Name: Maus-Modell der Alloimmune-induzierte Gefäßabstoßung und Transplantat-Arteriosklerose (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 5 s
Description: Lernen Sie die aortale Interpositionsverpflanzung bei Mäusen zur Untersuchung alloimmunvermittelter Gefäßabstoßung und Transplantat-Arteriosklerose. Dieses Modell ermöglicht die Analyse immunologischer Mechanismen.

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Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse aus dem kanadischen Institutes of Health Research und Herz-und Schlaganfall-Stiftung von BC &amp; Yukon (JCC) unterstützt.

Alle Protokolle in dieser Studie wurden überprüft und von der Simon Fraser University Tierpflege Ethik-Kommission genehmigt. Verwenden Balb / CYJ (H2 d) Spendermäusen und C57BL / 6 (H2 b) Empfängermäuse zu allogenen Reaktionen zu untersuchen. Mäuse werden für Experimente im Alter von 8 bis 12 Wochen zwischen verwendet. Verwenden Sie entweder weiblichen oder männlichen Mäusen. Syngenen Kontrollen bestehen aus Aortasegmente von C57BL / 6-Geber in C57BL / 6-Empfänger. 1. Spender und Empfänger Vorbereitung Anmerkung: Sowohl der Spender und Empfänger anästhesiert und vor der Operation bereit, Ischämie des Transplantats zu minimieren. Injizierbare Anästhetika sind in dem Protokoll zur Behinderung der tierischen Nebenanlagen für die Lieferung von inhalativen Anästhetika erforderlich zu verhindern. Wenn gewünscht, ist aber inhalierten Narkose eine geeignete Alternative. Von der anfänglichen Injektion von Anästhetika, wird der gesamte Prozess in etwa 90 min in Anspruch. Ischämische Zeit des Transplantats weniger Than 30 min. <ol><li> Betäuben die Maus mit intraperitonealen Injektionen von Ketamin (100 mg / kg; 10 mg / ml) und Xylazin (10 mg / kg; 1 mg / ml). Die Maus wird innerhalb von 10 bis 15 min sediert werden. Beurteilen Sie die Narkosetiefe durch Einklemmen des Fett Teil des Tieres Fuß-Pad. Verwalten 1/3 der ursprünglichen Dosis des Anästhetikums Cocktail, nach Bedarf, bis das Tier nicht Rückzug Reflex aufweisen. Überwachen Sie die Atemfrequenz eng nach jedem Cocktail verabreicht wird. Während der Operation beurteilen das Niveau der Anästhesie alle 15 min durch Einklemmen des vorderen Bauchwand mit einer Pinzette. Die Mäuse sollten tief für 60 bis 90 min narkotisiert bleiben. </li><li> Augen der Maus die Schmieren mit einer Augensalbe zur Trockene, während der Narkose zu verhindern. </li><li> Rasieren Haare so nah an der Haut wie möglich auf die Bauch ventralen Region aus der Mitte des Brustkorbs bis zum Schambein. Seien Sie besonders vorsichtig, nicht nick jede Haut. Verwenden Sie keine Enthaarungscreme, weil es i absorbiert werdenNTO die Haut und kann entzündliche sein. </li><li> Legen Sie das Tier in Rückenlage auf einem Handtuch über der Heizung Tisch oder Unterlage. </li><li> Reinigen Sie die Operationsstelle mit einer vorläufigen Peeling mit 2% Chlorhexidin. Bereiten Sie einen großen Arbeitsbereich, um das Operationsfeld zu maximieren. Beginnen Schrubben in der Mitte der Operationsstelle und Bewegung nach außen in einer linearen oder zirkulären Art und Weise. Entsorgen Sie die Gaze. Wiederholen Sie diesen Vorgang mindestens 5 weitere Male. Tragen Sie eine Alkohol prep Pad auf den gleichen Bereich. Sobald der Alkohol trocken ist, bereiten den sauberen Bereich mit Betadine-Lösung und drapieren mit steriler Gaze. </li></ol> 2. End-to-End-Anastomose Ordnung <ol><li> Donor Betrieb <ol><li> Pflegen aseptische Technik während des gesamten Betriebs. Reinigen Sie alle Arbeitsplatte und OP-Tisch Oberflächen mit 0,5% beschleunigt Wasserstoffperoxidlösung vor der Verwendung. Wickeln und Autoklaven alle chirurgische Instrumente, Gazen, Vorhänge und Kleider vor der Verwendung. Stellen Sie sicher, die Sterilität der Instrumente mit einer DampfSterilisator Indikatorstreifen in jeder Packung platziert. Sterile OP-Handschuhe werden verwendet und der zwischen Operationen angeordnet ist. Für mehrere Operationen, sterilisieren die chirurgischen Instrumente zwischen den Anwendungen mit der heißen Glasperlen Sterilisator. </li><li> Legen Sie die Spendermaus in Rückenlage auf eine saubere, dünne Plexiglasplatte mit sterilen Tuch unter dem Operationsmikroskop bei 8-30X Vergrößerung gewickelt. </li><li> Nachdem eine angemessene chirurgische Anästhesie, wie in Abschnitt 1.1 dargelegt, gehen Sie mit der Operation. </li><li> Mit Hilfe einer sterilen Schere, stellen eine einzige Mittellinie untere Längsbauchschnitt, vom Schambein bis zum Schwertfortsatz. </li><li> Mit einem kleinen Retraktors, öffnen Sie die Bauchwand in den Hohlraum zu entlarven. </li><li> Mit sterilen Wattestäbchen Applikatoren, sanft zurückziehen den Darm souverän an die Tier links und Abdeckung mit Gaze mit Kochsalzlösung angefeuchtet haben. Bewegen Sie die Fortpflanzungsorgane inferior und suchen Sie den infrarenalen Aorta und der unteren Hohlvene (IVC). Moiszehn des freigelegten Gewebes periodisch mit Kochsalzlösung. </li><li> Verwendung der medizinischen No. 5 Zange, trenne die Aorta vom IVC, der Pegel des linken Nierenarterie zur Bifurkation. Verwenden 10-0 Polyamid Monofilamentnahtmaterialien die kleine Äste in der Nähe von der Aorta zu ligieren. </li><li> Sobald der Geber Aorta aus der IVC getrennt worden ist, zu sättigen, das Gefäß mit Kochsalzlösung, decken Sie die freiliegenden Hohlraum mit feuchten Gaze und legen Sie den Spender zur Seite auf einen sterilen Bereich. Überprüfen Sie den Status des Spenders (Atemwegs- und Herz-Kreislauf-Funktion, und die Tiefe der Anästhesie) alle 15 min. Beginnen, die auf den Empfänger, Isolierung der Aorta wie unten (Schritte 2.2.1 bis 2.2.7) beschrieben. </li><li> Sobald der Empfänger Aorta aus der IVC getrennt worden und zur Seite stellen, geben Sie den Geber unter dem Mikroskop. Kreuzklemme (proximal und distal zu dem Segment von Interesse) der Spender Aorta ungefähr 5 mm voneinander entfernt sind, mit zwei 4 mm mikrovaskulärer Klemmen. </li><li> Mit den Vannas-Tübinger Mikroschere,transect einen kleinen Implantatsegment (3 bis 4 mm in der Länge) der Bauchaorta. </li><li> Unter Verwendung einer 25 G 5/8 Nadel an einer Spritze befestigt ist, spülen Sie die ausgeschnitten Aorta mit Heparin (100 U / ml) Kochsalzlösung. Sicherstellen, dass die Spitze der Nadel nicht in Kontakt mit dem Schiff kommen. </li><li> Platz Aorta in heparinisierten (100 U / ml) Kochsalzlösung auf Eis und beiseite stellen. Noch unter tiefer Narkose, lassen Sie die mikrovaskuläre Schellen. Euthanize den Spender durch Ausbluten. </li><li> Implantieren das abgebende Schiff innerhalb von 30 Minuten der Exzision. Obwohl es möglich ist, eine Spenderbehälter für mehrere Empfänger durch Herausschneiden einer größeren Länge der Aorta zu verwenden, halten Sie die ischämischen Zeit auf weniger als 30 min. </li></ol></li><li> Empfänger Betrieb <ol><li> Pflegen aseptische Technik während des Betriebs, wie in den Geberbetrieb. </li><li> Platzieren Sie den Empfänger der Maus in Rückenlage auf einer dünnen Plexiglasplatte mit sterilen Tuch unter dem Operationsmikroskop bei 8-30X Vergrößerung gewickelt. </li><li> After eine angemessene Betäubung, gehen Sie mit der Operation, wenn das Tier nicht Rückzug Reflex aufweisen. </li><li> Mit Hilfe einer sterilen Schere, stellen eine einzige Mittellinie untere Längsbauchschnitt, vom Schambein bis zum Schwertfortsatz. </li><li> Mit einem kleinen Retraktors, öffnen Sie die Bauchwand in den Hohlraum zu entlarven. </li><li> Mit sterilen Wattestäbchen Applikatoren, sanft zurückziehen den Darm souverän an die Tier links und Abdeckung mit Gaze mit Kochsalzlösung angefeuchtet haben. Bewegen Sie die Fortpflanzungsorgane inferior und suchen Sie den infrarenalen Aorta und die IVC. Befeuchten Sie die freiliegenden Gewebe periodisch mit Kochsalzlösung. </li><li> Trenne die Aorta vom IVC, von der Ebene der linken Nierenarterie zur Bifurkation. Falls erforderlich, verwenden 10-0 Polyamid Monofilamentnahtmaterialien die kleine Äste in der Nähe von der Aorta zu ligieren. </li><li> Kreuzklemme (proximal und distal zu dem Segment von Interesse) die Aorta ungefähr 5 mm voneinander entfernt, mit zwei 4 mm mikrovaskulärer Klemmen. </li><li> Verwendung der Vannas-Tübingen Mikroscheren, stellen eine einzelne horizontale Aortotomie und resezieren ein kleines Segment (nicht mehr als 0,5 mm) aus der Bauchaorta, den Spender Aortentransplantat aufzunehmen. </li><li> Spülen Sie die ausgeschnitten Aorta mit heparinisierter (100 U / ml) Kochsalzlösung. Der Spender Aortentransplantat sollte von geeigneter Länge zu durchtrennten Enden der Aorta des Empfängers zu verbinden. </li><li> Setzen Sie den Spender Aortentransplantat im orthotopen Position und anastomosieren Transplantat Ende des Spenders auf der Empfängerseite, passend zu den jeweiligen Transplantat anatomischen Orientierung mit dem des Empfängers an. </li><li> Fassen Sie die Tunica externa des Schiffes und umzustülpen es leicht mit den medizinischen No.5 Pinzette. Mit den Zangen, fahren die Nadel an der 10-0 Polyamid-Monofilament Faden durch die gesamte Dicke der Gefäßwand befestigt, um die Spender Aortentransplantat reseziert Gefäß des Empfängers zu sichern. Achten Sie darauf, dass die Gefäßöffnung nicht ausgeschaltet aufgrund t geschlosseno unbeabsichtigte Nähte der Rückwand des Behälters. </li><li> Für kontinuierliche Maschen, legen Nähte bei 9 Uhr in der oberen und unteren Enden des Transplantats. Beginnend am oberen Ende des Transplantats ab 3 Uhr, anastomosieren die reseziert Enden mit 2 Lauf Nähte und sichern Sie die Naht auf die Naht Aufenthalt. <ol><li> Flip das Transplantat über und setzen Sie die fortlaufende Naht, einen Teil des Schiffes dorsal, welche den Ursprung Aufenthalt Naht. Befestigen, ohne großen Druck auf das Gefäß. Wiederholen Sie das Nähen für den unteren Anastomose. Anmerkung: Die Einzelnähten beginnen auf die gleiche Weise wie die fortlaufende Naht, mit der Ausnahme, dass der Behälter mit drei getrennten Stichen zwischen den Haltefäden anastomosiert. Anastomose Zeit beträgt gewöhnlich 20 min. </li></ol></li><li> Sobald die Anastomose abgeschlossen ist, lassen Sie die mikrovaskuläre distale Klemme, damit retrograden Blut zu fließen und überprüfen Sie die Leckage der Anastomose Webseiten. Wenn es eine Leckage immediately legen einen Stich, um den defekten Stelle zu schließen. Wenn es keine Blutungen an den Standorten, lassen Sie die proximale Klemme. </li><li> Untersuchen Sie die Transplantation und überprüfen, dass es keine Blut Hindernis in dem Transplantat und der proximalen und distalen Teil des Schiffes des Empfängers. Kräftigem Impulsmuster sowohl des Spenders und des Empfängers Gefäß ist eine primäre Anzeige, daß das Blut frei fließt. Unter Verwendung der Pinzette vorsichtig greifen ein Ende der Haltefäden und leicht umzustülpen, das Schiff an der Rückwand des Schiffes zu prüfen. Anmerkung: Es sollte kein Kräuseln der Gefäßwand an den beiden Enden der anastomosiert Seiten besteht. Schlechte Durchblutung nach dem Entfernen der Klemmen ist ein Zeichen der Thrombose. </li><li> Verwendung Wattestäbchen Applikatoren, zurück in den Darm in die Bauchhöhle. </li><li> Mit dem Nadelhalter Castroviejo und Graefe Pinzette, schließen Sie die Bauchdecke mit 5-0 Polypropylen Nähte mit Seriennähen. Schließen Sie die Hautschicht mit dem gleichenNähte mit subkutikuläre Verschluss. </li><li> Verabreichen Torbugesic (1 mg / kg) im unmittelbar nach Beendigung der Transplantation. </li><li> Geben sofort, in der Reihenfolge, Atipamezol (1 mg / kg), Ketoprofen (5 mg / kg) und erwärmte Ringer-Lactat-Lösung subkutan. </li><li> Unmittelbar nach der Operation, legen Mäuse in einem beheizten Käfig unter einem Wasser Decke über Nacht (12 h). Während der Narkose-Erholungsphase, legen die Tiere allein in einem sauberen, trockenen unverbauten Gegend. Linie den Käfig (autoklaviert) mit sauberen Papiertüchern und stellen Sie die Temperatur des Wassers, Decke, um etwa 20 bis 22 ° C. Bieten Trocken- und Nass kibbles ad libitum auf dem Käfigboden. Wichtig: eine wichtige Komponente von postoperativen Betreuung ist die Beobachtung des Tieres und ein entsprechender Eingriff, wenn erforderlich, während der Erholung von der Anästhesie und Chirurgie. Die notwendige Intensität der Überwachung wird mit dem Tier unterscheiden und konnten während der sofortigen Betäubung Erholungsphase als Co größer seinmpared später in postoperative Erholung. </li><li> Kontinuierlich Tiere unterzogene Narkose überwacht, bis sie wieder ganz gesund zu überwachen. Das Tier muss in der Lage, ohne fremde Hilfe Brustlage zu halten, und es muss ruhig und schmerzfrei erscheinen, bevor sie unbeaufsichtigt gelassen werden. </li><li> Geben Buprenorphin (0,1 mg / kg BID) und Ketoprofen (5 mg / kg SID) für einen Zeitraum von drei Tagen, sowohl subkutan. </li><li> Überwachen kardiovaskulären und respiratorischen Funktion, Körpertemperatur, und postoperative Schmerzen oder Beschwerden während der Erholung von der Anästhesie für ein Minimum von drei Tagen. Zusätzliche Sorgfalt erforderlich sein kann, wie beispielsweise Analgetika und anderen Drogen, und parenterale Fluide zu Dehydratation und Elektrolytverlust zu minimieren. </li><li> Beurteilen Sie den Erfolg der Transplantationschirurgie durch die Beobachtung der motorischen Funktion der hinteren Gliedmaßen. Voller Erfolg der Transplantation beinhaltet ungehinderten Blutfluss in den hinteren Gliedmaßen und Schwanz, der sofort bei der Wiederherstellung des anim sein sollteal und vollständige Erholung ohne Lähmung der hinteren Gliedmaßen am zweiten Tag </li></ol></li></ol> 3. Gewebeentnahme Anmerkung: Vorbestimmte Endpunkte in Abhängigkeit von der Art der gewünschten Analyse und der Natur des Antigens Fehlanpassungsbereich von 3 bis 60 Tagen. Im Allgemeinen ist Intimaverdickung nach der Transplantation über komplette MHC mismatched Mausstämme robust am Tag 30. <ol><li> Betäuben die Maus mit intraperitonealen Injektionen von Ketamin (100 mg / kg; 10 mg / ml) und Xylazin (10 mg / kg; 1 mg / ml). Beurteilen Sie die Narkosetiefe durch Einklemmen des Fett Teil des Tieres Fuß-Pad. Fahren Sie mit der Operation, wenn das Tier nicht Rückzug Reflex aufweisen. </li><li> Reinigen Sie die Operationsstelle mit Wasser und endend mit 70% Alkohol. </li><li> Legen Sie das Tier in Rückenlage auf einem Tablett mit absorbierenden Kissen ausgekleidet. </li><li> Öffnen Sie die Bauchhöhle mit einem großen Mittellinie Längsschnitt. Legen Sie ein Selbsthalter, um den Hohlraum freizulegen, die IVC eind der Bauchaorta. </li><li> Trennen sanft das transplantierte Spender Aortensegment vom benachbarten IVC Verwendung eines Paars von medizinischen No. 5 Pinzette. Seien Sie besonders vorsichtig, nicht zu der Adventitia des transplantierten Gefäß abstreifen. </li><li> Setzen die Brusthöhle durch Schneiden durch die Rippen auf beiden Seiten der Brustwirbelsäule ganzen Weg zu der Brusteinlass. Spiegeln die vorderen Brustwand superior, den Herzbeutel freizulegen und sichern Sie den Brustkorb mit einem Paar von Gefäßklemme. </li><li> Sobald das Herz ausgesetzt ist, legen Sie eine 25 G 5/8 Nadel (an einer Spritze angebracht ist) in den linken Ventrikel und bündig mit 0,1 ml heparinisiertes (100 U / ml) Kochsalzlösung. </li><li> Verwenden Sie eine Schere, entfernen Sie den rechten Vorhof, damit das Blut, heparinisierter Kochsalzlösung, und Fixiermittel, um den Körper während der Perfusion zu verlassen. Perfundieren das Tier mit 5 ml 4% Paraformaldehyd oder bis die Flüssigkeit klar ist. Entfernen Sie die Herzen der Euthanasie zu gewährleisten. </li><li> Excise transplantiert Gefäßsegment und tauchen in 4% paraFormaldehyd nicht mehr als eine Stunde. Stellen Sie die transplantierte Gefäß in OCT (optimale Schnitttemperatur) Matrix und Flash-Freeze. Abschnitt der Behälter unter einem Kryostaten bei 8 um Dicke eingestellt. Stain Abschnitte mit Hämatoxylin und Eosin und / oder Verhoeff-van Gieson (van Gieson) elastische Fleck. </li></ol> 4. Morphologische Analyse von Grafts Anmerkung: TA durch Intimaverdickung 13 gekennzeichnet. In diesem Modell Intimaverdickung und eine resultierende Verringerung der Größe des Lumens reflektierend sind für die Schwere der immunvermittelten Gefäßverletzung. Syngraft Kontrollen werden verwendet, um die Baseline-Charakteristika der Schiffe in der Abwesenheit von allogenen Immunantworten zu bestimmen. Diese Steuerungen ermöglichen auch Auswertung Arterienschädigung, die als Ergebnis des chirurgischen Eingriffs auftritt. Es sollte keine intimale Verdickung in syngrafts sein. <ol><li> Um Intimaverdickung und luminale Okklusion prüfen, messen Sie den Bereich innerhalb der EndothelzellenSchicht, innere elastische Lamina (IEL) und auf elastischen van Gieson gefärbt Arterien-Segmente mit einer Bildanalysesoftware externe elastische Lamina (EEL). Die folgenden Parameter können verwendet werden, um den arteriellen Veränderungen widerspiegeln TA zu bestimmen. <ol><li> Messen Sie die absolute Intima-Bereich: Bereich innerhalb der innere elastische Lamina - Bereich innerhalb der endothelialen Zellschicht. Dies stellt eine absolute Messung der Intima-Expansion, die das Markenzeichen der TA ist. </li><li> Messen Sie die absolute medialen Bereich: Bereich innerhalb des externen elastischen Lamina - Bereich innerhalb der innere elastische Lamina. Dies liefert eine absolute Messung der medialen Zersetzung oder das Wachstum, die gelegentlich als Folge immunvermittelte Änderungen in diesem Bereich der Gefäßwand auftreten. </li><li> Messen die gesamte Gefäßfläche als der Bereich innerhalb der äußeren elastischen Lamina. Dies stellt eine Messung des Gefäßumbau die Expansion oder Verengung der Arterie infolge der immunologische Schäden beinhaltet. </li><li> Maßnahmedie Intima / Media-: (Gebiet innerhalb der Lamina elastica interna - Bereich innerhalb der endothelialen Zellschicht) / (Fläche innerhalb der externen elastischen Lamina - Bereich innerhalb der inneren elastischen Lamina). Dies liefert ein relatives Maß der intimalen Expansion und normalisiert auf Unterschiede in Gefäßgröße. </li><li> Messung der% Lumeneinengung: [(Fläche innerhalb der Lamina elastica interna - Bereich innerhalb der endothelialen Zellschicht) / Fläche der internen elastischen Lamina)] * 100. Dies liefert ein Maß für das Ausmaß der luminalen Okklusion, die aus einer Kombination der intimalen Expansion und Umbau (innen oder außen) der Gefäßwand führt. </li></ol></li></ol>

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<li>Choy, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Granzyme+B+induces+endothelial+cell+apoptosis+and+contributes+to+the+development+of+transplant+vascular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Granzyme B induces endothelial cell apoptosis and contributes to the development of transplant vascular disease.</a> Am J Transplant. 5, 494-499 (2005).</li>
<li>Reis, E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dramatic+remodeling+of+advanced+atherosclerotic+plaques+of+the+apolipoprotein+E-deficient+mouse+in+a+novel+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+vascular+surgery%22%5BJournal%5D)">Dramatic remodeling of advanced atherosclerotic plaques of the apolipoprotein E-deficient mouse in a novel transplantation model.</a> Journal of vascular surgery. 34, 541-547 (2001).</li>
<li>Potteaux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppressed+monocyte+recruitment+drives+macrophage+removal+from+atherosclerotic+plaques+of+Apoe-%2F-+mice+during+disease+regression%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Suppressed monocyte recruitment drives macrophage removal from atherosclerotic plaques of Apoe-/- mice during disease regression.</a> J Clin Invest. 121, 2025-2036 (2011).</li>
</ol>

Wir haben ein Protokoll für Aorten Zwischen Pfropfung bei Mäusen, die zur Untersuchung von immunvermittelten Gefäßabstoßung und TA beschrieben. Dieses Modell kann verwendet werden, um die Ursachen der TA als auch die Entwicklung neuer therapeutischer Strategien zu untersuchen. Es hat in der Vergangenheit verwendet, um eine wesentliche Rolle der adaptiven Immunität, zytotoxische T-Zellreaktionen, Zytokin-vermittelte CD4 T-Zell-Effektor-Reaktionen und Antikörper-vermittelte Transplantatschäden TA 14,17-21 herzu...

In den vergangenen mehr als 30 Jahren haben Fortschritte in der Immunsuppressiva Transplantatabstoßung aufgrund von akuten Abstoßung verringert, sondern chronische Abstoßung bleibt eine zentrale Herausforderung. Die wichtigste Manifestation der chronischen Herztransplantatabstoßung ist Transplantat-Arteriosklerose (TA) 1,2. Dieser Zustand wird durch Intimahyperplasie und vasomotorische Dysfunktion Allotransplantat Arterien charakterisiert und entwickelt sich als Folge der immunologischen Targeting von Endothelzellen und glatte Muskelzellen des Empfängers Immunsystems. Die spezifische Ausrichtung des Transplantats Gefäßsystem durch Anerkennung ausländischer Peptid-Haupthistokompatibilitätskomplex (MHC) ist durch die Entwicklung der TA ausschließlich im Transplantat Arterien hervorgehoben unter Schonung Wirtsgefäßen 3. In diesem Sinne ist die Beobachtung, dass TA nicht experimentell auftreten, wenn der Empfänger genetisch identisch zu dem Spender oder wenn der Empfänger-T-Zellen und B-4 fehlt. Immunvermittelten Gefäßverletzung und dysfunction bewirkt, dass die Entwicklung der Intimaverdickung und Fibrose sowie die aberrant Akkumulation von Lipiden und ECM-Proteine, TA 5. Intimaverdickung neigt während der gesamten arteriellen Baum 4-6 konzentrisch zu sein. Graft Verlust und Tod treten in der Regel als Folge der fortschreitenden Ischämie von Lumen Verschluss der Arterien Allograft 4 resultieren. Im Jahr 1991 Mennander et al. 7 Pionier eine Aorten Zwischenmodell bei Ratten zu Modell TA. Mehrere Gruppen haben anschließend diese Prozedur für den Einsatz in Mäusen angepasst. In diesem Modell entwickeln Allograft Aortasegmente Läsionen, die Funktionen vergleichbar mit TA in klinischen Transplantationen beobachtet haben. Dies schließt Intimaverdickung die durch die Ansammlung von glatten muskelähnlichen Zellen und Leukozyten Empfänger 7. In den letzten 2 Jahren ist dieses Modell verwendet worden, um wichtige Einblicke in die Mechanismen der Gefäßverletzung, Ablehnung und TA zu erzeugen. Es kann unsed, Fragen an Immun- und Kreislauf-Reaktionen während arterielle Pathologie untersuchen. Die Wahl des Antigens Einstimmung beeinflusst die Fähigkeit, diese Fragen angemessen anzugehen. Transplantation über komplette MHC Barrieren ermöglicht eine umfassende Bewertung der Immunreaktionen, die bekanntermaßen in Organtransplantatabstoßung beteiligt sein. Dies beinhaltet direkte CD4- und CD8-T-Zell-Erkennung und Ausrichtung der Fremdpeptid-MHC durch Pfropf-abgeleiteten Zellen präsentiert, indirekte CD4 (und möglicherweise CD8) T-Zell-Erkennung und Ausrichtung der Transplantat-Empfänger von abgeleiteten Alloantigene Antigen-präsentierenden Zellen präsentiert, und Antikörper- vermittelte Erkennung Alloantigene auf Gefäßzelloberflächen 8. Jedoch kann die vaskuläre Reaktion auf eine Verletzung im vollständigen MHC-fehlangepaßt Experimenten anders als die klinisch beobachtet wird. Johnson et al. 9 zeigt, daß in Zwischenaortatransplantate in einem vollständigen MHC Mismatch Barriere transplantiert meistendie neointimale Zellen des Empfängers Herkunft und nicht die von Spenderursprung. Dies ist anders als in den Menschen transplantiert wird, wo die meisten der intimalen glatten Muskelzellen von Spenderursprung 9,10 beobachtet. Um diese Einschränkung zu berücksichtigen, haben alternative Versuchsmodellen, die über kleinere Histokompatibilitätsantigen Mismatches Pfropfen beinhalten entwickelt, die Gefäßreaktionen, die mehr ähneln denen in der klinischen Transplantation 11 beobachtet auslösen. Während diese alternative Modelle erlauben wichtige Rückschlüsse auf den Gefäßreaktionen, die die Entwicklung der TA, die immunologischen Prozesse, die vaskuläre Abstoßung in kleinere Histokompatibilitätsantigen mismatched Transplantate verursachen nicht komplett neu kapitulieren solche, die in der klinischen Einstellung auftreten fahren hergestellt werden. Zum Beispiel sind Nebenhistokompatibilitätsantigene schlecht von Transplantat reaktive Antikörper 12 erkannt. Angesichts der vorstehenden Erwägungen ist es wichtig, die pathologische questi betrachtenon untersucht bei der Auswahl der Art des Antigens Fehlanpassung in einem aortischen Zwischenmodell verwendet. Hier beschreiben wir ein detailliertes Protokoll für die Maus-Aortazwischen Pfropfen. Wir beschreiben Zwischen Pfropfung zwischen vollständigen MHC-fehlgepa Mäusen, aber das gleiche Protokoll wird für die Transplantation in andere Antigen mismatched Mausstämme verwendet.

<table><tbody><tr><td>C57BL/6J (H-2b)</td><td>Jackson Laboratories, Bar Harbour ME</td><td>Stamm# 000664</td><td></td></tr><tr><td>Balb/cBYJ</td><td>Jackson Laboratories, Bar Harbour ME</td><td>Stamm# 001026</td><td></td></tr><tr><td>Ketaminhydrochlorid Injektion USP 100 mg/ml</td><td>Ketalean</td><td>DIN 00612316</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazin Injektion 20 mg/ml</td><td>Rompum</td><td>DIN 02169592</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen Injektion 100 mg/ml</td><td>Anafen</td><td>DIN 01938126</td><td></td></tr><tr><td>Butorphanol Tartrat&nbsp; Injektion 10 mg/ml</td><td>Torbugesic</td><td>DIN 008450000</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin Injektion 0,3 mg/ml</td><td>Reckitt Benckiser</td><td>B.N. 5241</td><td></td></tr><tr><td>Atipamezolhydrochlorid sterile injizierbare Lösung</td><td>Antisedan</td><td>DIN 02237744</td><td></td></tr><tr><td>Heparin-Natrium-Injektion, USP, 1.000 Einheiten/ml</td><td>McKesson Verteilung</td><td>DIN 02264315</td><td></td></tr><tr><td>Tränen natürliche Augensalbe</td><td>Alcon</td><td>DIN 02082519</td><td></td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>0,9% Natriumchlorid, steril</td><td>Baxter Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lactated Ringer' s Lösung, steril</td><td>Baxter Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,9% Natriumchlorid Injektion, steril, 10 ml</td><td>Baxter Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alkohol Vorbereitungspads</td><td>Loris</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Povidon Jod</td><td>Betadin</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlorhexidin Gluconat 4% w/v</td><td>Germi-Stat</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Schwarz Polyamid Monofilament</td><td>AROSurgisch Instrumente</td><td>T4A10Q07</td><td></td></tr><tr><td>Nahtmaterial, 10-0 Nahtmaterial, 70 Mikron</td><td>Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Blue Monofilament Naht 5-0, P3 Nadel</td><td>Ethicon</td><td>8698G</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Spritze</td><td>BD</td><td>REF 309659</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Spritze</td><td>BD</td><td>REF 309604</td><td></td></tr><tr><td>1cc TB Insulinspritze mit 28 G 1/2</td><td>BD</td><td>REF 309309</td><td></td></tr><tr><td>25 G 7/8, Injektionsnadel</td><td>BD</td><td>REF 305124</td><td></td></tr><tr><td>27 G 1/2, Injektionsnadel</td><td>BD</td><td>REF 305109</td><td></td></tr><tr><td>Colibri Retractor- 1,5 cm Spreizung 4 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>S& T CAF-4 Clip-Greifzange, ohne Schloss</td><td>Fine Science Tools</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>Supergrip-Pinzette, S& T</td><td>Fine Science Tools</td><td>00632-11</td><td></td></tr><tr><td>Medical Nr.5 Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11253-20</td><td></td></tr><tr><td>Lexer Babyschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro Adson-Pinzette gezahnt</td><td>Fine Science Tools</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Vannas-Tübingen Mikroschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>15003-08</td><td></td></tr><tr><td>Mikroklemmen, b-1; 3,5 mm x 1 mm; 7mm Länge</td><td>Fine Science Tools</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Graefe-Pinzette, 10cm 1x2 Zähne</td><td>Fine Science Tools</td><td>11054-10</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo mit Schloss und Wolframbacken</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Heißglasperlensterilisator</td><td>Inotech 250</td><td>IS-250 - Steri-250</td><td></td></tr><tr><td>Vliesgaze</td><td>Progene</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cotton Tiped Applikatoren</td><td>Puritan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bartschneider</td><td>Wahl</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heizkissen</td><td>Sunbeam</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

maus-modell der alloimmune-induzierte gefäßabstoßung und transplantat-arteriosklerose

Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

Vaskuläre Abstoßung, die zu Transplantatarteriosklerose (TA) führt, ist die führende Darstellung für chronisches Herztransplantationsversagen. Bei der TA verursacht das Immunsystem des Empfängers eine Schädigung der Arterienwand und eine Funktionsstörung der Endothelzellen und der glatten Muskelzellen. Dies löst eine pathologische Reparaturreaktion aus, die durch eine Intimalverdickung und einen luminalen Verschluss gekennzeichnet ist. Das Verständnis der Mechanismen, durch die das Immunsystem die Abstoßung von Gefäßen und TA verursacht, kann die Entwicklung neuartiger Wege zur Behandlung von Transplantatversagen unterstützen. Hier beschreiben wir ein Maus-Aorten-Interpositionsmodell, mit dem die pathogenen Mechanismen von vaskulärer Abstoßung und TA untersucht werden können. Das Modell beinhaltet die Transplantation eines Aortensegments von einem Spendertier in einen allogenen Empfänger. Die Abstoßung des Arterienabschnitts geht mit alloimmunen Reaktionen einher und führt zu arteriellen Veränderungen, die einer Gefäßabstoßung ähneln. Der grundlegende technische Ansatz, den wir beschreiben, kann mit verschiedenen Mausstämmen und gezielten Interventionen verwendet werden, um spezifische Fragen im Zusammenhang mit vaskulärer Abstoßung und TA zu beantworten.

In diesem Modell wird die Bauchaorta, die von einer Balb / CYJ Maus in der infrarenalen Aorta einer C57BL / 6-Empfänger angeordnet ist. Dies ermöglicht eine umfassende Bewertung der Alloimmune Reaktionen, Transplantat Arterien Ziel. Immunvermittelte Gefäßverletzung in diesem Modell initiiert Gefäß reparative Antworten, die in Verdickung der Intima, Lumeneinengung und die Rekrutierung von Immunzellen gipfeln (Abbildungen 1 und 2). Diese Kriterien dann als Auslese für die Schwere der Allo...

Wir beschreiben ein Protokoll für die Aorteninterpositionstransplantation bei Mäusen. Ziel des Protokolls ist es, ein Modell zur Verfügung zu stellen, mit dem pathologische Prozesse und therapeutische Strategien, die für alloimmune Reaktionen in den Arterien relevant sind, und die daraus resultierenden arteriellen Veränderungen, die zum Versagen von Organtransplantaten beitragen, untersucht werden können.

Maus-Modell der Alloimmune-induzierte Gefäßabstoßung und Transplantat-Arteriosklerose

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, bei Mäusen eine vollständige aortale Interpositionstransplantation durchzuführen, um die vaskuläre Abstoßung und die Transplantatarteriosklerose zu untersuchen. Dies wird erreicht, indem zunächst ein Segment der Bauchaorta von der Spendermaus entnommen wird. Anschließend wird das Segment orthotop in die intrarenale Aorta eines allogenen Empfängers transplantiert, der genetisch von dem Spender abweicht. Im letzten Schritt wird das transplantierte Gefäßsegment entfernt und auf die Entwicklung einer Transplantatarteriosklerose untersucht. Letztendlich kann das Ausmaß der Transplantatarteriosklerose und der immunvermittelten alloreaktiven vaskulären Abstoßung durch die Messung der Intimaverdickung und Lumeneinengung sowie durch die immunhistochemische Analyse des Gewebes auf Ansammlung von Immunzellen beurteilt werden.Im Allgemeinen benötigen Personen, die neu in diesem Verfahren sind, Zeit, um sich mit der mikrochirurgischen Technik vertraut zu machen, da ein hohes Maß an Geschicklichkeit und viel Übung erforderlich sind, um sie zu beherrschen. Dennoch sollte die Methode für die meisten Forscher durch sorgfältige und gewissenhafte Übung erlernbar sein. Die Demonstration des Verfahrens erfolgt gemeinsam mit Frau Winnie, einer talentierten Neurochirurgin, und Adam Roso, einem talentierten Doktoranden in meinem Labor. Beginnen Sie damit, die Spendermaus in Rückenlage auf einer sauberen, dünnen Plexiglasscheibe zu platzieren, die mit einem sterilen Tuch abgedeckt ist, unter dem Operationsmikroskop bei einer 30-fachen Vergrößerung.Nachdem die ausreichende chirurgische Anästhesie durch Zupressen der Zehen bestätigt wurde, verwenden Sie sterile Scheren, um einen einzigen medianen Schnitt von der Schambeinfuge bis zum ZipID-Prozess anzulegen. Verwenden Sie danach einen kleinen Retraktor, um die Bauchdecke zu öffnen und die Bauchhöhle freizulegen. Anschließend verwenden Sie sterile Wattestäbchen, um den Darm vorsichtig nach kranial auf die linke Seite des Tieres zu verlagern.Bedecken Sie das Gewebe mit einem mit Kochsalzlösung angefeuchteten Mulltuch und verschieben Sie die Fortpflanzungsorgane nach kaudal, um die infrarenale Aorta und die untere Hohlvene (Vena cava inferior, VCI) zu lokalisieren. Verwenden Sie nun medizinische Pinzette Größe 5, um die Aorta an der linken Nierenarterie in der Nähe der Bifurkation von der VCI zu trennen. Ligieren Sie anschließend die kleinen Seitenäste in der Nähe der Aorta mit 10-0-Polyamid-Einzelstrang-Nähten.Nachdem die Spenderaorta und die V. cava inferior getrennt wurden, die Gefäße mit Kochsalzlösung benetzen, die exponierte Körperhöhle mit feuchter Gaze abdecken und den Spender an einem sterilen Ort beiseitelegen. Danach das Empfängertier unter dem Mikroskop platzieren und die Aorta des Empfängers wie zuvor gezeigt von der V. cava inferior lösen. Anschließend zwei vier Millimeter große mikrovaskuläre Klammern, proximal und distal zum interessierenden Segment, in einem Abstand von etwa fünf Millimetern anbringen.Danach mit verschiedenen mikrochirurgischen Tuben-Scheren einen einzelnen horizontalen Aortotomieschnitt setzen und nicht mehr als 0,5 Millimeter der abdominalen Aorta resektieren, um das Spender-Aortentransplantat aufzunehmen. Bringen Sie den Spender zurück unter das Mikroskop und trennen Sie ein drei bis vier Millimeter langes Transplantatsegment wie zuvor gezeigt ab. Anschließend spülen Sie die exzidierte Aorta mit einer 25-Gauge-5/8-Nadel mit heparinisiertem Kochsalzlösung aus.Darauf achten, dass die Nadelspitze nicht mit dem Gefäß in Kontakt kommt, und das Gefäß in einen Behälter mit heparinhaltiger Eissalzlösung auf Eis stellen. Innerhalb von 30 Minuten nach der Entnahme das aortale Spendergefäß in orthotoper Position im Empfänger einsetzen, wobei die jeweilige anatomische Ausrichtung des Transplantats mit der des Empfängers übereinstimmen muss. Anschließend vorsichtig die Tunica externa des Gefäßes mit einer Pinzette der Größe fünf fassen und leicht zur Seite ziehen.Verwenden Sie nun die Pinzette, um eine Nadel, die an einer 10-Null-Polyamid-Monofil-Naht befestigt ist, durch die gesamte Wanddicke des Gefäßes zu führen, um das Spender-Aortentransplantat an dem resezierten Gefäß des Empfängers zu befestigen, um Platz für kontinuierliche Nähte zu schaffen. Positionieren Sie Haltenähte um neun Uhr an beiden, dem oberen und unteren Ende des Transplantats. Beginnen Sie dann am oberen Ende des Transplantats um drei Uhr mit der Anastomose.Die resezierten Enden mit zwei fortlaufenden Nähten verschließen und die Naht an der Haltenaht befestigen. Dann das Transplantat umdrehen und die fortlaufende Naht am dorsalen Teil des Gefäßes fortsetzen, bis zur Ursprungsstelle.Halte-Naht. Sichern Sie die Naht, ohne viel Druck auf das Gefäß auszuüben, und wiederholen Sie das Nähen für die untere Anastomose. Sobald die Anastomose abgeschlossen ist.Lösen Sie die distale mikrovaskuläre Klemme, um den retrograden Blutfluss durch das Gefäß zu ermöglichen. Wenn keine Blutung beobachtet wird, lösen Sie die proximale Klemme. Wenn keine Blutgerinnsel beobachtet werden, greifen Sie mit einer Pinzette vorsichtig ein Ende der Haltefäden und lenken das Gefäß leicht ab, um die Rückwand des Gefäßes zu untersuchen.Es sollte keine Puckering beobachtet werden, wenn ein kräftiges Pulsationsmuster sowohl im Spender- als auch im Empfängergefäß sichtbar ist. Verwenden Sie Wattestäbchen, um den Darm in die Bauchhöhle zurückzubringen. Schließen Sie schließlich die Bauchwand mit einer Nadelhalterzange und einer Grof-Zange mittels Fünf-Null-Polypropylen-Nähten und kontinuierlicher Nahttechnik. Verschließen Sie die Hautschicht unter Verwendung einer subkutanen Naht mit denselben Nähten.Die motorische Funktion der Hintergliedmaßen kann beobachtet werden, um den Erfolg der Operation zu beurteilen. Der Umfang der immunvermittelten allogenen vaskulären Schädigung wird untersucht, indem die intimalen Verdickungen und die Lumeneinengung in transplantierten Aortensegmenten am Tag 30 nach der Transplantation quantifiziert wird.Tatsächlich zeigen die allogenen Arteriasegmente eine signifikante Intimaverdickung und Lumeneinengung, während in den ISO-Graft-Kontrollarterien keine Veränderungen beobachtet werden. Außerdem kann die Rekrutierung von Leukozyten in die allogene Arterie durch Untersuchung der Anreicherung von CD-vier- und CD-acht-positiven T-Zellen sowie von Makrophagen mittels Immunhistochemie bewertet werden. Wie erwartet wurden alle drei Typen von Immunzellen in der Intima des Spenderarteriengewebes nach der Entwicklung nachgewiesen.Diese Technik ebnete den Weg für Forscher auf dem Gebiet der Transplantation, um die alloimmunvermittelte Gefäßverminderung und die transplantationsbedingte arterielle Sklerose zu erforschen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Dieses Video zeigt die orthotopen Aorten-Transplantat-Modell als ein einfaches Modell für die Entwicklung der Transplantatvaskulopathie (TVP) in Ratten zu untersuchen.

Orthotopen Aorten-Transplantation: Ein Rattenmodell die Entwicklung von chronischen Vaskulopathie Study

Wir beschreiben ein Verfahren, bei dem ein Abschnitt der Bauchaorta von einer Maus transplantiert orthotopisch wird knapp unterhalb der Nierenarterien in einer allogenen oder syngenen Empfänger. Diese Technik kann in Untersuchungen, bei denen die Transplantation von grossen Arterien von einheitlicher Größe als vorteilhaft erachtet wird nützlich.

Orthotopen Aortic Transplantation in Mäuse für das Studium der Vascular Disease

Dieses Video zeigt eine Methode zur Generierung eines Maus-Aorten-Interpositionsmodells, um die alloimmuninduzierte vaskuläre Abstoßung zu untersuchen. Nach dem Platzieren einer anästhesierten Spendermaus in Rückenlage wird die infrarenale Bauchaorta (IAA) sorgfältig von den umgebenden Strukturen isoliert. Verzweigte Gefäße werden ligiert und beide Enden der IAA werden geklemmt, um den Blutfluss vor der Resektion zu verhindern. Anschließend wird die Spender-IAA in eine allogene Empfängermaus...

Ein Maus-Aorten-Interpositionsmodell zur Untersuchung der Alloimmun-induzierten Gefäßabstoßung

Wir beschreiben Protokolle für unseren Maus Transplantat arteriosclerois (GA)-Modelle, die unter Zwischenschaltung einer Maus Gefäßsegmentes beinhalten in einen Empfänger des gleichen Inzuchtstammes. Durch Rückkreuzen zusätzliche genetische Veränderungen in den Behälter Spender kann das Modell beurteilen die Wirkung bestimmter Gene auf GA.

Mausmodelle für Graft Arteriosklerose

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Untersuchung der Immunologie der Abstoßung. Das vorgestellte Operationsmodell berichtet von einer kurzen Operationszeit und einer prägnanten Technik. Abhängig von der Kombination aus Spender-Empfänger-Stamm kann die transplantierte Niere eine akute zelluläre Abstoßung oder eine chronische Schädigung des Allotransplantats entwickeln, die durch interstitielle Fibrose und tubuläre Atrophie definiert ist.

Maus Nierentransplantation: Modelle der Transplantatabstoßung

Um die kombinierte Allotransplantation von soliden Organen und vaskularisierten Kompositen zu untersuchen, beschreiben wir ein neuartiges heterotopes En-bloc-Modell für Brustwand-, Thymus- und Herztransplantationen bei Mäusen unter Verwendung einer zervikalen Non-Sewure-Manschettentechnik.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Dieses neuartige Modell für orthotoper hinteren Gliedmaßen Transplantation in der Maus, eine nicht-Naht Manschette Technik für supermikrovaskulären Anastomose Anwendung bietet ein leistungsstarkes Werkzeug für die in-vivo-mechanistisch zu vaskularisiert Verbund Allotransplantationen bezogene immunologische Forschung (VCA).

Orthotopische Hind Gliedmaßen Transplantation in der Maus

Hier stellen wir ein Protokoll der heterotopischen Aortentransplantation bei Mäusen mit der Nicht-Naht-Manschettentechnik in einem zervikalen Murin-Modell vor. Dieses Modell kann verwendet werden, um die zugrunde liegende Pathologie der chronischen Allograft-Vaskulopathie (CAV) zu untersuchen und kann helfen, neue therapeutische Wirkstoffe zu bewerten, um ihre Bildung zu verhindern.

Murine Cervical Aortic Transplantation Modell mit einer modifizierten Non-Suture Manschettentechnik

Diese Studie etabliert zwei standardisierte Maus-Xenotransplantationsmodelle, um gezielt akute zelluläre Abstoßung und akute antikörpervermittelte Abstoßung zu replizieren. Diese Modelle dienen als verlässliche Plattform zur Untersuchung von Mechanismen der Xenograft-Immunabstoßung, zur Bewertung immunsuppressiver Strategien und zur Weiterentwicklung präklinischer Xenotransplantationsforschung.

Ein standardisiertes Mausmodell mit einem drei-Personen-Arbeitsablauf zur Untersuchung akuter zellulärer und antikörpervermittelter Abstoßung bei Xenotransplantation

Die Maus komplette Stase Modell der unteren Hohlvene Thrombose liefert quantifizierbare Mengen Venenwand Gewebe und Thrombus. Es hat sich bewährt für die Bewertung Wechselwirkungen zwischen der Venenwand und der okklusiven Thrombus und bei der Beurteilung der Progression von akuten zu chronischen Entzündungen sinnvoll.

Maus Komplette Stasis Model of Inferior Vena Cava Thrombose

Lernen Sie die aortale Interpositionsverpflanzung bei Mäusen zur Untersuchung alloimmunvermittelter Gefäßabstoßung und Transplantat-Arteriosklerose. Dieses Modell ermöglicht die Analyse immunologischer Mechanismen.

Maus-Modell der Alloimmune-induzierte Gefäßabstoßung und Transplantat-Arteriosklerose

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