoirs für die Permeation der Plasmamembran wechseln.Entfernen Sie zuerst das Zellkulturmedium von den Zellen. Waschen Sie die Zellen dreimal für jeweils eine Minute. Legen Sie die Deckgläser in KHM-Puffer auf die Stufe eines Fluoreszenzmikroskops und nehmen Sie das erste Bild auf, das das Kontrollbild der nichtpermeabilisierten Probe darstellt, um selektiv die Plasmamembran zu permeabilisieren.Fügen Sie Digitonin in KHM-Puffer zu den Zellen hinzu und perfundieren Sie die Zellen mit Puffer plus Digitonin mit einer Rate von fünf Millilitern pro Minute für 10 bis 60 Sekunden. Die Bestätigung, dass die Plasmamembran ausreichend permeabilisiert ist, kann einfach durch die Expression eines löslichen GFP- oder RFP-Moleküls erfolgen, das nach der Membranpermeabilisierung leicht aus der Zelle diffundiert. Bestätigen Sie anschließend, dass das GFP-Protein-Chimäre der Untersuchung in die Membran eingebettet ist, indem Sie die zelluläre Retention des fluoreszierenden Signals nach Digitoninbehandlung und Permeabilisierung der Plasmamembran überprüfen.Als Nächstes exprimieren Sie ein organspezifisches fluoreszierendes Protein, beispielsweise ein mitochondriales Protein, wie im Textprotokoll angegeben. Bestimmen Sie die optimalen Expressionsbedingungen wie zuvor. Überprüfen Sie, ob die Dig- und Konzentrationsbedingungen für den verwendeten Zelltyp geeignet sind, indem Sie sicherstellen, dass die Morphologie der intrazellulären Organellen über eine längere Expositionszeit konstant bleibt.Um zu bohren. Nach dem Waschen der Zellen mit KHM-Puffer Protease direkt auf die Zellen geben. Spülen Sie die Zellen mit einer Flussrate von fünf Milliliter pro Minute durch, wobei ein gravitationsgestütztes Perfusionsystem verwendet wird, um die Probe kontinuierlich zu spülen.Als Nächstes bestimmen Sie, ob das fluoreszierende Signal anhält oder abnimmt. Sammeln Sie fluoreszenzmikroskopische Aufnahmen unter Verwendung der geeigneten Filterkombinationen mithilfe der Video-Bildaufnahmefunktion eines computerkontrollierten Fluoreszenzmikroskops. Quantifizieren Sie die Intensitäten des fluoreszierenden Signals in Abhängigkeit von den Inkubationsbedingungen.Bestimmen Sie die mittlere Pixelintensität innerhalb eines interessierenden Bereichs, der eine einzelne Zelle umschließt. Ein Verlust von mehr als 90 % der anfänglichen Signalintensität innerhalb von 30 bis 60 Sekunden entspricht einem proteolytischen Abbau des GFP-Proteins ky. Ein vollständiges Verschwinden des löslichen fluoreszierenden Signals sollte innerhalb von 10 bis 60 Sekunden nach Gabe von Digitonin eintreten.Die Bestätigung, dass das Protein von Interesse mit intrazellulären Organellen assoziiert ist, erfolgt durch die Beobachtung, ob das fluoreszente Signal nach Digestion und Permeabilisierung erhalten bleibt. Der Carboxyl-Terminus der membranverankerten Kinase LTK zwei wurde mit GFP fusioniert und vorübergehend exprimiert, wodurch fluoreszierendes LTK entstand. Das GFP-Signal ging rasch verloren, nachdem Proteinase K zugegeben wurde, was darauf hinweist, dass sich das Carboxyl-Ende von LTK zwei im Cytosol befindet.Cavi und GFP ist ein Plasmamembranprotein, an dessen zytoplasmatische Domäne eine GFP-Gruppe angeheftet ist. Wie bei LTK zwei ist das Signal von Cavi und GFP gegen Digitonin unempfindlich, jedoch empfindlich gegenüber der anschließenden Zugabe der Protease. DS red mito kodiert für ein rot fluoreszierendes Protein, das an die mitochondriale Targeting-Sequenz der Cytochrom-C-Oxidase fusioniert ist, nach Digon-Permeabilisierung sowie Zugabe von Proteinase K. Die mit DS red mito assoziierte Fluoreszenz bleibt stabil. Dies steht im Einklang damit, dass sich das Fluor vier in den Mitochondrien befindet, wo es dem Zytoplasma nicht ausgesetzt ist.Wenn die an ein Membranprotein gebundene fluoreszierende Gruppe der Zellaußenseite zugewandt ist, wie beim GPI-ankeren Prionprotein, das an das gelbe fluoreszierende Protein gebunden ist, sollte eine Proteinase-Behandlung das fluoreszierende Signal rasch abschwächen, ohne dass zuvor eine Permeabilisierung der Membran erforderlich ist, wie erwartet. Nach der Proteinase-Behandlung verschwand das extrazelluläre fluoreszierende Signal schnell bei Zellen, die dieses Konstrukt exprimierten.Wenn man diese Technik einmal beherrscht, kann sie bei richtiger Anwendung in ein bis zwei Stunden durchgeführt werden. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein besseres Verständnis dafür haben, wie die Topologie Ihres membranständigen Proteins der Wahl bestimmt werden kann.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

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Dieses Protokoll stellt eine Methode zur Messung der Adenin-Nukleotid-Bindung an Rezeptoren in Echtzeit in einer zellulären Umgebung vor. Die Bindung wird als Förster-Resonanzenergietransfer (FRET) zwischen Trinitrophenylnukleotidderivaten und Proteinen, die mit einer nicht-kanonischen, fluoreszierenden Aminosäure markiert sind, gemessen.

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Der Fluoreszenz-Leckage-Assay ist eine einfache Methode, die die Untersuchung von Peptid/Membran-Wechselwirkungen ermöglicht, um ihre Beteiligung an mehreren biologischen Prozessen und insbesondere die Fähigkeit von zelldurchdringenden Peptiden zu verstehen, Phospholipide-Doppelschichten während eines direkten zellulären Translokationsprozesses zu stören.

Fluoreszenz-Leckage-Assay zur Untersuchung der Membrandestabilisierung durch zelldurchdringendes Peptid

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein Verfahren zur Durchführung einer Fluoreszenzgrößenausschlusschromatographie (FSEC) an Membranproteinen, um deren Qualität für die nachgeschaltete Funktions- und Strukturanalyse zu bewerten. Repräsentative FSEC-Ergebnisse, die für mehrere G-Protein-gekoppelte Rezeptoren (GPCRs) unter waschmittelsolubilisierten und waschmittelfreien Bedingungen gesammelt wurden, werden vorgestellt.

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Dieser Artikel bietet eine detaillierte Beschreibung, wie Proben für die Tracking von Einzelproteinen in festgestützten Lipiddoppelschichten erstellt werden können. Es erklärt außerdem ein einfaches Fluoreszenzmikroskop mit Einzelmolekülempfindlichkeit und hoher Bildrate. Abschließend skizzieren wir das Verfahren zur Extraktion von Einzelprotein-Trajektorien.

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Erfahren Sie die Bestimmung der Membranproteintopologie mit Fluorescence Protease Protection in lebenden Zellen. Diese Methode nutzt GFP-Chimären und selektive Proteasesensitivität zur Analyse.

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