Name: Die Nutzung Chironomidae (Diptera) Oberflächenschwimm Pupal Exuviae als schnelle Bioassessment Protokoll für die Wasserkörper (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 27 s
Description: Lernen Sie die effiziente Sammlung und Aufbereitung von Chironomidae-Oberflächenschwimm-Puppenexuvien für die schnelle Bewertung der Wasserqualität in aquatischen Ökosystemen.

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Die Finanzierung für die Komposition und Veröffentlichung dieses Papiers wurde durch mehrere Finanzhilfen und Aufträge an die Chironomidae Research Group (LC Ferrington, Jr., PI) in der Abteilung Entomologie an der Universität von Minnesota, um Nathan Roberts für den Austausch von Feldarbeit Fotografien als Zahlen verwendet wird. Dank in dem Video mit dieser Handschrift verbunden.

1. Vorbereitung der Feld Sammlung Supplies <ol><li> Bestimmen die Anzahl der Proben, die SFPE bezogen auf das Studiendesign gesammelt werden sollen, und erwerben eine Probengefäß (beispielsweise 60 ml) für jede Probe. </li><li> Bereiten Sie zwei Datum und Ort Etiketten für jede Probe jar. Legen Sie eine auf der Innenseite und bringen die anderen an der Außenseite des Glases. Stellen Sie sicher, dass jedes Datum und Ort Etikett enthält die folgenden Informationen: Staat, Land, Landkreis, Stadt, Wasserkörper, GPS-Koordinaten, Datum und Name der Person (en) das Sammeln der Probe. </li><li> Sammeln Sie anderen speziellen Materialien und Geräte (siehe Tabelle spezifischer Materialien / Ausrüstung). </li></ol> 2. Feld Sammlung <ol><li> Halten Sie ein Larvenschale in einer Hand und ein Sieb in der anderen. Tauchen Sie den Larvenschale ins Wasser, wo SFPE sammeln (zB Schaum Ansammlungen, Baumstümpfe, Auftauchende Vegetation, Schutt, wieder Wirbel, und entlang bank Kanten) (2A), ermöglichen watäh, exuviae, und Schutt, um die Larvenschale geben, und dieses Material durch das Sieb gießen. Wenn Probenahme in einem lotic System, beginnen am unteren Ende der Probe zu erreichen und arbeiten stromaufwärts (2B). Wenn Probenahme in einem lentic System, beginnen an der Windrichtung Küstenlinie. <ol><li> Wiederholen Sie Schritt 2.1 für 10 Minuten (oder zu einem anderen für einen bestimmten Probenahmeverfahren definiert) innerhalb jeder vordefinierten Proben Reichweite (in der Regel 100 bis 200 m für Proben von Ströme gesammelt, aber abhängig von der Gesamtfläche der Wassermessstelle); bewegen sich zwischen SFPE Akkumulation Bereichen nach Bedarf. </li></ol></li><li> Konzentrieren Ablagerungen in einem Bereich des Siebes mit Spritzflasche mit Wasser aus der Probe Seite gefüllt und sorgfältig über SFPE Probe vor, eine markierte Probe jar mit Hilfe einer Pinzette und einem Strom von Ethanol aus einer Spritzflasche. Füllen Probenglas mit Ethanol. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 2.1 und 2.2 für alle Proben. </li></ol> 3. Probe Picking HINWEIS: Der Rest dieses Protokoll bezieht sich auf ein 300 SFPE Teilprobe und müssen möglicherweise für andere Teilprobe Größen verändert werden. Siehe Bouchard und Ferrington die 9 Unterabtastung und Abtastfrequenz Richtlinien für Schneiderei SFPE Methoden zu studieren spezifische Ziele und Ressourcen zu treffen. <ol><li> Vergeben Sie einen 1-Dram-Fläschchen für jeden SFPE Probe; bereiten ein Datum und Ort Etikett im Inneren jedes Fläschchen legen und füllen Sie das Fläschchen ¾ mit Ethanol. </li><li> Entfernen Sie den Deckel von der entsprechenden Probengefäß und überprüfen Sie die beigefügten Puppen exuviae. Inhalte aus dem Deckel sanft ausspülen auf eine Petrischale mit Spritzflasche mit Ethanol gefüllt. Suchen und entfernen Sie Etikett von der Innenseite des Probenglas mit einer Pinzette und sanft spülen Inhalte aus dem Etikett auf der Petrischale. Set-Label zur Seite. </li><li> Den Inhalt des Probenglas in eine Larvenschale, Spülen mit Ethanol, um sicherzustellen, keine SFPE verbleiben im Probengefäß. Bringen Sie einen Teil des Puppen exuviae, resiGrund und Ethanol aus dem Fach an die Petrischale. Sicherzustellen, dass die Probe in Ethanol bedeckt. </li><li> Legen Sie die Petrischale unter einem Stereomikroskop. Systematisch scannen den Inhalt der Petrischale für Puppen exuviae. Wählen Sie alle Puppen exuviae aus der Schale mit einer Pinzette und Ort in das Fläschchen. Proben, die defekt sind Wählen Sie nicht (dh, die nicht über mindestens die Hälfte der Cephalothorax und Bauch), getrocknet, oder komprimiert werden, um spätere Identifikationsprobleme zu vermeiden. HINWEIS: Identifizierung von Arten häufig erforderlich, dass die gesamte Probe ist vorhanden, wenn auch in einigen Fällen Gattung Ebene Identifizierung möglich mit Teilproben sein. <ol><li> Swirl Gericht und scannen für zusätzliche Puppen exuviae auch etwaige auf Seiten der Schüssel stecken könnte, sowie, alle kleinen und scheinenden Proben, die zunächst nicht erkannt haben kann. Wiederholen, bis zwei aufeinanderfolgende Scans zeigen keine zusätzlichen Puppen exuviae. </li></ol></li><li> Wiederholen Sie die Schritte 3.3 und3.4 bis alle oder 300 Puppen exuviae wurden abgeholt. Wenn 300 Puppen exuviae wurden abgeholt, geben Sie den Rückstand aus der Petrischale auf die Larvenschale und spülen Sie die Petrischale mit Ethanol. Dann überweisen Sie den Rückstand aus der Larvenschale auf den leeren Probenglas, fügen Sie das Datum und die Ortschaft Etikett, und setzen Sie den Deckel auf den Topf. Behalten oder abgeben Rückstand nach projektspezifischen Protokollen. </li></ol> 4. Proben Sortierung <ol><li> Gießen Sie alle abgeholt Puppen exuviae von dem markierten Fläschchen in eine Petrischale mit ausreichend Ethanol zu decken nur Proben gefüllt. </li><li> Unter einem Stereomikroskop, separate Proben in verschiedene morphologische Gruppen (dh morphotaxa) und ordnen Sie morphotaxon in separat eine markierte Ampullen gefüllt 3/4 th voll mit Ethanol. <ol><li> Nutzen Sie externe morphologischen Eigenschaften zu Zuck morphotaxa trennen. Beispielsweise aus Cephalothorax verwenden Unterschiede in Gegenwart, der Größe, der Form undFärbung der Kopf Tuberkel frontal Warzen, frontal Seten und Brusthorn. Aus dem Bauch, benutzen Sie Stacheln, hookrows, shagreen, Seten und Ausläufer der Abdominalsegmente, zusätzlich zu den anal Lappen für morphotaxa Trennung (4A). Siehe Ferrington, et al. 5, Sæther 26. Pinder und Reiss 27 zusätzliche Beschreibungen und Abbildungen der morphologischen Eigenschaften. </li><li> Verwenden Sie zusätzliche Ethanol, wenn Proben zu trocknen beginnen. </li></ol></li></ol> 5. Schieben Montage <ol><li> Füllen einer Vertiefung einer Multi-Well-Platte für jede morphotaxon mit 95% Ethanol. <ol><li> Platzieren Sie mehrere Darstellungen (zB 25% der Gesamt) jedes morphotaxon zu Rutsche in die einzelnen Vertiefungen der Platte montiert werden. Erlauben Proben gut sitzen in für mindestens 10 min, ausreichend zu entwässern. </li></ol></li><li> Etikettenträger mit geeigneten Ort, Sammlung und Identifizierung informatiauf (Abbildung 3). </li><li> Den Objektträger auf dem Stereomikroskop. HINWEIS: Eine Vorlage des Schlittens auf die Bühne mit Klebeband ist für die konsequente Platzierung. </li><li> Geben Sie einen Tropfen Euparal auf der Folie; verbreiten Euparal so daß er die Größe des Deck annähert. Verwenden Sie für ausreichende Belüftung, wenn mit Euparal. Hinweis: Verwenden Sie für ausreichende Belüftung, wenn mit Euparal. </li><li> Betten Sie einen Vertreter aus der ersten in die morphotaxon Euparal mit einer Pinzette. HINWEIS: Um überschüssige Ethanol von der Probe ungültig, mit einer Pinzette, leicht auf Probe auf Laborwischtücher vor der Einbettung in Euparal. </li><li> Trennen Sie die Cephalothorax aus dem Bauch mit spitzen Pinzette und / oder Dissektion Sonden (4A). <ol><li> Teilen Sie die Cephalothorax entlang der Naht ecdysial (4B) und öffnen Sie die Cephalothorax so dass die Nahtkanten auf gegenüberliegenden Seiten (4C). </li><li> Richten Sie die cephalothorax so dass die Bauchseite nach oben zeigt (4C). </li><li> Positionieren Sie den Bauch Rückenseite nach oben; unmittelbar unterhalb der cephalothorax (4C). </li></ol></li><li> Legen Sie ein Deckglas auf die Probe. Halten Sie Deckglas in einem Winkel, mit einer Kante berühren Sie die Folie, und dann langsam tiefer und Drop das Deckglas der Luftblasenbildung zu reduzieren. Drücken Sie leicht auf das Deckglas der Probe zu glätten. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 5.3 bis 5.7 für alle Proben dehydriert. </li></ol> 6. Genus Identification <ol><li> Bestimmen Sie, Gattung der Objektträger angebrachten Proben unter Verwendung eines zusammengesetzten Mikroskop. Identifizieren Sie Proben zur Gattung mit den Tasten und Diagnosen in Wiederholm 28 und Ferrington, et al. 5. Bei Bedarf bestätigen familien Ebene Identifikation mittels Ferrington, et al. 5. HINWEIS: Es gibt zahlreiche allgemeine Beschreibungen und Revisionen seit Wiederholm 28 und Ferrington,et al. 5 sind daher diese Tasten und Diagnosen unvollständig und müssen mit Primärliteratur ergänzt werden. </li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Die wichtigsten Schritte für eine erfolgreiche SFPE Probensammlung, Kommissionierung, Sortierung, Schienenführung und Identifikation sind: (1) Lokalisieren Gebieten mit hohem SFPE Akkumulation im Untersuchungsgebiet während der Feldsammlung (2A); (2) langsames Abtasten der Inhalt der Petrischale für die Detektion aller SFPE während der Probensammeln; (3) Entwicklung der erforderlichen manuellen Geschicklichkeit, um die Cephalothorax aus dem Bauch während der Schienenführung (4A) zu zerl...

Biomonitoring-Programme, die lebende Organismen zu verwenden, um Umwelt und Gesundheit zu bewerten, werden oft verwendet, um die Wasserqualität zu beurteilen oder Erfolg der Wiederherstellung der Ökosysteme Programme überwachen. Schnelle bioassessment Protokolle (RBP) mit benthischen Makroinvertebraten Assemblagen waren unter den Zustand der Wasserressourcen Agenturen beliebt seit 1989 1. Traditionelle Methoden der Probenahme Makrozoobenthos für RBPs, wie die DIP-net, Surber Sampler, und Hess-Sampler 2, können zeit- aufwendig, teuer und kann nur messen Assemblagen von einem bestimmten Mikrohabitat 3. Eine effiziente, alternative RBP zur Erzeugung biologischer Informationen zu einem bestimmten Wasserkörper beinhaltet Sammlung von Chironomidae Oberfläche schwimmende Puppen exuviae (SFPE) 3. Die Chironomidae (Insecta: Diptera), allgemein bekannt als Zuckmücken genannt, sind holometabolous Fliegen, die in der Regel in der aquatischen Umwelt auftreten, bevor Schwellen als Erwachsene<html> 60; auf der Oberfläche des Wassers. Die Zuck Familie ist artenreich, mit rund 5.000 weltweit beschriebenen Arten; sind jedoch so viele wie 20.000 Arten schätzungsweise 4 existiert. Chironomiden sind nützlich bei der Dokumentation von Wasser und Lebensraumqualität in vielen aquatischen Ökosystemen aufgrund ihrer hohen Vielfalt und variable Verschmutzung Toleranzen 5. Außerdem sind sie oft die reichlich vorhanden und weit verbreitet Makrozoobenthos in Wassersystemen, in der Regel, die 50% oder mehr der Spezies in der Gemeinschaft 5,6. Nach Entstehung der terrestrischen Erwachsenen, die Puppen exuviae (Gusspuppenhaut) bleibt schwimmt auf der Wasseroberfläche (Abbildung 1). Puppen exuviae akkumulieren entlang Banken oder hinter Hindernissen durch die Einwirkung von Wind oder Wasser Strom und kann einfach und schnell gesammelt, um eine umfassende Stichprobe von Zuckmücken-Arten, die in der vorangegangenen 24-48 hr 7 entstanden sind zu geben. ntent &quot;&gt; Die relative Häufigkeit und taxonomische Zusammensetzung der gesammelten SFPE spiegelt die Wasserqualität, wenn man bedenkt, dass einige Arten sind sehr tolerant Verschmutzung, während andere sehr empfindlich 5 Die SFPE Verfahren hat viele Vorteile gegenüber herkömmlichen Larvenzuckstichprobenverfahren, einschließlich:. (1) minimal , falls vorhanden, tritt Lebensraum Störung bei einer Stichprobenraum, (2) Proben nicht auf das Sammeln von lebenden Organismen zu konzentrieren, sondern die nicht-lebenden Haut, so dass die Flugbahn des Gemeinschaftsdynamik nicht beeinträchtigt wird, (3) die Identifizierung an Gattung und oft Spezies ist relativ leicht entsprechenden Tasten und Beschreibungen 3 gegeben, (4) der Erhebung, Verarbeitung und Identifizieren Proben ist effizient und wirtschaftlich im Vergleich zu herkömmlichen Methoden zur Probenahme 3,8,9, (5) angesammelt exuviae stellen Taxa, die von ihren Ursprung haben eine breite Palette von Mikrohabitaten 10, (6) das Verfahren ist in fast allen aquatischen Umwelt, einschließlich Bächen und Flüssen, Flussmündungen, lakes, Teichen, Felsen-Pools, und Feuchtgebieten; und (7) SFPE vielleicht ein empfindlicher Indikator für die Gesundheit Ökosystem, da sie Personen, die alle unreifen Stadien abgeschlossen haben und erfolgreich wie Erwachsene 11 entstanden darstellen. Die SFPE Methode ist nicht ein neuer Ansatz für die Sammlung von Informationen über Zuck Gemeinden. Die Nutzung SFPE wurde zuerst von Thienemann 12 in den frühen 1900er Jahren vorgeschlagen. Eine Vielzahl von Studien haben SFPE für taxonomische Studien (zB 13-15), die biologische Vielfalt und ökologische Studien (zB 7,16-19), und biologische Assessments (zB 20-22). Darüber hinaus haben einige Studien verschiedene Aspekte der Stichprobenplan, Stichprobengröße und Anzahl der Proben Veranstaltungen für das Erreichen verschiedener Erfassungsebenen von Arten oder Gattungen (zB 8,9,23) erforderlich gerichtet. Diese Studien zeigen, dass relativ hohe Prozentsätze der Art oder Gattung kann mit moderaten effor nachgewiesen werdent oder Kosten mit Probenverarbeitung verbunden. B. Anderson und Ferrington 8 bestimmt, dass auf der Grundlage einer 100-count Teilprobe, 1/3 weniger Zeit erforderlich war, um SFPE Proben im Vergleich zu Proben-net tauchen holen. Eine andere Studie festgestellt, dass 3-4 SFPE Proben konnten sortiert und für jede dip-net Probe und dass SFPE Proben waren effizienter als Dip-net Proben bei Erkennen Arten als Artenzahl um 3 identifiziert werden. Beispielsweise an Standorten mit Artenreichtum Werte 15-16 Arten, war die durchschnittliche Tauchnettowirkungsgrad von 45,7%, während SFPE Proben waren 97,8% effiziente 3. Wichtig ist, dass die SFPE Verfahren in der Europäischen Union 24 genormt (bekannt als Zuck pupal exuviae Technik (CPET)) und Nordamerika 25 zum ökologischen Bewertung, aber das Verfahren ist nicht im Detail beschrieben worden. Eine Anwendung der SFPE Methodik wurde von Ferrington, et al. <sup&gt; 3; jedoch war der Schwerpunkt dieser Studie, um die Effizienz, Wirksamkeit und Wirtschaftlichkeit des SFPE Verfahren zu bewerten. Das Ziel dieser Arbeit ist es, alle Schritte des SFPE Verfahren im Detail zu beschreiben, einschließlich Probenahme, Laborverarbeitung, Schienenführung und Gattung Identifikation. Die Zielgruppe umfasst Studenten, Forscher und Fachkräfte in den Ausbau der traditionellen Überwachung der Wasserqualität Bemühungen in ihren Studien.

<table><tbody><tr><td>Ethanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25309B&nbsp;</td><td>70-95%</td></tr><tr><td>Waschflaschen aus Kunststoff</td><td>Fisher Scientific</td><td>0340923B</td><td></td></tr><tr><td>Probenglas</td><td>Fisher Scientific</td><td>0333510B</td><td>Glas oder Kunststoff, empfohlen 60 ml</td></tr><tr><td>Prüfsieb</td><td>Advantech</td><td>120SS12F</td><td>Maschenweite mit 125 Mikrometern</td></tr><tr><td>Larvenschale</td><td>BioQuip</td><td>5524</td><td>Weiß</td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glasschalenfläschchen</td><td>Fisher Scientific</td><td>0333926B</td><td>1-Dram-Größe</td></tr><tr><td>Pipette aus Kunststoff</td><td>Thermo Scientific</td><td>1371110</td><td>30 bis 35 Tropfen/ml</td></tr><tr><td>Feine Pinzette</td><td>BioQuip</td><td>4524</td><td>#5</td></tr><tr><td>Petrischale</td><td>Carolina</td><td>741158</td><td></td></tr><tr><td>Multi-Well-Platte</td> aus Glas oder Kunststoff <td>Thermo Scientific</td><td>144530</td><td></td></tr> Glas<tr><td>- oder Kunststoff-Objektträger</td><td>Thermo Wissenschaftliche</td><td>3010002</td><td>3 x 1 Zoll</td></tr><tr><td>Abdeckgläser</td><td>Thermo Scientific</td><td>12-519-21G</td><td>Kreisförmiges oder quadratisches</td></tr><tr><td>Euparal Montagemedium</td><td>BioQuip</td><td>6372B</td><td></td></tr><tr><td>Pigma Stift</td><td>BioQuip</td><td>1154F</td><td>Schwarz</td></tr><tr><td>Sonde</td><td>BioQuip</td><td>4751</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark Professional&trade;</td><td>Artikel-Nr.: 34120</td><td></td></tr></tbody></table>

die nutzung chironomidae (diptera) oberflächenschwimm pupal exuviae als schnelle bioassessment protokoll für die wasserkörper

Use of Chironomidae (Diptera) Surface-Floating Pupal Exuviae as a Rapid Bioassessment Protocol for Water Bodies

Schnelle bioassessment Protokolle mit benthischen Makroinvertebraten Assemblagen wurden erfolgreich verwendet, um menschliche Auswirkungen auf die Wasserqualität zu beurteilen. Leider traditionellen benthischen Larvenprobenahmeverfahren, wie beispielsweise die Tauch net, kann zeitaufwendig und teuer sein. Eine alternative Protokoll beinhaltet Sammlung von Chironomidae Oberfläche schwimmende Puppen exuviae (SFPE). Chironomidae ist eine artenreiche Familie der Fliegen (Diptera), deren unreifen Stadien in der Regel in der aquatischen Lebensräume auftreten. Erwachsene Chironomiden ergeben sich aus dem Wasser, so dass ihre Puppen Skins, oder exuviae, schwimmt auf der Wasseroberfläche. Exuviae akkumulieren oft entlang Banken oder hinter Hindernissen durch die Wirkung des Wind- oder Wasserstrom, wo sie gesammelt, um Zuck Vielfalt und den Reichtum zu bewerten. Chironomiden können als wichtige biologische Indikatoren verwendet werden, da einige Arten sind toleranter Verschmutzung als andere. Daher ist die relative Häufigkeit und Artenzusammensetzung der gesammelten SFPE reflektierenVeränderungen der Wasserqualität. Hier werden Verfahren mit Felderhebung, Laborverarbeitung, Schienenführung und Identifizierung von Zuck SFPE assoziiert im Detail beschrieben. Vorteile der Methode sind SFPE minimaler Störung an einer Probefläche, effiziente und wirtschaftliche Probenentnahme und Labor Verarbeitung, leicht zu identifizieren, die Anwendbarkeit in fast allen aquatischen Umwelt und eine potenziell empfindlicher Maß Ökosystem Stress. Einschränkungen gehören die Unfähigkeit, Larvenmikrohabitatnutzung und die Unfähigkeit zu bestimmen, die Puppen exuviae um Arten zu identifizieren, wenn sie nicht mit erwachsenen Männern in Verbindung gebracht.

Abbildung 1 zeigt die Zucklebenszyklus; unreifen Stadien (Ei, Larve, Puppe) nehmen in der Regel in oder eng mit, einer aquatischen Umwelt. Nach Abschluss der Larvenlebensphase, erstellt die Larve einen schlauchartigen Unterstand und heftet sich mit seidenen Sekret an das umgebende Substrat und Verpuppung erfolgt. Sobald die Entwicklung von Erwachsenen ist gereift, befreit die Puppe selbst und schwimmt auf der Wasseroberfläche, wo die Erwachsenen aus dem Puppen exuviae entstehen. Die exuviae mit Luft fül...

Schnelle Biobewertungsprotokolle mit benthischen Makroinvertebraten werden oft verwendet, um die Wasserqualität zu überwachen und zu bewerten. Ein effizientes Protokoll beinhaltet die Sammlung von oberflächenschwimmenden Puppenexuvien (SFPE) von Chironomidae. Hier werden Techniken für die Feldsammlung, die Laborverarbeitung, die Montage von Objektträgern und die Identifizierung von Chironomidae SFPE beschrieben.

Die Nutzung Chironomidae (Diptera) Oberflächenschwimm Pupal Exuviae als schnelle Bioassessment Protokoll für die Wasserkörper

Rapid bioassessment protocols using benthic macroinvertebrate assemblages have been successfully used to assess human impacts on water quality. ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Techniken zur Sammlung und Bearbeitung von Chironomiden, oberflächenschwimmenden Puparienproben für die Beurteilung der Wasserqualität zu beschreiben. Dies wird erreicht, indem zunächst Feldproben von Chironomidenpuparien aus aquatischen Umgebungen gesammelt werden. Im zweiten Schritt wird aus jeder Feldprobe eine Teilprobe von 300 Exemplaren entnommen und die Proben in unterschiedliche morphologische Gruppen getrennt.Im letzten Schritt werden mehrere Vertreter jeder Gruppe auf Glasobjektträger aufgebracht. Letztendlich werden die Proben bis zur Gattung oder Art identifiziert, um die Bedingungen der Wasserqualität zu bewerten. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie der traditionellen Probenahme benthischer makroskopischer Wirbelloser besteht darin, dass das Sammeln und Aufbereiten der Proben effizient, kostengünstig und in nahezu allen aquatischen Umgebungen anwendbar ist.Die Anwendung dieser Technik liefert wertvolle Informationen für biologische Überwachungsstudien und kann Einblicke geben, wie sich Untersuchungsflächen im Laufe der Zeit aufgrund von Störungen, Umweltverschmutzungen oder klimatischen Veränderungen verändern. Obwohl wir uns darauf konzentrieren, wie diese Technik in einem Fließgewässerlebensraum eingesetzt werden kann, lässt sie sich leicht auch auf andere aquatische Systeme wie Flüsse, Seen, Teiche, Gezeitenzonen, Tümpel oder Felsspaltenpfützen anwenden. Bevor Sie ins Feld gehen, legen Sie je eine Datums- und Fundortbeschriftung innerhalb und eine außerhalb eines Probengefäßes für jede zu entnehmende Probe ab.Dann für jede Probe mit einer Larvenschale in der einen Hand und einem Sieb in der anderen die Larvenschale ins Wasser tauchen, in dem sich Pupillen-Exudat ansammelt, wenn das Wasser Pupillen-Exuvien und Trümmer in die Larvenschale oder die Probe durch das Sieb gelangen lässt. Nach 10 Minuten Sammeln eine Flasche verwenden, die mit Wasser aus dem Probenabschnitt gefüllt ist, um alle Rückstände in einem Bereich des Siebs zu konzentrieren. Anschließend mit einer Pinzette und einem Strom von Ethanol die Pupillen-Exuvien vorsichtig in das entsprechende vorbeschriftete Probengefäß überführen und das Gefäß mit Ethanol auffüllen.Um mit der Probenentnahme zu beginnen, bringen Sie das entsprechende Datums- und Fundortetikett in ein Dr.-Vial für jede Pupillenexsudatprobe an und füllen das Vial zu drei Vierteln mit Ethanol. Entfernen Sie danach den Deckel des entsprechenden Probengefäßes und prüfen Sie, ob sich anhaftende Pupillenexsudate am Deckel befinden. Spülen Sie den Inhalt vorsichtig mithilfe einer Sprühflasche mit Ethanol vom Deckel in eine Petrischale. Entfernen Sie dann das Etikett von der Innenseite des Probenbehälters. Spülen Sie den Inhalt vorsichtig vom Etikett in die Petrischale und legen Sie das Etikett beiseite. Überführen Sie anschließend den Inhalt des Probenbehälters in ein weißes Larventablett und spülen Sie den Behälter mit Ethanol aus, um sicherzustellen, dass kein Pupillenexsudat im Behälter zurückbleibt.Übertragen Sie eine Portion des Pupillenexsudat-Rückstands und Ethanol aus der Larvenschale in die Petrischale. Stellen Sie sicher, dass die Probe mit Ethanol bedeckt ist. Danach stellen Sie die Petrischale unter ein Stereomikroskop und durchmustern die Schale systematisch nach den Organismen.Verwenden Sie anschließend eine Pinzette, um den Pupillarexudat aus der Schale in das entsprechende passende Gefäß zu überführen. Vermeiden Sie es, beschädigte oder ausgetrocknete Pupillarexudate aufzunehmen, um spätere Identifizierungsprobleme zu vermeiden. Sobald sämtlicher sichtbarer Pupillarexudat überführt wurde, schwenken und untersuchen Sie die Schale noch dreimal auf weitere Exemplare, einschließlich solcher, die an den Seitenwänden der Schale haften könnten. Wenn 300 Pupillen-Exemplare ausgewählt wurden, geben Sie den Rückstand aus der Petrischale zurück in das Larvenfach und spülen Sie die Petrischale mit Ethanol aus. Überführen Sie anschließend den Rückstand aus dem Larvenfach in das leere Probengefäß. Fügen Sie dem Gefäß das Datum und das Fundort-Etikett hinzu und legen Sie den Deckel auf das Gefäß, um die Proben zu sortieren.Geben Sie den Pupillenexsud aus der beschrifteten Phiole in eine mit ausreichend Ethanol gefüllte Petrischale, um die Proben gerade zu bedecken. Danach trennen Sie unter einem Stereomikroskop anhand der äußeren morphologischen Merkmale des Chiron-Pupex die Proben in morphologische Taxa und überführen die verschiedenen morphologischen Taxa in separat beschriftete Phiolen. Drei Viertel füllen Sie diese mit Ethanol. Beispielsweise unterscheiden Sie bei der Klassifizierung nach der Celi-Thax die Proben anhand von Unterschieden im Vorhandensein, in der Größe, Form und Färbung des thorakalen Horns.Wenn die Klassifizierung am Abdomen erfolgt, verwenden Sie die Stacheln, Haare und Sporne der abdominalen Segmente und der Analloben zur Unterscheidung der Morphotypen. Nach der Sortierung füllen Sie eine Vertiefung einer Mehrfach-Vertiefungsplatte für jeden Axon-Morphotyp mit 95 % Ethanol und geben mehrere Exemplare jedes Morphotyps in einzelne Vertiefungen der Platte, um eine ausreichende Austrocknung über mindestens 10 Minuten zu ermöglichen. Während die Proben trocknen, beschriften Sie Objektträger mit den entsprechenden Angaben zur Fundstelle und Identifikation, um die Personen exus präparieren zu können.Befestigen Sie eine Schablone des Objektträgers mit Klebeband auf dem Mikroskoptisch und legen Sie einen Objektträger auf diese Schablone. Geben Sie dann einen Tropfen URL auf den Objektträger, sodass dieser in etwa die Größe einer Deckglasabdeckung erreicht, und tippen Sie mit einer Pinzette vorsichtig einen repräsentativen Axon der ersten Morphform auf ein Laborabwischpapier, um überschüssigen Ethanol zu entfernen. Betten Sie nun das Präparat in die URL ein und trennen Sie mit einer spitzen Pinzette und einer Präparationsnadel den Sepha Thax vom Abdomen ab.Der schwierigste Aspekt dieses Verfahrens besteht darin, die erforderliche manuelle Geschicklichkeit zu entwickeln, um während der Präparataufbereitung den Cephalon-Thax vom Abdomen zu trennen. Um einen erfolgreichen Präparierschnitt zu gewährleisten, verwenden Sie feine Pinzetten oder Präpariernadeln, um den Exoskelettspalt zwischen dem zephalischen Thax und dem ersten abdominellen Segment zu öffnen. Wie gezeigt, spalten Sie den zephalischen Thax entlang der esalen Naht.Öffnen Sie dann den zephalischen Thorax, sodass die Nahtränder auf gegenüberliegenden Seiten liegen, und richten Sie ihn so aus, dass die ventrale Seite nach oben zeigt. Positionieren Sie den Hinterleib mit der dorsalen Seite nach oben und legen Sie ihn unmittelbar unterhalb des zephalischen Thorax. Halten Sie dann einen Deckglaser in einem Winkel, wobei ein Zoll des Deckglases die Objektträger berührt, und senken Sie ihn langsam ab, um die Bildung von Luftblasen zu verringern.Drücken Sie abschließend vorsichtig auf das Deckglas, um das Präparat zu glätten, und verwenden Sie ein Verbundmikroskop, um die Gattung des auf dem Objektträger montierten Exemplars zu bestimmen. In diesen Grafiken sind taxonomische Akkumulationskurven für Schülerexemplare dargestellt, die von 16 städtischen Seen in Minnesota gesammelt wurden, um die Anzahl der Arten insgesamt in jedem See zu ermitteln. Jede Datenlinie repräsentiert einen der Seen, und jeder Datenpunkt steht für eine monatliche Probe, die von April bis Oktober 2005 gesammelt wurde. Dies zeigt, dass die Gewinnung von vier Proben pro See den Großteil der Chiron-Gemeinschaft erfasste und wichtige saisonale Schwankungen innerhalb der Seen detektierte. Langfristige Monitoring-Studien von Chironomiden können verwendet werden, um den Klimawandel in Seen im gesamten Bundesstaat Minnesota zu bewerten, da Veränderungen in Umweltvariablen wie Seetiefe und Phosphorkonzentration die kumulative Anzahl der nachgewiesenen Arten entlang eines Gradienten von Seechemismen beeinflussen können.Tatsächlich nimmt, wie diese Grafik veranschaulicht, die kumulative Anzahl der gefundenen Arten zu, wenn das Verhältnis der mittleren Phosphorkonzentration zur mittleren Wassertiefe ansteigt. Der entscheidende Schritt für eine erfolgreiche Sammlung von Pupillenexsudat ist das Auffinden von Bereichen mit hoher Exsudatansammlung innerhalb des Untersuchungsgebiets. Beim Bearbeiten der Proben im Labor ist es wichtig, den Inhalt der Petrischale langsam abzuscannen, da einige Exemplare schwach pigmentiert sein können und an der Größe der Schale haften bleiben.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man omie Oberflächen schwimmende Pupillenex-Proben für Projekte zur Überwachung und Beurteilung der Wasserqualität sammelt und verarbeitet.

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Research

Forschung

JoVE Journal

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Umwelt

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Wir stellen das VacuSIP vor, eine einfache, unaufdringliche und zuverlässige Methode zur sauberen und genauen Punktprobenahme von Wasser. Das System wurde für die gleichzeitige Sammlung des ein- und ausgeatmeten Wassers durch benthische Suspensionsdosierer in situ entwickelt und evaluiert, um die Entfernung und Ausscheidung von partikulären und gelösten Verbindungen sauber zu messen.

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