Name: Ein Großer Lateral Craniotomy Verfahren für Mesoskalige Breitfeld Optical Imaging von Hirnaktivität (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 5 s
Description: Lernen Sie ein großes laterales Kraniotomieverfahren zur breitfeldigen optischen Bildgebung der Hirnaktivität bei Mäusen. Diese Technik ermöglicht Echtzeitbeobachtungen großer kortikaler Areale für neurowissenschaftliche Forschung.

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Diese Arbeit wird von einer Natur- und Ingenieurwissenschaften Research Council of Canada (NSERC) Discovery-Grant-# 40352, Campus Alberta für Innovation Program Chair, Alberta Alzheimer-Forschungsprogramm zu MHM und NSERC CREATE in BIF Promotionsstipendium und Abchasisches Forschungsinstitut postgraduale Gemeinschaft zu MK unterstützt wurde. Wir danken Pu Min Wang für die Entwicklung dieses Protokolls und für die chirurgische Ausbildung und Behroo Mirza Agha und Di Shao für Haltung.

<html> Das folgende Protokoll folgt der University of Lethbridge Animal Care Committee (ACC) Richtlinien und wird in Übereinstimmung mit den Standards des Canadian Council on Animal Care (CCAC) durchgeführt. 1. Vorbereitung <ol><li> Für eine längere Studienzeiten, Autoklaven alle chirurgische Versorgung geöffnet und dafür sorgen, dass die Sterilität während der Operation aufrechterhalten wird. Wenn mehrere Operationen erforderlich sind, Autoklaven zwischen Operationen. </li><li> Stellen Sie sicher, es gibt viele Gehirnpuffer auf der Hand (mindestens 50 ml) ist. Die Lösung wird aus 134 mM Natriumchlorid besteht, 5,4 mM Kalium, 1 mM Magnesiumchlorid-Hexahydrat, 1,8 mM Calciumchlorid-dihydrat und 5 mM HEPES-Natrium, pH-neutral auf 7,4 mit 5 M Chlorwasserstoff. </li><li> Platzieren Sie die Maus in eine Ansaugkammer und anästhesieren mit 3 bis 4% Isofluran. Folgen Sie mit 1,0-2,0% Isofluran für die Wartung während der Operation. weiter reduzieren zu so niedrig wie 0,4 bis 0,8% während des AbbildensS = &quot;xref&quot;&gt; 5 , 13 , 14 , 15 , sofern eine ordnungsgemäße Anästhesie aufrechterhalten wird. Diese niedrigen Anästhesieanforderungen erfordern eine wachsame und häufige Überwachung der Maus (etwa alle 5 min), um sicherzustellen, dass sie für schmerzhafte Reize unflexibel bleibt. HINWEIS: Die Dehydratation kann aufgrund des hohen Oberflächen-zu-Volumen-Verhältnisses der Maus problematisch werden und durch eine verlängerte Verwendung von Isofluran verschärft werden. <ol><li> Verwenden Sie subkutane Injektionen von Kochsalzlösung, 0,1 ml pro 10 g Körpergewicht, alle 1 - 2 h. Wenn adäquat hydratisiert wird, wird die Maus einmal alle 1 - 2 h urinieren. </li></ol></li><li> Die Maus sorgfältig überwachen, um eine konsistente Anästhesie während der Operation und Imaging zu gewährleisten. Lassen Sie die Maus nicht unbeaufsichtigt und achten Sie darauf, dass sie niemals das Bewusstsein wiedererlangt. </li><li> Übertragen Sie die anästhesierte Maus auf die Kopfhalterung und legen Sie sie auf einen thermo-regulierenden Heizkissen auf 37 ° C. Sichern Sie den oberen Teeth in einem Zahnhalter. </li><li> Drehen , um die Kopf der Maus nach links in etwa 30 ° die rechte seitliche Seite des Kopfes zu , und die Maus des Kopf mit dem stumpfen Ende der Ohrstäbe (1A) zu sichern. </li><li> Bewerben Augensalbe Hornhaut Austrocknen zu verhindern. </li><li> Zu reduzieren, Hirnödem, intramuskulär Dexamethason (4 mg / kg) injizieren. </li><li> Wischen, die Haut über das Operationsgebiet mit Baumwolle in 4% Chlorhexidin getaucht Tupfer (3-mal) und 70% Ethanol (3 mal). Verwenden Sie nur einmal pro Wattestäbchen. </li><li> Don chirurgische Handschuhe und deckt das Tier mit klebender Kunststofffolie. Für örtliche Betäubung durch Einspritzen von Lidocain (8 - 10 mg / kg; 2% Epinephrin) subkutan über die Kraniotomiestelle. Warte 3 bis 5 min für das Medikament in das Gewebe absorbiert werden. </li></ol> 2. Entfernen der Haut und einfahren Muskel aus dem Schädel <ol><li> Führen Sie fast alle diese Verfahren während der Schädel unter einem BetrachtungsBinokular (zB 0,7 - 4,5 - fachen Leistung, abhängig von der Situation). </li><li> Heben Sie die Haut 1 mm von der Mittellinie nach links (direkt hinter dem Ohr) mit einer Pinzette und macht einen kleinen horizontalen Schnitt mit chirurgischen Scheren. </li><li> Machen Sie einen 5 - 6 mm Seitenschnitt auf dem rechten Ohr, und dann in Richtung des rostralen Ende des Kopfes geschnitten. </li><li> Bei dem Anfangspunkt Inzision, die Scheren einzusetzen und zu 10 mm rostral schneiden. </li><li> Schneiden Sie die Haut um das rechte Ohr und in der Nähe des rechten Auges auf die rechte Seite des Schädels und der Schläfenmuskel zu belichten. Sicherstellen, dass der breiteste Teil der belichteten Fläche mindestens 7 mm beträgt. Schneiden Sie die Haut weiter, wenn der OP-Bereich erweitert werden muss. </li><li> Befestigen Sie die Haut um den Schnitt durch ein paar Tropfen Butylcyanoacrylat Klebstoff zwischen dem Schädel und der Haut. Sicherstellen, dass das Gewebe wurde mit Baumwollspitze Applikatoren oder gerollte Gewebe zu erhöhen, um die Wirksamkeit des Klebstoffes zuvor getrocknet. </li><li> Mit einem Wattestäbchen, reiben Sie die Oberflächedes Schädels in einer kreisförmigen Bewegung des Periosts aus dem Schädel zu entfernen. Stellen Sie sicher, dass keiner bleibt durch den Schädel vollständig trocknet. </li><li> Mit Feder Schere und Pinzette, trennt den Schläfenmuskel aus dem Schädel; geschnitten und einfahren , bis der Muskel seitlich Schuppenbein (1C) erreicht. Größte Vorsicht walten lassen nicht die oberflächliche zeitliche Vene zu beschädigen, die in der Nähe des Auges entlang der Ebene des Squamosum Knochen läuft, sonst Blutungen auftreten können. </li><li> Kontrolle Blutungen mit Gel-Schaum in Gehirn Puffer vorgetränkt. Für ernsthaften hemorrhaging einen Wärme Ausbrenner verwenden. Drop Butylcyanoacrylat Leim auf die Blutungsstellen nach der Behandlung mit dem Wärme Ausbrenner. Sicherstellen, dass der Bereich getrocknet wird zuvor durch Baumwollspitze Applikatoren oder gerollte Gewebe mit der Wirksamkeit des Klebers zu erhöhen. </li></ol> 3. Craniotomy HINWEIS: Der Chirurg muss während der Entfernung des Schädels fleißig bleiben unddura, um unnötige Komplikationen zu vermeiden. Schritte zur Fehlerbehebung sind enthalten sollten Komplikationen auftreten. <ol><li> Mark der Ort des Bregma entweder mit einem feinen Spitze Marker oder geschnitten , um eine kleine dreieckiges Stück Band und zeigt eine Ecke am Bregma (2A) , um die darunterliegenden Hirnregionen zu orientieren. </li><li> Vor der Kopfplatte Befestigung gewährleistet der Schädel vollständig trocken ist. Der Schädel wird schnell Luft trocknen nach dem Auftragen des Gels Schaum in brain Puffer getränkt, wenn mehr Trocknen benötigt wird, Baumwollspitze Tupfer verwenden. Dieser Schritt ist entscheidend für die Kopfplatte Fixation (1B). HINWEIS: Wenn es Periost links auf dem Schädel, oder wenn der Schädel vor dem Verkleben auf der Kopfplatte nicht trocken ist, wird es wahrscheinlich abnehmen. Wenn dies der Fall ist, entfernen Sie die Kopfplatte und von vorn beginnen. Blutungen während dieses Prozesses auftreten können; erlaubt ein paar Minuten, es gerinnen zu lassen, und dann sanft entfernen. Dieser Prozess wird empfohlen, nicht mehr als zweimal wiederholt werden. </li> &lt;li&gt; Ethylcyanoacrylat Kleber um den unteren Rand der Kopfplatte 16, Übernehmen und die Kopfplatte über den Kraniotomie Bereich (1D &amp; 2A) kleben. </li><li> Füllen Sie den Öffnungsraum zwischen dem Schädel und Kopfplatte mit Zahnzement ausgesetzt nur der Kraniotomie Bereich zu verlassen. Warten , bis der Zahnzement zu trocknen und zu härten, typischerweise von 5 bis 10 min (2B). <ol><li> Sobald der Zement gesetzt ist, kurz die gut mit Gehirn-Puffer füllen und ermöglichen 3 einweichen - 5 min. Verwenden eines aufgerollten Gewebe Gehirn Puffer zu entfernen , bevor das Bohren (2C). </li></ol></li><li> Skizzieren Sie den OP-Bereich durch leicht auf die Oberfläche des Schädels mit einem Zahnbohrer Scoring. Verwenden eines pneumatischen Bohrers (auf maximal 20 psi), mit einem FG ¼ Grates und mit einer variablen Geschwindigkeit Fußpedal gesteuert. </li><li> Sanft die Bohrer verfolgen entlang des ursprünglichen Scoring es zu vertiefen, eHat der Bohrer nsuring nicht durch den Schädel in das Gehirn (2D) durchdringen. Wechseln sich alle paar Minuten zwischen Bohr- und Abtupfen der Schädeloberfläche mit angefeuchteten gewalzten Geweben. Dies wird Erhitzen und Trocknen des Schädels von mechanischer Reibung und längerer Exposition reduzieren. HINWEIS: Der Schädel wird schnell Luft trocknen nach dem Auftragen des nassen Gels Schaum. Wenn mehr Trocknung erforderlich ist, verwenden Wattestäbchen Abstriche. Achtung: Der Schädel ist ungleichmäßig dick. Zum Beispiel ist der parietale zeitliche Grat der dickste Bereich, während Schädel Regionen in der Nähe der Mittellinie und Squamosum Sehenswürdigkeiten relativ dünn sind. </li><li> Während des Bohrens periodisch überprüfen, um mit einer Pinzette durch leichten Druck auf sich den Schädels Knick oder den nicht bewegenden Bohrer. Wenn der Knochen sich zu wölben beginnt, zu stoppen Bohren und das gesamte Fenster in brain Puffer eintauchen. HINWEIS: Wenn Blut aus einer Gegend rast, kann es lassen vermuten, dass die Dura beschädigt wurde. Wenn dies der Fall ist, setzen Sie ein semi-Nass-Gel-Schaum über den Bereich und versuchen, das Blut aufzusaugen, während sanft Druck auf das Gel-Schaum mit einem Wattestäbchen Tupfer Anwendung. </li><li> Warten für mindestens 5 min vor dem Schädel Entfernen die Knochen zu erweichen und die Möglichkeit der Dura zu reduzieren, um die Knochen haftet, so dass der Schädelentfernungsprozess einfacher. </li><li> Führen Sie den Schädelentfernungsprozess, während der Schädel im Gehirn Puffer eingetaucht ist. HINWEIS: Wenn ein Teil des Schädels hartnäckig haften bleibt, kann ein # 11 Skalpell verwendet wird sanft den Schädel punkten. Größte Vorsicht walten lassen die Klinge durch den Schädel nicht durchstoßen und in das Gehirn. </li><li> Ausgehend von der vorderen Kante, hebel sanft den losen Schädel von der Dura mit einer Pinzette. HINWEIS: Wenn eine geringe Menge der Blutung während des Schädels Entfernungsprozesses auftritt, entfernen Sie den Puffer mit einer Transferpipette oder einer Spritze und dann mit neuen Puffer ersetzen. </li><li> Sobald die Knochen lose sind und „schwimmend“ auf der Dura, fest greift mit einer Pinzette die Knochen und heben Sie die Knochen ausdie Dura. Sicherstellen, dass die Knochen nicht in das Gehirn eindringt. </li><li> Um zu steuern, Blutungen, rollen die Ecke eines Gewebes in einem Punkt und entfernen die meisten der Puffer aus der kranialen gut. Schnell Gelschaum, vorgetränkt in Puffern, auf die blutende Fläche aufzubringen, während sehr leichten Druck mit einer Baumwolltupfer Spitze hinzugefügt wird. HINWEIS: Die Blutung kommt in der Regel von dem Rand des Knochens oder der Oberfläche der Dura; In beiden Fällen sind normal und Blutungen schnell stoppen, wenn keine größeren Blutgefäße beschädigt werden. Wenn die Blutung fortsetzt, kann Blut in das gesamte Fenster füllen, ein Gerinnsel Blatt über den Abbildungsbereich zu bilden. <ol><li> Um das Gerinnsel Blatt zu entfernen, Pick up sorgfältig Stücke geronnenes Blut aus dem Bereich Bildgebung, während die intakte Blut gerinnen lassen um die Quelle des geplatzten Blutgefäßes. Achten Sie darauf, nicht das Blutgerinnsel aus der Entlüftungs Quelle zu entfernen, da dies noch mehr Blutverlust verursachen kann. Bewässern die Oberfläche des Hirns mit Hirnpuffer kein Blut abzuwaschen. </li><li> Achten Sie darauf, zu vermeiden, die zu berührenempfindliche Gehirngewebe oder das Hinzufügen von Fremdmaterial an das Gehirn; wiederholen , bis die Blutung zum Stillstand gekommen ist, für etwa 2 bis 5 min (Figur 2E). HINWEIS: An diesem Punkt die Kraniotomie bereit sind, die Schädel Fenster zur Herstellung von (siehe Schritt 5). Falls erforderlich, Entfernen des Dura vor dem kraniale Fenster Implantieren (siehe Schritt 4). </li></ol></li></ol> 4. Dura Removal HINWEIS: Dura Entfernung erfordert äußerste Sorgfalt und kann mehr als 15 Minuten dauern. <ol><li> Zeichnen Sie überschüssige Puffer aus der Kraniotomie entfernt. Während eine feuchte Oberfläche gehalten wird, ein kleines Stück mit einer Pinzette dura greifen und sanft die Dura reißen. </li><li> Verwenden einer Pinzette und Schere Feder sanft reißen und die Dura wegschneiden. </li><li> Drop mehr Gehirn-Puffer auf der Hirnoberfläche die Dura zu schweben und helfen, sie aus dem Gehirn zu trennen. Fortfahren, bis alle Dura aus dem Schädel Fenstern Website entfernt wird. Wann wird korrekt das Gehirn durchgeführt erscheint sehr sauber zu sein mit unterschiedlichen blOOD Gefäße und keine Flecken (vergleiche Abbildung 2E mit 2F). Achtung: Einige Bereiche der Dura sind an kleinen Arteriolen auf der Oberfläche des Gehirns (zB in der Nähe der Mittellinie proximal des parietalen Assoziationsbereich) und Entfernung solcher kann den Arteriolen Bruch. In solchen Fällen kann es besser sein, ein kleines Stück dura über Oberseite des arteriole intakt zu lassen. Die FU kann nicht diesen kleinen Bereich eindringen, aber dies mit schweren Blutungen bevorzugt. </li><li> Befestigen Sie die Hirnoberfläche in Agarose so schnell wie möglich Bewegung von Pulsieren zu minimieren und zu verhindern, dass weitere Quellen (siehe Schritt 5). </li></ol> 5. Vorbereitung Cranial Fenster <ol><li> Spray das Deckglas mit 70% Ethanol und verwenden einen Luftbehälter vorsichtig trocken. Achten Sie darauf, das Glas ohne Flecken oder Staub vorhanden ist absolut sauber. </li><li> Bereiten 1,3% Agarose durch Erhitzen von 200 mg Agarose-Pulver, gelöst in 15 ml Hirn-Puffer. Stellen Sie den microwave hoch und Wärme für 10 bis 15 s in einer Zeit unter Rühren sanft dazwischen, bis alle Agar gelöst sind. Hinweis: Sicherstellen, keine Blasen oder Partikel vorhanden sind, da diese mit einer Abbildungs ​​stören. </li><li> Platzieren ein Thermometer in der heißen Agarose und kühlt die Agarose nach unten bis kurz über Erstarrungstemperatur (~ 40 ° C). ANMERKUNG: Die Ausführung kühles Wasser über die Außenseite des Agarose-Behälters kann der Kühlprozess beschleunigen. Rühren Sie leicht kontinuierlich keine Blasen oder Partikel vorhanden sind, zu gewährleisten. </li><li> Unmittelbar vor der Agar-Anwendung, die das Gehirn Puffer aus dem Schädel gut entfernen. Zeichnen Sie die Agarose mit einer Transferpipette und bringt die Agarose direkt auf das Gehirn. Schnell den Deckel Schlupf über die Oberfläche und befestigen der Abdecküberzug mit Agarose an den Ecken abfällt. </li></ol> 6. Euthanasie HINWEIS: Nach unserer Erfahrung dieses Verfahren erfahrene Chirurgen dauert mindestens 3 bis 4 Praxis Operationen zu erreichen mehr als 90%Erfolgsrate. Weniger erfahrene Chirurgen können noch mehr Praxis erfordern. Während der Kraniotomie oder durotomy kann die Hirnschäden, wie zum Beispiel, wenn der Bohrer Schläge durch den Knochen in das Gehirn aufrecht zu erhalten. Einige kleinere Schäden am Rande des Craniotomie zulässig sein. Wenn jedoch das Gehirn „sauber“ mit leuchtend roten unbeschädigten Blutgefäßen und weißer Rinde sieht nicht, kann das Experiment muß beendet werden. Beispiele für schlechte Präparate schließen diejenigen mit toten Blutgefäßen, oder wenn die Rinde mit zerrissenen oder beschädigten Blutgefäßen gekennzeichnet ist. Wenn eines dieser Anzeichen vorhanden sind, wird das Experiment unwahrscheinlich hohe Qualitätsdaten liefern. Ob die Operation / Experiment erfolgreich war oder nicht, artgerecht mit der Maus auf der Beendigung des Experiments einschläfern. <ol><li> Tief mit mindestens 3,5% Isofluran betäubt. Dann gibt eine intraperitoneale Injektion von Natrium-Pentobarbital bei 300 mg / kg. Im Idealfall, wenn die Nadel in die Leber eingeführt wird, wird der Tod sehr schnell sein (&lt;1 min). </li><li> Wenn Perfusion erforderlich ist, stellen Sie sicher, dass das Tier tief narkotisierten ist, bevor Sie fortfahren (siehe Schritt 1.3). </li><li> Alternativ kann, wenn die Perfusion nicht erforderlich ist, für mindestens 5 Minuten warten und dann überprüfen, ob die Maus tot ist. Bestätigen Sie die Abwesenheit von Atmung, Herzschlag, sowie einen Mangel an Schmerz Rückzug und Corneareflexe. Auch für hellblaue / weiße Färbung von Extremitäten und Verdunkelung der Blutgefäße über die Kortex beobachten. </li></ol>

<ol><li>Sigler, A., Mohajerani, M. H., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+rapid+redistribution+of+sensory-evoked+depolarization+through+existing+cortical+pathways+after+targeted+stroke+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Imaging rapid redistribution of sensory-evoked depolarization through existing cortical pathways after targeted stroke in mice.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (28), 11759-11764 (2009).</li>
<li>Shih, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+microscopy+as+a+tool+to+study+blood+flow+and+neurovascular+coupling+in+the+rodent+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Two-photon microscopy as a tool to study blood flow and neurovascular coupling in the rodent brain.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 32 (7), 1277-1309 (2012).</li>
<li>Grinvald, A., Hildesheim, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((VSDI%3A+a+new+era+in+functional+imaging+of+cortical+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">VSDI: a new era in functional imaging of cortical dynamics.</a> Nat Rev Neurosci. 5 (11), 874-885 (2004).</li>
<li>Blinder, P., Shih, A. Y., Rafie, C., Kleinfeld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topological+basis+for+the+robust+distribution+of+blood+to+rodent+neocortex%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Topological basis for the robust distribution of blood to rodent neocortex.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (28), 12670-12675 (2010).</li>
<li>Mohajerani, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+cortical+activity+alternates+between+motifs+defined+by+regional+axonal+projections%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Spontaneous cortical activity alternates between motifs defined by regional axonal projections.</a> Nat Neurosci. 16 (10), 1426-1435 (2013).</li>
<li>Mohajerani, M. H., McVea, D. A., Fingas, M., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mirrored+bilateral+slow-wave+cortical+activity+within+local+circuits+revealed+by+fast+bihemispheric+voltage-sensitive+dye+imaging+in+anesthetized+and+awake+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Mirrored bilateral slow-wave cortical activity within local circuits revealed by fast bihemispheric voltage-sensitive dye imaging in anesthetized and awake mice.</a> J Neurosci. 30 (10), 3745-3751 (2010).</li>
<li>Lippert, M. T., Takagaki, K., Xu, W., Huang, X., Wu, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+voltage-sensitive+dye+imaging+of+rat+cortical+activity+with+high+signal-to-noise+ratio%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Methods for voltage-sensitive dye imaging of rat cortical activity with high signal-to-noise ratio.</a> J Neurophysiol. 98 (1), 502-512 (2007).</li>
<li>Misgeld, T., Kerschensteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+the+diseased+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of the diseased nervous system.</a> Nat Rev Neurosci. 7 (6), 449-463 (2006).</li>
<li>Kerr, J. N., Denk, W. <a target="_blank" href="https://www.nature.com/nrn/journal/v9/n3/full/nrn2338.html">Imaging in vivo: watching the brain in action.</a> Nat Rev Neurosci. 9 (3), 195-205 (2008).</li>
<li>Aronoff, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-range+connectivity+of+mouse+primary+somatosensory+barrel+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Long-range connectivity of mouse primary somatosensory barrel cortex.</a> Eur J Neurosci. 31 (12), 2221-2233 (2010).</li>
<li>McVea, D. A., Mohajerani, M. H., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Voltage-sensitive+dye+imaging+reveals+dynamic+spatiotemporal+properties+of+cortical+activity+after+spontaneous+muscle+twitches+in+the+newborn+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Voltage-sensitive dye imaging reveals dynamic spatiotemporal properties of cortical activity after spontaneous muscle twitches in the newborn rat.</a> J Neurosci. 32 (32), 10982-10994 (2012).</li>
<li>Sweetnam, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diabetes+impairs+cortical+plasticity+and+functional+recovery+following+ischemic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Diabetes impairs cortical plasticity and functional recovery following ischemic stroke.</a> J Neurosci. 32 (15), 5132-5143 (2012).</li>
<li>Yin, Y. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+field+recordings+effectively+monitor+the+mouse+cortex+and+hippocampus+under+isoflurane+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+Regeneration+Research%22%5BJournal%5D)">In vivo field recordings effectively monitor the mouse cortex and hippocampus under isoflurane anesthesia.</a> Neural Regeneration Research. 11 (12), 1951-1955 (2016).</li>
<li>Sharp, P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+stimulus-evoked+cerebral+hemodynamics+in+the+awake+mouse+and+under+a+novel+anesthetic+regime%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Comparison of stimulus-evoked cerebral hemodynamics in the awake mouse and under a novel anesthetic regime.</a> Scientific Reports. 5, 12621(2015).</li>
<li>Kyweriga, M., Mohajerani, M. H. Optogenetics: Methods and Protocols. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKyweriga%2C+M+%22Methods+in+Molecular+Biology%22">Methods in Molecular Biology</a>. Kianianmomeni, A. 1408, Humana Press Inc. 251-265 (2016).</li>
<li>Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGrutzendler%2C+J+%22Imaging+in+neuroscience+and+development+%3A+a+laboratory+manual%22">Imaging in neuroscience and development : a laboratory manual</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (2005).</li>
<li>Vanni, M. P., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesoscale+transcranial+spontaneous+activity+mapping+in+GCaMP3+transgenic+mice+reveals+extensive+reciprocal+connections+between+areas+of+somatomotor+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Mesoscale transcranial spontaneous activity mapping in GCaMP3 transgenic mice reveals extensive reciprocal connections between areas of somatomotor cortex.</a> J Neurosci. 34 (48), 15931-15946 (2014).</li>
<li>Xie, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resolution+of+High-Frequency+Mesoscale+Intracortical+Maps+Using+the+Genetically+Encoded+Glutamate+Sensor+iGluSnFR%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Resolution of High-Frequency Mesoscale Intracortical Maps Using the Genetically Encoded Glutamate Sensor iGluSnFR.</a> J Neurosci. 36 (4), 1261-1272 (2016).</li>
<li>Chan, A. W., Mohajerani, M. H., LeDue, J. M., Wang, Y. T., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesoscale+infraslow+spontaneous+membrane+potential+fluctuations+recapitulate+high-frequency+activity+cortical+motifs%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Mesoscale infraslow spontaneous membrane potential fluctuations recapitulate high-frequency activity cortical motifs.</a> Nat Commun. 6, 7738(2015).</li>
<li>Lim, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+Large-Scale+Cortical+Mapping+Using+Channelrhodopsin-2+Stimulation+in+Transgenic+Mice+Reveals+Asymmetric+and+Reciprocal+Relationships+between+Cortical+Areas%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">In vivo Large-Scale Cortical Mapping Using Channelrhodopsin-2 Stimulation in Transgenic Mice Reveals Asymmetric and Reciprocal Relationships between Cortical Areas.</a> Front Neural Circuits. 6, (2012).</li>
<li>Ferezou, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+dynamics+of+cortical+sensorimotor+integration+in+behaving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal dynamics of cortical sensorimotor integration in behaving mice.</a> Neuron. 56 (5), 907-923 (2007).</li>
<li>Mohajerani, M. H., Aminoltejari, K., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+mini-strokes+produce+changes+in+interhemispheric+sensory+signal+processing+that+are+indicative+of+disinhibition+within+minutes%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Targeted mini-strokes produce changes in interhemispheric sensory signal processing that are indicative of disinhibition within minutes.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (22), E183-E191 (2011).</li>
<li>Madisen, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenic+mice+for+intersectional+targeting+of+neural+sensors+and+effectors+with+high+specificity+and+performance%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Transgenic mice for intersectional targeting of neural sensors and effectors with high specificity and performance.</a> Neuron. 85 (5), 942-958 (2015).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Dieses innovative Protokoll für ein großes Schädelfenster ermöglicht die gleichzeitige Bildgebung über die zeitlichen und parietalen Bereiche der Hirnrinde. Kombiniert mit der optischen Bildgebung kann es helfen, die neuronale Dynamik innerhalb kortikaler Bereiche während der spontanen und stimulusinduzierten Aktivität aufzudecken. Diese expansive Craniotomie macht auch eine große Ausdehnung des kortikalen Gefäßnetzes aus, einschließlich des proximalen Endes der mittleren zerebralen Arterie (MCA), was eine in vivo</...

Die Kraniotomie ist ein Standardverfahren von Neurowissenschaftlern verwendet, um einen Teil des Gehirns zu zeigen. Seit Anbeginn der Elektrophysiologie hat die Kraniotomie beispiellos Durchbrüche auf dem Gebiet der Neurowissenschaften erlaubt. Dichte Abbildung der Hirnrinde mit Elektroden führte zu Experimenten Überprüfung von Hypothesen und Theorien auf der Grundlage dieser Karten. Wir haben vor kurzem in eine neue Ära , in der die Kraniotomie für in vivo Bildgebung von kortikalem Blutfluß 1, 2, 4, 3 und Gefäß - Nerven - Architektur ermöglichte die Visualisierung der kortikalen Aktivität in Echtzeit in den belichteten Bereichen 5, 6, 7 verwendet wird. Obwohl viele Studien verwenden Kraniotomien mit in vivo optischen Bildgebungstechniken kombiniert , um die Struktur und Funktion von kortikalen Neuronen zu untersuchen, Glia und cortische Vaskulatur 8, 9, werden weitere Untersuchungen von kleinen Bereichen des exponierten cortex begrenzt (siehe aber 10). Der Zweck dieses Protokolls ist es, ein Verfahren zum Erzeugen einer große seitliche Kraniotomie zu schaffen, die Hirnrinde von der Mittellinie auf das Schuppenbein aussetzt und darüber hinaus Bregma und Lambda erstreckt. Diese große Kraniotomie ermöglicht die gleichzeitige Betrachtung der Assoziationskortizes (retrosplenialen, cingulären und parietale), primären und sekundären Motor, somatosensorischen, visuelle und auditorischen Cortex. Dieses Verfahren wurde mit spannungsempfindliche Farbstoff imaging (VSDI) zu untersuchen , die zuvor gekoppelt , wie mehrere kortikalen Bereichen miteinander während der spontanen und Stimulus-induzierten kortikaler Aktivität 5, 11, 12 in Wechselwirkung treten. Die schwierigsten Aspekte dieses Verfahrens umfassen Positionierung des Kopfesdes Tieres, Fixieren der Kopfplatte, und die Vermeidung von Blutung während des Schläfenmuskel von dem parietalen Knochen trennt. Es muss auch während der Bohr- und Schädel-Entfernungsverfahren, wie die Schädel Kurven in einem schrägen Winkel aufgenommen werden.

<table><tbody><tr><td>Heizkissen</td><td>FHC</td><td>40-90-2</td><td></td></tr><tr><td>Feine Schere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14058-09</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td>2 oder mehr Paar werden empfohlen</td></tr><tr><td>Federschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00, 15000-10</td><td>1 Paar sollte für die Entfernung von Dura vorgesehen sein&nbsp;</td></tr><tr><td>Jet Zahnfarbe</td><td>Pulver LANG Dental</td><td>Jet Zahnfarbe Pulver</td><td>zum Mischen mit dem Jet</td></tr><tr><td>Liquid Jet Zahnfarbe</td><td>Flüssigkeit LANG Dental Jet</td><td>Zahnfarbe Flüssig</td><td>zum Mischen mit dem Jet Pulver&nbsp;</td></tr><tr><td>Bohrköpfe - Hartmetallbohrer FG 1/4 389</td><td>Midwest Dental</td><td>385201</td><td></td></tr><tr><td>Agarosepulver</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9793</td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam</td><td>Sinclair Dental Canada</td><td>Pfizer Gelfoam</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>124125</td><td></td></tr><tr><td>Lidocain 2% Epinephrin</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>125299</td><td></td></tr><tr><td>Dexamethazon 5&nbsp; mg/mL</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>125231</td><td></td></tr><tr><td>Butylcyanacrylat-Kleber (VetBond)</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>12612</td><td></td></tr></tbody></table>

ein großer lateral craniotomy verfahren für mesoskalige breitfeld optical imaging von hirnaktivität

A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

Die Kraniotomie ist ein häufig durchgeführtes Verfahren , das Gehirn für in - vivo - Experimente zu belichten. In Maus-Forschung verwenden die meisten Labors eine kleine Kraniotomie, typischerweise 3 mm x 3 mm. Dieses Protokoll stellt ein Verfahren zur Herstellung eines wesentlich größeren 7 mm x 6 mm kranialen Fenster zu schaffen meist eine zerebralen Hemisphäre über die Maus temporale und parietale Kortex aussetzt (zB Bregma 2,5 bis 4,5 mm, lateral 0-6 mm). Um diese Operation auszuführen, muss der Kopf gekippt werden etwa 30 ° und ein großer Teil der Schläfenmuskel muss zurückgezogen werden. Aufgrund der großen Menge an Knochenentfernung wird dieses Verfahren für die akute Experimente mit dem Tier während der Operation und Experiment betäubt nur gedacht. Der Hauptvorteil dieses innovativen großen seitlichen Schädelfenster gleichzeitigen Zugang zu den beiden medialen und lateralen Bereichen der Hirnrinde zu liefern. Dieses große einseitige Schädelfenster kann verwendet werden, um die neuronale Dynamik zwischen Zellen zu untersuchen,sowie zwischen verschiedenen kortikalen Bereichen von Multi-Elektroden - elektrophysiologische Aufzeichnungen, Bildgebung neuronaler Aktivität (zB intrinsische oder extrinsische imaging) und optogenetische Stimulation kombiniert. Zusätzlich bietet diese große Craniotomie macht auch einen großen Bereich der kortikalen Blutgefäße, für die direkte Manipulation der lateralen kortikalen Gefäße ermöglicht.

<html> Um die Wechselwirkungen zwischen kortikalen Bereichen innerhalb einer einzigen Hemisphäre zu untersuchen, benutzten wir eine große Kraniotomie, die sich über den Sagittal Sinus und 5 - 6 mm lateral erstreckt. Dieses kraniale Fenster umfasste primäre (motorische, somatosensorische, visuelle, auditive), sekundäre (motorische, visuelle) und Assoziation (retrosplenial, cingulate, parietal association) Cortices der rechten Gehirnhemisphären (Abbildung 3A )....

Dieses Protokoll stellt eine Methode zur Schaffung einer großen einseitigen Kraniotomie über die zeitlichen und parietalen Regionen der Maus Hirnrinde. Dies ist besonders nützlich für die Echtzeit-Bildgebung über einen expansiven Bereich einer kortikalen Hemisphäre.

Ein Großer Lateral Craniotomy Verfahren für Mesoskalige Breitfeld Optical Imaging von Hirnaktivität

The craniotomy is a commonly performed procedure to expose the brain for in vivo experiments. In mouse research, most labs utilize a small craniotomy, ...

Das übergeordnete Ziel dieser großen lateralen Kraniotomie besteht darin, Echtzeit-Aufnahmen über einen weiten Bereich eines kortikalen Hemisphärenabschnitts durchzuführen. Der Hauptvorteil dieser Methode liegt darin, dass große kortikale Areale zur Beobachtung freigelegt werden können und sie in Kombination mit Technologien wie der Optogenetik eingesetzt werden kann. Diese Technik kann Einblicke in die Charakterisierung der neuronalen Dynamik zwischen Zellen sowie zwischen verschiedenen Gehirnschaltkreisen auf unterschiedlichen zeitlichen und räumlichen Auflösungsstufen ermöglichen.Die visuelle Demonstration dieser Methode ist aufgrund des erhöhten Risikos von Blutungen und kortikalen Schäden entscheidend, da die Dura häufig mit der Gehirnoberfläche und den Blutgefäßen verbunden ist. Diese Methode kann angewendet werden, um die neurobiologischen Mechanismen der Gehirnschaltkreisentwicklung sowie deren Veränderungen im Laufe des Lebens als Reaktion auf neue Erfahrungen oder Pathologien wie die Alzheimer-Krankheit oder Schlaganfall zu untersuchen. Um dieses Verfahren zu beginnen, autoklavieren Sie alle chirurgischen Instrumente und stellen Sie sicher, dass die Sterilität während der

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Forschung

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Neuroscience

Neurowissenschaften

Dieses Video-und Protokoll zu demonstrieren, wie man ein Glas überdachten kranialen Fenster in Nagetieren zu implantieren. Diese Zubereitungen können bei chronischen in vivo Zwei-Photonen-Imaging des Neokortex über Zeitskalen von Monaten verwendet werden. Es kann auch für andere Arten der Bildgebung, darunter optische Eigensicherheit Signal Bildgebung verwendet werden.

Ein Kraniotomie Chirurgie Verfahren für chronische Brain Imaging

Dieses Video zeigt die Aufzeichnung der neuronalen Aktivität des Gehirns durch ein optisches Fenster in transgenen Mäusen. Die Mäuse exprimieren ein fluoreszierendes Protein, das den Nachweis neuronaler Aktivitäten ermöglicht. Ein kleiner Teil des Schädels wird vorsichtig entfernt, um ein optisches Fenster zu installieren, und der Schädel wird dann mit schwarzem Zement bedeckt, um das Licht vor der Bildgebung zu blockieren.

Installation von optischen Fenstern im Gehirn transgener Mäuse zur Abbildung neuronaler Aktivitäten

Es wird ein Verfahren zur Markierung von Neuronen mit Fluoreszenzfarbstoffen in vorbestimmten funktionellen Mikrodomänen des Neokortex beschrieben. Zuerst wird intrinsische Signal Abbildungsoptik verwendet werden, um eine funktionelle Karte zu erhalten. Dann Zweiphotonenmikroskopie wird Etiketts und Bild Neuronen innerhalb eines Mikro-Domäne von der Karte verwendet.

Gezielte Labeling von Neuronen in einem bestimmten Functional Micro-Domäne des Neocortex durch Kombination Intrinsic Signal-und Zwei-Photonen-Imaging

Wir stellen eine Methode zur Schaffung eines ausgedünnten Schädel kortikale Fenster (TSCW) in einem Mausmodell...

Verdünnt-skull Kortikale Fenster-Technik für<em&gt; In Vivo</em&gt; Optical Coherence Tomography Imaging

Dieses Protokoll beschreibt die Schritte und Datenanalysen, die für eine erfolgreiche Durchführung der optogenetischen funktionellen Magnetresonanztomographie (ofMRT) erforderlich sind. ofMRT ist eine neuartige Technik, die die Hochfeld-fMRT-Auslesung mit optogenetischer Stimulation kombiniert und so eine zelltypspezifische Kartierung funktioneller neuronaler Schaltkreise und ihrer Dynamik im gesamten lebenden Gehirn ermöglicht.

Optogenetische Functional MRI

Dieser Artikel zeigt die Vorbereitung eines maßgeschneiderten Bildgebungsfensters, ergänzt mit Infusionskanüle und deren Implantation in die CA1-Region des Hippocampus bei Mäusen.

Kraniotomie-Verfahren zur Visualisierung neuronaler Aktivitäten im Hippocampus von sich benehmenden Mäusen

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Herstellung eines großen (6 x 3 mm2) Schädelfensters mit Lebensmittelverpackung, transparentem Silikon und Deckglas. Dieses Schädelfenster ermöglicht in vivo Weitfeld- und Zwei-Photonen-Kalzium-Bildgebungsexperimente in derselben Maus.

Im lebenden Organismus Weitfeld- und Zwei-Photonen-Kalzium-Bildgebung einer Maus mit einem großen Schädelfenster

In Kombination mit einer Kopfplatte und einem optischen Design, das sowohl mit Einzel- als auch mit Zwei-Photonen-Mikroskopen kompatibel ist, bietet die Mikroprismenlinse einen erheblichen Vorteil bei der Messung neuronaler Reaktionen in einer vertikalen Säule unter verschiedenen Bedingungen, einschließlich gut kontrollierter Experimente in kopffesten Zuständen oder natürlicher Verhaltensaufgaben bei frei beweglichen Tieren.

Langzeitbildgebung identifizierter neuronaler Populationen mit Mikroprismen bei frei beweglichen und kopffixierten Tieren

Hier stellen wir zwei Protokolle für die Aufzeichnung von Mikro-Elektrokortikographie (μEcoG) mit hoher Dichte bei Ratten und Mäusen vor, einschließlich chirurgischer, Implantations- und Aufzeichnungsmethoden. μECoG-Aufzeichnungen werden entweder in Kombination mit laminarer Polytrodenaufzeichnung im auditorischen Kortex der Ratte oder mit optogenetischer Manipulation der neuronalen Aktivität im somatosensorischen Kortex der Maus durchgeführt.

Multiskalige Untersuchungen der kortikalen Prozessierung durch Integration laminarer Polytroden und Optogenetik mit Mikroelektrokortikographie bei Nagetieren

Wir führten eine neuartige Bildgebungstechnik namens Optical Multilayer Interference Tomography (OMLIT) ein, die eine unvoreingenommene Bildgebung aller Zellen in Hirnproben auf Mesoskala ermöglicht und nahtlos in den Bildablauf der bandbasierten seriellen Rasterelektronenmikroskopie an derselben Probe integriert werden kann.

Eine optische Bildgebungsmethode mit Rasterelektronenmikroskopie zur mesoskopischen Allzell-Gehirnkartierung

Dieses Protokoll beschreibt eine zweiphasige chirurgische Methode, um bei Mäusen ein großes, wiederverschließbares, dura-schonendes Schädelfenster zu schaffen. Diese Technik ermöglicht chronische, multimodale elektrophysiologische Aufzeichnungen aus verteilten, tief-gehirnbasierten Netzwerken wie dem Default Mode Network über mehrere Wochen.

Chirurgisches Protokoll für ein großes, wiederverschließbares Schädelfenster, das longitudinale, multimodale elektrophysiologische Aufzeichnungen des Maus-Default-Mode-Netzwerks ermöglicht

Lernen Sie ein großes laterales Kraniotomieverfahren zur breitfeldigen optischen Bildgebung der Hirnaktivität bei Mäusen. Diese Technik ermöglicht Echtzeitbeobachtungen großer kortikaler Areale für neurowissenschaftliche Forschung.

Ein Großer Lateral Craniotomy Verfahren für Mesoskalige Breitfeld Optical Imaging von Hirnaktivität

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