Name: Agarose Mikrokammern für Langzeit Calcium Imaging von Caenorhabditis elegans (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-06-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 51 s
Description: Erfahren Sie die Langzeit-Calcium-Imaging-Methode mit Agarose-Mikrokammern für Verhaltensstudien an Caenorhabditis elegans. Diese Technik ermöglicht die Beobachtung neuronaler Aktivität über verschiedene Lebensstadien hinweg.

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Die Max-Planck-Gesellschaft und eine Göttinger Graduiertenschule Junior Gruppe Stipendium für HB finanziert diese Arbeit.

1. Instrumente, Kultur, Medien und Gerichte <ol><li> Verwenden Sie ein Mikroskop, das in der Lage, halten die Probe im Mittelpunkt steht und der mit einem automatischen Bühne ausgestattet. Erstellen Sie eine maßgeschneiderte Deckelheizung oder Kommerzielle Lösung. Einrichtung eines LED-EMCCD-Kamera-System, in dem die Belichtung der Kamera löst durch ein TTL-Signal LED-Beleuchtung mit den Anweisungen des Herstellers. Hinweis: Lesen Sie Diskussionen für Details. </li><li> Polydimethylsiloxan (PDMS) Briefmarken: <ol><li> Herstellung PDMS-Stempel in einem Mikrofluidik-Anlage oder die von einem kommerziellen Gießerei produziert PDMS-Stempel. Um Kommerzielle Gießerei nutzen, senden Sie eine AutoCAD-Datei an das Unternehmen und geben Sie die Tiefe (15 &amp; mgr; m, zum Beispiel) des Gerätes. Nach der Lieferung aus der Gießerei, schneiden Sie die PDMS-Chips in ihre 16 Marken mit einem Skalpell. </li><li> Binden jeden einzelnen Stempel auf einem Glasobjektträger mit Luftplasma. Zum Kleben, aussetzen sowohl die PDMS-Stempel und die Objektträger an der Luft-Plasma für einRunde 1 min (mit den höchsten Plasma Einstellungen bei 0,5 mbar). Stellen Sie sicher, dass die Oberflächen für die Verklebung nach oben zeigen während der Plasmabehandlung. Dann legen Sie die PDMS-Stempel auf den Objektträger. </li></ol></li><li> Werfen Sie einen 3,5 cm Bodenschale und schneiden Sie eine quadratische Fläche von 18 x 18 mm von der Mitte der Boden der Schale mit einem Vertikal-Fräsmaschine und scharfe Schneidrollen. Verwenden niedrige Drehgeschwindigkeit des Schneiders und langsamen Vorschub um den Kunststoff vor dem Schmelzen aufgrund der Wärme durch Reibung erzeugt verhindern. Bereiten Sie verschiedene Gerichte auf einmal. Hinweis: Die Bodenschale kann viele Male nach dem Experiment wiederverwendet werden, wenn sie nach dem Einweichen in reinem Ethanol O / N wird gereinigt. </li><li> Agarose: <ol><li> Man löst 3 g hochschmelzender Agarose in 100 ml S-Basal (5,85 g NaCl, 1 g K 2 HPO 4, 6 g KH 2 PO 4, 1 ml Cholesterin (5 mg / ml in Ethanol), H 2 O auf 1 L, durch Autoklavieren sterilisieren) durch Kochen. Machen Sie Teilmengen der gelösten Agarose in 2 ml Eppendorf-Röhrchen und store. Auch bereiten eine Charge von niedrig schmelzender Agarose genau der gleichen Weise wie die hochschmelzender Agarose. </li><li> Vor der Verwendung legen 3 Teilmengen von hochschmelzenden Agarose auf einen Heizblock bei 95 bis 98 ° C. Vor der Verwendung legen Sie eine aliquote Menge von niedrig schmelzender Agarose auf einem Heizblock bei 95 - 35 ° C - 98 ° C, bis es bei 30 auf einen Thermoblock geschmolzen und dann. </li></ol></li></ol> 2. Auswahl der Tiere <ol><li> Würmer wachsen auf einem niedrigen Dichte auf NGM-Platten ausgesät, um saubere Tiere zu erhalten. Stellen Sie sicher, dass es reichlich zu essen und nur wenige Tiere auf dem Teller. </li><li> Für die Bildgebung L1-Larven, Transfer ca. 30 Eier enthält Embryonen im Stadium Brezel auf eine frische ausgesät NGM Platte. Für die Übertragung von späteren Larvenstadien oder Erwachsener C. elegans, Transfer ca. 30 Würmern auf eine frische ausgesät NGM Platte. </li></ol> 3. Herstellung von Agarose Mikrokammern <ol><li> Vorbereitung der Schale: <ol><li>Nehmen Sie eine Plastikschale mit einer quadratischen Öffnung von 18 x 18 mm am Boden und legen Sie sie auf den Kopf mit der Öffnung nach oben. Schließen Sie die Öffnung, indem Sie ein Stück doppelseitiges Klebeband von 20 x 20 mm auf die Öffnung. Drehen Sie den Teller um, so dass das Klebeband auf der Unterseite und die Schale auf eine harte Oberfläche. Schneiden Sie die Öffnung frei mit einem Skalpell. </li><li> Unter Verwendung einer Pipette P1000, füllen 2 ml 3% hochschmelzender Agarose in S-Basal in die Schüssel. Legen Sie die Agarose auf den Bereich, der die Öffnung umgibt, und lassen Sie festigen. Warten Sie, bis die Agarose fest. </li><li> Drehen Sie sich um die Schüssel und ziehen Sie die Schutzfolie, die die doppelseitige Klebeband umfasst, so dass die Klebeseite wird auf dem Teller bleiben und ausgesetzt werden. Hinweis: Dadurch wird ein feiner Ring aus Klebeband der Außenseite der Öffnung zu umgeben. Die Agarose dient als Feuchtigkeitsspeicher, der später zu umgeben die Probe. </li></ol></li><li> Casting von Mikrokammern: <ol><li> Expose the PDMS Oberfläche zum Formen mit Luft-Plasma für 20-60 sec. Hinweis: Diese Plasmabehandlung macht die PDMS Oberfläche hydrophil, was das Einfangen von Luftblasen verhindert und schärfere Ausdrucke. </li><li> Konstruieren Sie zwei Abstandshalter von gleicher Höhe durch Stapeln 5-9 Objektträger aus Glas. Findet, die parallel zu ihren Längsseiten, die erste Abstandsstapel hat, kann eine Glasplatte, dann wieder einen Spacer Stack. Setzen Sie den Glasobjektträger, die die PDMS-Stempel orthogonal über den Abstandshaltern enthält. Einstellen der Höhe der Abstandshalter, so dass es einen Abstand von ungefähr 1,5 mm zwischen der Formoberfläche der PDMS-Stempel und dem einzigen Glasträger. </li><li> Geben Sie einen Tropfen heißen Flüssigkeit mit hohem Schmelzpunkt Agarose auf die einzelnen Objektträger in der Nähe der PDMS-Stempel und schnell schieben Sie die PDMS-Stempel vertikal in die Flüssigkeit Agarose. Lassen Sie die Agarose fest werden. Überprüfen Sie, ob es ein opakes Aussehen, die in der Regel dauert ca. 2 min bekommt. Ziehen Sie den Stempel vertikal mit einem Zug. Hinweis: Es ist bequem, glue der Abstandshalter gleitet zusammen mit doppelseitigen Klebeband. Die Vertikalbewegung des Stempels verhindert Luftblasen am Anfang in der Agarose gefangen. </li></ol></li><li> Übertragen Sie die Eier oder Würmer zusammen mit OP50 Bakterien auf der Agarose mit einem feinen Platindraht Pick. Verteilen Sie ein Ei oder ein Wurm pro Kammer zusammen mit Lebensmitteln mit der Wimper. Füllen Sie etwa 30 Eier auf einem Agarose-Pad. </li><li> Schneiden Sie die Agarose-Platte, die die gefüllten Mikrokammern in ein Quadrat von etwa 15 x 15 mm, so dass es schön in die Öffnung der Schale passt. Nehmen Sie den Platz Agarose-Platte mit einer Pinzette und legen Sie sie auf den Kopf auf einem Deckglas von 20 x 20 mm. Einmal fiel, nicht heben Sie sie wieder oder schieben Sie es um, da dies kann dazu führen, die Bakterien und Würmer aus ihren Kammern geschoben werden. </li><li> Montage der Schale: <ol><li> Legen Sie das Deckglas auf die Öffnung des Kunststoffschale. Drücken Sie vorsichtig das Deckglas auf den Ring von doppelseitigen Klebeband hergestellt.Achten Sie darauf, das Glas zu brechen. </li><li> Drehen Sie die Schüssel auf den Kopf und verwenden Sie eine P1000 Pipette, die Lücke zwischen dem Agar Platte mit den Mikrokammern und der Agarose Reservoir mit Flüssigkeit mit niedrigem Schmelzpunkt Agarose auf etwa 30 ° C gekühlt zu füllen. Warten Sie, bis die Agarose erstarrt ist. </li><li> Verschließen Sie die Schüssel mit Deckel. Für inverse Mikroskope mit einem beheizten Deckel. Für aufrechte Mikroskope mit einem normalen Deckel und verschließen Sie die Schale mit Parafilm. </li></ol></li><li> Nach Beendigung der Herstellung von Mikrokammern, überprüfen Sie sie unter einem Stereomikroskop. Die richtige Füllung ist von entscheidender Bedeutung. Siehe die Diskussion für Details. </li></ol> 4. Calcium Imaging <ol><li> Verwenden transgenen Stämmen, genetisch kodierte Calciumsensoren wie HBR16 (goeIs5 [PNMR-1 :: SL1-GCaMP3.35-SL2 :: unc-54-3&#39;UTR, unc-119 (+)]) 27. </li><li> Verwenden Sie einen zusammengesetzten Mikroskop für Weitfeld-Epifluoreszenz ausgestattet. Schließen Sie die TTL Ausgang des EMCCD KameraDie TTL-Eingang des LED, so dass jedes Mal, wenn die Kamera ein Rahmen die Probe beleuchtet wird. Verwenden Sie eine Belichtungszeit von etwa 5 ms. Verwenden Sie EM Gewinn im Bereich von 50 bis 300. </li><li> Geben Sie eine Burst-Film läuft 24 Stunden lang mit jeder Wurm ist alle 15 abgebildet - 30 min ersten 20 Sekunden mit DIC, dann für 20 Sekunden mit einem GFP-Fluoreszenz zu erfassen GCaMP, und dann eine endgültige Bild des mKate2 Signal wird aufgenommen Steuerung für Expressionsniveaus. Verwenden Sie eine Bildrate von 2 / sec bei jedem Burst. </li><li> Für die visuelle Datenprüfung, verwenden Sie ein Falschfarbenkarte, die Sichtbarkeit von kleinen Änderungen der Fluoreszenzintensität zu erhöhen. Plot Fluoreszenzdaten &amp; Delta; F / F, wobei F die durchschnittliche Ausgangswert der Fluoreszenz. Eine detaillierte Beschreibung der Calciumdatenanalyse sind in der Literatur 20 gefunden werden. </li></ol> 5. Parallel AMI von Multiple Worms <ol><li> Die Schale mit den Mikrokammern auf das Mikroskop, den Schwerpunkt auf die Probe und die Fest autofocus. Einrichten eines Software-Protokoll, so dass die Kamera nimmt einen Ausbruch von 40 Bildrahmen in 20 sec jede halbe Stunde für 24 Stunden, die in 1.920 Bildern pro Wurm, eine angemessene Menge von Daten führt. Einrichten der Scan, so dass es besucht jeden Wurm mit der Bühne. Ziel ist es, etwa 30 Würmer Film in einem Durchlauf. </li><li> Bild mehrere Würmer durch Verkleinern, dh mit einer niedrigeren Vergrößerung. Verwenden Sie eine niedrigere Vergrößerung auf mehrere Mikrokammern mit dem Kamerachip zu decken und zu filmen mehrere benachbarte Mikrokammern gleichzeitig. Nach dem Ende der Bildaufnahme, trennen die Daten für jede einzelne Kammer, die durch Zuschneiden eines Bereichs von Interesse abdeckt einem Tier. </li><li> Um die Mobilität Daten schnell zu beurteilen, verwenden Rahmen Subtraktion 28-32. </li></ol> 6. Imaging verschiedenen Lebensphasen von C. elegans <ol><li> Verwenden Agarose Mikrokammern für alle Lebensphasen von C. elegans von L1 zu Erwachsenen und einschließlich dauers. Verwenden Sie die entsprechenden Kammer Abmessungen für difschiedlichen Lebensphasen, die in Tabelle 1 gezeigt werden. </li></ol><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Lebensstadium </td><td> Kammergröße </td><td> Kammertiefe </td><td> Normaler Aufnahme </td><td> Vergrößerung </td></tr><tr><td> L1 </td><td> 190 x 190 um </td><td> 10-15 &amp; mgr; m </td><td> Ei - Mitte L2 </td><td> 400X </td></tr><tr><td> L2 </td><td> 370 x 370 &amp; mgr; m </td><td> 15 &amp; mgr; </td><td> Ei - L3 </td><td> 200X </td></tr><tr><td> Dauer-Larve </td><td> 370 x 370 &amp; mgr; m </td><td> 25 um </td><td> 4 Tage </td><td> 200X </td></tr><tr><td> L3 </td><td> 700 x 700 um </td><td> 45 um </td><td> L2 - L4 </td><td> 200X </td></tr><tr><td> L4 </td><td> 700 x 700 um </td><td> 45 um </td><td> junge L4 - junge Erwachsene </td><td> 100X </td></tr><tr><td> Junge Erwachsene </td><td> 700 x 700 um </td><td> 45 um </td&gt; <td> 12-24 h </td><td> 100X </td></tr></tbody></table> Tabelle 1 Chamber Größen für unterschiedliche Lebensphasen. Es zeigen Kammerabmessungen und Vergrößerungen, die für verschiedene Stufen für einen 8 x 8 mm-Kamerachip optimiert sind.

<ol><li>Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genetics+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">The genetics of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 77, 71-94 (1974).</li>
<li>Husson, S. J., Costa, W. S., Schmitt, C., Gottschalk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Keeping+track+of+worm+trackers%5BTitle%5D)+AND+%22WormBook%22%5BJournal%5D)">Keeping track of worm trackers.</a> WormBook. , 1-17 (2012).</li>
<li>Yemini, E., Jucikas, T., Grundy, L. J., Brown, A. E., Schafer, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+database+of+Caenorhabditis+elegans+behavioral+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">A database of Caenorhabditis elegans behavioral phenotypes.</a> Nature Methods. 10, 877-879 (2013).</li>
<li>Likitlersuang, J., Stephens, G., Palanski, K., Ryu, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C.+elegans+tracking+and+behavioral+measurement%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">C. elegans tracking and behavioral measurement.</a> Journal of Visualized Experiments : JoVE. , e4094(2012).</li>
<li>Yemini, E., Kerr, R. A., Schafer, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracking+movement+behavior+of+multiple+worms+on+food%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Tracking movement behavior of multiple worms on food.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2011, 1483-1487 (2011).</li>
<li>Swierczek, N. A., Giles, A. C., Rankin, C. H., Kerr, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+behavioral+analysis+in%5BTitle%5D)+AND+%22C.+elegans.+Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">High-throughput behavioral analysis in.</a> C. elegans. Nature Methods. 8, 592-598 (2011).</li>
<li>Ramot, D., Johnson, B. E., Berry, T. L., Carnell, L., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Parallel+Worm+Tracker%3A+a+platform+for+measuring+average+speed+and+drug-induced+paralysis+in+nematodes%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">The Parallel Worm Tracker: a platform for measuring average speed and drug-induced paralysis in nematodes.</a> PLoS One. 3, e2208(2008).</li>
<li>Larsch, J., Ventimiglia, D., Bargmann, C. I., Albrecht, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+imaging+of+neuronal+activity+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+U+S+A%22%5BJournal%5D)">High-throughput imaging of neuronal activity in Caenorhabditis elegans.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 110, E4266-E4273 (2013).</li>
<li>Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Agarose+hydrogel+microcompartments+for+imaging+sleep-+and+wake-like+behavior+and+nervous+system+development+in+Caenorhabditis+elegans+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Agarose hydrogel microcompartments for imaging sleep- and wake-like behavior and nervous system development in Caenorhabditis elegans larvae.</a> Journal of Neuroscience Methods. 201, 78-88 (2011).</li>
<li>Yu, C. C., Raizen, D. M., Fang-Yen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-well+imaging+of+development+and+behavior+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Multi-well imaging of development and behavior in Caenorhabditis elegans.</a> Journal of Neuroscience Methods. 223, 35-39 (2014).</li>
<li>Luke, C. J., Niehaus, J. Z., O'Reilly, L. P., Watkins, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-microfluidic+methods+for+imaging+live%5BTitle%5D)+AND+%22C.+elegans.+Methods%22%5BJournal%5D)">Non-microfluidic methods for imaging live.</a> C. elegans. Methods. 68, 542-547 (2014).</li>
<li>San-Miguel, A., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidics+as+a+tool+for+C.+elegans+research%5BTitle%5D)+AND+%22WormBook%22%5BJournal%5D)">Microfluidics as a tool for C. elegans research.</a> WormBook. , 1-19 (2013).</li>
<li>Shi, W., Qin, J., Ye, N., Lin, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Droplet-based+microfluidic+system+for+individual+Caenorhabditis+elegans+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Droplet-based microfluidic system for individual Caenorhabditis elegans assay.</a> Lab Chip. 8, 1432-1435 (2008).</li>
<li>Krajniak, J., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+high-resolution+imaging+and+culture+of+C.+elegans+in+chip-gel+hybrid+microfluidic+device+for+developmental+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Long-term high-resolution imaging and culture of C. elegans in chip-gel hybrid microfluidic device for developmental studies.</a> Lab Chip. 10, 1862-1868 (2010).</li>
<li>Chalfie, M., Tu, Y., Euskirchen, G., Ward, W. W., Prasher, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Green+fluorescent+protein+as+a+marker+for+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Green fluorescent protein as a marker for gene expression.</a> Science. 263, 802-805 (1994).</li>
<li>Kerr, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+imaging+of+calcium+transients+in+neurons+and+pharyngeal+muscle+of%5BTitle%5D)+AND+%22C.+elegans.+Neuron%22%5BJournal%5D)">Optical imaging of calcium transients in neurons and pharyngeal muscle of.</a> C. elegans. Neuron. 26, 583-594 (2000).</li>
<li>Suzuki, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+C.+elegans+mechanosensory+neurons+demonstrates+a+specific+role+for+the+MEC-4+channel+in+the+process+of+gentle+touch+sensation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of C. elegans mechanosensory neurons demonstrates a specific role for the MEC-4 channel in the process of gentle touch sensation.</a> Neuron. 39, 1005-1017 (2003).</li>
<li>Hilliard, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+C.+elegans+ASH+neurons%3A+cellular+response+and+adaptation+to+chemical+repellents%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+Journal%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of C. elegans ASH neurons: cellular response and adaptation to chemical repellents.</a> EMBO Journal. 24, 63-72 (2005).</li>
<li>Frokjaer-Jensen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+voltage-gated+calcium+channel+subunit+genes+on+calcium+influx+in+cultured+C.+elegans+mechanosensory+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Effects of voltage-gated calcium channel subunit genes on calcium influx in cultured C. elegans mechanosensory neurons.</a> Journal of Neurobiology. 66, 1125-1139 (2006).</li>
<li>Kerr, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+the+activity+of+neurons+and+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22WormBook%22%5BJournal%5D)">Imaging the activity of neurons and muscles.</a> WormBook. , 1-13 (2006).</li>
<li>Miyawaki, A., Griesbeck, O., Heim, R., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+and+quantitative+Ca2%2B+measurements+using+improved+cameleons%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Dynamic and quantitative Ca2+ measurements using improved cameleons.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 96, 2135-2140 (1999).</li>
<li>Nakai, J., Ohkura, M., Imoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high+signal-to-noise+Ca%282%2B%29+probe+composed+of+a+single+green+fluorescent+protein%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">A high signal-to-noise Ca(2+) probe composed of a single green fluorescent protein.</a> Nature Biotechnology. 19, 137-141 (2001).</li>
<li>Akerboom, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetically+encoded+calcium+indicators+for+multi-color+neural+activity+imaging+and+combination+with+optogenetics%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Molecular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Genetically encoded calcium indicators for multi-color neural activity imaging and combination with optogenetics.</a> Frontiers in Molecular Neuroscience. 6 (2), (2013).</li>
<li>Tian, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+neural+activity+in+worms%2C+flies+and+mice+with+improved+GCaMP+calcium+indicators%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators.</a> Nature Methods. 6, 875-881 (2009).</li>
<li>Edwards, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+molecular+solution+for+ultraviolet+light+detection+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">A novel molecular solution for ultraviolet light detection in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS Biology. 6, e198(2008).</li>
<li>Ward, A., Liu, J., Feng, Z., Xu, X. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-sensitive+neurons+and+channels+mediate+phototaxis+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Light-sensitive neurons and channels mediate phototaxis in C. elegans.</a> Nat Neurosci. 11, 916-922 (2008).</li>
<li>Turek, M., Lewandrowski, I., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+AP2+transcription+factor+is+required+for+a+sleep-active+neuron+to+induce+sleep-like+quiescence+in%5BTitle%5D)+AND+%22C.+elegans.+Current+Biology%22%5BJournal%5D)">An AP2 transcription factor is required for a sleep-active neuron to induce sleep-like quiescence in.</a> C. elegans. Current Biology. 23, 2215-2223 (2013).</li>
<li>Singh, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C.+elegans+Notch+Signaling+Regulates+Adult+Chemosensory+Response+and+Larval+Molting+Quiescence%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">C. elegans Notch Signaling Regulates Adult Chemosensory Response and Larval Molting Quiescence.</a> Current Biology. 21, 825-834 (2011).</li>
<li>Raizen, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lethargus+is+a+Caenorhabditis+elegans+sleep-like+state%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Lethargus is a Caenorhabditis elegans sleep-like state.</a> Nature. 451, 569-572 (2008).</li>
<li>Iwanir, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+microarchitecture+of+C.+elegans+behavior+during+lethargus%3A+homeostatic+bout+dynamics%2C+a+typical+body+posture%2C+and+regulation+by+a+central+neuron%5BTitle%5D)+AND+%22Sleep%22%5BJournal%5D)">The microarchitecture of C. elegans behavior during lethargus: homeostatic bout dynamics, a typical body posture, and regulation by a central neuron.</a> Sleep. 36, 385-395 (2013).</li>
<li>Nagy, S., Raizen, D. M., Biron, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurements+of+behavioral+quiescence+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Measurements of behavioral quiescence in Caenorhabditis elegans.</a> Methods. , (2014).</li>
<li>Nagy, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+longitudinal+study+of+Caenorhabditis+elegans+larvae+reveals+a+novel+locomotion+switch%2C+regulated+by+Galphas+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">A longitudinal study of Caenorhabditis elegans larvae reveals a novel locomotion switch, regulated by Galphas signaling.</a> eLife. 2, e00782(2013).</li>
<li>Cassada, R. C., Russell, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dauerlarva%2C+a+post-embryonic+developmental+variant+of+the+nematode+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">The dauerlarva, a post-embryonic developmental variant of the nematode Caenorhabditis elegans.</a> Developmental Biology. 46, 326-342 (1975).</li>
<li>Schwarz, J., Lewandrowski, I., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+activity+of+a+sensory+neuron+during+a+sleep-like+state+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Reduced activity of a sensory neuron during a sleep-like state in Caenorhabditis elegans.</a> Current Biology. 21, R983-R984 (2011).</li>
<li>Schwarz, J., Spies, J. P., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+muscle+contraction+and+a+relaxed+posture+during+sleep-like+Lethargus%5BTitle%5D)+AND+%22Worm%22%5BJournal%5D)">Reduced muscle contraction and a relaxed posture during sleep-like Lethargus.</a> Worm. 1, 12-14 (2012).</li>
<li>Schwarz, J., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+sleep-like+quiescence+in+both+hyperactive+and+hypoactive+mutants+of+the+Galphaq+Gene+egl-30+during+lethargus+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Reduced sleep-like quiescence in both hyperactive and hypoactive mutants of the Galphaq Gene egl-30 during lethargus in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS One. 8, e75853(2013).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Hardware Der Fokus des Mikroskops wird typischerweise während einer Langzeitbildaufnahme driften. Für Durchlichtmikroskope, konzentrieren Buchführung Systeme können von den großen Mikroskophersteller erworben werden. Im Falle einer Verbindung, Mikroskop mit Fokussteuerung ist zu teuer, wäre eine einfache Alternative zu einem Stereomikroskop zu verwenden. Durchlichtmikroskope ermöglichen die Verwendung von Objektiven mit hoher numerischer Apertur (NA) und kann leicht automatisiert werden. 40X Öl Ziele sind gut geeignet. Wasserimmersionslinsen sind nicht ideal, da der Verdampfung während der Langzeit-Bildgebung. Differentialinterferenzkontrast (DIC) erzeugt einen schönen Kontrast, die morphologische und Verhaltensänderungen zu folgen hilft, aber einfache Hellfeldabbildung kann auch verwendet werden. Für DIC oder Hellfeldabbildung, benutzen rotes Licht, indem Sie einen Rotlichtfilter in die dia-Beleuchtungsstrahlengang des Mikroskops. Für das Scannen von mehreren Mikrokammern ist ein automatisiertes Stufe erforderlich. Die beste Leistung ist achieved, wenn eine Stufe verwendet wird, das nicht-lineare Beschleunigung und Verzögerung hat und kann zu geringen Scan-Geschwindigkeit eingestellt, die Tiere während des Scannens zu stören, um zu verhindern. Wir haben beobachtet, Verhaltensreaktionen oder Calcium Erhöhung mechanosensitive Neuronen (ALM und PLM) während der Abtastung, was darauf hindeutet, dass eine langsame Abtastung in der Tat nicht die mechanosensitive System der Schnecke aktiviert (Daten nicht gezeigt). Kommerzielle LED-Systemen verwendet werden. Mehrere Firmen bieten ready-to-use-Lösungen, die die LEDs mit unterschiedlichen Wellenlängen enthalten. Die LED sollte die Möglichkeit haben, von außen die Auslösung der LED mit einem TTL-Signal. Eine hochempfindliche Kamera ist für Calcium Imaging von bewegten Tieren notwendig. EMCCD- Kameras sind die empfindlichsten Kameras auf dem Markt. Die Kamera braucht, um eine TTL-Ausgang während der Exposition (auch als &quot;Feuer&quot; output) haben. Ein Deckelheizung erforderlich ist, um eine Kondensation auf dem Deckel zu verhindern, wenn unter Verwendung eines Umkehrmikroskops. Auf einem aufrechten Mikroskop, wird die Schale gelegt werden, so dass der Deckel will am Boden und somit Kondensation verhindert und kein Deckel Heizung benötigt wird. Der Deckel muss fest schließen Sie das Gericht um die Verdampfung von Wasser während der langfristige Bildgebung zu verhindern. PDMS-Stempel Die Oberfläche des PDMS-Stempels, der die Struktur zum Formen der Agarose enthält, wird von der Glasplatte, die die PDMS-Stempel unterstützt konfrontiert. Eine Liste mit Unternehmen, die kundenspezifische Mikrofluidik-Chips bieten auf Wikipedia gefunden werden ( <a href="http://en.wikipedia.org/wiki/List_of_microfluidics_related_companies" target="_blank">http://en.wikipedia.org/wiki/List_of_microfluidics_related_companies</a> ). Füllen der Nematoden in ihre Kammern Dies ist der wichtigste Schritt im Protokoll und die folgenden Punkte zu beachten: a) Die Feuchtigkeit der Agarose ist von entscheidender Bedeutung für die Übertragung der Würmer und für die Bildgebung. Wenn die Agarose zu feucht ist, dh es ist eine Flüssigkeit covERING eine Fläche von mehreren Mikrokammern, wird es nicht möglich sein, bakterielle Lebens und Würmer in einer gesteuerten Weise zu verteilen, weil die Flüssigkeit macht die Bakterien wegfließen. Wenn die Agarose zu trocken ist, dann die Bakterien und Würmer nicht bekommen können aus dem Pick einfach was bedeutet, dass erhöhter Kraft muss verwendet werden, um die Würmer und Bakterien, die leicht verursacht Schäden an der Agarose fallen werden. Beim Füllen in eine Menge von Würmern die Agarose kann austrocknen. Im schlimmsten Fall wird die Agarose so trocken in dem Ende, das die Kammern zusammenbrechen können. Wenn die Agarose zu trocken ist, kann es durch Anordnen eines kleinen Tropfen (etwa 2 &amp; mgr; l) des S-Basal auf die Seite des Chips, wo es keine Würmer rehydratisiert werden. Dann tauchen Sie den Platindraht holen in die Flüssigkeit zu ziehen und sogar ein Teil der Flüssigkeit in den Bereich, in dem die Kammern mit Würmern gefüllt. B) Die Menge der Nahrung ist entscheidend für die erfolgreiche langfristige Bildgebung. Wenn es nicht genügend Nahrung, können die Würmer aus der sie auszuführen. Bei übermäßigem Essen der Hohlraum der Kammernicht wie eine Flüssigkeit, sondern wie eine feste verhalten und ermöglicht Würmer aus der Kammer, indem die Bakterien zu entkommen. Ziel ist es, eine Bakteriensuspension, die die gesamte Kammer ausfüllt erhalten. Die Würmer sind während des Experiments konstant physischen Kontakt mit dem Agar und Glasoberfläche über den größten Teil ihrer Länge und der kriechenden Verhalten scheint ähnlich wie die Bewegung auf einen Teller und unähnlich in flüssiger Prügel zu sein. C) Mechanische Beschädigung der Agarose kann das Experiment ruinieren. Eine feine Wahl ist wichtig. Es sollte keine scharfen Kanten. Ein weiches Augenwimper an einem Pipettenspitze befestigt werden verwendet, um Bakterien oder Würmer in die Kammern anstelle der Verwendung eines Platin-Pick bewegen. In den meisten Fällen ist jedoch übertrocknete Agarose der Grund für Beschädigungen. Die Pick oder Wimpern sollte im Idealfall nur kaum berühren Sie die Agarose selbst und den Wasserfilm auf der Agarose-Oberfläche sollte Würmer und Bakterien abziehen. Beim Abdichten der Kammern, ist wieder die Feuchtigkeit der Agarose wesentlich. Es sollte nichtwerden jegliche freie Flüssigkeit auf der Agarose-Oberfläche, da dies Bakterien und Würmer während der Versiegelung abzuwaschen. Große Blasen können durch leichtes Anheben an einer Ecke des Agar-Platte entfernt werden. Kleine Blasen, die kleiner als die Kammer erhalten häufig innerhalb der Kammern eingeschlossen sind. Diese Blasen sind kein Problem und wird durch Absorption verschwinden. Nach der Montage der Schale, klicken Sie hier, dass die Agarose ist nicht zu trocken oder zu nass. Die Kammern sollten gut verschlossen sein und es sollte keine Strömung der Flüssigkeit zwischen den Kammern sein. Wenn die Agarose zu nass ist, werden die Kammern nicht richtig abdichten. Worms kann fliehen oder ihre Nahrung weg gewaschen werden. Wenn die Probe zu feucht, einfach öffnen Sie den Deckel und lassen Sie die Agarose trocken für eine Minute oder zwei. Wenn die Agarose zu trocken ist, können die Kammern zusammenbrechen und die Würmer zu entkommen. Aufstockung durch Verkleinern Für Fluoreszenz-Bildgebung, Verkleinern wird durch die geringe Lichtmenge bei niedrigeren Vergrößerungen erhalten begrenzt. Auch EMCCD Kameras sind für die Empfindlichkeit optimiert und haben oft eine relativ geringe Auflösung. , Die Aufstockung der bildgebenden Vierfache ist jedoch ebenfalls möglich. Beispielsweise können vier Kammern von 190 um x 190 um auf einem Frame bei der Verwendung von 140X Vergrößerung (unter Verwendung eines 20x-Objektiv und eine 0,7X Kamerahalterung erreicht) und einem 512 x 512 Pixel, 8 x 8 mm Kamera passen. Eine hochauflösende Kamera mit einem großen Chip (wie sCMOS Kameras, 16,6 mm x 14 mm-Chip, 2560 x 2560 Punkte = 5,5 Megapixel) optimiert die Aufstockung von DIC und Hellfeldabbildung. Zum Beispiel bis zu 30 L1 Würmer in 190 um x 190 um Kammern auf jeder Rahmen dieser Kamera zu passen, wenn unter Verwendung eines 100-facher Vergrößerung (siehe Abbildung 3). Im Prinzip herauszoomen und Scannen kann auch kombiniert werden, um noch größere Zahl von Tieren zu erhalten. Die meisten Neuronen bleiben ganz gut im Fokus, so dass nur eine Brennebene muss abgebildet werden. Wenn Nervenzellen gefunden werden, um aus dem Fokus zu bewegen, AZ-Scan mit einem Piezoantrieb kann zu jedem Zeitpunkt p genommen werdenoint. Anpassung an unterschiedliche Verhaltensweisen Dieses Protokoll gibt eine gute Vorstellung über das Verhalten auf langen Zeitskalen. Offensichtlich ist das Timing der Bursts muss auf unterschiedliche Verhaltensweisen und Lebensabschnitte angepasst werden. EINSCHRÄNKUNGEN DER TECHNIK Verschiedene Faktoren beschränken die Dauer der Bildgebung. Die wichtigste ist die Menge der Nahrung. Sobald die Nahrung konsumiert wird, zu stoppen Larven entwickeln. So wird in kleinen Kammern (190 x 190 um) Würmer zu entwickeln, bis die Phase L3 und dann verhaften. Wenn längere Belichtungszeit erforderlich ist, grßere Kammern verwendet werden. Die maximale Laufzeit der langfristigen Bildgebung ist in dem Bereich von 2,5 - 3 Werktagen. Wenn mehr Bildgebung erforderlich ist, müssen die Würmer zurückgewonnen und in neue Kammern platziert werden. Bei der Abbildung erwachsenen Würmer, wird eine weitere Begrenzung durch die Nachkommen dieser Würmer verursacht. Erwachsenen Würmer legen Eier, aus denen Larven schlüpfen. Diese Larven werden auch in der Kammer bleibenVerbrauchen Nahrung, und kann die Bildanalyse zu stören. Wenn Nachwuchs ein Problem ist, ist eine Lösung, um entweder sterile Erwachsene oder wiederholt setzen die Würmer an die frische Kammern. Würmer zu erholen, wird die Agarose-Platte in die Kammer, das freie mit einem Skalpell geschnitten wird, wird das Deckglas gezogen wird, und wird auf einer NGM Platte, aus der die Schnecken gewonnen werden können platziert. Eine weitere Beschränkung ist die Beschränkung der Schnecken auf relativ kleine Bereiche. Dies kann ein Problem sein, wenn Langstreckenbewegung muss analysiert werden. Während die Tiere in den Kammern mechanisch und optogenetically 21,27,34,35 stimuliert werden, wird die Art des abgedichteten Kammer machen es schwierig, lösliche oder flüchtige Stimulanzien anzuwenden. Biologisch wichtige Gase wie Sauerstoff oder Kohlendioxid, kann frei in den Agar diffundieren. Die große Luftbehälter in die Schale sollte die Gaskonzentrationen in den Kammern im Laufe der Zeit für Experimente benötigt konstant zu halten. Es ist jedoch zu beachten, dass der lokale Sauerstoff concentratio gehalten werdenn in der Kammer kann mehr ähneln die Bedingungen in flüssiger Kultur als Kultur auf der Platte gefunden. Bedeutung in Bezug auf bestehenden Verfahren Mikrofluidischen Bauteilen haben stark fortgeschritten Verhaltens- und Entwicklungs studierte in C. elegans. Oft werden mikrofluidischen Strukturen aus PDMS 12 hergestellt. Hier beschreiben wir ein Protokoll für die Erzeugung von mikrofluidischen Kulturkammern aus Agarose hergestellt. Die Stärke dieser Technik ist die Kombination von hoher Bildqualität, Korrelation Verhalten physiologische Messungen, Langzeit-Bildgebung und einer angemessen hohen Durchsatz. Hohe Bildqualität wird durch die Abbildung durch das Deckglas mit hoher NA Ziele erreicht. Als Ergebnis kann Fluoreszenzabbildung, wie Calcium-Bildgebung und die konfokale Abbildung subzellulären Strukturen durchgeführt werden. Da die Tiere nicht wie bei anderen Systemen immobilisiert, erlaubt es eine Korrelation Verhalten physiologische Messungen. Because die Tiere haben genügend Nahrung, sie weiter zu entwickeln ermöglicht langfristige Bildgebung. Dieses System kann Bild viele Würmer in einem Durchgang, weil die Tiere, ihre definierte Kammern beschränkt. Somit kann dieses Verfahren leicht bis 9,27,34-36 skaliert werden. Zukünftige Anwendungen Bisher hat dieses System wurde hauptsächlich verwendet, um das Schlafverhalten in C. studieren elegans L1-Larven. Allerdings wird die Anpassung an alle Stufen es ermöglichen, eine Vielzahl von Verhaltensweisen auch dauers und Erwachsene zu studieren. Eine breite Palette von Verhaltensweisen können mit dieser Technik von Paarung Eiablage untersucht werden.

Caenorhabditis elegans wurde als Modellsystem zur Untersuchung von Verhalten1 etabliert. Aufgrund seiner Zugänglichkeit für die Genetik können die molekularen und zellulären Mechanismen, die dem Verhalten zugrunde liegen, untersucht werden. Viele Verhaltensweisen treten auf langen Zeitskalen auf. Es gibt zwei prinzipielle Ansätze, um bewegliche Tiere über lange Zeiträume zu beobachten. Der erste Ansatz besteht darin, das Tier während der Bewegung mit einem automatisierten Tisch oder einer Kamera2-8 zu verfolgen, und der zweite besteht darin, die Bewegung auf einen Bereich zu beschränken, der mindestens so klein ist wie das Sichtfeld der Kamera9-14. Beide Methoden haben ihre Vorteile. Die Verfolgung ermöglicht es, ein Tier über große räumliche Entfernungen zu verfolgen, begrenzt jedoch die Anzahl der Tiere, die in einem Versuch erkannt werden können. Die Einschränkung der Bewegung der Tiere ermöglicht es, die Beobachtung auf viele Individuen gleichzeitig zu skalieren, indem Arrays von eingeschränkten Kompartimenten verwendet werden. 
Da der Fadenwurm transparent ist, kann die Live-Fluoreszenzbildgebung nicht-invasiv durchgeführt werden15. Die Kalzium-Bildgebung liefert eine funktionelle Auslesung für die Aktivität erregbarer Zellen und ist für C. elegans16-20 etabliert. Kalzium gelangt über Kanäle in der Plasmamembran in die Zelle, die sich bei der Depolarisation öffnen. Somit fungiert Kalzium als Stellvertreter für die neuronale Aktivität. Calciumsensoren können in zwei Hauptklassen eingeteilt werden: ratiometrische und nicht-ratiometrische Sensoren. Beide Klassen verwenden Konformationsänderungen von Calcium-bindenden Proteinen, die bei der Bindung von Calcium induziert werden. Ratiometrische Sensoren enthalten zwei fluoreszierende Proteine. Wenn das Fluoreszenzprotein mit niedrigerer Wellenlänge angeregt wird, wird ein Teil der Lichtenergie in Abhängigkeit von deren Entfernung auf das Fluoreszenzprotein mit höherer Wellenlänge übertragen, und zwar in einem Prozess, der als Fluoreszenzresonanz-Energietransfer oder Förster-Resonanz-Energie-Transfer (FRET) bezeichnet wird21. Nicht-ratiometrische Sensoren basieren auf zirkulär permutiertem GFP und verwenden eine De-Quenchierung des Fluorophors, die durch Calciumbindungverursacht wird 22. Jede Klasse hat ihre Vorteile. Während ratiometrische Sensoren weniger empfindlich auf Bewegungs- oder Expressionsartefakte reagieren, haben nicht-ratiometrische Sensoren in der Regel einen höheren Dynamikbereich. Sowohl ratiometrische als auch nicht-ratiometrische Sensoren haben sich als nützlich erwiesen, um die Aktivität erregbarer Zellen in C. elegans16-20,23,24 zu untersuchen. 
Bei der Langzeit-Fluoreszenzbildgebung muss sich der Experimentator mit mehreren potenziellen Herausforderungen auseinandersetzen: 1. Störung des Verhaltens durch Anregungslicht: Würmer reagieren empfindlich auf kurzwelliges Fluoreszenz-Anregungslicht und meiden Licht aus dem violetten bis blauen Bereich, das für die Kalziumbildgebung verwendet wird25,26. Würmer reagieren entweder mit einer Rückwärts- oder einer Vorwärts-Fluchtreaktion25,26. Daher muss die Lichtmenge gesteuert werden. 2. Bleichen des fluoreszierenden Sensorproteins: Oft behindert das Bleichen des fluoreszierenden Proteins die Langzeitbildgebung. Typischerweise sind jedoch die Lichtintensitäten, die zur Beobachtung des Bleachings benötigt werden, höher als die Lichtintensitäten, die störende Auswirkungen auf das Verhalten der Tiere haben. Daher ist das Bleichen bei dieser Art der Kalziumbildgebung nur ein theoretisches Problem. 3. Würmer in den Mikrokammern sind nicht fixiert und bewegen sich während des Wachverhaltens ständig, und Bilder können verschwommen erscheinen, wenn der Wurm nicht immobilisiert ist. All diese Herausforderungen lassen sich durch extrem kurze Belichtungszeiten bei geringer Lichtintensität lösen. Dies kann durch den Einsatz einer hochempfindlichen EMCCD-Kamera mit kurzen Belichtungszeiten und externer Triggerung einer Leuchtdiode (LED) realisiert werden. Um die Würmer so kurz wie möglich (nur während der Belichtungszeit der Kamera) dem Beleuchtungslicht auszusetzen, wird die LED extern über ein Transistor-Transistor-Logik-Signal (TTL) getriggert, das die Kamera während der Belichtung aussendet, was zu einer Beleuchtung des Wurms genau für die Zeit führt, in der der Kamerachip belichtet wird. Dies bedeutet auch, dass der EMCCD-Chip beim Auslesen der Daten dunkel wird, was für die Ausleseleistung dieses Chips optimal ist. 
Zuvor wurden Agarose-Mikrokammern für die Langzeit-Fluoreszenzbildgebung von C. elegans-Larven entwickelt9. Hier wird beschrieben, wie Agarose-Mikrokammern für die Langzeit-Calcium-Bildgebung für jedes Lebensstadium von C. elegans verwendet werden können, wie Calcium-Imaging durchgeführt werden kann und wie diese Methode hochskaliert werden kann, um viele einzelne Würmer parallel zu untersuchen.

<table><tbody><tr><td>Agarose mit hohem Schmelzpunkt</td><td>Fisher Bioreagents</td><td>BP(E)164-1000</td><td></td></tr><tr><td>Top Vision Agarose mit niedrigem Schmelzpunkt</td><td>Thermo Scientific</td><td>R0801</td><td></td></tr><tr><td>LED-System</td><td>CoolLED</td><td>pE-2</td><td></td></tr><tr><td>Verbundmikroskop</td><td>Nikon</td><td>TiE</td><td></td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Leica</td><td>M5</td><td></td></tr><tr><td>EMCCD-Kamera</td><td>Andor</td><td>iXon 897</td><td>jetzt auch als iXon Ultra 897</td></tr><tr><td>sCMOS-Kamera</td><td>verkauft Andor</td><td>Neo</td><td></td></tr><tr><td>Plasmareiniger</td><td>Harrick</td><td>PDC-23G2</td><td></td></tr><tr><td>Deckelheizung</td><td>MPI-Werkstatt</td><td>Sonderanfertigung</td><td></td></tr><tr><td>Kunststoffschale</td><td>Falcon</td><td>08-757-100A</td><td></td></tr><tr><td>Z-Tisch für das Mikroskop</td><td>Prior</td><td>Nano Scan Z</td><td></td></tr><tr><td>X-Y Tisch für die </td><td>Mikroskop Prior</td><td>Proscan III</td><td></td></tr><tr><td>PDMS Stempel</td><td>Abbott Laboratories</td><td>Sonderanfertigung</td><td></td></tr><tr><td>Rotlichtfilter</td><td>Chroma</td><td>ET660/50m</td><td></td></tr><tr><td>35 mm Petrischale</td><td>Falcon</td><td>Falcon Einweg-Petrischale, steril, Corning Doppelseitiges</td><td></td></tr><tr><td>Klebeband</td><td>Sellotape/Henkel</td><td>doppelseitig 25 mm x 33 m</td><td>Alternativ kann auch das doppelseitige Klebeband von Rubance Adhesives verwendet werden.</td></tr></tbody></table>

agarose mikrokammern für langzeit calcium imaging von<em&gt; caenorhabditis elegans</em

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Verhalten wird durch das Nervensystem gesteuert. Calcium-Bildgebung ist ein einfaches Verfahren, bei dem transparenten Nematode Caenorhabditis elegans, die Aktivität von Neuronen bei verschiedenen Verhaltensweisen zu messen. Mit Verhalten korrelieren neuronale Aktivität, sollte das Tier nicht immobilisiert werden, sondern sollte in der Lage, sich zu bewegen. Viele Verhaltensänderungen während des langen Zeitskalen auftreten und erfordern über viele Stunden des Verhaltens der Aufnahme. Dies macht es auch notwendig, um die Würmer Kultur in Gegenwart von Nahrung. Wie kann Würmer gezüchtet werden und ihre neuronale Aktivität über lange Zeitskalen abgebildet? Agarose Mikrokammer Imaging (AMI) wurde zuvor die Kultur entwickelt und beobachten kleinen Larven und ist jetzt angepasst worden, um alle Lebensphasen von der frühen L1 bis zum Erwachsenenstadium C. studieren elegans. AMI kann auf verschiedenen Lebensphasen einer C durchgeführt werden elegans. Langfristige Kalzium-Imaging ohne Immobilisierung der Tiere durch kurze extern getriggert Belichtungen com erreichtmit einem Elektronenvervielfachungs charge-coupled device (EMCCD) Kameraaufnahme kombiniert. Verkleinern oder Scannen, um die Bild bis zu 40 Würmer in parallel skalieren diese Methode. Somit wird ein Verfahren zur Bildverhalten und die neuronale Aktivität über lange Zeiträume in allen Lebensstadien von C. beschrieben elegans.

Agarose Mikrokammern können zu jeder Lebensphase von C angewendet werden elegans. Wie in 1A zu sehen ist, können Larvenentwicklung und Schlafverhalten während L1 lethargus beachten. Dargestellt sind die Kammergrößen 190 x 190 um, 10 um tief sind. Wenn längeren Zeitskalen erforderlich sind, können größere Kammern verwendet werden. Wie in Figur 1B zu sehen ist, mit einer Kammer mit größeren Abmessungen (370 x 370 um, 25 um tief) erlaubt die Entwicklung von C. elegans vom Ei bis zum erwachsenen. 1C zeigt eine Analyse des Langzeitverhaltensänderungen in Frame Subtraktion einer Schnecke vom Ei bis zum erwachsenen in einer Kammer aufgewachsen. Dargestellt sind mittleren Intensitäten nach Subtraktion Rahmen für ausgewählte Bursts während Gefolge und lethargus. Desto geringer ist die Durchschnittsintensität nach Rahmen Subtraktionswerte ist, desto niedriger die Mobilität des Wurms. Gezeigt, werden von einem Gefolge Zustand und einem Zustand lethargus pro Larvenstadium ausgewählt Burst-Spuren. Diebeobachteten Anstieg der Durchschnittsintensität während der Entwicklung ist vor allem auf einen erhöhten Kontrast und Größe des Tieres. 1D zeigt eine dauer Larve, eine alternative Lebensphase, die bei widrigen Umgebungsbedingungen 33 tätig ist. Kammergröße ist 370 x 370 &amp; mgr; m, 15 &amp; mgr; m tief. Beachten Sie, dass die dauer Larve wurde ohne bakterielle Nahrung in die Kammer eingebracht, die Ausfahrt von der dauer Larvenstadium verursachen würde. 1E zeigt einen erwachsenen Wurm, der bereits viele Eier gelegt hat, in die Kammer. Kammer Abmessungen für den Erwachsenen verwendet wurden, waren 700 x 700 um, 45 um tief. Schließlich zeigt 1F einen erwachsenen Hermaphroditen und ein männliches Gegen Inneren eines Erwachsenen Kammer. Kalzium-Imaging in motile Würmer ist mit GCaMP Calcium-Sensoren möglich. 2A, B zeigen Kalzium-Imaging des Befehls Intern AVA für einen L1-Larve 27. 2C, D Calcium-Aktivität für die sa zeigenme Art von Neuron in einem erwachsenen Tier. Aufstockung der langfristige Bildgebung ist durch Abtasten und durch Zoomen out möglich. 3A zeigt die Bildqualität der gleichzeitigen Darstellung von 30 Würmer auf einem Kamera-Chip mit einer 5-Megapixel-Kamera. 3B zeigt die Bildqualität von 4 Würmer Calcium gleichzeitig abgebildet. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/52742/52742fig1highres.jpg" width="700" /> Abbildung 1. Die Anpassung der AMI auf alle Lebensphasen von C. elegans. (A) Larve von früh bis früh L1 L2 Phase in 190 x 190 um Kammern abgebildet. (B) Entwicklung vom Ei bis zum erwachsenen in einem 370 x 370 um Kammer. (C) Mobility eines Schnecken bewertet mit Rahmen Subtraktion. Dargestellt ist die mittlere Intensität aller Bilder von der Bildrahmen nach Subtraktion für eine ausgewählte Burst-Film für jeden Larven stage zur Folge und lethargus Verhalten. (D) A dauer Larve in der Abwesenheit von Nahrung in einem 370 x 370 um Kammer. (E) Erwachsene Zwitter mit vielen Eier in eine 700 x 700 um Kammer gelegt. (F) Mating eines Mannes und ein Zwitter in einem 700 x 700 um Kammer. YA bedeutet, jungen Erwachsenen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52742/52742fig1highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/52742/52742fig2highres.jpg" width="700" /> Abbildung 2. Calcium-Bildgebung mit AMI. (A) Calcium-Bildgebung mit GCaMP3 in der Befehlsintern AVA von L1-Larven mit Hilfe der NMR-1-Promotor. Dargestellt sind zwei Falschfarbenbilder. Im linken Bild ist die Aktivität der AVA niedrig und der Wurm nicht einen Rückwärtsbewegung. Im rechten Bild die Aktivität der AVA ist<html> hoch ist, und die Schnecke rückwärts bewegt. (B) Calcium-Transienten über die Zeit für einen L1-Wurm. (C, D) Calcium Transienten bei einem erwachsenen Tier. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52742/52742fig2highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52742/52742fig3highres.jpg" width="700" /> Abbildung 3. Imaging mehrere Würmer parallel durch Verkleinern. (A) Einzigartige Bilder aus 30 L1 Würmer pro Bild mit 190 x 190 um Kammern und ein 100-facher Vergrößerung (unter Verwendung eines 10X-Objektiv) und eine 16,6 x 14 mm Kamerachip. (B) Gleichzeitiges Abbilden vier L3 Würmer pro Rahmen mit 370 x 370 um Kammern und 100-facher Vergrößerung und einem interessierenden Bereich eines 16,6 x 14 mm Kamera-Chip.et = &quot;_ blank&quot;&gt; Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Die Abbildung von Verhalten und neuronaler Aktivität über lange Zeitskalen ohne Immobilisierung des Tieres ist eine Voraussetzung, um Verhalten zu verstehen. Die mikrofluidische Kammerbildgebung (AMI) von Agarose kann verwendet werden, um die neuronale Aktivität und das Verhalten für alle Lebensstadien von Caenorhabditis elegans abzubilden.

Agarose Mikrokammern für Langzeit Calcium Imaging von<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments besteht darin, die Verhaltensentwicklung und neuronale Aktivität mehrerer erwachsener Exemplare von *C. elegans* zu überwachen. Dies wird erreicht, indem die Würmer in mit Nahrung gefüllte mikrofluidische Kammern (Aros) kultiviert werden. Langzeit-Calcium-Bildgebung wird mithilfe einer E-M-C-C-D-Kamera und TTL-getriggerten kurzen Belichtungszeiten durchgeführt.Das Verfahren kann hochskaliert werden, indem mehrere Kammern nacheinander gescannt oder mehrere Kammern gleichzeitig aufgezeichnet werden. Die Ergebnisse zeigen das Verhalten von Larven und erwachsenen Tieren sowie kalziumbasierte transiente Vorgänge in Command-Interneuronen. Der Hauptvorteil dieser Mikrokammer-Technik besteht darin, dass Verhalten und Entwicklung über einen langen Zeitraum mit hochwertiger Bildgebung verfolgt werden können.Die visuelle Demonstration dieser Methode ist entscheidend, da es schwierig ist, die Mikrokammern mit der richtigen Menge an Nahrung und Wärme zu befüllen. Beginnen Sie damit, ein Mikroskop mit Deckelheizung, automatischem Probentisch und E-M-C-C-D-Kamerasystem einzurichten. Stellen Sie Polymethylsuboxan-Stempel in einer Mikrofluidik-Einrichtung oder mithilfe einer kommerziellen Fertigungsanlage her.Schneiden Sie den PDMS-Chip mit einem Skalpell in 16 einzelne Stempel. Danach werden sowohl der Stempel als auch eine Objektträgerplatte etwa eine Minute lang Luftplasma ausgesetzt, bevor der Stempel auf der Platte befestigt wird. Arbeiten Sie langsam, um das Schmelzen des Kunststoffs zu vermeiden.Schneiden Sie einen quadratischen Bereich aus dem Boden einer 3,5 cm-Dish aus. Bereiten Sie mehrere Dishes gleichzeitig vor. Bereiten Sie sterile Aliquote sowohl von Aero mit hohem als auch mit niedrigem Schmelzpunkt vor der Verwendung vor.Geben Sie drei Aliquote mit Aeros mit hohem Schmelzpunkt auf einen Heizblock. Schmelzen Sie außerdem ein Eloqua mit niedrigem Schmelzpunkt und geben Sie es auf einen separaten Heizblock. Nehmen Sie zunächst die Kunststoffschale mit der zuvor angefertigten quadratischen Öffnung und stellen Sie sie verkehrt herum auf, sodass die Öffnung nach oben zeigt.Verwenden Sie ein Stück doppelseitiges Klebeband, um die Öffnung abzudecken. Drehen Sie die Petrischale um, sodass sich das Klebeband an der Unterseite befindet, und stellen Sie die Schale auf eine harte Oberfläche. Befreien Sie die Öffnung mit einem Skalpell.Füllen Sie anschließend den Bereich, der die Öffnung umgibt, mit zwei Millilitern Agarose mit hohem Schmelzpunkt. Warten Sie, bis der Agarose erstarrt ist. Sobald er fest ist, entfernen Sie den Schutzfilm, der das doppelseitige Klebeband auf der anderen Seite bedeckt.Dadurch entsteht ein feiner Ring aus Klebeband, der die Außenseite der Öffnung umgibt. Das Agar fungiert als Feuchtigkeitsreservoir, das später die Probe umgeben wird. Bevor die Mikrokammern gebaut werden, bereiten Sie die PDMS-Stempeloberfläche vor, indem Sie sie 20 bis 60 Sekunden lang einer Luft-Plasma-Behandlung aussetzen.Erstellen Sie zwei Abstandshalter gleicher Höhe, indem Sie fünf bis neun Glasobjektträger stapeln. Legen Sie einen einzelnen Glasobjektträger zwischen die beiden Stapel. Platzieren Sie anschließend den Glasobjektträger mit dem PDMS-Stempel über die Abstandshalter.Stellen Sie die Höhe der Abstandshalter so ein, dass ein 1,5 Millimeter großer Spalt zwischen der Prägfläche und dem Objektträger besteht. Wenn Sie bereit sind, geben Sie einen Tropfen heißen, hochschmelzenden Aros auf den Objektträger in die Nähe des PDMS-Stempels und schieben Sie den Stempel schnell horizontal in die flüssige Aros. Sobald die Aros erstarrt ist und undurchsichtig erscheint, ziehen Sie den Stempel mit einer einzigen Bewegung vertikal ab.Überführen Sie die Eier oder Würmer mithilfe eines feinen Platin-Draht-Höckers gemeinsam mit OP 50-Bakterien auf das Aros-Präparat. Verteilen Sie mit einer Wimper ein Ei oder einen Wurm pro Kammer zusammen mit Nahrung. Ein Aros-Präparat sollte etwa 30 Würmer enthalten.Schneiden Sie den Aros-Schlitz, der die Mikrokammern enth&auml;lt, zu einem Quadrat zurecht, sodass er gut in die &Ouml;ffnung der Schale passt. Heben Sie den Schlitz mit einer Pinzette an und legen Sie ihn nach dem Einsetzen verkehrt herum auf einen Glasdeckel; heben oder verschieben Sie den Deckel danach nicht mehr, um zu vermeiden, dass Inhalte aus ihren Kammern gedr&uuml;ckt werden.Die Kammern sind nun verschlossen. Als Nächstes platzieren Sie den Deckglaser in die Öffnung der Kunststoffschale. Drücken Sie den Deckglaser vorsichtig auf den Ring aus doppelseitigem Klebeband.Achten Sie darauf, das Glas nicht zu zerbrechen. Drehen Sie die Schale um und verwenden Sie Agarose mit niedrigem Schmelzpunkt, um den Spalt zwischen der Agarose-Schicht und dem Agarose-Reservoir zu füllen, sobald die Agarose erstarrt ist. Versiegeln Sie die Schale mit einem Deckel und Parafilm.Nach Abschluss der Herstellung der Mikrokammern diese unter einem Stereomikroskop überprüfen. Das Befüllen der Kammern und die Feuchtigkeitskontrolle sind entscheidend für den Erfolg. Zunächst wird die Schale mit den Mikrokammern auf das Mikroskop gestellt und scharfgestellt. Alle 30 Minuten werden über einen Zeitraum von 24 Stunden jeweils 40 Bildsequenzen innerhalb von 20 Sekunden aufgezeichnet.Richten Sie als Nächstes den Scan so ein, dass er jeden Wurm mithilfe des Stages abfährt. Ziel sollte es sein, etwa 30 Würmer in einem Durchlauf aufzuzeichnen. Mehrere Würmer können durch Herauszoomen abgebildet werden.Verwenden Sie eine niedrigere Vergr&ouml;&szlig;erung, um mehrere Mikrokammern abzudecken, und filmen Sie mehrere benachbarte Mikrokammern gleichzeitig. Nach Beendigung der Bildaufnahme trennen Sie die Daten f&uuml;r jede einzelne Kammer, indem Sie einen interessierenden Bereich, der ein Tier umfasst, zuschneiden. Eine Bildfolge-Subtraktion kann verwendet werden, um Beweglichkeitsdaten schnell auszuwerten.Nach der Bildgebung wird die Kalziumbildgebung an einem Compound-Mikroskop durchgeführt, das für die Weitfeld-Epi-Fluoreszenz ausgestattet ist. Um die Lichtexposition zu begrenzen, verwenden Sie ein Transistor-Transistor-Logik-Signal, das eine LED auslöst, um die Probe zu beleuchten. Gleichzeitig nimmt die Kamera einen Bildrahmen auf.Führen Sie einen Burst-Film über 24 Stunden durch, der jeden Wurm alle 15 bis 30 Minuten abbildet. Nehmen Sie zunächst 20 Sekunden mit DIC auf.Danach 20 Sekunden mit GFP-Fluoreszenz. Und schließlich ein Bild des MK2-Signals zur Kontrolle der Expressionslevel. Verwenden Sie zur visuellen Dateninspektion eine Falschfarbendarstellung, um die Sichtbarkeit kleiner Änderungen der Fluoreszenzintensität zu verbessern.Zum Schluss erfolgt die Analyse der Kalziumdaten mithilfe standardisierter Verfahren. Dieses Beispiel zeigt das Verhalten von Larven. Eine Kammer mit größeren Abmessungen ermöglicht die Entwicklung vom Ei bis zum erwachsenen Tier über einen langen Zeitraum; hier werden Verhaltensänderungen dargestellt.Die Dauerlarve hier ist ein alternatives Entwicklungsstadium, das unter ungünstigen Umweltbedingungen eingenommen wird. Dieser erwachsene Wurm hat viele Eier in die Kammer abgelegt. Schließlich zeigt dieses Bild einen erwachsenen Hermaphroditen und ein Männchen beim Paaren innerhalb einer erwachsenen Kammer.Kalzium-Imaging des Command-Interneurons A VA für eine L1-Larve ist hier dargestellt. Diese Bilder zeigen die Kalziumaktivität desselben Neuronentyps in einem erwachsenen Tier. Durch die Hochskalierung der Langzeit-Bildgebung können 30 Würmer auf einem einzigen Kamerachip abgebildet werden.Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, die Kammern mit der richtigen Menge Nahrung zu füllen und die korrekten Bewegungen von Agarro sicherzustellen. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die Aros-Mikrokammer-Bildgebung an verschiedenen Entwicklungsstadien von Sea Elegance anwendet.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Dieses Video stellt die Konzepte hinter der Kalziumbildgebung vor und enthält ein Beispielprotokoll für die Zeitrafferbildgebung von Würmern, die in geformten Agarose-Vertiefungen enthalten sind.

Calcium Imaging: Eine Methode zur Visualisierung der neuronalen Aktivität in lebenden C. elegans

Dieses Video demonstriert eine Technik zur Kalzium-Bildgebung in einzelnen Neuronen von sich benehmenden Caenorhabditis elegans unter Verwendung genetisch kodierter fluoreszierender Reporterproteine. Es werden die Schritte beschrieben, die bei der Abbildung der Wurmbewegung und der Messung der Reporterfluoreszenzverhältnisse von Neuronen erforderlich sind, um den intrazellulären Kalziumspiegel mit der neuronalen Aktivität und Verhaltensänderungen während der Eiablage zu korrelieren.

Calcium-Bildgebung in einzelnen Neuronen zur Regulierung des Eiablageverhaltens bei Caenorhabditis elegans

Quelle: Doser, R., et al. Subzelluläre Bildgebung des neuronalen Kalziumumgangs in vivo. J. Vis. Exp. (2023)Dieses Video zeigt in vivo die Bildgebung des subzellulären Kalziumflusses in den ventralen Nervenstrangneuronen von transgenen Caenorhabditis elegans-Stämmen. Es werden zwei unterschiedliche Kalziumindikatoren verwendet: ein zytoplasmatischer Indikator in einem Stamm und ein mitochondrialer Indikator in einem anderen. Neuronen werden unter einem Fluoreszenzmikroskop beobachtet, um...

Bildgebung der subzellulären Kalziumdynamik in Neuronen von Caenorhabditis elegans

Mit seinem kleinen transparenten Körper, gut dokumentierte Neuroanatomie und einer Vielzahl von zugänglicher genetischen Techniken und...

In vivo Neuronale Calcium Imaging in C. elegans

Dieses Protokoll beschreibt den Einsatz von genetisch codierte Ca2 + Reporter Datensatzänderungen in neuronale Aktivität im Verhalten Caenorhabditis Elegans Würmer.

Ratiometrischen Kalzium Imaging einzelner Neuronen im Verhalten Caenorhabditis Elegans

Diese Methode bietet eine Möglichkeit, Optogenetik und genetisch kodierte Kalziumsensoren zu koppeln, um die zytosolischen Kalziumspiegel und Veränderungen in evozierten Kalziumtransienten in den Körperwandmuskeln des Modellorganismus C. elegansabzubilden.

In Vivo Calcium Imaging in C. elegans Körperwandmuskeln

Hier wird ein System zur Kalziumbildgebung bei frei verhaltender Caenorhabditis elegans mit gut kontrollierter , nicht lokalisierter Vibration berichtet. Dieses System ermöglicht es den Forschern, nicht lokalisierte Schwingungen mit gut kontrollierten Eigenschaften bei nanoskaliger Verschiebung hervorzurufen und Kalziumströme während der Reaktionen von C. elegans auf die Schwingungen zu quantifizieren.

Kalziumbildgebung bei frei verhaltender Caenorhabditis elegans mit gut kontrollierter, nicht lokalisierter Schwingung

Dendritische Stacheln sind wichtige zelluläre Merkmale des Nervensystems. Hier werden bildgebende Verfahren zur Beurteilung der Struktur und Funktion von dendritischen Dornen in C. elegans beschrieben. Diese Ansätze unterstützen die Entwicklung von mutierten Screens für Gene, die die Form oder Funktion der dendritischen Wirbelsäule definieren.

Bildgebung dendritischer Dornen bei Caenorhabditis elegans

Ein Protokoll zur Abbildung der dynamischen Mikrotubuli in vivo unter Verwendung fluoreszierend markierten Endbindungsproteins wurde vorgestellt. Wir beschrieben die Methoden zur Markierung, Abbildung und Analyse der dynamischen Mikrotubuli im neuron posterioren lateralen Mikrotubuli (PLM) von C. elegans.

Im lebenden Organismus Beurteilung der Dynamik und Orientierung von Mikrotubuli in Caenorhabditis elegans Neuronen

Das Protokoll beschreibt ein einfaches mikrofluidisches Chipdesign und eine Mikrofabrikationsmethodik, die verwendet wird, um C. elegans in Gegenwart einer kontinuierlichen Nahrungszufuhr für bis zu 36 h zu züchten. Das Wachstums- und Bildgebungsgerät ermöglicht auch eine intermittierende langfristige hochauflösende Bildgebung von zellulären und subzellulären Prozessen während der Entwicklung für mehrere Tage.

Ein einfacher mikrofluidischer Chip für Langzeitwachstum und Bildgebung von Caenorhabditis elegans

Die aktuellen Methoden beschreiben einen nicht-ratiometrischen Ansatz für die hochauflösende, subkompartimentelle Kalziumbildgebung in vivo in Caenorhabditis elegans unter Verwendung leicht verfügbarer genetisch kodierter Kalziumindikatoren.

Subzelluläre Bildgebung des neuronalen Calcium-Handlings in vivo

Erfahren Sie die Langzeit-Calcium-Imaging-Methode mit Agarose-Mikrokammern für Verhaltensstudien an Caenorhabditis elegans. Diese Technik ermöglicht die Beobachtung neuronaler Aktivität über verschiedene Lebensstadien hinweg.

Agarose Mikrokammern für Langzeit Calcium Imaging von

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