Name: Isolierung und Charakterisierung von Satellitenzellen aus Ratte Kopf Branchiomeric Muscles (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 37 s
Description: Lernen Sie die Isolierung von Satellitenzellen aus branchiomeren Kopfmuskeln der Ratte. Diese Methode ermöglicht die Kultivierung auf extrazellulären Matrix-Gels und die Untersuchung der Myogenese ohne Zellvermehrung.

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Diese Studie wurde durch einen Mosaic-Zuschuss (017.009.009) der Niederländischen Organisation für wissenschaftliche Forschung (NWO) und einen Start-Zuschuss (S-13-167C) für junge Forscher der AO Foundation finanziert. Z.Y.R wird von den National Institutes of Health unterstützt (Grant # AG021566, AG035377, NS090051).

Alle hierin beschriebenen Experimente wurden von den lokalen Vorstand für Tierversuche von der Radboud Universität Nijmegen in Übereinstimmung mit niederländischen Gesetzen und Vorschriften (RU-DEC 2013-205) zugelassen. 1. extrazellulären Matrix-Gel-Spots <ol><li> Die folgenden Schritte werden einen Tag vor der Trennung: <ol><li> Auftauen eines Aliquots der extrazellulären Matrix-Gel (100 ul) bei 4 ° C für mindestens 1,5 Std. 1:10 verdünnen in Dulbeccos modifiziertem Eagle-Medium; 4.500 mg / l Glucose, 4 mM L-Glutamin und 110 mg / ml Natriumpyruvat (DMEM). Halten die extrazelluläre Matrix-Gel bei 4 ° C zu allen Zeiten. Hinweis: Plötzliche Temperaturänderungen werden in ungleichmäßigen Beschichtung und Kristallbildung führen. </li><li> Halten Sie das verdünnt extrazellulären Matrix-Gel-Lösung auf Eis für 15 min. </li><li> Pre-Chillen ein 20 &amp; mgr; l-Mikropipette für 10 min. </li><li> Legen Sie 8-Well-Kammer-Objektträgern in eine 100 mm Petrischale und übertragen Sie die Schale auf eine kalte Oberfläche (zB ein Kühlakku) für 10 min.</li><li> Verwenden Sie das vorgekühlte Mikropipette einen Tropfen von 10 ul der extrazellulären Matrix-Gel in jede Vertiefung setzen. Halten Sie die Petrischale auf der kalten Oberfläche für mindestens einen weiteren 7 min (Abbildung 1A). </li><li> Vollständig zu entfernen, die verbleibenden extrazellulären Matrix-Gel (1B), und trocknen Sie die Vertiefungen bei 37 ° C über Nacht. </li></ol></li></ol> 2. Dissection der Hauptmuskeln (Masseter, digastricus und Levator veli palatini) <ol><li> Vor ihrer Zerlegung, bereiten 50 ml phosphatgepufferter Salzlösung (PBS) mit 2% Penicillin-Streptomycin (P / S) ergänzt. Halten Sie auf dem Eis. </li><li> Nach Euthanasie eines jungen erwachsenen Ratten (9 Wochen) mit CO 2 / O 2, enthaupten den Kopf und entfernen Sie die Haut vom Kopf. Übertragen Sie den Kopf, um eiskaltem PBS, ergänzt mit 2% P / S in ein 50 ml Röhrchen. </li><li> M. masseter (von der 1. Kiemenbogens abgeleitet) <ol><li> Platzieren Sie den Kopf mit einer Seite auf einem Silikon-Pad und befestigen mit Injektions needles (2A). </li><li> Identifizieren Sie die Ohrspeicheldrüse und der Gesichtsnerven (2A). Setzen Sie die tiefe Faszie Abdecken der Drüse. Schneiden Sie die Blende und entfernen Sie die Verschraubung mit Dissektion Schere. Identifizieren Sie den äußeren Gehörgang. Verfolgen Sie die Gesichtsnerven von den Foramen stylomastoideum und entfernen Sie vorsichtig die zeitlichen, Jochbein und Wangen Zweige mit einer Skalpellklinge No. 15. </li><li> Befreie die oberflächliche Kopf des M. masseter durch Entfernen der Blende. Identifizieren sowohl oberflächliche und tiefe Köpfe des M. masseter. Verfolgen Sie die oberflächliche Kopf, bis seine dicken Sehnen Aponeurose in den Processus zygomaticus der Maxilla eingesetzt. </li><li> Trennen Sie die Sehne von seinem Ursprung am Jochbein mit einer geraden Pinzette. Schneiden Sie es mit einer Skalpellklinge No. 15 oder Dissektion Schere und sorgfältig Leben es (2B). </li><li> Präparieren Sie die oberflächliche Kopf der masseter, bis seine Einführung am Winkel und schlechtere Hälfte ter Mantelfläche des Ramus des Unterkiefers mit einer Skalpellklinge No. 15 (Abbildung 2C). Nun, ganz den Muskel zu entfernen. </li></ol></li><li> Hintere Bauch des M. digastricus (aus der 2. Kiemenbogen abgeleitet) <ol><li> Platzieren Sie den Kopf in Rückenlage auf dem Silikon-Pad und befestigen mit Injektionsnadeln (3A). </li><li> Entfernen Sie das Unterhautfett, die über beide sublingual und submandibularis. Dann entfernen Sie den oberflächliche Faszie und Drüsen mit Dissektion Schere. Setzen Sie den M. digastricus (vordere und hintere Bauch). </li><li> Halten Sie den vorderen Sehne des hinteren Bauch mit einem geraden Pinzette, schneiden Sie es, und sezieren sie vorsichtig, bis seinen Ursprung in der Bulla tympanica (3B). Wiederholen Sie den Vorgang auf der Gegenseite. </li></ol></li><li> Levator veli palatini Muskel (ab dem 4. Kiemenbogen abgeleitet) <ol><li> Nach Präparation der hintere Bauch des M. digastricus, Lokalisieren M. stylohyoideus, ziehen Sie es seitlich, und ziehen Sie sie vorsichtig (4A). </li><li> Lokalisieren Sie die Sehne des Levator veli palatini, die an der Bulla tympanica (4A) einfügt. Sezieren sie sorgfältig und schneiden Sie es auf beiden Seiten. </li><li> Suchen Sie nach der Luftröhre und der Speiseröhre, die dahinter läuft. Heben Sie die Speiseröhre, und setzen die Rachen, Kehlkopf und den weichen Gaumen. </li><li> Lokalisieren Sie den Bereich des weichen Gaumens, wo die levator veli palatini eingesetzt und schneiden Sie es lose (4B). Hinweis: Direkt nach der Sektion, entfernen Sie vorsichtig Sehnen und Bindegewebe aus jeder Muskel unter dem Stereomikroskop. Tauchen Sie alle Proben schnell in Ethanol 70%, und sie auf eiskaltem PBS ergänzt 2% P / S in einem 15-ml-Tube. </li></ol></li></ol> 3. Isolierung von Satelliten-Zellen <ol><li> Führen Sie die folgenden Vorbereitungsschritte für SC Isolation von 3 Muskelgruppen: <ol><li>Vorbereitung 7,5 ml 0,1% Pronase in DMEM. Die Lösung wird durch ein 0,22 um-Filter. Vorwärmen der Lösung bei 37 ° C in einem Wasserbad für 10 min vor der Isolierung. </li><li> Vorbereitung 35 ml DMEM mit 10% Pferdeserum (HS) und 1% P / S ergänzt. Auch vor, eine warme bei 37 ° C im Wasserbad. </li><li> Vorbereitung 15 ml Kulturmedium, das aus DMEM, ergänzt mit 20% fötalem Rinderserum (FBS), 10% HS, 1% P / S und 1% Hühnerembryoextrakt (CEE). Pre-warmen bei 37 ° C im Wasserbad. </li><li> Vorstrich sechs Plastikpipetten (10 ml) mit HS und trocken für mindestens 10 min vor dem Gebrauch. </li></ol></li><li> In der Kultur Haube, übertragen jeden Muskel in eine Vertiefung einer 6-Well-Platte. Mit Hilfe der Dissektion Schere, schnitt die Muskeln in kleine Stücke von etwa 2 mm. Achten Sie darauf, um das Gewebe zu viel Blatt vor den Mund. </li><li> 2,5 ml 0,1% Pronase-Lösung sorgfältig auf jede weitere gut und bei 37 ° C für 60 min. Die Platte Schütteln Sie nach 20, 40 und 60 min. Hinweis: Die genaue duration der Inkubation ist abhängig von Faktoren wie Alter und Belastung der Tiere. </li><li> Überwachung unter dem Mikroskop. Überprüfen Sie die Muskelfragmente und stoppen die enzymatische Verdauung, wenn die Fasern Bündel einen gelockerten Aussehen (Abbildung 5). </li><li> Hinzuzufügen 2,5 ml DMEM, ergänzt mit 10% HS und 1% P / S. Transfer in ein 15 ml Zentrifugenrohr und die Rohre bei 400 xg für 5 min. Entsorgen Sie den Überstand durch Dekantieren. </li><li> 5 ml DMEM mit 10% HS und 1% P / S ergänzt. Pipettieren der Lösung nach oben und unten mit einer 10 ml Kunststoffpipette (Verreibung) für mindestens 20 Mal, um das Gewebe zu homogenisieren. </li><li> Zentrifugieren der Röhren bei 200 g für 4 min. Sammeln Sie den Überstand und Überführung in eine 15-ml-Tube. </li><li> 5 ml DMEM mit 10% HS und 1% P / S ergänzt. Pipette wieder mit einer 10 ml Kunststoffpipette bis die Gewebefragmente verläuft leicht durch die Pipette. </li><li> Zentrifugieren der Röhren bei 200 g für 4 min und sammle den Überstand in ein 15 ml Röhrchen. </li><li> Put eine Zelle Sieb (40 &amp; mgr; m) auf ein 50-ml-Tube und den Überstand, der die dissoziierten Zellen auf den Filter. Mit 1 ml DMEM für maximale Erholung der Zellen zu waschen. </li><li> Zentrifugieren Sie die Röhrchen bei 1.000 × g für 10 min und den Überstand verwerfen mit einer Pipette. </li><li> Das Pellet in 300 ul Kulturmedium und zähle die Zellen in einem Hämocytometer. </li></ol> 4. Differenzierung von Satellitenzellen auf extrazellulären Matrix-Gel-Spots <ol><li> Verdünne die Zellsuspension auf 1.5 x 10 3 Zellen in 10 ul Kulturmedium zu erhalten. </li><li> Die Abdeckungen der Kammern Folien mit Klebeband und markieren Sie die Stellen mit einem schwarzen Marker auf der Unterseite des Objektglas. </li><li> Mit einer Mikropipette, einen Tropfen von 10 ul Zellsuspension auf die extrazelluläre Matrix-Gel vor Ort. Überprüfen Sie unter dem Mikroskop, ob die Tropfen Zellsuspension korrekt auf der Stelle platziert. Inkubieren für 6 Stunden bei 37 ° C. </li><li> Vorsichtigly werden 400 ul Kulturmedium (DMEM mit 20% FBS, 10% HS, 1% P / S und 1% CEE) und Inkubation für drei Tage bei 37 ° C. Hinweis: An dieser Stelle werden frisch isolierten SC zu massiven Trauma (enzymatischer Verdau und harte Verreiben) unterzogen und sie wiederherstellen müssen. Während der ersten drei Tage 37. Weiter die Zellen nicht stören, kann das Kulturmedium in Abhängigkeit von der Art des Experiments geändert werden. Die extrazelluläre Matrix Gelflecken mit hoher Zelldichte (1,5-2,5 x 10 3/20 ul) für die Differenzierung Assay ausgesät werden. Kulturmedium (DMEM, ergänzt mit 20% FBS, 10% HS, 1% P / S und 1% Hühnerembryoextrakt) kann alle drei Tage ausgetauscht werden. </li><li> Alternativ, wenn Erweiterung und Weitergabe ist erwünscht, befolgen Sie bitte folgende Schritte: <ol><li> Auftauen eines Aliquots der extrazellulären Matrix-Gel (500 ul) bei 4 ° C für mindestens 1,5 Std. Verdünnen 1:10 in DMEM und folgen Sie den Empfehlungen in Ziffer 1.1.1. </li><li> Pre-Chill eine 10 ml Pipette für 10 Minuten bei 4 &amp;# 176; C. </li><li> Bringen Sie drei T75-Kolben auf eine kalte Oberfläche (zB ein Kühlakku) für 10 min. </li><li> Verwenden Sie das vorgekühlte Pipette 1 ml extrazellulären Matrix Gel in jedem Kolben gegeben. Überprüfen Sie, dass die Oberfläche vollständig bedeckt ist. Halten Sie die Flaschen auf der kalten Oberfläche für mindestens einen weiteren 7 min (Abbildung 1A). </li><li> Vollständig zu entfernen, die verbleibenden extrazellulären Matrix-Gel mit einer 10 ml Pipette, und trocknen Sie die Vertiefungen bei 37 ° C für 1 Stunde. </li><li> Nach dem Zählen resuspendieren frisch isolierten SCs in 10 ml Kulturmedium (DMEM mit 20% FBS, 10% HS, 1% P / S und 1% Hühnerembryoextrakt) ergänzt und in den Samen vorbeschichtet T75-Flaschen. </li><li> Nach drei Tagen, ändern Sie das Medium (und jeden dritten Tag), bis 80% Konfluenz erreicht ist. Für Passagieren, waschen Sie die T75-Kolben dreimal mit PBS. Next 1 ml 0,25% Trypsin-Lösung und Inkubation für drei Minuten bei 37 ° C. Resuspendieren in 9 ml Kulturmedium (DMEM, supplementiert mit 20% FBS, 10% HS, 1% P / Sund 1% Hühnerembryoextrakt) und zentrifugiert bei 200 g für 5 min. Überstand verwerfen. Nach dem Zählen resuspendieren 1 x 10 6 Zellen in 1000 ul des Kulturmediums und Einfrieren der Zellen. </li></ol></li></ol>

Die Autoren haben keine widerstreitenden Interessen offenzulegen.

SCs aus verschiedenen branchiomeric Kopf Muskeln wurden von einer 9 Wochen alten Wistar-Ratte und kultiviert direkt auf der extrazellulären Matrix-Gel-Spots ohne vorherige Expansion und Passagieren isoliert. Nach der Isolierung wurden die Zellen gezählt und ausgesät gleichzeitig Zelldichte. Für die parallele Isolierung von drei verschiedenen Muskeln, nimmt diese Methode etwa 4 Stunden. Kultur Kontamination zu vermeiden, ist ein entscheidender Schritt der schnellen Waschen in Alkohol 70% nach der Sektion der Muskeln. Während SC Isolierung ist es wichtig, die Muskeln in kleine Stücke (ca. 2 mm) geschnitten, aber vermeiden Sie zu viel Fleischwolf, da dies in einem kleinen Zellausbeute wegen der Zellschäden führen. Außerdem muß die Dauer der enzymatischen Verdauung genau unter dem Mikroskop überprüft werden, um weitere Schäden zu vermeiden. Das Ziel der Verdauung ist es, die Muskelfasern zu trennen. Da mehr als 90% der isolierten Zellen exprimieren Pax7, ist keine weitere Reinigung erforderlich ist (Figuren 6-8).Dies vermeidet zusätzliche Reinigungsschritte in anderen Verfahren wie Vorgalvanisierung auf unbeschichtetem Schalen 14,37,38, Fraktionierung auf Percoll 39,40 oder Fluoreszenz- oder magnetische Zellsortierung 41,43. Zum Zerreiben ist es wesentlich, Scherung zwischen den Gewebefragmente und die Öffnung der Pipettenspitze zu induzieren, weil damit die mechanische Freisetzung des SCs. Wenn das Verreiben mit einer 10 ml Pipette (Innendurchmesser-Tipp: 1 mm) ist es schwierig, ein 5 ml (Innendurchmesser Spitze: 2 mm) kann Pipette zuerst verwendet werden. Alternativ können Glaspasteurpipetten beim gewünschten Durchmesser geschnitten werden und verwendet werden. Dieses Verfahren ist einfach, effizient und ermöglicht die gleichzeitige Isolierung von SC aus verschiedenen Muskelproben. Die Kulturplatten für SCs können mit Gelatine oder Kollagen überzogen sein, aber unsere früheren Studien zeigen, dass die extrazelluläre Matrix-Gel ist viel besser für die Aufrechterhaltung der myogenen Potential als Kollagen 38. Die extrazelluläre Matrix Gel FleckenMillimeter (10 ul / Ø 2 mm oder 20 &amp; mgr; l / Ø 4 mm) ermöglicht die Untersuchung der Proliferation und Differenzierung von SCs mit begrenzter Anzahl von Zellen. Zur Differenzierung Assay etwa 8 bis 20 mal weniger Zellen benötigt werden, verglichen mit einem 24-Well-Platte (Ø 15,6 mm) und etwa 80 bis 200 Mal weniger, verglichen mit 35 mm Petrischalen (Ø 35 mm) 14,38. Da extrazelluläre Matrix Gel teuer ist, ist dieses Verfahren auch kostengünstiger. Darüber hinaus kann die Kammer-Objektträgern von Plastikabdeckung ersetzt werden gleitet, um die Kosten weiter zu reduzieren. Zur Herstellung der extrazellulären Matrix Gelflecken Nacht Trocknen der Kammer gleitet wesentlich. Da die extrazelluläre Matrix Gelflecken transparent sind, ist es notwendig, die Punkte auf der Unterseite wieder mit Licht markieren. Die Kammern Träger werden in einer Petrischale für die einfache Manipulation fixiert. Weitere Zellkultur Erweiterung ist nicht erforderlich, was die Möglichkeit, die SCs von smal Studie bietetler Muskeln oder kleine Muskelproben. Alternativ können zB für PCR oder Muskel-Konstrukte, wenn mehr Zellen benötigt werden, können die frisch isolierten SCs ersten in T75-Flaschen erweitert werden, wie oben angegeben. SCs isoliert unter Verwendung dieses Protokolls sind nicht geeignet für die weitere Reinigung mit Durchflusszytometrie unmittelbar nach der Isolierung. Der Verdau mit Pronase bewirkt umfangreichen Verdauung der Oberflächenantigene 14. Pferdeserum und fötalem Rinderserum, das für die Zellkultur verwendet werden, müssen zuerst ordnungsgemäß vor der Isolierung gekennzeichnet werden, wie unterschiedlichen Chargennummern Myoblasten Proliferation und Differenzierung unterschiedlich betroffen. In den letzten Jahren gibt es ein wachsendes Interesse an den Muskeln der Kiemenbögen und Kopfmesoderm (zB die Augenmuskeln) 24 abgeleitet. Es hat sich deutlich gezeigt, dass Kopf- und Beinmuskeln sehr unterschiedliche Eigenschaften besitzen. M. masseter von alten Tieren scheint neuTain ihre Regenerationsfähigkeit im Vergleich zu den Beinmuskeln 25,26. SCs aus den Augenmuskeln besitzen eine robuste Proliferation und Differenzierung Kapazität vergleichbar mit SCs von Kopf Muskeln und zeigen ein größeres Potential als engraftment Extremität Muskel SCS 24. Der Fasertyp Verteilung und Myosin Zusammensetzung variiert zwischen den Muskelgruppen und auch zwischen den Arten. Muskeln Ursprung aus dem ersten Kiemenbogen im Menschen enthalten sowohl langsame als auch schnelle Fasern (Subtypen IIA und IIX), neonatalen Myosine und Myosine typisch für die Entwicklung von Herzmuskel. Bei Nagetieren diese Muskeln enthalten etwa 95% schneller Fasern Myosin IIa und IIb) 44-46. Untersuchungen an Hühner Muskeln zeigen, dass SCs aus verschiedenen Muskelfasertypen variieren in Differenzierungskapazität. SCs von schnellen Fasern nur in schnellen Muskelfasern zu differenzieren, während VZ von langsamen Fasern können in beide Fasertypen 47 zu differenzieren. Darüber hinaus ist der Anteil der SCs in schnellen MuskelFasern niedriger ist als in langsamen Muskelfasern 48,49. Dies zeigt an, dass der Fasertyp Verteilung zu berücksichtigen, für Studien über Muskeln im Gesichtsschädelbereich genommen werden. Ähnlich wie Gaumenspalte Muskeln, die LVP bei Nagern enthält fast ausschließlich schnellen Fasern 50. Aus diesem Grund sind SCs aus der LVP für präklinische Studien im Bereich der Gaumenspalte. Dieses Protokoll bietet neue Möglichkeiten, um SCs aus branchiomeric Kopf Muskeln oder andere kleinere Muskeln oder kleineren Muskeln Proben abgeleitet studieren. Dadurch wird die Entwicklung neuer Therapien erleichtern, um die Regeneration von Muskeln in der Kiefer- und Gesichtsbereich bei Zuständen wie Gaumenspalte, sondern auch in anderer Erkrankungen kleineren Muskeln zu verbessern.

An erratum was issue for <a href="http://www.jove.com/video/52802">Isolation and Characterization of Satellite Cells from Rat Head Branchiomeric Muscles</a>. The fourth figure was updated to explain the isolation of the LVP better.

Erratum: Isolation and Characterization of Satellite Cells from Rat Head Branchiomeric Muscles

Etwa 1: 500 bis 1: 1000 Neugeborene weisen eine Spalte, die die Lippe und / oder Gaumen (CLP); somit ist dies die häufigste angeborene Fehlbildung bei Menschen 1. Die Muskeln des weichen Gaumens sind entscheidend für das Funktionieren des weichen Gaumens beim Sprechen, Schlucken und Saugen. Wenn eine Spalte des weichen Gaumens vorhanden ist, werden diese Muskeln abnorm in das hintere Ende der Gaumenknochen eingesetzt. Der weiche Gaumen auf und ab bewegt beim Sprechen, Luft verhindert, durch die Nase zu entkommen. Kinder mit einer Spalte im Gaumen nicht über diese Steuerungsfunktion, was zu einem Phänomen, das als velopharyngeale Dysfunktion 2,3 bekannt. Obwohl die Behandlungsprotokolle sind variabel, chirurgische Reparatur des weichen Gaumens erfolgt im frühen Kindesalter (6-36 Monate alt) 4. Die abnorm eingefügt Muskeln des weichen Gaumens können chirurgisch korrigiert 5-7 werden jedoch weiterhin besteht velopharyngeale Dysfunktion bei 7% bis 30%der Patienten 2,3,8-10. Die Fähigkeit der Skelettmuskeln durch die Einwirkung von Satellitenzellen (SC) zu regenerieren ist gut etabliert, 11,12. Bei Muskelverletzung, SCs aktiviert und wandern zu der Stelle der Verletzung. Dann vermehren, differenzieren und zu verschmelzen, um neue Muskelfasern oder Reparatur beschädigten 13 zu bilden. Ruhe SCs Ausdruck der Transkriptionsfaktor Pax7 14,15, während ihre Nachkommen, die proliferierenden Myoblasten, zusätzlich die Bestimmung myogenen Faktor 1 (MyoD) 16 zum Ausdruck bringen. Differenzieren Myoblasten starten, um auszudrücken, Myogenin (MYOG) 17. Die terminale Differenzierung von Myoblasten durch die Bildung von Muskelfasern und der Expression muskelspezifischer Proteine ​​wie Myosin schwere Kette (MyHC) 16,18 gekennzeichnet. In letzter Zeit wurden mehrere Strategien in der regenerativen Medizin verwendet worden, um die Muskelregeneration von Beinmuskeln 19-23 verbessern. Spezifische Studien überbranchiomeric Hauptmuskeln sind auch wichtig, weil es wurde kürzlich gezeigt, dass sie von anderen Muskeln in mehreren Aspekten von 24 abweichen. Im Gegensatz zu den Beinmuskeln, wurde vorgeschlagen, dass branchiomeric Kopf Muskeln enthalten weniger VZ 25, regeneriert langsamer, und Bindegewebe wird nach der Verletzung 26 Darüber hinaus gebildet, wuchernden SCs aus branchiomeric Kopfmuskeln auch andere Transkriptionsfaktoren zum Ausdruck bringen. Beispielsweise wird Tcf21, ein Transkriptionsfaktor für kraniofazialen Muskelbildung stark Regenerieren Hauptmuskeln, aber kaum bei der Regeneration Beinmuskeln 25 ausgedrückt. Die Muskeln in den weichen Gaumen der CLP-Patienten sind in der Regel kleiner und weniger gut organisiert im Vergleich zu normalen Gaumenmuskulatur 27,28. Langsame und schnelle Fasern sind sowohl in den weichen Gaumen Muskeln vorhanden, aber die langsamen Fasern sind reichlich vorhanden. Im Gegensatz dazu enthalten Spalt Muskeln einen höheren Anteil an schnellen Fasern und auch eine reduzierte Kapillarzuführungim Vergleich zu normalen Gaumenmuskulatur 29-31. Schnellen Fasern sind anfälliger für Kontraktion induzierte Schädigung 31-33. Die begleitende schlechte kapillare Versorgung kann auch zu fördern Fibrose 34,35. All diese Aspekte können für die Armen Regeneration des weichen Gaumens Muskeln nach dem chirurgischen Verschluss Spalt 36 bei. Im Hinblick darauf ist ein Protokoll für die Isolierung und Charakterisierung von branchiomeric Kopf Muskel SCs entscheidend. Dies bietet die Möglichkeit, SC Biologie branchiomeric Kopf Muskeln zu studieren. Darüber hinaus können neue Therapien auf Basis von Tissue Engineering entwickelt, um die Muskelregeneration nach der Operation in CLP und andere Bedingungen zu riskieren, kraniofazialen Bereich zu fördern. Im Allgemeinen kann SCs nach Dissoziation von Muskelgewebe 14 erhalten werden. Mincing, enzymatische Verdauung, und Verreiben in der Regel erforderlich, um SCs aus ihrer Nische zu lösen. SCs können durch Pre-Plattierung auf unbeschichteten Gerichte 14,37,38 gereinigt werden, fractionation auf Percoll 39,40 oder Fluoreszenz- oder magnetischen Zellsortierung 41-43. Hier präsentieren wir eine neue wirtschaftliche und schnelle Protokoll zur Isolierung von Satellitenzellen aus branchiomeric Kopfmuskeln der jungen erwachsenen Ratten. Dieses Protokoll basiert auf einer früheren Manuskript 14 und speziell für kleine Gewebeproben angepasst basiert. Die Isolierung von SCs aus repräsentativen Muskeln aus der 1., 2., und 4. Kiemenbögen Ursprung beschrieben. Nach der Isolierung sind geringe Zahl von Satelliten-Zellen auf extrazelluläre Matrix-Gel-Spots von Millimetergröße, um ihre Differenzierung zu untersuchen kultiviert. Dieser Ansatz vermeidet die Anforderung für den Ausbau und die Passage des SCs.

<table><tbody><tr><td>Injektionsnadel 25&nbsp; G 0,5&nbsp; x&nbsp; 25&nbsp; m</td><td>BD Microlance</td><td>300400</td><td></td></tr><tr><td>Präparierschere</td><td>Braun</td><td>BC154R</td><td></td></tr><tr><td>Mikrozange gerade</td><td>Braun</td><td>BD330R</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Skalpellklinge Nr.&nbsp; 15</td><td>Swann-Morton</td><td>0205</td><td></td></tr><tr><td>Alkohol 70%</td><td>Denteck</td><td>2.010.005</td><td></td></tr><tr><td>Permanox Objektträger, 8 Kammern</td><td>Thermo Scientific</td><td>177445</td><td></td></tr><tr><td>6 Well Zellkulturplatte</td><td>Greiner bio-one</td><td>657160</td><td></td></tr><tr><td>Zellkulturschalen (100 x 20 mm)</td><td>Greiner bio-one</td><td>664160</td><td></td></tr><tr><td>15 ml steriles konisches Zentrifugenröhrchen</td><td>BD Biosciences</td><td>352097</td><td></td></tr><tr><td>50 ml steriles konisches Zentrifugenröhrchen</td><td>BD Biosciences</td><td>352098</td><td></td></tr><tr><td>Cell Sieb (40 &mu; m)</td><td>Gibco</td><td>431750</td><td></td></tr><tr><td>10 ml serologische Pipette</td><td>Greiner bio-one</td><td>607180</td><td></td></tr><tr><td>20&nbsp; &Mikro; l FT20</td><td>Greiner bio-one</td><td>774288</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel, phenol-rot frei</td><td>BD Biosciences</td><td>356237</td><td>10 ml</td></tr><tr><td>Pronase</td><td>Calbiochem</td><td>53702</td><td>10&nbsp; KU</td></tr><tr><td>Phosphat gepufferte Kochsalzlösung</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>Dulbecco's Modified Eagle Medium, hoher Glukosegehalt, GlutaMAX Supplement, Pyruvat & nbsp;</td><td>Gibco</td><td>10569-010</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum &nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>3600511</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>Pferdeserum</td><td>Gibco</td><td>26050088</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin (10.000 U/ml)</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td>100 ml</td></tr><tr><td>Hühnerembryo-Extrakt</td><td>MP Biomedicals</td><td>2850145</td><td>20 ml</td></tr></tbody></table>

isolierung und charakterisierung von satellitenzellen aus ratte kopf branchiomeric muscles

Isolation and Characterization of Satellite Cells from Rat Head Branchiomeric Muscles

Fibrose und defekte Muskelregeneration können die funktionelle Wiederherstellung der weichen Gaumenmuskulatur nach der Reparatur einer Gaumenspalte behindern. Dies führt zu anhaltenden Problemen beim Sprechen, Schlucken und Saugen. In-vitro-Kultursysteme, die die Untersuchung von Satellitenzellen (myogenen Stammzellen) aus der Kopfmuskulatur ermöglichen, sind entscheidend für die Entwicklung neuer Therapien auf der Grundlage von Tissue Engineering zur Förderung der Muskelregeneration nach der Operation. Diese Systeme werden neue Perspektiven für die Behandlung von Patienten mit Gaumenspalten bieten. Es wird ein Protokoll zur Isolierung, Kultivierung und Differenzierung von Satellitenzellen aus der Kopfmuskulatur vorgestellt. Die Isolierung basiert auf enzymatischer Verdauung und Verreibung, um die Satellitenzellen freizusetzen. Darüber hinaus umfasst dieses Protokoll ein innovatives Verfahren unter Verwendung von extrazellulären Matrix-Gelbeschichtungen im Millimeterbereich, das nur eine geringe Anzahl von Satellitenzellen für Differenzierungsassays benötigt.

Mit diesem Protokoll, das M. masseter (eine Seite) ergibt 0,8-1 × 10 6 Zellen der M. digastricus (Venter posterior) ergibt 1,5-2 x 10 5 Zellen und levator veli palatini Muskel Erträge 1-1,5 x 10 5 Zellen. Zellausbeuten hängen von der Muskeltyp-Stamm und dem Alter des Tieres. Zum Vergleich zwischen den drei Muskelgruppen wurden frisch isolierte SCs gleichzeitig Zelldichte (1,5 x 10 3/10 ul) geimpft. Direkt nach der Isolierung von mehr als 90% der frisch isolierten Zellen exprimieren Pax7 (Abbildung 6). Tag 4, 7 und 10 Kulturen wurden mit Antikörpern gegen Pax7, MyoD, MYOG und MyHC Immunfärbung gefärbt. Fünf willkürliche Felder wurden pro Kultur mit einem 20x-Objektiv gezählt. Am Tag 4 Pax 7 und Myo D wird in allen Muskelgruppen zum Ausdruck (6 und 7 und 8), aber die Nachkommen SatCs vom masseter und M. digastricus Muskeln beginnen expressingen Myogenin früher als die levator veli palatini Muskel (Abbildung 9). Am Tag 10 wird die Expression MYOG stark in allen Gruppen reduziert werden (Abbildung 9). Ein paar Tage nach der Aussaat auf den extrazellulären Matrix-Gel-Spots, beginnen die wuchernden Zellen zu verschmelzen und bilden mehrkernigen Myotuben, die Myosin schwere Kette zum Ausdruck bringen. Kleine Myotuben sind am Tag 7 (Figur 10) sichtbar. Am Tag 10 kann Zucken der Myotuben zu beachten (Video 1). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/52802/52802fig1.jpg" /> Abb. 1: extrazelluläre Matrix-Gel-Spots in einer Kammer Schieber (A) für die einfache Handhabung, platzieren Sie den 8-Well-Kammerobjektträger in eine 100 mm Petrischale. Pipettieren Sie 10 ul der extrazellulären Matrix-Gel in jeder Kammer und legte sie auf einer kalten Oberfläche (7 min). (B) Kammer Folie, nach der überschüssige extrazelluläre Matrix gel wird entfernt. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/52802/52802fig2.jpg" /> Abb. 2: Präparation des M. masseter (A) Kopf des Tieres in einer Seitenansicht. Ohr (E), Ohrspeicheldrüse (P) und Gesichtsnerv (VII). (B) Sehnen Aponeurose (Te) der oberflächlichen Kopf des M. masseter (Ms) und Schläfenmuskel (T). Trennen Sie die Sehne von seinem Ansatz mit einer Pinzette. (C) vorsichtig die Muskeln zu zerlegen, bis sein Einsetzen in den Ramus des Unterkiefers. E: Ohr, P: Ohrspeicheldrüse, VII: Gesichtsnerv, T: Schläfenmuskel, Ms: oberflächliche Kopf des M. masseter, Te: Sehnen, Mp: deep Kopf des M. masseter. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52802/52802fig3.jpg" /> Abbildung 3: Dissektion der hintere Bauch des M. digastricus (.A) Kopf des Tieres in Rückenlage. Lokalisieren Sie den Unterkieferspeicheldrüse (Sg), M. masseter (M), Gesichtsnerv (VII) und M. sternocleidomastoideus (SCM). Entfernen Sie den Unterkieferspeicheldrüse. (B) Lokalisieren Sie den M. digastricus vorderen (AD) und hintere Bauch (PD). Mit einer geraden Zange nehmen Sie die vordere Sehne des hinteren Bauch, schneiden Sie es und sezieren sie vorsichtig, bis seinen Ursprung in der Bulla tympanica (ty). E: Ohr, Sg: Unterkieferspeicheldrüse, VII: Gesichtsnerv, M: M. masseter, SMC: M. sternocleidomastoideus, AD: vordere Bauch M. digastricus, PD: hintere Bauch M. digastricus, Ty: Bulla tympanica. <img alt="Figur 4" src="/files/ftp_upload/52802/52802fig4.jpg" /> Abb. 4: Dissektion der levator veli palatini Muskel (A) Allgemeine Ansicht nach Präparation des M. digastricus (Venter posterior). M. stylohyoideus (St) und Sehne des Levatorveli palatini lokalisiert werden. Beachten Sie die Luftröhre (T) und der Speiseröhre (Es) dahinter läuft. (B) Nach dem Anheben der Luftröhre und die Speiseröhre des Rachens (P) ausgesetzt ist. Das Einsetzen des levator veli palatini in den weichen Gaumen ist jetzt sichtbar. Der Pfeil zeigt die seziert weichen Gaumens mit den levator veli palatini Muskeln auf beiden Seiten. E: Ohr, St: M. stylohyoideus, VII: Gesichtsnerv, M: M. masseter, AD: vordere Bauch M. digastricus, PD: hintere Bauch M. digastricus, T: Luftröhre, Es: Speiseröhre, P: Rachen, * levator veli palatini Muskel . <img alt="Figur 5" src="/files/ftp_upload/52802/52802fig5.jpg" /> Abbildung 5: Darstellung des Muskelgewebes (A) vor und (B) nach der enzymatischen Digestion mit Pronase. Beachten Sie, dass Muskelbündel scheinen nach dem enzymatischen Abbau gelöst werden. Abbildung 6: Pax 7 Immunofärbung Frisch isolierte SCs, an extrazelluläre Matrix Gel am Ende der Isolierung aufgebracht (ungefähr 6 Stunden nach der ersten Gewebe Verdauung).. Fünf beliebige Körper wurden unter Verwendung eines 10X-Objektiv mit einem Durchschnitt von 210 Zellen pro Feld gezählt. Etwa 90% der Zellen sind Pax 7 positiv. DAPI: blau, Pax7: rot. Maßstabsbalken, 100 um. <img alt="Figur 7" src="/files/ftp_upload/52802/52802fig7highres.jpg" width="700" /> Fig. 7: Pax 7, MyoD Immunofärbung Tag 4, 7 und 10 Kulturen wurden mit Antikörpern gegen Pax7 und MyoD Immunfärbung gefärbt. (A - C) und (D - F) Repräsentative Mikrophotographien von Tag 4 und 7 Kulturen von M. masseter. (G und H </strong&gt;) Die Anzahl der Pax7 + und MyoD + Kerne pro mikroskopischen Feld wurde gezählt und als Prozentsatz der Gesamtzahl von Kernen (DAPI) ausgedrückt. DAPI: blau, Pax7: rot, und MyoD: grün. Scales bar, 100 &amp; mgr; m. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52802/52802fig7highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="8" src="/files/ftp_upload/52802/52802fig8highres.jpg" width="700" /> Abb. 8: Verteilung der Pax7 ± / MyoD ± in Kulturen von mononukleären Zellen in Kulturen aus masseter, M. digastricus und levator veli Gaumenmuskel (A - C) Tag 4, 7 und 10 Kulturen wurden mit Antikörpern gegen Pax7 und MyoD Immunfärbung gefärbt. Die Gesamtzahl der Zellen an der Gesamtzahl von Kernen (DAPI) basiert. (D) Daten Quantifizierung Pax7 ± / MyoD ± cells. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52802/52802fig8highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="9" src="/files/ftp_upload/52802/52802fig9highres.jpg" width="700" /> Fig. 9: Myogenin Immunofärbung Tag 4, 7 und 10 Kulturen wurden mit Antikörpern gegen Myogenin gefärbt. (A - D) Repräsentative Mikrophotographien von Tag 4 und 7 Kulturen aus dem levator veli Gaumenmuskel. (E) Die Anzahl der Kerne pro MYOG + mikroskopischen Feld wurde gezählt und als Prozentsatz der Gesamtzahl von Kernen (DAPI) ausgedrückt. (F) Daten Quantifizierung MYOG + Zellen. DAPI: blau, Myogenin: grün. Scales bar, 100 &amp; mgr; m. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52802/52802fig9highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses figur ansehen</a>e. <img alt="10" src="/files/ftp_upload/52802/52802fig10.jpg" /> Abb. 10: Myosin Heavy Chain Immunfärbung Tag 4, 7 und 10 Kulturen wurden mit Antikörpern gegen Myosin schwere Kette (MyHC) gefärbt. Repräsentative Mikrophotographien von Tag 4, 7 und 10 Kulturen vom digastric (DIG) Muskel. Am Tag 7 vorhanden sind kleine Myotuben, während am Tag 10 lange und gut organisierte Myotuben sind offensichtlich. Scales bar, 200 &amp; mgr; m. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52802/52802fig10large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Video 1:.. Myotube Zucken Beispiele für zwei repräsentative Felder mit zuck Myotuben für Tag 10 Kulturen von M. digastricus gezeigt <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52802/Video1.mpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um dieses Video anzusehen.</a>

Dieses Protokoll beschreibt die Isolierung von Satellitenzellen aus branchiomeric Kopf Muskeln über ein 9 Wochen alten Ratte. Die Muskeln aus unterschiedlichen Kiemenbögen. Anschließend werden die Satellitenzellen auf einem Spotlackierung von Millimetergröße, um ihre Differenzierung zu untersuchen kultiviert. Dieser Ansatz vermeidet die Expansion und Passagieren von Satellitenzellen.

Isolierung und Charakterisierung von Satellitenzellen aus Ratte Kopf Branchiomeric Muscles

Fibrosis and defective muscle regeneration can hamper the functional recovery of the soft palate muscles after cleft palate repair. This causes persistent ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, Satellitenzellen aus repräsentativen Muskeln zu isolieren, die aus dem ersten, zweiten und vierten Branchialbogen stammen, um sie auf einer extrazellulären Matrix zu kultivieren. Gelflecken. Dies wird erreicht, indem zunächst die Musculus masseter, Musculus digastricus und Musculus levator veli palatini eines jungen adulten Rattentieres präpariert werden.Im zweiten Schritt werden die Satellitenzellen aus jeder Muskelprobe durch enzymatische Verdauung und Dauerisolierung getrennt. Anschließend werden die Zellen auf extrazellulären Matrixgelen kultiviert. Letztendlich kann der dynamische Zustand der Myogenese der Satellitenzellkulturen durch Färbung für die gewünschten Muskelmarker verfolgt werden.Die Lippen-Kiefer-Gaumenspalte ist eine der häufigsten kraniofazialen Missbildungen beim Menschen. Bei Vorliegen einer Spalte ist eine chirurgische Korrektur notwendig, um den Defekt zu schließen und eine normale Sprachentwicklung zu ermöglichen. Fibrose und eine gestörte Muskelregeneration können jedoch die funktionelle Wiederherstellung der Muskulatur des weichen Gaumens beeinträchtigen. Nach der Korrektur einer Gaumenspalte können Sie eine innovative Methode zur Kultur frisch isolierter Satellitenzellen mithilfe von exzellulären Matrix-Gel-Punktauflagen im Millimeterbereich demonstrieren.Dies vermeidet die Notwendigkeit einer Expansion. Behandeln Sie diese Zellen, indem Sie einen Tag vor der Isolation achtlochige Kammerobjektträger in eine 100 Millimeter große Petrischale geben und die Schale auf eine gekühlte Oberfläche stellen. Nach 10 Minuten geben Sie mit einer vorgefüllten Mikropipette je einen einzelnen Tropfen von 10 µL extrazellulärem Matrixgel in jedes Loch ab. Nachdem die Objektträger weitere sieben Minuten gekühlt wurden, das verbleibende Gel vollständig entfernen und die Vertiefungen am folgenden Tag über Nacht bei 37 Grad Celsius trocknen lassen. Um den Musculus masseter zu präparieren, die Haut vom Kopf einer neun Wochen alten Ratte entfernen und Hohl­nadeln verwenden, um den Kopf seitlich fixiert zu halten. Auf einem Silikon­kissen die Parotis und den Nervus facialis isolieren und die Drüse entfernen.Danach das Gesichtsnerv mit einer Klingennummer 15 vorsichtig entfernen. Den oberflächlichen Kopf des Musculus masseter identifizieren. Anschließend mit einer geraden Pinzette das Sehnenursprung am Processus zygomaticus lösen und danach das Sehnen vorsichtig mit einer Schere durchtrennen.Präparieren Sie mit dem Skalpell den oberflächlichen Kopf des Musculus masseter bis zu seiner Ansatzstelle am Winkel und der unteren Hälfte der lateralen Fläche des Mandibularamus. Um den hinteren Bauch des Musculus digastricus zu präparieren, fixieren Sie den Kopf in Rückenlage mit Nadeln und entfernen Sie das subkutane Fettgewebe, das über den Glandula sublingualis und Glandula submandibularis liegt. Legen Sie die vorderen und hinteren Bäuche des Musculus digastricus frei, halten Sie dann mit einer geraden Pinzette die vordere Sehne des hinteren Bauches fest und dissezieren Sie vorsichtig die Sehne bis zu ihrem Ursprung am Tympanicum bullae.Um den Musculus levator palatini zu präparieren, lokalisieren Sie den Musculus stylohyoideus. Ziehen Sie ihn lateral und entfernen Sie vorsichtig das Muskelgewebe. Lokalisieren Sie anschließend die Sehne des Musculus levator palatini, die am Tympanic bulla ansetzt, und präparieren Sie sie sorgfältig. Heben Sie dann die Speiseröhre hinter der Luftröhre an. Identifizieren Sie den Bereich des weichen Gaumens, an dem der Musculus levator veli palatini ansetzt, und lösen Sie den Muskel durch einen Schnitt. Tauchen Sie den Muskel anschließend in 70 % Ethanol ein und überführen Sie ihn in kalte PBS-Lösung, die mit Antibiotika angereichert ist.Um die Satellitenzellen zu isolieren, überführen Sie jeden Muskel in einzelne Vertiefungen einer 6-Loch-Platte und schneiden das Gewebe in kleine zwei Millimeter große Stücke, wobei darauf zu achten ist, die Muskeln nicht übermäßig zu zerkleinern. Danach werden die Gewebefragmente vorsichtig in 2,5 Milliliter 0,1%iger Pronase-Lösung pro Vertiefung bei 37 Grad Celsius 60 Minuten lang unter vorsichtiger Schüttelung alle 20 Minuten inkubiert.Wenn die Faserbündel Exhibit A ein gelockertes Aussehen aufweisen, 2,5 Milliliter DMEM, ergänzt mit Pferdeserum und Antibiotika, zu jedem Brunnen hinzufügen und die verdaute Gewebeprobe in einzelne kegelförmige 15-Milliliter-Röhrchen überführen. Die Gewebesuspensionen abzentrifugieren und die Überstände dekantieren. Anschließend je fünf Milliliter Medium zu jedem Röhrchen hinzufügen und das Gewebe mit einer 10-Milliliter-Kunststoffpipette homogenisieren.Zentrifugieren Sie die Gewebe erneut und überführen Sie die Überstände in neue konische 15-Milliliter-Röhrchen. Geben Sie dann weitere fünf Milliliter Medium zu den Röhrchen hinzu und pipettieren Sie die Gewebestücke erneut, bis die Fragmente leicht durch die Pipette gleiten. Nach einer weiteren Zentrifugation ziehen Sie die Überstände in die entsprechenden passenden Röhrchen und filtrieren die Zellsuspensionen durch 40-Mikrometer-Siebe in einzelne 50-Milliliter-Röhrchen.Spülen Sie die Siebe mit einem Milliliter DMEM, um eine maximale Zellausbeute zu erzielen. Anschließend zentrifugieren Sie die Zellen, resuspendieren die Pellets in frischem Kulturmedium und zählen die Zellen, um die isolierten Satellitenzellen zu kultivieren. Verdünnen Sie danach die Zellsuspensionen auf 1,5 × 10³ Zellen pro 10 Mikroliter Kulturmedium.Gegeben Sie dann 10 Mikroliter Zellen auf jeden zuvor vorbereiteten Fleck mit extrazellulärer Matrix-Gel und inkubieren Sie die Gele nach sechs Stunden bei 37 Grad Celsius. Fügen Sie vorsichtig 400 Mikroliter Kulturmedium zu jedem Gel-Fleck hinzu und stellen Sie die Objektträger zurück in den Inkubator. Beginnen Sie nach drei Tagen die Differenzierung der Zellen durch Zugabe des geeigneten Kulturmediums unmittelbar nach der Isolierung.Über 90 % der frisch isolierten Satellitenzellen exprimieren Pax7. Bis zum vierten Tag exprimieren die Satellitenzellen aus allen Muskelgruppen sowohl Pax7 als auch MyoD. MyoG wird am siebten Tag in allen Muskelgruppen stark exprimiert. Vier Tage nach der Aussaat auf der extrazellulären Matrix bilden sich Gel-Strukturen, und die proliferierenden Zellen beginnen zu fusionieren und kleine mehrkernige Myotubuli zu bilden, die am siebten und zehnten Tag Myosin-Schwerketten exprimieren.Lange und gut organisierte Myoröhren sind am Tag 10 erkennbar. Zuckungen der Myoröhren können ebenfalls beobachtet werden. Dieses Protokoll ermöglicht die Untersuchung von Satellitenzellen, die aus den Kaumuskelmuskeln stammen, und bietet neue Möglichkeiten für die Behandlung von Patienten mit Gaumenspalte.

isolation-characterization-satellite-cells-from-rat-head

Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Dieses Video zeigt die Isolierung von Satellitenzellen aus branchiomerem Muskelgewebe des Rattenkopfes durch Gewebedissektion, enzymatische Verdauung und anschließende mechanische und zentrifugale Reinigung. Die Zellen werden dann auf extrazelluläre, mit Matrix beschichtete Vertiefungen ausgesät, um sie in Myoblasten und schließlich in Myotuben und reife Muskelfasern zu differenzieren.

Eine Technik zur Isolierung von Satellitenzellen aus Muskelgewebe von Rattenköpfen

Isolierung und Kultivierung von Muskelfasern ist der...

Isolation und Kultur der einzelnen Muskelfasern und ihre Satelliten aus adulten Skelettmuskel

Die Isolierung und Kultur einer reinen Population von ruhenden Satellitenzellen, eine Muskelstammzellpopulation, ist wesentlich für das Verständnis der Muskelstammzelle Biologie und Regeneration sowie Stammzelltransplantation bei Therapien Muskeldystrophie und anderen degenerativen Erkrankungen.

Isolierung, Kultur und Transplantation von Muskel-Satelliten-Zellen

In-vitro-Kultur haben Systeme unerlässlich, um unser Verständnis von Wirbel myogenesis bewährt. Allerdings bleibt noch viel zu über Nicht-Säuger-Skelettmuskel-Entwicklung und das Wachstum gelernt werden, vor allem in den basalen Taxa. Eine effiziente und robuste Protokoll für die Isolierung der adulten Stammzellen aus diesem Gewebe, die myogene Vorläuferzellen (MPCs) und Erhaltung ihrer Selbsterneuerung, Proliferation und Differenzierung in einer Primärkultur Einstellung ermöglicht die...

Herstellung von primären Myogenic Vorläuferzelle / Myoblastenkulturen von Basal Wirbelstammbaum

Die wichtigsten adhärenten Zelltypen, die aus dem menschlichen Muskel stammen, sind myogene Zellen und Fibroblasten. Hierbei werden Zellpopulationen mittels magnetisch aktivierter Zellsortierung auf Basis des CD56-Antigens angereichert. Die anschließende Immunmarkierung mit spezifischen Antikörpern und der Einsatz von Bildanalysetechniken ermöglicht die Quantifizierung der zytoplasmatischen und nukleären Eigenschaften in einzelnen Zellen.

Isolierung und Charakterisierung von Quantitative Immunzytochemische Primäre myogenen Zellen und Fibroblasten aus menschlichen Skelettmuskel

Hier beschreiben wir eine Methodik, um eine reine Population von menschlichen Myoblasten aus erwachsenem Muskelgewebe zu erhalten. Diese Zellen werden verwendet, um die In-vitro- Skelettmuskeldifferenzierung zu untersuchen und insbesondere Proteine ​​zu untersuchen, die an der Ca 2+ -Signalisierung beteiligt sind.

Isolierung von menschlichen Myoblasten, Beurteilung der myogenen Differenzierung und speicherbetriebenen Kalziumeintrittsmessung

Die genaue Identifizierung der satellitenzellen ist wichtig für das Studium ihrer Aufgaben unter verschiedenen physiologischen und pathologischen Bedingungen. Dieser Artikel stellt ein Protokoll zur satellitenzellen auf Erwachsene Skelettmuskulatur Abschnitte durch Immunfluoreszenz-basierte Färbung zu erkennen.

Kennung des skelettartigen Muskels Satellitenzellen durch Immunfluoreszenz mit Pax7 und Laminin-Antikörper

Hier schlagen wir eine Methode vor, um einzelne Muskelfasern in frühen postnatalen Entwicklungsstadien aus dem homozygoten Mutanten Lamin-Mausmodell, einem sehr schweren Modell für Emery-Dreifuss-Muskeldystrophie (EDMD), effizient zu erhalten.

Single Myofiber Isolation and Culture from a Murine Model of Emery-Dreifuss Muscular Dystrophy in Early Post-Natal Development

Dieses Protokoll beschreibt die Isolierung von Muskelstammzellen und fibro-adipogenen Vorläuferzellen aus einzelnen Skelettmuskeln bei Mäusen. Das Protokoll umfasst die Dissektion einzelner Muskeln, die Isolierung von Stammzellen durch fluoreszenzaktivierte Zellsortierung, die Reinheitsbewertung durch Immunfluoreszenzfärbung und die quantitative Messung des S-Phaseneintritts mittels 5-Ethinyl-2'-Desoxyuridin-Inkorporationsassay.

Isolierung ruhender Stammzellpopulationen aus einzelnen Skelettmuskeln

Hier wird ein effizientes Protokoll für die Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung (FACS) von Muskelsatellitenzellen der Mausgliedmaße vorgestellt, das für die Untersuchung der Transkriptionsregulation in Muskelfasern durch Spaltung unter Targets und Freisetzung unter Verwendung von Nuklease (CUT&amp;RUN) geeignet ist.

Ein effizientes Protokoll für die CUT&amp;RUN-Analyse von FACS-isolierten Maus-Satellitenzellen

Dieses Protokoll bietet eine standardisierte Methode zur Isolierung und Anreicherung primärer Myoblasten aus adulten und neonatalen Mausskelettmuskeln durch Gewebedissoziation, sequentielle Filtration, Präplattierung und definierte Kulturbedingungen, wodurch die Etablierung und Pflege von satellitenzellbasierten Myoblastkulturen für nachgelagerte experimentelle Anwendungen ermöglicht wird.

Isolierung von Skelettmuskel-Satellitenzellen für In-vitro-Myogenese-Studien

Lernen Sie die Isolierung von Satellitenzellen aus branchiomeren Kopfmuskeln der Ratte. Diese Methode ermöglicht die Kultivierung auf extrazellulären Matrix-Gels und die Untersuchung der Myogenese ohne Zellvermehrung.

Isolierung und Charakterisierung von Satellitenzellen aus Ratte Kopf Branchiomeric Muscles

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