Name: Schritt für Schritt: Mikrochirurgische Trainingsmethode die Kombination von zwei nicht lebenden Tiermodellen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 25 s
Description: Lernen Sie eine mikrochirurgische Trainingsmethode mit nicht lebenden Hühnermodellen für die Entwicklung präziser Operationsfähigkeiten. Diese kostengünstige Technik bereitet Anfänger auf komplexe Eingriffe vor.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Die Autoren haben keine Danksagungen.

1. Vorbereitung: <ol><li> Besorgen Sie sich eine Tischstereomikroskop, mit einer variablen 3,5 x bis 45x Zoom, 200 mm Arbeitsabstand, 55 bis 75 mm variable Interpupillenabstand und ein Zubehör LED-Ringlicht. Alle ähnlichen Mikroskop ist ausreichend, es kann bis auf einen kleinen Tisch gesetzt werden und ist nicht sehr teuer. </li><li> Sammeln und bereiten eine Reihe von mikrochirurgischen Instrumenten mit zwei mikro Pickups, einen Seziertisch Schere und eine Nadel-Treiber; dies ist die erforderliche Mindest, muss berücksichtigt werden, dass diese Praxis Instrumente und High-End-Qualität Instrumente werden nicht benötigt. </li><li> Verwenden Sie 9/0 Monofilament Mikronaht für alle Praktiken. Kaufen Sie im Supermarkt im Handel erhältlich Hähnchenschenkel oder Flügel und Lebensmittelfarbstoff. </li><li> A 20 G Angio-Katheter für die Durchgängigkeit Tests an den Hühnerbeinschlagadern eingesetzt. Für die Brachial Arterien ein dünner Katheter 27 G erforderlich ist. Diese können über das Internet in einem örtlichen Apotheke erworben werden odermit den Instrumenten gesetzt. Kaufen Sie einen handelsüblichen Spritze, um die Lebensmittelfarbstoff zu injizieren. </li></ol> 2. makroskopische Präparation Techniken: <ol><li> Die Annäherung an den Femoralgefäße ist unkompliziert. Für Hähnchenschenkel, führen Sie eine stumpf Technik nur zum Femurschaft medial, trennen Sie die Oberschenkelmuskel vom Knochen und setzen die Oberschenkelarterie, Vene und Nerv. Der Nerv kann weiter in zwei getrennten Faszikel für verschiedene Arten von Nervenreparatur Praktiken seziert werden. </li><li> Um den chicken A. brachialis in den Hühnerflügel in Längsrichtung mit einer Schere bis zur Spitze des Flügels zuzugreifen, einzuschneiden die Haut, von der Schulter. Beachten Sie die Arterie, die zwischen dem Bizeps und Trizeps. </li></ol> 3. Empfohlene Trainingsprogramm: <ol><li> Training mit der Oberschenkelarterie. HINWEIS: Der erste Schritt in dem Trainingsprogramm ist, mit dem Huhn Femoralarterie praktizieren. </li></ol><ol><li> Legen Sie das Stück unter dem Mikroskop und starten Sie die mikrochirurgische Dissektion. Befreien Sie die Oberschenkelarterie aus dem darunter liegenden Gewebe; und teilen sie horizontal. Führen Sie eine adventicectomy. Mithilfe der Mikro-Pickups und Mikro-Schere, jede adventicia die über den arteriellen Lumen trimmen. Spülen Sie das innere Lumen mit normalem Leitungswasser. Notieren Sie sich die Startzeit </li><li> Führen Sie ein Ende Anastomose beenden. <ol><li> Beginnen an der Rückwand der Arterie auf der Seite gegenüber dem Betreiber. Setzen Sie den ersten Stich; beginnen auf der linken Seite, wenn horizontal arbeiten, auf der unteren Seite, wenn vertikal arbeitet. Passieren die Nadel von der Außenseite der Arterie gegen das Lumen und aus dem Lumen zur Außenseite der Arterie. </li><li> Binden Sie die Masche, führen Sie zunächst einen doppelten Knoten, und klicken Sie dann zwei Einzel wirft wechselnden Richtungen. Füllen Sie die gesamte Rückwand mit der oben beschriebenen Technik. </li><li> Beginnend auf der rechten Seite, wenn Sie horizontal arbeiten oder die obere Seite, wenn Sie wo sindrking vertikal halten, setzen einen einzelnen Stich von außen in das Lumen und aus dem Lumen nach außen. Den Bund fürs Leben, wie oben beschrieben. Schließen Sie die vordere Wand Wiederholung der in 3.1.2.2 beschriebenen Vorgehensweise. </li><li> Notieren Sie sich die letzte Zeit dies ermöglicht es Ihnen, einen Rekord zu halten, so dass Sie Ihre Progression zu steuern. HINWEIS: Die Autoren bevorzugen eine einfache Fahrt up-Technik; aber jede Art von mikrochirurgischen Naht kann geprobt werden. Es ist empfehlenswert, dass der Auszubildende vervollständigt rund 25 mikrochirurgischen Anastomosen auf diese Weise, bevor er anderen klinischen Szenarien versuchen. Diese umfassen Venentransplantation für die arterielle Lücken Ende an Nerven Reparatur zu beenden und die Verwendung von Venenleitungen für die Behandlung von Nervenlücken. Eine wichtige Technik in mikrovaskulären Chirurgie, die mit dieser Trainingsmethode erlernt werden kann, ist die kontinuierliche oder fortlaufende Naht, um diese Technik der Auszubildende läuft wie 3.1.2.1 durchzuführen, aber der Stich nicht geschnitten wird, weiterhin Stiche wie in 3.1.2.1 ohne führen Schneiden Sie until Sie die ganze Naht abzuschließen und binden Sie es auf die ursprüngliche Masche am Ende. </li></ol></li></ol><ol start="2"><li> Training mit der Arteria brachialis <ol><li> Legen Sie das Stück unter dem Mikroskop. Vervollständigen die wie oben für die Femoralarterie beschriebenen Vorgehensweise. HINWEIS: Der einzige Unterschied ist die Größe. Oberarmarterie ist viel kleiner als die Femoralarterie und die Anastomose ist wesentlich schwieriger. </li></ol></li><li> Durchgängigkeit Tests <ol><li> Überqueren Sie eine glatte 20 oder 27 G Angio-Katheter durch die Anastomose, um Hindernisse durch Stiche Nähen beide Gefäßwände zusammen verursacht überprüfen. </li><li> Tragen Sie eine Spritze mit kommerziellen Lebensmittelfarbstoff, um zum Ende des Angio-Katheter und perfundieren Farbstoff in die Arterie, für jet Dichtheitsprüfung </li><li> Öffnen Sie die Arterie in Längsrichtung, um die Maschen, die Parallelität und die Höhe der Wand genommen zu visualisieren. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Lee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Historical+events+on+development+of+experimental+microsurgical+organ+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Yonsei+Med+J%22%5BJournal%5D)">Historical events on development of experimental microsurgical organ transplantation.</a> Yonsei Med J. 45 (6), 1115-1120 (2004).</li>
<li>Shurey, S., Akelina, Y., Legagneux, J., Malzone, G., Jiga, L., Ghanem, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+model+in+microsurgery+education%3A+classical+exercises+and+new+horizons%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">The rat model in microsurgery education: classical exercises and new horizons.</a> Arch Plast Surg. 41 (3), 201-208 (2014).</li>
<li>Olabe, J., Olabe, J., Sancho, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+cadaveric+infusi%C3%B3n+model+for+neurosurgical+training%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Neurol%22%5BJournal%5D)">Human cadaveric infusión model for neurosurgical training.</a> Surg Neurol. 72, 700-702 (2009).</li>
<li>Peled, I. J., Kaplan, H. Y., Wexler, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsilicone+anastomoses%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsilicone anastomoses.</a> Ann Plast Surg. 10 (4), 331-332 (1983).</li>
<li>Gluer, N. M., Rao, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Canniesburn+%E2%80%9Cever-ready%E2%80%9D+model+to+practise+microsurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Canniesburn “ever-ready” model to practise microsurgery.</a> Br J Plast Surg. 43 (3), 381-382 (1990).</li>
<li>Hino, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Training+in+microvascular+surgery+using+a+Chicken+wing+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Training in microvascular surgery using a Chicken wing artery.</a> Neurosurgery. 52 (6), 1495-1498 (2003).</li>
<li>Marsh, D. J., Norton, S. E., Mok, J., Patel, H. D., Chen, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+the+Chicken+thigh+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training the Chicken thigh model.</a> Ann Plast Surg. 59 (3), 355-356 (2007).</li>
<li>Jeong, H. S., Moon, M. S., Kim, H. S., Lee, H. K., Yi, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+with+fresh+chicken+legs+and+their+histological+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training with fresh chicken legs and their histological characteristics.</a> Ann Plast Surg. 70 (1), 57-61 (2013).</li>
<li>Couceiro, J., Ozyurekoglu, T., Sanders, S., Tien, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+regimen+with+nonliving+chicken+models%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training regimen with nonliving chicken models.</a> Microsurgery. 33 (3), 251-252 (2013).</li>
<li>Phoon, A. F., Gumley, G. J., Rtshiladze, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+using+a+pulsatile+membrane+pump+and+chicken+thigh%3A+A+new%2C+realistic%2C+practical%2C+nonliving+educational+model%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training using a pulsatile membrane pump and chicken thigh: A new, realistic, practical, nonliving educational model.</a> Plast Reconstr Surg. 126 (5), 278e-279e (2010).</li>
<li>Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+on+suture+versus+cuff+anastomosis+in+mouse+cervical+cardiac+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant.</a> Exp Clin Transplant. 8 (3), 245-249 (2010).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die klinische Praxis der Mikrochirurgie erfordert eine kontinuierliche Praxis und ein hohes Maß an Fachwissen; Zu den Anwendungen gehören freie Lappen, Replantations- und Revaskularisationsverfahren, intrakranielle – extrakranielle Anastomosen für neurochirurgische Eingriffe, periphere Nervenchirurgie und andere. Trotz der Vielzahl von Eingriffen, die mikrochirurgische Techniken erfordern, werden einige von ihnen in vielen Zentren nur selten durchgeführt. Die Chirurgen müssen daher manchmal ihr Können aufrechterhalten, ...

Es wurde eine breite Palette von Trainingsmodellen für das Erlernen und Aufrechterhalten sowohl grundlegender als auch fortgeschrittener mikrochirurgischer Fähigkeiten beschrieben. Dazu gehören lebende Tiere1,2, menschliche Leichenexemplare3, inerte Modelle4,5 und nicht lebende Tiermodelle6-9. Die lebenden Tiermodelle, insbesondere diejenigen, die Ratten verwenden, wurden ausgiebig in der Lehre der Mikrochirurgie verwendet 1,2; Und sie gelten als der aktuelle Goldstandard der Ausbildung. Trotz ihres bemerkenswerten lehrreichen Werts, wenn eine intensive oder längere Ausbildung erforderlich ist; Ökonomische und ethische Bedenken können ihre praktische Anwendung behindern. 
Leichenmodelle3 bieten die Möglichkeit, in einer Umgebung zu üben, die der tatsächlichen klinischen Situation ähnelt; sie sind leider auf Anatomielabore und ähnliche Einrichtungen beschränkt, ein Mikroskop muss auch im Labor verfügbar sein; diese Modelle sind daher nicht weit verbreitet. Inerte Modelle wie Gummischläuche oder Handschuhe4,5 sind billig und leicht zugänglich, die erforderliche Ausrüstung für ihre Anwendung ist minimal. Die Ähnlichkeit zu einer klinischen Situation ist jedoch gering; und ihre Anwendung ist in der Regel auf die Einführungsphasen der Ausbildung beschränkt, bevor der Auszubildende mit dem Üben an Ratten beginnt. Unseres Wissens nach war Hino6 das erste, das die Verwendung von nicht lebenden Hühnern für die Entwicklung und Aufrechterhaltung klinischer mikrochirurgischer Fähigkeiten vorschlug. Sein Modell basiert auf der Extraktion und anschließenden Verwendung der Arteria brachialis des Huhns aus kommerziellen Chicken Wings. Dieser Ansatz erfordert keine Genehmigung durch das Prüfungsgremium der Institution, keine Nagetieranästhesie, keine Labortechniker und keine postoperative Versorgung. 
Im Anschluss an Hinos Beschreibung des Hühnerflügel-Arterienmodells wurden zahlreiche andere unlebende Tiermodelle veröffentlicht. Die Verwendung von kommerziellen Hähnchenschenkeln wurde zuerst von Marsh et al.7 vorgeschlagen, die über die Verwendung der Oberschenkelarterie, der Vene und des Nervs zu didaktischen Zwecken berichteten. Dieses spezielle Modell erweitert die Möglichkeiten des Trainings unter Einbeziehung von Strukturen, die sich von den Arterien unterscheiden; Es ermöglicht dem Auszubildenden, eine Vielzahl komplexer Eingriffe wie Venentransplantate, Nerventransplantate oder Faszikulärreparaturen durchzuführen. Jeong et al.8 untersuchten weiter Marshs Hähnchenschenkelmodell und seine Anwendungen für die Lehre von niedergelassenen Ärzten. Die Autoren analysierten histologisch Gewebeproben von Hühnern und stellten fest, dass sie Ähnlichkeiten mit menschlichem Gewebe aufwiesen. Die Zeit für die Durchführung einer Anastomose durch den Auszubildenden wurde durch die Praxis in seiner Studie signifikant reduziert. Sie kamen zu dem Schluss, dass "die femoralen neurovaskulären Bündel des Huhns ein geeignetes und effektives Modell für die Lehre und Praxis der Mikrochirurgie sind". Im Jahr 2013 veröffentlichten meine Kollegen und ich9 ein mikrochirurgisches Trainingsprogramm, das sowohl das Hähnchenschenkel- als auch das Hühnerflügelmodell kombinierte; Dieser Ansatz profitiert von der Vielseitigkeit der Hähnchenschenkel und von der begrenzten Größe der Hühnerflügelarterie, die für die fortgeschrittenen Auszubildenden eine größere Herausforderung darstellen kann als die Oberschenkelgefäße. 
Im aktuellen Manuskript beschreiben wir Schritt für Schritt den Prozess der Einrichtung einer mikrochirurgischen Übungsstation; die benötigten Materialien, wie man die neurovaskulären Strukturen jedes Modells zerlegt und wie man das Trainingsprogramm effektiv anwendet.

<table><tbody><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Amscope</td><td>SM-1BX</td><td>Mikroskop</td></tr><tr><td>LED-Licht</td><td>Amscope</td><td>LED-80S-YA</td><td>Beleuchtungssystem</td></tr><tr><td>Mikrochirurgisches Instrumentenset</td><td>Chen hen mikrochirurgische Instrumente</td><td>HC- X803-1</td><td>Mikrochirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Mikrochirurgische Nähte</td><td>S/T mikrochirurgische</td><td>9/0</td><td>Nahtnähte</td></tr></tbody></table>

schritt für schritt: mikrochirurgische trainingsmethode die kombination von zwei nicht lebenden tiermodellen



Step By Step: Microsurgical training method combining two nonliving animal models

Das Erlernen mikrochirurgischer Techniken und die Aufrechterhaltung mikrochirurgischer Fertigkeiten basieren traditionell auf der Verwendung von lebenden Tieren, hauptsächlich Laborratten. Diese Methode ist zwar äußerst wertvoll, kann aber sowohl für den Chirurgen als auch für die Trägerinstitution wirtschaftlich anspruchsvoll sein. Es erfordert auch spezielle Schulungseinrichtungen, die möglicherweise nicht immer verfügbar oder zugänglich sind. Darüber hinaus können ethische Bedenken die Verwendung lebender Tiere zu Trainingszwecken einschränken. Alternative Trainingsmethoden wie inerte Schläuche und Handschuhe haben bei Chirurgen nicht an Popularität gewonnen, da sie keine ähnliche Erfahrung wie in einer klinischen Situation bieten. Zu den nicht lebenden Tiermodellen gehören die Verwendung von Hähnchenschenkeln und -flügeln; Sie bieten eine Praxiserfahrung, die einer klinischen Situation in erheblichem Maße ähnelt. Diese Art der Ausbildung ist relativ günstig und leicht verfügbar. Das Mikroskop und die benötigten Instrumente können über das Internet erworben werden, die Hähnchenstücke können im Supermarkt vor Ort gekauft werden.
Dieser Ansatz ermöglicht es einem motivierten Auszubildenden, verschiedene Arten von chirurgischen Techniken mehrmals mit vertretbarem Aufwand zu üben und so seine chirurgische Expertise zu entwickeln oder zu erhalten, wenn komplexere Einrichtungen nicht verfügbar sind. Im aktuellen Manuskript beschreiben wir, wie man eine kleine Übungsstation einrichtet, wie man die Präparate präpariert und wie man sowohl mit den Hähnchenschenkeln als auch mit den Hähnchenflügeln schrittweise übt. Dieser Ansatz nutzt die Vielseitigkeit des Hähnchenschenkelmodells und die geringe Größe der Hähnchenflügelarterie brachial.

Die Autoren haben ihre Zeiten der vorliegenden Trainingsmethode chronometered und es gesehen, um die Anastomose Zeiten für eine Femoralarterie am Ende der dritten Woche signifikant reduzieren. Der Auszubildende kann die Verbesserungen an seiner Technik, indem Sie seine Zeit, seine Durchgängigkeit Prozentsätze und die Ausrichtung seiner Maschen zu steuern. Die in diesem Manuskript beschriebene System ist in Figur 1 dargestellt er einen Tischmikroskop und einen Satz von mikrochirurgischen Instrumente. Die makroskopischen ...

Hier beschreiben wir, wie man eine kleine mikrochirurgische Übungsstation und eine einfache und kostengünstige Methode für das Training der Mikrochirurgie mit nicht lebenden Tiermodellen einrichtet.

Schritt für Schritt: Mikrochirurgische Trainingsmethode die Kombination von zwei nicht lebenden Tiermodellen

The learning of microsurgical techniques and the maintenance of microsurgical skills have been traditionally based on the use of living animals, mainly ...

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments besteht darin, eine mikrochirurgische Trainingsmethode zu entwickeln, die zwei nicht lebende tierische mikrochirurgische Modelle kombiniert. Für einen Teilnehmer ohne vorherige mikrochirurgische Erfahrung wird zunächst eine mikroskopische Präparation eines im Handel erhältlichen Hühnerschenkels empfohlen, um die Arteria femoralis, Vena femoralis und den Nervus femoralis freizulegen. Anschließend wird das Gewebe unter das Mikroskop gelegt, um die gewünschte mikrochirurgische Technik durchzuführen.Zum Beispiel eine End-zu-End-Naht der femoralen Arterie eines Huhns. Wenn der Auszubildende sich im Umgang mit dem Gewebe des Oberschenkels sicher fühlt, kann das Verfahren anschließend an der kleineren Arteria brachialis geübt werden, wie sie in handelsüblichen Hühnerflügeln vorkommt. Letztendlich kann die Beherrschung dieser mikrochirurgischen Techniken an den femoralen und brachialen Arterien des Huhns den Neurochirurgen darauf vorbereiten, an kleineren lebenden Tiermodellen sowie in klinischen Szenarien zu arbeiten.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber einer anderen bestehenden Methode, wie beispielsweise der Mikrochirurgie-Ausbildung

step-step-microsurgical-training-method-combining-two-nonliving

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Wir beschreiben ein Verfahren, bei dem ein Abschnitt der Bauchaorta von einer Maus transplantiert orthotopisch wird knapp unterhalb der Nierenarterien in einer allogenen oder syngenen Empfänger. Diese Technik kann in Untersuchungen, bei denen die Transplantation von grossen Arterien von einheitlicher Größe als vorteilhaft erachtet wird nützlich.

Orthotopen Aortic Transplantation in Mäuse für das Studium der Vascular Disease

Dieses Video zeigt das chirurgische Verfahren zur bildgesteuerten Tumorresektion und Implantation eines Biogerüsts, das mit gentechnisch veränderten mesenchymalen Stammzellen oder MSCs besiedelt ist, die Tumornekrosefaktor-verwandte Apoptose-induzierende Liganden oder TRAIL exprimieren. Diese therapeutischen MSCs haben das Potenzial bei der Behandlung von Hirntumoren.

Fluoreszenzgesteuerte Tumorresektion und MSC-gesäte Gerüstimplantation im Mausmodell: Ein chirurgisches Verfahren zur Verabreichung therapeutischer mesenchymaler Stammzellen in die Resektionshöhle von Hirntumoren im Mausmodell

Tiermodelle werden häufig verwendet, um schwere Knochenschäden in der biomedizinischen Forschung nachzuahmen. Aufgrund ihrer geringen Größe übersteigt die Etablierung stabilisierter Knochenläsionen bei Mäusen die Möglichkeiten der meisten Forschungsgruppen. Darin beschreiben wir eine einfache Methode zur Feststellung und Analyse experimenteller Femurdefekte bei Mäusen.

Eine einfache Kritische große Femoral Defect Modell an der Maus

Um die kombinierte Allotransplantation von soliden Organen und vaskularisierten Kompositen zu untersuchen, beschreiben wir ein neuartiges heterotopes En-bloc-Modell für Brustwand-, Thymus- und Herztransplantationen bei Mäusen unter Verwendung einer zervikalen Non-Sewure-Manschettentechnik.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Wir entwarfen ein Verfahren, in dem eine Formaldehyd-feste menschliche Kadaver ist, Neurochirurgen in der Ausbildung für die Implantation der Mikroelektrode Arrays in der Großhirnrinde des menschlichen Gehirns zu unterstützen.

Chirurgische Ausbildung für die Implantation der neokortikalen Mikroelektrode Arrays mit einem Formaldehyd-feste menschliche Kadaver-Modell

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Verwendung von dem Schwein überlegene epigastrischen Arterie Perforatorlappen als ein Lernmodul für Kopf und Nacken mikrovaskuläre Wiederaufbau.

Schweine als ein Trainingsmodul für Kopf und Nacken mikrovaskuläre Wiederaufbau

Der Zweck dieses Papiers ist es, zu veranschaulichen, wie ein reproduzierbares Labor für Kehlkopfchirurgie auf erschwinglichen und ähnlich ähnlichen tierischen Kehlkopfmodellen zu organisieren, um anatomische und chirurgische Kenntnisse und Fähigkeiten zu verbessern.

Lernen moderne LaryngealChirurgie in einem Dissektionslabor

Wir stellen einen neuartigen Ansatz für die Zwei-Photonen-Mikroskopie der Tumorabgabe von fluoreszenzmarkierten Eisenoxid-Nanopartikeln an das Glioblastom in einem Mausmodell vor.

Zwei-Photonen-Intravitalmikroskopie des Glioblastoms im Mausmodell

Dieses Protokoll enthält eine ausführliche Beschreibung eines Schritt-für-Schritt-Ansatzes für ein chronisches Schädelfenster- und mikrovaskuläres Embolismus-Mausmodell, das für die in vivo Zweiphotonenmikroskopie mit fluoreszierenden Polystyrol-Mikrosphären optimiert ist.

Mikrovaskuläres Embolismus-Mausmodell für die In-vivo-Zweiphotonenmikroskopie mit fluoreszierenden Polystyrol-Mikrosphären

Wir präsentieren ein reproduzierbares Mausmodell der heterotopischen Becken-zu-Hals-vaskularisierten Komposit-Allotransplantation. Dieses supermikrochirurgische Protokoll, das 0,3–0,5 mm Gefäßanastomosen umfasst, integriert Nylon-Filamentführung und venöse Manschetten. Es bietet eine verlässliche Plattform für translationale Studien zu Toleranz, Ischämie-Reperfusionsverletzungen und immunologischen Mechanismen bei der vaskularisierten Kompositenallotransplantation.

Heterotopische Hintergliedmaßen-zu-Hals-Transplantation bei der Maus: Ein supermikrochirurgisches Modell der vaskularisierten zusammengesetzten Allotransplantation

Lernen Sie eine mikrochirurgische Trainingsmethode mit nicht lebenden Hühnermodellen für die Entwicklung präziser Operationsfähigkeiten. Diese kostengünstige Technik bereitet Anfänger auf komplexe Eingriffe vor.

Schritt für Schritt: Mikrochirurgische Trainingsmethode die Kombination von zwei nicht lebenden Tiermodellen

Weitere Videos entdecken