Name: Verwenden der Funktion zur Elektroretinogramm im Nager Retina und die schützende Wirkung des Fern Limb ischämischen Präkonditionierung bewerten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-06-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 34 s
Description: Erfahren Sie die Elektroretinogramm-Methode zur Bewertung der retinalen Funktion bei Ratten und die neuroprotektive Wirkung der Fern-Ischämie-Präkonditionierung nach Lichtstress.

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Die Autoren sind dankbar für die Unterstützung von Frau Sharon Spana in Nagetier-Überwachung, Handhabung und Experimentieren. PhD finanzielle Unterstützung wurde von University of Sydney und Australian Research Centre for Excellence in Sicht zur Verfügung gestellt.

Dieses Protokoll folgt den Richtlinien der Tierpflege University of Sydney. 1. Herstellung Elektroden <ol><li> Konstruieren Sie die positive Elektrode (die eine, die die Hornhaut treten wird) von einem kurzen (5 cm) Länge der Platindraht 1-2 mm im Durchmesser. FaShion sie in einer Schleife wenige mm im Durchmesser. Verbinden Sie diese Schleife zu einer herkömmlichen Blei, lange genug, um die Eingangsstufe des Verstärkers zu erreichen (siehe Abbildung 4). </li><li> Konstruieren Sie die negative Elektrode mit einer Ag / AgCl-Pellet 1-2 mm Durchmesser, auch mit einem Kongress Leitung verbunden (die in das Maul des Tieres gehen wird) (siehe Abbildung 4). </li><li> Als eine Referenzelektrode (die in das Tier Rumpf gehen), mit einem sauberen Injektionsnadel (23 G), auch mit einer Leitung von geeigneter Länge verbunden (siehe Abbildung 4). </li><li> Idealerweise verwenden Drei-Blei-Kabel vom Gerätehersteller zur Verfügung gestellt, um die drei Elektroden anschließen (positive U94; Hornhaut, negativ → Mund, Referenz → Hinterteil) an den Verstärker. </li></ol> 2. Anschluss und Kalibrierung der Lichtreiz und ERG Set-up <ol><li> Erstellen (oder suchen) einen kleinen Aufnahme Labor, das dunkel gemacht werden können. Rüsten Sie sich mit einer oder beiden der Over-the-Bank hellrot gemacht oder einem roten Kopf-Lampe. </li><li> Verwenden Sie ein Luxmeter zu bestätigen, dass rotes Licht Beleuchtungsstärke erreicht Auge der Ratte während der Installation ist 1 Lux nicht übersteigen. Hinweis: Ein Neutraldichtefilter verwendet werden, um die Helligkeit der Lampe zu verringern und die Quelle der Lampenlicht müssen ausdrücklich rotes Licht emittieren. Dunkeladaption wird gefährdet, wenn Lichtquellen strahlen unteren (sichtbaren) Wellenlängen. </li><li> Abdichtung alle Streulicht in das Aufnahmelabor (dies oft erfordert Ausdauer mit Deckband) und erstellt einen Neutraldichtefilter (dies kann in Platten gekauft werden) groß genug, um zu passen, und so dunkel, jeder Computer-Bildschirm finden Sie in der haben Labor. Hinweis: Streulicht unddas Licht eines Bildschirms ausreichend sind, um Dunkeladaption des Auges der Ratte zu beeinträchtigen. </li><li> Schließen Sie den Verstärker an Datenerfassungshardware. Schließen Sie positive, negative und Referenzleitungen an den Verstärker. Sicherstellen, dass der Computer und die LED-Ganzfeld-Netzteil fest mit einer Massequelle verbunden ist. Hinweis: Einige Labors haben Erdungspunkten spezialisiert, zu einem Gebäude Masse verbunden ist; eine Wasserleitung ist eine effektive Alternative. </li><li> Kalibrieren Sie die LED-Lichtquelle mit einer Forschungs hochwertige Radiometer. Fix-Sensor des Messgeräts in der Position, an der das Auge des Tieres wird während eines Experiments befinden. </li><li> Programmieren Sie die Ganzfeld-LEDs, um eine Vollfeld-ERG-Protokoll mit stufenweisen Anstieg der Blitzenergie, Blitzdauer, Flash-Wiederholung und die Zeit zwischen den Blitzen führen, bezeichnet interstimuls Intervall (ISI), Einstellungen. Ein Beispiel für Vollfeld-Protokoll finden Sie in Tabelle 1. Hinweis: Die Vollfeld-ERG blinkt erhöhen aus sich wiederholenden dim Wallungen zu brechts blinkt in einer schrittweisen Art und Weise. Das Doppel Flash-Programm folgt auf die Vollfeld-Protokoll und ermöglicht Isolierung von Stäbchen und Zapfen Antworten. </li></ol> 3. Tag vor der ERG Experimentation <ol><li> Dunkle Sprague-Dawley Ratten anpassen 12 Stunden vor der Aufnahme. Es ist zweckmäßig, diese in der Aufzeichnung Labor tun, einmal Streulicht eliminiert wurde. </li></ol> 4. Tag der ERG Experimentation <ol><li> Vereinbaren Sie für das Tier sanft während der Aufnahme erwärmt werden. Wir verwenden eine Leichtmetall-Plattform gebaut, damit Kopf des Tieres kann an der richtigen Stelle an der Einreise in das Ganzfeld ruhen. Die Plattform verfügt über eingebaute Schläuche, durch die wir die Pumpe Wasser auf 40 ° C vorgewärmt in einem Wasserbad. Anmerkung: Die Erfahrung zeigt, dass dies hält die Kerntemperatur des Tieres auf 37 ° C. </li><li> Wiegen Sie die Ratte bei schlechten Lichtverhältnissen. Nehmen Sie Gewicht und machen richtig Ketamin (60 mg / kg) und Xylazin (5 mg / kg) Dosis. Restrain die Ratte gently und injizieren Narkose intraperitoneal. </li><li> Hinweis Zeitpunkt der Injektion. Sobald das Tier bewusstlos ist (in der Regel innerhalb von 5 min) zu überprüfen Narkosetiefe durch leichtes Kneifen einem Fuß-Pad, um zu sehen, wenn ein Reflexantwort vorhanden ist. Es ist am besten zu warten, bis dieser Reflex nicht vorhanden oder schwach ist, bevor Sie fortfahren. </li><li> Tragen Sie einen Tropfen Atropin und andere der proxmethacaine zu Hornhaut. </li><li> Schneiden Sie ein 10 cm Länge der schwarzen Faden. Machen Sie eine Schleife mit einem einfachen Knoten und schieben Sie die Schleife über dem Äquator des Auges. Leicht anziehen; Der Effekt wird auf den Augapfel leicht nach vorne zu ziehen, mit minimalem Druck. Dies hält die Hornhaut von den Augenlidern klar. </li><li> Bewerben Carbomer Augentropfen auf die Hornhautoberfläche. Stellen Sie sicher, Carbomer bleibt auf Hornhautoberfläche und nicht auf den Augenlidern oder das Gesicht zu verschütten. </li><li> Zeigen saugfähigen Einstreu auf der Oberseite des beheizten Plattform. </li><li> Position Ratte auf dem Bettzeug, mit dem Kopf in der empfohlene Ort in der Öffnung des Ganzfeld. </li><li> Int Inserternal Temperatursonde in das Rektum. Sichere Temperaturfühler in Position durch Abkleben Sondenkabel mit dem Schwanz. </li><li> Legen Sie die Referenzelektrode (die 23 G-Nadel) subkutan in die hintere Bein, und eine Verbindung zum Verstärker. </li><li> Zeigen die negative Elektrode (die Ag / AgCl-Pellet) sicher in den Mund. Um dies zu verhindern ein Herausrutschen des Mundes, befestigen Sie die Anschlussleitung auf eine stabile Oberfläche. </li><li> Positionieren Sie die positive Elektrode über der Mitte der Hornhaut. Mit einem Mikromanipulator, sicherzustellen, dass die Elektrode die Hornhaut sanft berührt. </li><li> Überprüfen Sie die Körpertemperatur bei 37,0 bis 37,5 ° C. </li><li> Sobald das Tier richtig positioniert ist und Elektroden in aufgeführt sind, drapieren den gesamten Setup (Ganzfeld und Tier) mit einem undurchsichtigen Material (zur Dunkeladaptation zu erhalten). Wir verwenden Sie ein weiches schwarzes Tuch. </li><li> In der Erfassungssoftware bei einer 2 kHz Abtastrate mit einer Erfassungszeit von 100-1000 ms mit 5 msec der Pre-Kollektion Probenahme eingestellt. Stellen Sie die Bandpassfilter, um 1-1000Hz und sicher, dass Probenahme ausgelöst wird, um den Zeitraum von ~ 250 ms nach einer Flash-kosten. </li><li> Überprüfen Sie die Aufnahme Grundlinie. Es sollte frei von Fremdgeräusche, aber zeigen einige Verstärkerrauschen und eine Atmungsschwingung. </li><li> Wenn die Grundlinie zeigt Nebengeräusche, beginnen die Fehlersuche. Die meisten Probleme sind ähnlich wie in Elektrodenposition oder Erdungs ​​Schlupf. Verwenden Sie einen Faraday-Käfig, um sicherzustellen, Aufnahmen sind frei von Nebengeräuschen. </li><li> Führen Sie einen Testblitz, 0,4 log scot cd.sm -2. Eine ERG Wellenform ähnlich zu 2A erscheinen soll. In unserem Labor typische Antworten für eine 0,4 log scot cd.sm -2 Blitz sind (a-Welle: -474 ± 39 &amp; mgr; V und b-Welle: 1512 ± 160 &amp; mgr; V, n = 11). </li><li> Erlauben Tier zu dunkel wieder Anpassung für 10 min. Es ist zweckmäßig, diese 10 Minuten zu verwenden, um die Basislinie erneut prüfen. </li><li> Nach der Bestätigung der stabilen Signal Aufzeichnung starten. </li><li> Am Ende der Aufnahme-Session, überprüfen Sie, dass Körper temperature wurde beibehalten. Elektroden entfernen. Wenden Carbomer Polymers an Hornhäuten. Lassen Sie das Tier auf einem Heizkissen erholen, bis er vollständig mobil und aktiv, vor der Rückkehr in Stallungen. </li></ol> 5. Fern Ischämie <ol><li> Führen Sie Fern Ischämie entweder wach oder anästhesiert Nagetiere. </li><li> Wird das Tier narkotisiert, legen Sie es auf eine beheizte Plattform (oben) und schieben Sie die Blutdruckmanschette über den oberen Teil der Hintergliedmaße, klare des Knies. </li><li> Wenn die Tiere auf der Handhabung verwendet wird, ist es möglich, dieses Verfahren ohne Betäubung durchzuführen; dies sind zwei Personen erforderlich. Eine Person hält den Tier sanft und die zweite gilt die Blutdruckmanschette und betreibt das Blutdruckmessgerät. </li><li> Für wach Tiere, verwenden Sie ein Stück Tuch ~ 15 cm x 30-50 cm vorsichtig wickeln Sie das Tier, mit einem Hinterlauf frei. Legen Sie das Tier auf den Rücken (sagen wir) den linken Unterarm, mit seinem Kopf zwischen dem Halter Arm und Oberkörper, und Ort verstecktdie Manschette wie gerade beschrieben. </li><li> Lassen Sie die Luft der Manschette und sicherzustellen, dass die Luftdruckventil geschlossen ist. Pumpen Sie die Manschette auf 160 mmHg in anästhesierten Tieren und bis 180 mmHg in wach Tiere. Dies übersteigt systolische Druck (in der Regel 140 mmHg und 160 mmHg beziehungsweise). </li><li> Pflegen Sie diesen Druck nach Bedarf, mit der Handpumpe. </li><li> Nach der geplanten Zeit für Ischämie (wir verwenden 2 Perioden von 5 Minuten mit dem 5 min Reperfusion getrennt), die Luft aus dem Manschettendruck durch Lösen der Druckluftventil. </li><li> Bestätigen Sie die Wirkung des Fern Ischämie mit einer Hauttemperatursonde in die Pfotenballen befestigt. Hauttemperatur fällt in der Regel 32 bis 30 ° C, während 5 min und stellt auf der Reperfusion. </li></ol> 6. Lichtschaden <ol><li> Stellen Sie sicher, dass Ratten in einem dunkeladaptierten über Nacht, bevor die Lichtschäden Verfahren. </li><li> Zum geeigneten Zeitpunkt folgenden Extremitäten-Ischämie (in unseren Versuchen ohne Verzögerung), wird jedes Tier einzeln in eine Plexiglas-Boxen, wi platziertth Wasser und Nahrung in Boden-basierten Container. Hinweis: Lichtschäden können nur in Albino-Tieren durchgeführt werden. </li><li> Anschalten einer vorkalibrierten 1.000 Lux weißes Licht bei einer Standardzeit (in der Regel 9.00), und dieser Zustand für 24 h aufrechtzuerhalten. </li></ol> 7. ERG Datenextraktion und -analyse <ol><li> Erwerben gemittelten Wellenformen der ERG. Falls erforderlich, für ein Nicht-Null-Grundlinie korrekt ist, durch Subtraktion. </li><li> Messen der Amplitude der A-Welle (in mittleren bis hohen Reizstärken dargestellt), da die Spannungsdifferenz zwischen der Basislinie und der ersten (&lt;30 ms Latenz) Wanne (Abbildung 1). </li><li> Messung der b-Wellenamplitude als die Spannungsdifferenz zwischen der Spitze des a-Welle und der positiven der folgenden Welle, typischerweise bei einer Latenzzeit von 80-100 ms (Figur 1) auftritt. </li><li> Isolieren oszillierenden Potentiale unter Verwendung einer Fourier-Transformation, um Daten von 60 bis 235 Hz zu filtern, mit einer 90 Hz Gangsband <sup&gt; 7. Bei Bedarf kann der isolierte Schwingungspotentialsignal kann dann von der ungefilterten Wellenform subtrahiert werden, um die Identität des a-Wellental zu bestätigen. </li><li> Die implizite Zeit (Latenz) der a- und b-Wellenberge können auch eine sinnvolle Maßnahme (Abbildung 1) ist. Verwenden Sie die Zwillings blinkt, um den Stab Reaktion zu isolieren. Subtrahieren Sie die Konus-Antwort (Flash-2) aus dem Mischantwort (Flash-1), um den Stab Reaktion zu isolieren (Abbildung 2). </li><li> Normalisieren einzelnen Lichtintensität einen Wellen und b-Wellenamplituden (Nachbehandlung / Nachbehandlung-Basislinie) oder gemittelt für den Behandlungsgruppen. Intensity-Wirkungs-Kurven zeichnen die Gruppe Amplituden und Fehler gegen Blitzenergie. </li></ol>

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<li>Hood, D. C., Birch, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+COMPUTATIONAL+MODEL+OF+THE+AMPLITUDE+AND+IMPLICIT+TIME+OF+THE+B-WAVE+OF+THE+HUMAN+ERG%5BTitle%5D)+AND+%22Visual+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">A COMPUTATIONAL MODEL OF THE AMPLITUDE AND IMPLICIT TIME OF THE B-WAVE OF THE HUMAN ERG.</a> Visual Neuroscience. 8 (2), 107-126 (1992).</li>
<li>Wachtmeister, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oscillatory+potentials+in+the+retina%3A+what+do+they+reveal%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Retinal+and+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Oscillatory potentials in the retina: what do they reveal.</a> Progress in Retinal and Eye Research. 17 (4), 485-521 (1998).</li>
</ol>

Jonathan Stone ist der Direktor der CSCM Pty Ltd

Die oben beschriebene dunkeladaptierten Flash ERG Verfahren ist eine zuverlässige Methode zur Beurteilung Retinafunktion bei Ratten. Sowohl die A-Welle und b-Welle wurden durch Lichtschäden reduziert. Remote ischämischen Präkonditionierung gemildert Lichtschäden induzierte Reduktionen in der a-Welle und b-Welle. Diese Erhaltung der Netzhautfunktion legt nahe, dass Remote-ischämischen Präkonditionierung induziert hat Neuroprotektion, ähnlich andere Formen der Schutz Präkonditionierung wie Hypoxie, Ischämie und Bewegung <...

Die ERG ist ein elektrisches Potential von der Netzhaut als Reaktion auf Licht erzeugt und von der Hornhautoberfläche des Auges aufgezeichnet. Wenn die Bedingungen der Aufnahme wird sorgfältig gesteuert, kann die ERG in einer Vielzahl von Möglichkeiten, um die Funktion der Retina zu bewerten verwendet werden. Hier haben wir beschrieben, wie man die &quot;Flash-ERG, die erzeugt werden, wenn die Netzhaut zu einer kurzen, hellen Blitz in einem Ganzfeld Hintergrund präsentiert ausgesetzt Potenzial aufzuzeichnen. Die Ganzfeld streut das Licht homogen und der Lichtblitz erreicht die gesamte Netzhaut etwa gleichmäßig. Wenn die Netzhaut vor der Aufnahme angepasst dunkel, und die dunkel Anpassung beibehalten wird, wie das Tier wird für die Aufnahme bereit, erhalten die ERG wird sowohl von Stäbchen und Zapfen-Photorezeptoren erzeugt. Die dunkeladaptierten Flash ERG eine charakteristische Wellenform, die in zwei Arten analysiert wurde. Erste, frühe und späte Komponenten des ERG-Wellenform werden unterschieden, und mit der Sequenz des Neurons bezogenenal Aktivierung in der Netzhaut. Die früheste Komponente ein kurzer Latenz negativ werdenden Potentials der a-Welle (1). Dies wird durch einen positiv verlaufenden Potential gefolgt, die so genannte b-Welle. Die steigende Phase der b-Welle zeigt Schwingungen, die als eine separate Komponente (Schwingungspotentiale oder OP) werden. Die a-Welle wird als von Photorezeptoren erzeugt werden, die b-Welle durch Zellen der inneren Körnerschicht und der OP durch Amakrinzellen 1. Auf der Grundlage der Reizstärke, Antworten auf sehr dunkel blinkt bezeichnet die skotopischen Schwellenreaktion möglich. Skotopischen Schwellenreaktion versteht man aus den retinalen Ganglienzellen 2-4 erzeugt werden. Zweitens kann der Flash-ERG durch Lichtanpassung zu trennen, oder durch eine zwei Flash-Protokoll weiter unten beschrieben, in Stab- und kegel angetriebenen Bestandteile. Unter photopischen Bedingungen ist der a-Welle nicht bei der Ratte nachweisbar sind, da der Konus Bevölkerung ist gering, aber OP und eine b-Welle sindklar 5. In Primaten, deren Netzhaut eine höhere Konus Populationen sowohl Stab- und kegelWege ein nachweisbares eine Wellen 6. Zwei nützliche Maßnahmen oft aus dem Flash-ERG extrahiert sind die Amplituden der A- und B-Wellen gemessen, wie in Figur 1, mit typischen Flash-Antworten in 2 gezeigt. Wenn die Fotorezeptorpopulation verringert wird, beispielsweise durch Einwirkung von schädigend hellen Licht, sind alle Komponenten des ERG reduziert. Neuroprotektive Eingriffe, wie Fern ischämischen Präkonditionierung (RIP), kann durch den Erhalt der Amplituden der A- und B-Wellen (3) überprüft werden. Zusammenfassend ist die Analyse der ERG ermöglicht Vergleiche zwischen gesund, leicht beschädigt und neuroprotected Netzhaut.

<table><tbody><tr><td>PC-Computer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Powerlab, 4-Kanal-Erfassungshardware</td><td>AD Instruments</td><td>PL 35044</td><td>Erfassung von ERG</td></tr><tr><td>Animal Bio Amp</td><td>AD Instruments</td><td>FE 136</td><td>Verstärker für ERG</td></tr><tr><td>Laborchart</td><td>AD Instruments</td><td></td><td>Signalerfassungssoftware</td></tr><tr><td>Ganzfield</td><td>Photometrische Lösungen</td><td>FS-250A</td><td>Lichtstimulus</td></tr><tr><td>Ganzfield Betriebssystem</td><td>Photometrische Lösungen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Forschung Radiometer</td><td>Internationale Lichttechnologien</td><td>ILT-1700</td><td>Lichtserie kalibrieren</td></tr><tr><td>Luxmeter</td><td></td><td>LX-1010B</td><td>Rotlichtbeleuchtung prüfen</td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anschlussdrähte</td><td>AD Instrumente</td><td></td><td>Connect positiv, negativ Erdungselektroden zum</td></tr><tr><td>Verstärker Anschlussdrähte - Alligator</td><td>AD Instruments</td><td></td><td>geschliffenes Ganzfeld und Erwerbungshardware zum Computer</td></tr><tr><td>Platindraht 95%</td><td>A& E Metalle</td><td></td><td>Positive Elektrode</td></tr><tr><td>Mundelektrode Ag/AgCl Pellet</td><td>SDR</td><td>E205</td><td>Negative Elektode</td></tr><tr><td>26 G Nadel</td><td>BD</td><td></td><td>Erdungselektrode</td></tr><tr><td>Wasserpumpe</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wasserbad</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Schläuche</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Homotothermes Deckensystem mit flexibler Sonde</td><td>Harvard Appartus</td><td>507222F</td><td></td></tr><tr><td>Atropin 1% w/v</td><td>Bausch & Lomb</td><td></td><td>topische Mydriasis</td></tr><tr><td>Proxmethycain 0,5 % w/v</td><td>Bausch & Lomb</td><td></td><td>topisches Anästhetikum</td></tr><tr><td>Visco Tränen Augentropfen</td><td>Novartis</td><td></td><td>Carbomer Polymer</td></tr><tr><td>Faden</td><td></td><td></td><td>zurückziehen Augenlid</td></tr><tr><td>Pinzette</td> Wiederverwendbarer Klebstoff Blu tac Dim rote Stirnlampe<td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td>.<td></td><td> Affix Elektroden</td></tr><tr><td>Saugfähiges Bettzeug</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketamil - Ketamin 100 mg/ml - 50 ml</td><td>Troy Laboratories Pty Ltd</td><td></td><td>dissoziatives</td></tr><tr><td>Xylium - Xylazin 100 mg/ml - 50 ml</td><td>Troy Laboratories Pty Ltd</td><td></td><td>Muskelrelaxans</td></tr><tr><td>Waage</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

verwenden der funktion zur elektroretinogramm im nager retina und die schützende wirkung des fern limb ischämischen präkonditionierung bewerten

Using the Electroretinogram to Assess Function in the Rodent Retina and the Protective Effects of Remote Limb Ischemic Preconditioning

Der ERG ist die Summe aller Netzhautaktivität. Das ERG wird in der Regel von der Hornhaut aufgezeichnet, die als Antenne fungiert, die Signale von der Netzhaut sammelt und summiert. Das ERG ist ein empfindliches Maß für Veränderungen der Netzhautfunktion, die panretinal sind, aber weniger effektiv bei der Erkennung von Schäden, die auf einen kleinen Bereich der Netzhaut beschränkt sind. In der vorliegenden Arbeit beschreiben wir, wie das "Blitz"-ERG aufgezeichnet werden kann, d. h. das Potential, das erzeugt wird, wenn die Netzhaut einem kurzen Lichtblitz ausgesetzt wird. Wir beschreiben Methoden der Anästhesie, der Mydriasis und des Hornhautmanagements während der Aufzeichnung; wie man die Netzhaut dunkel adaptiert; Elektrodenmaterialien und -platzierung; der Bereich und die Kalibrierung der Stimulusenergie; die Aufzeichnung von Parametern und die Extraktion von Daten. Wir beschreiben auch eine Methode zur Induktion einer Ischämie in einer Gliedmaße und wie das ERG verwendet werden kann, um die Auswirkungen dieser von der Netzhaut entfernten Ischämie auf die Netzhautfunktion nach Lichtschäden zu beurteilen. Es wird ein Zwei-Blitz-Protokoll beschrieben, das die Isolierung der kegelgetriebenen Komponente des dunkeladaptierten ERG und damit die Trennung der Stab- und Kegelkomponenten ermöglicht. Da es mit minimalinvasiven Techniken aufgezeichnet werden kann, wird das ERG häufig in Studien zur Physiologie, Pharmakologie und Toxikologie der Netzhaut eingesetzt. Wir beschreiben ein Beispiel für diese Nützlichkeit, bei dem das ERG verwendet wird, um die Funktion der lichtgeschädigten Netzhaut zu beurteilen, mit und ohne einen neuroprotektiven Eingriff; Vorkonditionierung durch Fernischämie.

Das Protokoll kann verwendet werden, um die Sehfunktion von Nagetier Retina in vivo zu messen. Die a-Welle, ein Maß für Photorezeptor-Funktion und die b-Welle, ein Maß für innere Retina-Funktion werden in 1 gekennzeichnet. Die stab dominiert ERG-Signal mit zunehmendem Lichtreiz, wie in 2A gezeigt. Die a-Welle wird bei ~ 0,4 log Scot cd.sm -2 und die Amplitude der A-Welle zu, bis Sättigung bei 2,5 log Scot cd.sm -2 (nicht darges...

Das Elektroretinogramm (ERG) ist ein elektrisches Potential, das von der Netzhaut als Reaktion auf Licht erzeugt wird. In dieser Arbeit wird beschrieben, wie das ERG zur Beurteilung der Netzhautfunktion bei dunkeladaptierten Ratten verwendet werden kann und wie es zur Beurteilung einer neuroprotektiven Intervention, im vorliegenden Fall der ischämischen Fernpräkonditionierung, verwendet werden kann.

Verwenden der Funktion zur Elektroretinogramm im Nager Retina und die schützende Wirkung des Fern Limb ischämischen Präkonditionierung bewerten

The ERG is the sum of all retinal activity. The ERG is usually recorded from the cornea, which acts as an antenna that collects and sums signals from the ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Sehfunktion bei normalen, lichtgeschädigten sowie bei durch remote ischämische Präkonditionierung geschützten und lichtgeschädigten Ratten mittels der ERG zu untersuchen und dadurch die schützende Wirkung einer remote durchgeführten Extremitätenischämie auf die Netzhaut nachzuweisen. Dies wird erreicht, indem die Ratten zunächst 12 Stunden im Dunkeln adaptiert werden. Der zweite Schritt besteht darin, die basale, dunkeladaptierte ERG mit LED-Lichtreizen und einem digitalen Verstärker aufzuzeichnen.Anschließend setzen Sie die Ratten einem Netzhautstress aus, indem Sie sie hellem, kontinuierlichem Licht aussetzen. Der letzte Schritt besteht darin, die ERG-Aufzeichnungen der durch Licht geschädigten Ratten mit denen der präkonditionierten Ratten nach ferner Extremitätenischämie zu vergleichen und die Photorezeptorantworten, wie sie in der A-Welle sichtbar sind, sowie die Antwort der inneren Netzhaut, wie sie in der B-Welle sichtbar ist, zu messen. Letztendlich wird das dunkeladaptierte ERG verwendet, um die skotopische Sehfunktion zu beurteilen.Daher kann diese Methode Einblicke in die fernwirkende ischämische Neuroprotektion gewähren. Sie ist außerdem anwendbar bei anderen Formen von Netzhautverletzungen und der pharmakologischen Testung bei Netzhauterkrankungen sowie zur Untersuchung von Tieren mit Sehstörungen. Um dieses Verfahren zu beginnen, adaptieren Sie die Ratte 12 Stunden im Dunkeln und betäuben Sie sie anschließend durch Injektion eines Ketamin-Xylazin-Cocktails.Sobald das Tier bewusstlos ist, überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie, indem Sie leicht in seine Pfote kneifen, um sicherzustellen, dass die Reflexantwort fehlt. Anschließend geben Sie einen Tropfen Atropin und einen Tropfen Prox Methan auf die Hornhaut. Schneiden Sie einen 10 Zentimeter langen schwarzen Faden ab.Bilden Sie dann eine Schleife mit dem Faden und führen Sie die Schleife über den Äquator des Auges, leicht anzuziehen, um den Augapfel leicht nach vorne zu ziehen und die Hornhaut frei von dem Augenlid zu halten. Anschließend tragen Sie Carmer-Augentropfen auf die Hornhäute auf. Positionieren Sie die Ratte auf der saugfähigen Unterlage auf der beheizten Plattform, wobei der Kopf in der Öffnung des Ganzfelds platziert wird.Danach die interne Temperatursonde in das Rektum einführen, um sicherzustellen, dass die Körpertemperatur bei 37 Grad Celsius gehalten wird, und die Temperatursonde durch Befestigung ihres Kabels am Schwanz der Ratte fixieren. Anschließend die Referenzelektrode subkutan in die Hinterextremität einführen. Die negative Elektrode sicher im Maul platzieren, um ein Herausrutschen der Elektrode aus dem Maul zu verhindern.Befestigen Sie die Anschlussleitung an einer stabilen Oberfläche. Positionieren Sie dann die positive Elektrode über der Mitte der Hornhaut und stellen Sie sicher, dass die Elektrode die Hornhaut sanft mit einem Mikromanipulator berührt. Sobald die Elektroden positioniert sind, bedecken Sie die gesamte Versuchsanordnung, einschließlich des Ganzfelds und des Tieres, mit einem undurchsichtigen Material, um die Dunkeladaptation aufrechtzuerhalten.Stellen Sie in der Aufnahmesoftware zwei Kilohertz als Abtastrate ein, mit fünf Millisekunden für die Vorabtastung und einer Sammelzeit von 100 bis 1000 Millisekunden. Danach stellen Sie die Bandpassfilter auf ein bis 1000 Hertz ein und stellen sicher, dass die Abtastung für einen Zeitraum von 100 Millisekunden nach einem Blitz ausgelöst wird.Überprüfen Sie nun die Aufzeichnungsgrundlinie. Sie sollte frei von störendem Rauschen sein, jedoch das Verstärkerrauschen und respiratorische Oszillationen zeigen. Führen Sie anschließend einen Testblitz durch.Dies ist eine typische ERG-Wellenform als Reaktion auf den Testblitz. Danach das Tier 10 Minuten lang wieder an die Dunkelheit anpassen lassen. Anschließend die Basislinie zur Bestätigung eines stabilen Signals erneut überprüfen.Anschließend die Aufnahme beginnen. Am Ende der Aufnahmesitzung die Stabilität der Körpertemperatur des Tieres überprüfen. Die Elektroden entfernen und anschließend das Carmer-Polymer erneut auf die Hornhäute auftragen. Danach das Tier auf einer Wärmeunterlage regenerieren lassen, bis es vollständig beweglich und aktiv ist, bevor es in die Tierhaltung zurückgebracht wird.Diese Abbildung zeigt die Messung der a-Welle und b-Welle aus einer dunkeladaptierten ERG. Die hier dargestellte Kurve wurde von der Hornhaut eines dunkeladaptierten Auges auf einen hellen Lichtblitz aufgezeichnet, der zum Zeitpunkt T null gegeben wurde. Die Amplitude der a-Welle wird von der Basislinie bis zum ersten Tiefpunkt gemessen.Die Amplitude der B-Welle wird vom Trog der A-Welle bis zum nachfolgenden positiven Maximum gemessen. Die Latenz wird vom Stimulationsartefakt bis zum interessierenden Punkt auf der Kurve, beispielsweise dem Trog der A-Welle, gemessen. Das rohe, dominante ERG-Signal nimmt mit zunehmendem Lichtreiz zu. Eine Welle wird bei etwa 0,4 log skotopischen Candela-Sekunden pro Quadratmeter sichtbar, und das Doppelblitz-Paradigma wurde verwendet, um das gemischte ERG-Signal in Zapfen- und Stäbchenantworten zu trennen. Sobald die Technik beherrscht ist, kann sie innerhalb von 30 Minuten durchgeführt werden.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Dieses Video zeigt die Vorbereitung eines Rattenmodells zur Untersuchung der Netzhautgesundheit und der Integrität der Sehbahn. Visuell evozierte Potential- und Elektroretinographie-Referenz- und aktive Elektroden werden mit der Ratte verbunden, gefolgt von der Ausrichtung der Plattform mit der Ratte vor der Ganzfeld-Schale für eine gleichmäßige Netzhautbeleuchtung und dem Schließen des Faradayschen Käfigs, um externe Störungen zu vermeiden.

Vorbereitung eines Rattenmodells zur Beurteilung der Integrität der Sehbahn unter Verwendung eines elektrophysiologischen Aufbaus

Quelle: Brandli, A. Remote Limb Ischemic Preconditioning: Eine neuroprotektive Technik bei Nagetieren. J. Vis. Exp. (2015)Dieses Video zeigt ein nicht-invasives Protokoll zur ischämischen Präkonditionierung der Gliedmaßen bei Ratten, um eine systemische Neuroprotektion zu induzieren. Das Verfahren beinhaltet einen kontrollierten arteriellen Verschluss und eine Reperfusion, wodurch zelluläre Stresswege ausgelöst werden, die Schutzfaktoren freisetzen. Diese Faktoren erhöhen die...

Nicht-invasive ischämische Präkonditionierung der Gliedmaßen in einem Rattenmodell zur Neuroprotektion

Das Nagetier Retina wurde lange als eine zugängliche Fenster zum Gehirn erkannt. In diesem Fachbeitrag stellen wir ein Protokoll, das die Maus-Modell der Sauerstoff-induzierten Retinopathie, die Mechanismen, die zum Versagen der vaskulären Regeneration im zentralen Nervensystem nach einem ischämischen Verletzungen führen studieren beschäftigt. Das beschriebene System kann auch genutzt werden, um Strategien zu erkunden, um das Nachwachsen der funktionellen Blutgefäße in der Netzhaut und ZNS zu...

Beurteilung der Gefäß Regeneration im ZNS Verwenden der Maus Retina

Remote ischämischen Präkonditionierung (RIP) ist ein Verfahren zur Konditionierung Gewebe vor schädlichen Stress. Wir haben eine Methode der Fern Ischämie an der Hintergliedmaße festgelegt, durch Aufblasen eines Blutdruckmanschette für 5-10 min. Die neuroprotektive Fähigkeiten von RIP in einem Modell der retinalen Degeneration bei Nagern gezeigt.

Remote Limb ischämischen Präkonditionierung: eine neuroprotektive Technique in Nagetiere

Ex vivo ERG kann verwendet werden, um die elektrische Aktivität von Netzhautzellen direkt von isolierten intakten Netzhäuten von Tieren oder Menschen aufzuzeichnen. Wir zeigen hier, wie gängige in vivo ERG-Systeme für ex vivo ERG-Aufzeichnungen adaptiert werden können, um die elektrische Aktivität von Netzhautzellen zu zerlegen.

Gleichzeitig<em&gt; Ex vivo</em&gt; Funktionsprüfung von zwei Netzhäute von<em&gt; In vivo</em&gt; Elektroretinogramm-System

Dieses Protokoll beschreibt die gleichzeitige Messung von Elektroretinogramm und visuell evozierten Potentialen bei anästhesierten Ratten.

Gleichzeitige Aufnahme von Elektroretinographie und visuell evozierten Potentialen in narkotisierten Ratten

Wir zeigen eine chirurgische Implantation und Aufnahmeverfahren visuelle elektro Signale aus dem Auge (ERG) und Gehirn (visuell evozierte Potentiale) zu messen in der bewussten Ratten, die mehr analog zum menschlichen Zustand ist, wo Aufnahmen ohne Narkose verwechselt durchgeführt werden.

Implantations- und Aufzeichnung von Wireless-Elektroretinogramm und visuell evozierten Potenziale in wachen Ratten

Hier stellen wir eine Methode zur Aufzeichnung lichtevokierter elektrischer Reaktionen des retinalen Pigmentepithels (RPE) bei Mäusen vor, die eine Technik verwendet, die als DC-ERGs bekannt ist und von Marmorstein, Peachey und Kollegen in den frühen 2000er Jahren beschrieben wurde.

Direktgekoppeltes Elektroretinogramm (DC-ERG) zur Aufzeichnung der lichtbeschworenen elektrischen Reaktionen des retinalen Pigmentepithels der Maus

Hier beschreiben wir ein Mausmodell der retinalen Ischämie durch vorübergehende bilaterale gemeinsame Karotisarterienverschluss mit einfachen Nähten und einer Klemme. Dieses Modell kann nützlich sein, um die pathologischen Mechanismen der retinalen Ischämie zu verstehen, die durch kardiovaskuläre Anomalien verursacht wird.

Ein murines Modell der ischämischen Netzhautverletzung induziert durch transiente bilaterale gemeinsame Carotis ArterieNverschluss

Die Modifikation bestehender Multielektroden-Array- oder Patch-Clamp-Geräte  macht das Ex-vivo-Elektroretinogramm breiter zugänglich. Verbesserte Methoden zur Aufzeichnung und Aufrechterhaltung von Ex-vivo-Lichtantworten erleichtern die Untersuchung der Photorezeptor- und ON-bipolaren Zellfunktion in der gesunden Netzhaut, Tiermodellen von Augenkrankheiten und menschlichen Spendernetzhaut.

Optimierung des Aufbaus und der Bedingungen für das Ex-vivo-Elektroretinogramm zur Untersuchung der Netzhautfunktion bei kleinen und großen Augen

Dieses Protokoll modelliert die retinale Ischämie-Reperfusionsverletzung in einem Mausauge, indem es eine retinale Ischämie über eine Vorderkammerkanülierung und eine Erhöhung des Augeninnendrucks induziert, gefolgt von einer Intraokulardrucknormalisierung, um die Reperfusion zu initiieren.

Induktion einer retinalen Ischämie-Reperfusionsverletzung in einem Mausaugenmodell

Erfahren Sie die Elektroretinogramm-Methode zur Bewertung der retinalen Funktion bei Ratten und die neuroprotektive Wirkung der Fern-Ischämie-Präkonditionierung nach Lichtstress.

Verwenden der Funktion zur Elektroretinogramm im Nager Retina und die schützende Wirkung des Fern Limb ischämischen Präkonditionierung bewerten (Video) | JoVE Journal

Verwenden der Funktion zur Elektroretinogramm im Nager Retina und die schützende Wirkung des Fern Limb ischämischen Präkonditionierung bewerten

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