Name: Die Analyse der Autophagie in Penicillium chrysogenum Mithilfe von Starvation Pads in Kombination mit Fluoreszenzmikroskopie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 51 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie Autophagie in Penicillium chrysogenum mit Starvation Pads und Fluoreszenzmikroskopie analysieren. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung zellulärer Prozesse und die Identifizierung neuer Modulatoren.

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CQS erhält ein Stipendium des LOEWE-Exzellenzclusters für integrative Pilzforschung (IPF). Der Autor dankt Ida J. van der Klei für die in dieser Arbeit verwendeten P. chrysogenum-Stämme und Andreas S. Reichert für die Schenkung von Rapamycin.

1. Herstellung von P. chrysogenum für die Hungerversuche <ol><li> Wenn der P. chrysogenum-Stamm von Interesse auf Reis (&#39;grüne Reis &quot;) gehalten, legen 2-3 Reiskörner mit sporenbildende Mycel in eine 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen abgedeckt. Füllen sie mit 500 ul YGG (10 g / l KCl, 20 g / l Glucose, 10 g / l Hefe-Stickstoffbase, 5 g / l K 2 HPO 4, 20 g / l Hefeextrakt). <ol><li> Das Röhrchen vortexen für 30 Sekunden, so dass Sporen aus dem Reis effizient zu lösen. </li><li> Das Röhrchen für 1 Tag bei Raumtemperatur (zB zwischen 20 und 25 ° C). </li><li> Bereiten Sie eine 1/50 Verdünnung dieser Sporensuspension in sterilem Leitungswasser, gut mischen. </li></ol></li><li> Wenn der P. chrysogenum-Stamm von Interesse auf einer Agarplatte (zB YGG Agarplatte) gehalten wird, übertragen kleine Stücke von dem Mycel in eine 1,5-ml-Mikroröhrchen mit 400 ul sterilem Leitungswasser und etwa 100 mg glArschperlen mit Hilfe eines sterilen Zahnstocher oder Pipettenspitze. <ol><li> Vortex das Rohr für 2 Minuten, so dass das Myzel fragmentiert. Mit den Inhalt des Röhrchens sofort. </li></ol></li></ol> 2. Vorbereitende Arbeiten für die Kultivierung von P. chrysogenum auf Starvation Pads <ol><li> Wechseln Sie auf einer Heizplatte und setzen Sie ihn auf etwa 60 ° C. </li><li> Man löst 2 g Agarose in 100 ml Wasser durch Kochen der Lösung in einem Mikrowellenofen zu nutzen. Darauf achten, dass diese Lösung nach dem Erhitzen völlig klar. Wenn es nicht ist, zu kochen, bis es wieder die Agarose vollständig gelöst ist. Lassen Sie die Agaroselösung abkühlen auf etwa 60 ° C vor dem Gebrauch. </li><li> Füllen 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen (2-4, abhängig von der Anzahl der Proben) mit 400 ul sterilem Leitungswasser jeweils (keine zusätzlichen Verbindungen zugesetzt) ​​oder 400-x ul (Zugabe von x &amp; mgr; l der Lösung der Verbindung in Schritt 2.5) und sie auf der Heizplatte für mindestens 1 min, so daß der Water innen erwärmt sich. </li><li> Platzieren Objektträger, die einen zentralen Hohlraum für mindestens 1 min enthalten auf der Heizplatte. </li><li> Fügen Sie 400 ul 2% igen der Lösung in der 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen und kurz vortexen. Nach diesem Schritt, wenn gewünscht, fügen Sie zusätzliche Verbindungen (dh 1 uM Rapamycin). Wenn dies geschehen ist, Wirbel kurz nachdem jeder zusätzliche Substanz in das Röhrchen pipettiert. Setzen Sie die Rohre wieder auf die Heizung Tabelle vorzeitige Erstarrung zu verhindern. HINWEIS: Das Gesamtvolumen der Mikrozentrifugenröhrchen sollten 800 ul sein. </li></ol> 3. Vorbereitung der Objektträger mit einem Gehalt Starvation Pads <ol><li> Pipette 140 ul der Agarose-Lösung in den Hohlraum des Objektträgers (die immer noch auf der Heizplatte befindet). Versuchen Sie zu vermeiden, die Luftblasen, wenn möglich. </li><li> Unmittelbar danach ein Deckglas auf den Agarose-Lösung. Hinweis: das wird in einer flachen Oberfläche führen. </li><li> Setzen Sie den MikroRahmen Rutsche auf dem Labortisch für ca. 4 min, damit das Agarose-Pad zu verfestigen. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig das Deckglas aus der Agarose-Pad, indem Sie sie mit Hilfe einer Daumen oder Zeigefinger (Handschuhe, um eine Verunreinigung zu vermeiden!). </li><li> Legen Sie die Objektträger mit dem Pad in einen Nassraum, um ein Austrocknen zu verhindern. Empfehlung: Verwenden Sie eine leere Spitze-Box, die noch der Einsatz zur Aufnahme der Pipettenspitzen. Hinzufügen sterilem Wasser auf die Tabelle, so dass der Boden bedeckt. Legen Sie die Objektträger auf den Einsatz und schließen Sie die Box. </li></ol> 4. Impfen des Hunger-Pads mit P. chrysogenum und Inkubation <ol><li> Pipette 5 ul der Sporen 1/50 Verdünnung (wenn die Kulturen wurden für Reis angebaut) oder 5 &amp; mgr; l der unverdünnten Lösung, die Mycel-Fragmente auf der Mitte des Hunger Pad (wenn die Kulturen wurden auf einer Agarplatte gezüchtet). </li><li> Schließen Sie den Nassraum und wickeln Sie es in eine Plastiktüte (dieser dient alszusätzlichen Schutz vor Austrocknung der Hunger-Pads). Achten Sie darauf, das Kästchen zu viel, da sonst die Impfung Tropfen gestört werden zu bewegen. </li><li> Bewahren Sie die Box verpackt bei RT für mindestens 20 Stunden vor der Analyse der Proben. </li></ol> 5. Mikroskopische Analyse der Proben <ol><li> Nach 20 h Inkubation werden die Proben bereit für die mikroskopische Analyse; legen Sie die Objektträger auf trockenen Tissue-Papier (der Boden neigt nass werden). </li><li> Pipette eine kleine Menge Wasser (ca. 50 ul) auf die Hunger-Pad. Setzen Sie ein Deckglas auf das Pad und Squeeze-out überschüssige Wasser. Entfernen Sie das überschüssige Wasser mit einem Papiertaschentuch. </li><li> Legen Sie die Objektträger auf die Beobachtung Tisch des Fluoreszenzmikroskops. Um einen Überblick über Myzelwachstum erhalten, verwenden Sie ein 20X Ziel. Verwenden 63X oder 100X Ziele für die Untersuchung der Lokalisation von GFP in den Hyphen. Um allmähliche Austrocknen der Probe zu verhindern nicht die Proben zu analysierenlänger als 15 Minuten, bevor sie sie wieder in den Nassraum. </li><li> Wiederholen 5.3 in regelmäßigen Abständen (zB nach 40 h und 60 h Wachstum). HINWEIS: Die Probe kann wieder in die feuchte Kammer gestellt werden. Es ist nicht notwendig, um das Deckglas zu entfernen, da sie sich nicht auf Myzelwachstum. </li></ol>

<ol><li>Fischer, F., Hamann, A., Osiewacz, H. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+quality+control%3A+an+integrated+network+of+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Biochem.+Sci%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial quality control: an integrated network of pathways.</a> Trends Biochem. Sci. 37 (7), 284-292 (2012).</li>
<li>Pollack, J. K., Harris, S. D., Marten, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagy+in+filamentous+fungi%5BTitle%5D)+AND+%22Fungal+Genet.+Biol%22%5BJournal%5D)">Autophagy in filamentous fungi.</a> Fungal Genet. Biol. 46 (1), 1-8 (2009).</li>
<li>Scheckhuber, C. Q., Osiewacz, H. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Podospora+anserina%3A+a+model+organism+to+study+mechanisms+of+healthy+ageing%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Genet.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Podospora anserina: a model organism to study mechanisms of healthy ageing.</a> Mol. Genet. Genomics. 280 (5), 365-374 (2008).</li>
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<li>Kikuma, T., Ohneda, M., Arioka, M., Kitamoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+analysis+of+the+ATG8+homologue+Aoatg8+and+role+of+autophagy+in+differentiation+and+germination+in+Aspergillus+oryzae%5BTitle%5D)+AND+%22Eukaryot.+Cell%22%5BJournal%5D)">Functional analysis of the ATG8 homologue Aoatg8 and role of autophagy in differentiation and germination in Aspergillus oryzae.</a> Eukaryot. Cell. 5 (8), 1328-1336 (2006).</li>
<li>Pinan-Lucarré, B., Balguerie, A., Clavé, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accelerated+cell+death+in+Podospora+autophagy+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22Eukaryot.+Cell%22%5BJournal%5D)">Accelerated cell death in Podospora autophagy mutants.</a> Eukaryot. Cell. 4 (11), 1765-1774 (2005).</li>
<li>Veneault-Fourrey, C., Barooah, M., Egan, M., Wakley, G., Talbot, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagic+fungal+cell+death+is+necessary+for+infection+by+the+rice+blast+fungus%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Autophagic fungal cell death is necessary for infection by the rice blast fungus.</a> Science. 312 (5773), 580-583 (2006).</li>
<li>Bartoszewska, M., Kiel, J. A., Bovenberg, R. A., Veenhuis, M., van der Klei, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagy+deficiency+promotes+beta-lactam+production+in+Penicillium+chrysogenum%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Autophagy deficiency promotes beta-lactam production in Penicillium chrysogenum.</a> Appl. Environ. Microbiol. 77 (4), 1413-1422 (2011).</li>
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<li>Cubitt, A. B., Heim, R., Adams, S. R., Boyd, A. E., Gross, L. A., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding%2C+improving+and+using+green+fluorescent+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Biochem.+Sci%22%5BJournal%5D)">Understanding, improving and using green fluorescent proteins.</a> Trends Biochem. Sci. 20 (11), 448-455 (1995).</li>
<li>Jung, C. H., Ro, S. H., Cao, J., Otto, N. M., Kim, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((mTOR+regulation+of+autophagy%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">mTOR regulation of autophagy.</a> FEBS Lett. 584 (7), 1287-1295 (2010).</li>
<li>Hickey, P. C., Read, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+living+cells+of+Aspergillus+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Mycol%22%5BJournal%5D)">Imaging living cells of Aspergillus in vitro.</a> Med. Mycol. 47, Suppl 1. S110-S119 (2009).</li>
</ol>

Der Autor hat nichts offenzulegen.

Die hier vorgestellte Methode ermöglicht die bequeme und reproduzierbare Untersuchung der Autophagie in P. chrysogenum. Beispielsweise kann es zum Screening der Wirksamkeit von verschiedenen Verbindungen, ob sie zur Modulation der autophagy Reaktion dieses Pilzes sind oder nicht verwendet werden. Die Ergebnisse zeigen, dass mit Rapamycin Hemmung der TOR-Signalisierung führt zu einer deutlichen Induktion der Autophagie in P. chrysogenum, die auch für andere Organismen 11 gezeigt. <p class...

Fadenpilze sind ausgezeichnete Modellsysteme zur Untersuchung von Entwicklungsprozessen. Sie bieten mehrere experimentelle Vorteile wie billige Anbau, eine hohe Zahl von Nachkommen und genetische Zugänglichkeit. Der letzte Punkt ist von besonderer Bedeutung für den Bau der Transformanten, die die Untersuchung der Bedeutung der so weit nicht charakterisierte Gene für verschiedene zelluläre Mechanismen ermöglichen. Filamentöse Pilze haben wesentlich zur Aufklärung von mehreren Elementen und Mechanismen der zellulären Qualitätskontrolle Wege wie Protease-Aktivität zum Abbau von anomalen Proteinen mitochondrialen Dynamik zum Aufrechterhalten mitochondrialen Integrität und autophagy zur Entfernung von Überschuß und / oder gestörte Zellkomponenten und zum Aufrechterhalten Zelllebensfähigkeit in Zeiten der Hungersnot 1,2,3. Es gibt verschiedene experimentelle Techniken für das Studium der Autophagie in Fadenpilzen 2 zur Verfügung: (i) Untersuchung der Vakuolen if enthaltenen dichten phage Stellen bei Proteasen werden durch Transmissionselektronenmikroskopie 4 inhibiert, (ii) Darstellung von Autophagosomen durch Überwachen GFP-Atg8 Brennpunkte über Fluoreszenzmikroskopie 5,6 und (iii) Detektion angesäuert autophagosomalen Strukturen unter Verwendung der Fluoreszenzfarbstoff monodansyl Cadaverin 7. Hier wird ein neues Verfahren zum Züchten von Penicillium chrysogenum zur autophagy Studien vorgestellt. Das wichtigste Element ist der &quot;Hunger-Pad&quot;, das lediglich aus 1% Agarose in sterilisierte Leitungswasser gelöst. Zusätzliche Verbindungen (zB Stressoren, Abfänger, autophagy Modulatoren) auf die Unterlage so lange sie keine Autofluoreszenz angezeigt hinzugefügt. Das Kissen wird in Objektträgern, die einen flachen zentralen Hohlraum enthalten, entfernt. Dieses Pad in impft entweder mit einer Sporensuspension oder mit kleinen Mycelfragmente. Letzteres ist sinnvoll, wenn die Belastung von Interesse nicht sporulate effizient (zB Δ ATG1 Stämme 8). Die Objektträger werden in feuchten Kammern positioniert, um ein Austrocknen der Probe zu verhindern (diese können einfach mit leeren Pipettenspitze Boxen gebaut werden) und bei Raumtemperatur inkubiert. P. chrysogenum ist in der Lage, für ein paar Tage unter diesen Bedingungen wachsen. Autophagie kann mikroskopisch durch vakuoläre Erweiterung, die eine positive Marker für Pilz Autophagie ist zu beachten. In diesem Beitrag einem P. chrysogenum Stamm (Wisconsin 54-1255) verwendet wird, das grünes fluoreszierendes Protein, das an Peroxisomen durch ihre C-terminalen &quot;SKL&quot; Sequenz 9 ausgerichtet ist bildet. Daher ist es möglich, die Verschlechterung von Peroxisomen überwachen. Es ist möglich, unter Verwendung von geeigneten Lokalisierungssignale kenn auch andere Kompartimente der Zelle (zB Mitochondrien) und ihre Abbau analysieren. Obwohl Daten aus P. chrysogenum Ws54-1255 (GFP-SKL) wird hier dargestellt, ist es durchaus möglich,um den &quot;Hunger-Pad &#39;Methode auch für andere Fadenpilze verwenden (zB Neurospora crassa, Sordaria macrospora, Aspergillus-Arten, etc.).

<table><tbody><tr><td>Objektträger mit zentraler Kavität</td><td>Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Deutschland</td><td>H884.1</td><td>Diese können nach der Reinigung mehrfach verwendet werden.</td></tr><tr><td>Glasperlen</td><td>Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Deutschland</td><td>A553.1</td><td>Durchmesser: 0,25 - 0,50 mm</td></tr></tbody></table>

die analyse der autophagie in<em&gt; penicillium chrysogenum</em&gt; mithilfe von starvation pads in kombination mit fluoreszenzmikroskopie

Analysis of Autophagy in Penicillium chrysogenum by Using Starvation Pads in Combination With Fluorescence Microscopy

Die Erforschung zellulärer Qualitätskontrollsysteme hat sich zu einem hochdynamischen und relevanten Feld der zeitgenössischen Forschung entwickelt. Es hat sich gezeigt, dass Zellen über mehrere Verteidigungslinien gegen Schäden an biologisch relevanten Molekülen wie Nukleinsäuren, Lipiden und Proteinen verfügen. Neben der Organellendynamik (Fusion/Spaltung/Motilität/Vererbung) und der streng kontrollierten Proteaseaktivität hat der Abbau von überschüssigen, beschädigten oder kompromittierten Organellen durch Autophagie (zelluläres "Selbstfressen") in der wissenschaftlichen Gemeinschaft viel Aufmerksamkeit erhalten. Die Regulation der Autophagie ist recht komplex und hängt von genetischen und Umweltfaktoren ab, von denen viele bisher nicht geklärt sind. Hier wird eine neuartige Methode vorgestellt, die es ermöglicht, die Autophagie beim filamentösen Pilz Penicillium chrysogenum bequem zu untersuchen. Es basiert auf dem Wachstum des Pilzes auf sogenannten "Hungerpads" zur reproduzierbaren Stimulation der Autophagie. Die Proben werden direkt mikroskopisch untersucht und auf Autophagie-Induktion / -Fortschritt untersucht. Das hier vorgestellte Protokoll ist nicht auf die Verwendung mit P. chrysogenum beschränkt und kann leicht für die Verwendung bei anderen filamentösen Pilzen angepasst werden.

Um die Nützlichkeit des Protokolls über Peroxisomen Abbau in der P. detailliert zeigen chrysogenum-Stamm Ws54-1255 (GFP-SKL) analysiert. In diesem Stamm GFP-SKL ist in der Regel in die Peroxisomen 9 importiert. Dies führt zu dem Auftreten von mehrfachen Kugelformen, wenn die Probe durch Fluoreszenzmikroskopie analysiert. Wenn Autophagie auftritt, vergrößern Vakuolen. GFP-SKL wird durch Autophagie (pexophagy) in Vakuolen integriert. Aufgrund der Tatsache, dass GFP ist resistent gegen den Abba...

Eine bequeme und leistungsfähige Methode zur Untersuchung der Autophagie bei Penicillium chrysogenum unter Verwendung von Hungerkissen (Mischungen aus Agarose und Leitungswasser in einem Objektträger, der einen zentralen Hohlraum enthält) wird hier vorgestellt.

Die Analyse der Autophagie in<em&gt; Penicillium chrysogenum</em&gt; Mithilfe von Starvation Pads in Kombination mit Fluoreszenzmikroskopie

The study of cellular quality control systems has emerged as a highly dynamic and relevant field of contemporary research. It has become clear that cells ...

Das Ziel dieses Verfahrens besteht darin, Autophagie in einem fadenförmigen Pilz hervorzurufen und zu beobachten. Dies wird erreicht, indem zunächst kleine Volumina eines nährstoffhaltigen Mediums mit Sporen oder kleinen Mycelstücken beimpft werden. Im zweiten Schritt werden Nährstoffentzugs-Pads in den Vertiefungen von Glasobjektträgern vorbereitet und anschließend das Inokulum auf die Pads übertragen. Im letzten Schritt werden die Hungerplättchen in einer feuchten Kammer inkubiert, um die Autophagie zu induzieren. Letztendlich kann die Autophagie verfolgt werden, indem die Translokation fluoreszierender Markerproteine der gewünschten Art zu den Vakuolen mittels Fluoreszenzmikroskopie überwacht wird. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragestellungen im Bereich der Zellbiologie zu untersuchen, wie beispielsweise die Identifizierung neuer Verbindungen, die den Autophagieprozess modulieren.Um ein Hungerexperiment vorzubereiten, falls der interessierende P cresa genum-Stamm auf grünem Reis aufbewahrt wird, geben Sie zunächst zwei bis drei Reiskörner, die mit satiniertem Mycel bedeckt sind, in ein 1,5-Mikrozentrifugenröhrchen und füllen das Röhrchen mit 500 Mikrolitern Hefeextrakt-Glukose-Wachstumsmedium oder breitem GG-Medium. Vortexen Sie danach das Röhrchen 30 Sekunden lang, damit sich die Sporen vom Reis lösen, und inkubieren Sie das Röhrchen einen Tag bei Raumtemperatur. Verdünnen Sie am nächsten Tag die Sporensuspension in sterilem Leitungswasser auf eine Konzentration von 1 zu 50 und mischen Sie gründlich, falls der p cryogen-Stamm auf Agar aufbewahrt wird.Überführen Sie mit einer Pipettenspitze kleine Stücke des Myzels in ein 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen, das 400 Mikroliter sterilem Leitungswasser und etwa 100 Milligramm Glasperlen enthält. Vortexen Sie danach das Röhrchen zwei Minuten lang, damit die Mycelien fragmentiert werden. Um das PCE-Genum auf einem Hungermedium zu kultivieren, erwärmen Sie zunächst die Heizplatte auf etwa 60 Grad Celsius.Als Nächstes werden zwei Gramm Aros in 100 Milliliter Leitungswasser in einer Mikrowelle erhitzt, bis die resultierende Lösung vollständig klar ist, während das Aros auf etwa 60 Grad Celsius abkühlt. Beschriften Sie je eine 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenprobe mit 400 Mikrolitern sterilen Leitungswassers oder einer Wirkstofflösung. Anschließend erwärmen Sie die Röhrchen und Objektträger mindestens 60 Sekunden lang auf der Heizplatte.Übertragen Sie 400 Mikroliter 60 Grad Celsius heißes Aros auf alle Röhrchen, wodurch das Gesamtvolumen in jedem Röhrchen auf 800 Mikroliter ansteigt, und wirbeln Sie die Röhrchen kurz an. Stellen Sie die Röhrchen danach wieder auf die Heizplatte, um eine vorzeitige Verfestigung zu verhindern. Pipettieren Sie nun 140 Mikroliter der entsprechenden Aros-Lösung in die Vertiefung jedes Objektträgers. Achten Sie darauf, keine Blasen zu erzeugen, und glätten Sie das Aros unmittelbar mit Deckgläsern. Anschließend lassen Sie die Objektträger etwa vier Minuten ruhen.Wenn die Aros-Pads bei Raumtemperatur erstarrt sind, entfernen Sie vorsichtig mit dem Daumen oder Zeigefinger die Deckgläser und legen Sie die Objektträger mit den Pads in eine feuchte Kammer. Geben Sie anschließend fünf Mikroliter der zuvor hergestellten P. er genum-Lösung mittig auf das Hungerpad und wickeln Sie die feuchte Kammer zur zusätzlichen Vermeidung von Austrocknung in eine Plastiktüte, wobei darauf zu achten ist, die Box nicht zu stark zu bewegen oder die Kulturen zu stören. Danach lagern Sie die beimpften Proben mindestens 20 Stunden bei Raumtemperatur, bevor Sie die Analysen durchführen.Am nächsten Tag die Objektträger auf trockenes Tissue-Papier übertragen und anschließend 50 Mikroliter Wasser auf jedes Hungermedium geben. Mit einem Deckglas das überschüssige Wasser herausdrücken und mit frischem Tissue-Papier entfernen. Verwenden Sie dann für jeden Objektträger ein 20×-Objektiv, um einen Überblick über das Mycelwachstum zu erhalten.Um die Lokalisation des GFP im Hy-Fi zu beurteilen, öffnen Sie die Bilder mit dem 63x- oder 100x-Objektiv. Legen Sie die Objektträger nach jeder Betrachtung schließlich wieder in die Feuchtkammer zurück, bis zum nächsten experimentellen Zeitpunkt.In diesen Bildern wurde der G-F-P-S-K-L-P Creo Genum-Stamm verwendet, um den Peroxisom-Abbau nach 20 Stunden Inkubation zu bewerten. GFP wurde in den Vakuolen nicht beobachtet, und auch diese Organellen waren nicht vergrößert. Nach 40 Stunden Wachstum konnten jedoch GFP-markierte Vakuolen in einigen Hyphen sichtbar gemacht werden, was auf die Aktivierung der Autophagie hinweist, wobei eine stärkere GFP-Fluoreszenz und vergrößerte Vakuolen nach 60 Stunden weiter beobachtet wurden.In diesem Experiment wurde ein Delta-80-G-eins-Mutant von p caressa Genum als negativer Kontrollstamm verwendet. Beachten Sie, dass keine Vakuolenvergrößerung und kein GFP nachweisbar sind, selbst nach 60 Stunden Wachstum. Als positiver Kontrollansatz wurde das Autophagie-stimulierende Medikament Rapamycin verwendet, wie bei dem unbehandelten G-F-P-S-K-L-Stamm beobachtet. Mit GFP markierte Vakuolen wurden nach 40 Stunden Wachstum sichtbar, wobei das Hy-Fi nach 60 Stunden vollständig mit großen, GFP-haltigen Vakuolen gefüllt war.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die Autophagie in Mentis-Pilzen analysiert.

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Forschung

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Biology

Biologie

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