Name: Murine Nierentransplantations Technik (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-10-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Lernen Sie eine modifizierte arterielle Anastomosetechnik für Nierentransplantationen bei Mäusen. Diese Methode reduziert das Risiko von arteriellem Thrombose und verbessert die Erfolgsraten bei Transplantationen erheblich.

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Alle Mäuse wurden von The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) erworben und wurden unter pathogenfreien Bedingungen an der University of Colorado Denver, Barbara Davis-Center Tierhaltung nach NIH-Richtlinien und mit Genehmigung der University of Colorado Denver IACUC untergebracht. 1. Spenderniere Ernte <ol><li> Sterilisieren Sie alle Instrumente, tragen sterile Handschuhe während des gesamten Verfahrens und die Aufrechterhaltung eines sterilen Bereich. Führen alle Operationen mit der Verwendung eines Operationsmikroskops. </li><li> Operativ zu entfernen Mausspendernieren von Pentobarbital-narkotisierten (60 mg / kg IP) Spendern. Festzustellen, Narkosetiefe von Zehen Prise, und beobachten Sie die Atemfrequenz. </li><li> Clip der Pelz dann immobilisieren die Maus durch 4-Wege-Fesseln. Bereiten Sie die Haut mit PVP-Jod und drapieren Sie die Maus auf sterile Weise. </li><li> Machen Sie eine 2 cm Mittellinie senkrechten Bauchschnitt und geben Sie die Bauchhöhle. Fahren Sie den Darm superior und externalisieren esauf der Brust. Halten Sie die Darm in sterilen feuchten Gaze während des gesamten Verfahrens gewickelt. </li><li> Identifizieren Sie die großen Bauchgefäße und Mobilisierung, zu identifizieren keine lumbalen Ästen und entweder Kauterisieren oder ligieren sie mit 10/0 Nylonnaht. </li><li> Unmittelbar distal der linken Nierengefäße necken die untere Hohlvene (IVC) und abdominalen Aorta (AA) auseinander stumpf über etwa 2 mm. Ligieren mit 10/0 Nylon und teilen kleinen arteriellen und venösen Zweige von den Nierengefäße. </li><li> Jetzt trennen die Nierenvene von der Nierenarterie vorsichtig stumpf dieser Strukturen. Dies ermöglicht die genaue Erzeugung einer Carrel Patch an dem proximalen Ende der Nierenvene, die verwendet werden, um eine End-zu-Seit-Anastomose an die Empfänger IVC bilden wird. </li><li> Identifizieren Sie, Ligat und teilen Sie die linken Nebengefäße. Dies erlaubt Zugriff auf die Nebennieren Aorta und eine 6-0 Seidennaht wird um die Aorta in Vorbereitung für die Ligation platziert, aber zu diesem Zeitpunkt nicht gebunden. </li&gt; <li> Zu mobilisieren, die Niere, Gefäße und Harnleiter von der umgebenden Armaturenblende. Drehen Sie die Niere rechts und Ligat / aufzuteilen keine hinteren Ästen. Dann den Nieren nach links. </li><li> Jetzt lenken die Aufmerksamkeit auf die Harnleiter. Ohne die Nierenhilus befreien den Harnleiter von der umgebenden facia darauf achten, dass die ureteric Gefäße zu erhalten stören. Teilen Sie die Harnleiter auf der Ebene der Samenleiter. Die Niere ist nun bereit für die Wiederherstellung. </li><li> Langsam injizieren 300 Einheiten Heparin in das distale IVC wodurch die Spender heparinizing. Binden die 6-0-Seidenfaden um die Nebennieren AA gegeben und Perfusion der linken Niere über die distale abdominale Aorta mit 0,8 ml Heparin-Kochsalzlösung (100 U / ml). </li><li> Sobald die Durchblutung aufgehört hat, schaffen eine venöse Carrel Patch sofort auf Rückfluss in der Niere zu entfernen. Ziehen Sie die Nierenvene in Richtung der Nieren enthüllt die AA und Nierenarterie unter. </li><li> Teilen Sie die Aorta neben der Nierenarterie Schaffung einer Ferse und ume Manschette wie in Abbildung 1 dargestellt. Entfernen der Niere, Gefäße und Harnleiter von dem Spender. </li><li> Entfernen der Niere direkt an einen vorbereiteten Empfänger (0 min Kaltischämiezeit) oder bei 4 ° C in einer Lösung der Wahl für eine vorbestimmte Zeit gespeichert, bis zum Zeitpunkt der Implantation. Eingeschläfert die Spender von exsanguanation und Genickbruch. Insgesamt benötigte Zeit, um Spenderniere erholen beträgt ca. 15-20 min. </li></ol> 2. Kidney Implantattechnik <ol><li> Betäuben die Empfängermaus mit Pentobarbital (60 mg / kg IP Initialdosis 25 mg / kg IP zusätzliche Dosis falls erforderlich). Festzustellen, Narkosetiefe von Zehen Prise, und beobachten Sie die Atemfrequenz. Clip das Fell dann immobilisieren die Maus durch 4-Wege-Stützen und gelten Augensalbe für die Augen. Bereiten Sie die Haut mit PVP-Jod und drapieren Sie die Maus auf sterile Weise. </li><li> Machen Sie eine 2 cm Mittellinie senkrechten Bauchschnitt und geben Sie die Bauchhöhle. Fahren Sie den Darmsuperior und externalisieren auf der Brust. Halten Sie die Darm in sterilen feuchten Gaze während des gesamten Verfahrens gewickelt. </li><li> Zu diesem Zeitpunkt führen Sie einen rechten Nephrektomie. Ligieren die renale Arterie und Vene mit 6-0 Seidenfäden. Auszuschneiden die Niere distal zu den Nähten. Ligieren des Harnleiters mit 6-0 Seide und teilen proximal der Nieren dann. </li><li> Isolieren Sie die Bauchschlagader und der unteren Hohlvene (IVC) unterhalb der Nierengefäße. Zeigen 4-0 Baumwoll-Krawatten um den Aorta und IVC überlegen dann schlechter als die Anastomose. Identifizieren und zu ligieren keine Lendengefäße innerhalb des Feldes mit 10-0 Nylonnaht. </li><li> Verknoten Sie die Baumwoll Krawatten, zuerst die untere, gefolgt von der Vorgesetzten. Auf diese Weise etwas Blut in die Aorta Herstellung der Aortotomie leichter beibehalten. </li><li> Bilden die Aortotomie mit einer 30G Nadel, um das Lumen der Aorta eingeben. Verlängern Sie den Schnitt mit feinen Mikro Schere auf eine Länge von etwa 2 mm. </li><li> Machen Sie Schluss mit Anastomose des Spenders Aorten-Ferse und Zehen-Manschetteder Empfänger der Aorta in der folgenden Art und Weise. Legen Sie eine 10-0 Nylonnaht Aufenthalt Stich in der Spender Aorta und an den unteren Winkel des Einschnitts in der Empfänger Aorta und Krawatte. </li><li> Legen Sie einen zweiten 10-0 Nylon gegenüber dem ersten in der Spender Aorta und der überlegenen Ecke der Schnitt in der Bauchaorta und Krawatte. Machen Sie eine fortlaufende Naht Linie von oben nach unten in der Seitenwand der Aorta und Krawatte gegen den zuvor platzierten Aufenthalt Stich. Dann Naht der medialen Wand in einem laufenden Mode und Krawatte. </li><li> Machen Sie Schluss mit Anastomose des Spenders Nierenvene an den Empfänger IVC in der folgenden Art und Weise. Punktion der IVC mit einer 30G Nadel und verlängern die Inzision mit feinen Mikroscheren. Binden Sie die Geber Nierenvene an der unteren Ecke der Einschnitt in der IVC mit 10-0 Nylon. Mit Anlauf Nahtlinie zwischen der Nierenvene und der IVC und Krawatte. HINWEIS: Es ist auch sehr wichtig, dass die gesamte Dicke durchläuft der Nähnadel einschließlich der Gefäß adventitia und die Intima erreicht. Umstülpen der Kanten gewährleistet auch, dass es Intima-zu-Intima-Kontakt, der in dichtendem und Heilung der Anastomosen hilft. Während eine blutstillende Gerinnungsmittel kann zur Verringerung dicht sein, empfehlen wir, dass ein Chirurg stattdessen auf gute Technik verlassen. </li><li> Stellen Sie sicher, dass die Anastomosen sind &quot;sauber&quot;. Das heißt, dass die gegenüberliegenden Wände nicht bei der Platzierung Maschen verfangen. Dies wird zu einer signifikanten Verengung fließen, daß in einem fehl Transplantat und im Extremfall zu Lähmung der hinteren Gliedmaßen führen. HINWEIS: Ein weiterer entscheidender wichtiger Faktor ist sicherzustellen, dass die Spannung der Anastomosen Nahtlinien ist auch optimal. Zu locker und es wird irreversible undicht, zu eng und Stenose zu fließen die Folge sein. Wenn auf der arteriellen Seite dies führt zu einer schlechten Durchblutung des Transplantats führen, wenn sie auf der venösen Seite eine lasteten Niere führen. </li><li> Lassen Sie die distalen 4-0 Baumwoll Krawatte Wiedereinführung venösen Rückstrom. Sobald die Hämostase des venouns Anastomose hat sich allmählich beobachtet lösen Sie die proximalen 4-0 Baumwoll Krawatte und beobachten Sie die arterielle Anastomose zur Blutstillung. </li><li> Entfernen Sie die Baumwollbinder von der Maus, wenn beide Anastomosen gelten als sicher. Pierce die Blase mit einer 20 G-Nadel die Schaffung von zwei Löchern. </li><li> Übergeben Sie die Spitzen der gebogenen Pinzette durch die Löcher und ziehen Sie den Geber Harnleiter durch die Blase mit der Zange mit dem proximalen Ende des Harnleiters an der Blasenwand mit zwei 10-0 Nylon-Fäden verankert. Schneiden Sie die überschüssige Länge des Harnleiters aus dem zweiten Loch so dass der Harnleiter, um in der Blase zurücknehmen und schließen Sie das Loch mit zwei 10-0 Nylon-Fäden ragen. </li><li> Schicken Sie das Darm auf den Bauch. Schließen Sie die Bauchwand in zwei Schichten mit 5-0 Seidennaht in einem laufenden Mode. </li><li> Verabreichung einer 1,0 ml-Bolus von sterilen, warm normaler Salzlösung in den Bauchraum als Flüssigkeitszufuhr beim Schließen und injizieren 0,8 ml normaler Kochsalzlösung subkutan postoperativ. Keine andere supportiwährend der Operation sind ve Maßnahmen erforderlich. </li><li> Recover das Tier auf einer Wärmedecke. Insgesamt Implantat Zeit beträgt ca. 35-45 min. Verabreichen Analgetika wie Buprenorphin 0,05 mg / kg, SC, 0,1-0,2 ml zu Beginn des Verfahrens und alle 6-12 h für 72 Stunden nach der Operation. </li></ol> 3. kontralaterale Nephrektomie <ol><li> Je nach den Protokollanforderungen, einige Tage nach der Implantation, führen Sie eine kontralaterale Nephrektomie unter Isofluran-Narkose (5% inhaliert Isofluran zur Induktion von 1,5 bis 2,0% für die Wartung). </li><li> Geben Sie die Bauchhöhle und sanft zurückziehen den Darm nach rechts des Tieres. Setzen Sie die linke Niere und stumpf sezieren von den umgebenden Faszie. </li><li> Ligieren die renale Arterie, Vene und Harnleiter mit 6-0 Seidenfäden und dann auszuschneiden die Niere über den Nähten und entfernen Sie die Niere. Gesamtoperationszeit beträgt ca. 10 min. </li></ol> 4. Graft-Bewertung <ol><li> Maßnahme Serum creatineun mit dem alkalische Pikrat-Methode (Jaffe-Reaktion). </li></ol>

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<li>Khouri, R. K., Cooley, B. C., Kenna, D. M., Edstrom, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thrombosis+of+microvascular+anastomoses+in+traumatized+vessels%3A+fibrin+versus+platelets%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Thrombosis of microvascular anastomoses in traumatized vessels: fibrin versus platelets.</a> Plast Reconstr Surg. 86 (1), 110-117 (1990).</li>
<li>Johnson, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+platelet+deposition+at+the+human+microvascular+anastomosis%3A+effect+on+downstream+platelet+deposition+to+intact+and+injured+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Initial platelet deposition at the human microvascular anastomosis: effect on downstream platelet deposition to intact and injured vessels.</a> Plast Reconstr Surg. 90 (4), 650-658 (1992).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die Beherrschung dieser Transplantationstechnik ist schwierig, aber einmal erreicht ist ein sehr leistungsfähiges Forschungswerkzeug. Der Patient Chirurg / Forscher wird durch die Liebe zum Detail und die Konsistenz der Technik, die der Schlüssel zur Beherrschung jedem chirurgischen Eingriff, mehr noch in kleinen Tiermodellen ist belohnt. Die technischen Schwierigkeiten der Beherrschung der Maus Nierentransplantation sind viele Falten, und es ist sehr wahrscheinlich, dass Erfahrungen in anderen Kleintiertransplantations...

Seit 1973 wird die Nierentransplantation Modell bei Mäusen wurde ein wertvolles Forschungswerkzeug, aber technische Probleme haben ihren weit verbreiteten Einsatz behindert. Im Laufe der Jahre mehrere Arbeiten veröffentlicht worden Detaillierung Verbesserungen / Verfeinerungen dieses Verfahrens. Als ein Modell der primär vaskularisierte Organtransplantation ist dieses Verfahren wohl nur auf die heterotopen Herztransplantationsmodell, das auch von der Russell Labor im Jahr 1973 6 entwickelt wurde zweite. Beide Modelle eignen sich für die in allogenen Abstoßungsreaktionen, die Entwicklung der verzögerten Transplantatfunktion Forschung und Ischämie-Reperfusionsverletzung. Eines der häufigsten Probleme mit Nierentransplantation gemeldet werden ist die relativ hohe Inzidenz von arterieller Thrombose 4,5,7, die wir auch in unserem Labor erlebt. Deshalb haben wir dargelegt, um eine Literaturübersicht der Thrombusbildung führen und möglicherweise die Ursache für diese technische Frage zu finden und auch entwickeln einmögliche Lösung. Die wahrscheinlichste Ursache der Thrombose ist die etwas gewundenen Pfad das Blut nimmt vom Empfänger Aorta in den Spender renale Aorta dann zum Spender Nierenarterie. Dieser Weg führt zu Turbulenzen in der Nierenarterie, die Thrombozytenaktivierung und Thrombusbildung führen kann. Basierend auf den bisherigen Beobachtungen und der Suche der einschlägigen Literatur 14.08 kamen wir auf eine neue Technik, die Thrombose auf 0% reduziert hat. Die hier beschriebene Technik ist von früher berichteten Techniken bei der Bildung eines arteriellen Fersen- und Zehen Manschette, die Einrichtungen verbessern die Durchblutung und die Thrombusbildung signifikant verringert. Die Manschette wird durch Dividieren der infra-renale Aorta über die Fläche des renalen Arterien Ostium in einem Winkel von weniger als 45 o zur Längsachse der Aorta (1A &amp; 1B) gebildet ist. Dies resultiert in einer Manschette ungefähr 2 mm in der Länge. Eine Venen Carrel Patch wird durch Durchtrennung der r gebildetenal Vene in das IVC dadurch den Durchmesser der Manschette erhöht wird. Die Infrarot-Nierenspender Abdominalaorta Fersen- und Zehen Manschette End-zu-Seite-Anastomose an den Empfänger abdominalen Aorta und der Geber Nierenvene / IVC Patch End-zu-Seite-Anastomose an den Empfänger abdominalen Vena cava inferior (IVC) . Des Harnleiters wird dann eingeführt und verankert ist, um der Blase, wie von Han et al. 3 beschrieben Für diese Studie unbehandelten Transplantaten mit nur warme Ischämie Zeiten (dh., Keine kalte Ischämie) verglichen. In diesem Fall wird warme Ischämie bezieht sich auf die Zeit von der Unterbrechung des Blutflusses durch das Spenderniere (Schritt 1.11 unten) und Reperfusion des Transplantats in den Empfänger (Schritt 2.11 unten). Kaltischämiezeit bezieht sich auf die Zeit, die die Niere nicht perfundiert und in kalten Lagerung bis zum Beginn der Implantation aufbewahrt.

<table><tbody><tr><td>Instrument</td><td>Roboz #</td><td>Fine Science Tools #</td><td>Arosurgical #</td></tr><tr><td>Gerade Mikro-Präparierzange #5</td><td>RS-5015</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Gebogene Mikro-Präparierzange #7</td><td>RS-5047</td><td>11297-00</td><td></td></tr><tr><td>Gebogene Zange mit Wellenschliff</td><td>RS-5137</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Mikro-Präparierzange, kurz</td><td>RS-5610</td><td></td><td>09.140.08</td></tr><tr><td>Mikro-Präparierschere, gerade, scharf, lang</td><td></td><td>11.602.11</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Federgriff-Nadelhalter</td><td></td><td></td><td>11.549.15</td></tr><tr><td>Gerade Mückenzange</td><td></td><td>91308-12</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Präparierschere, gerade, stumpf</td><td>RS-5962</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Präparierschere, gebogen, stumpf</td><td>RS-5981</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Retraktor</td><td>RS-6540</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Instrumentenablage, 10" x 6 &frac12; &rdquo; x &frac34; "</td><td>RT-1350S</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Seidennaht, 5/0, 22,5m Spule</td><td></td><td>18020-50</td><td></td></tr><tr><td>Naht</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>10/0 Nylon</td><td></td><td></td><td>T4A10Q07</td></tr><tr><td>5/0 Seide</td><td></td><td></td><td>E19A05N</td></tr><tr><td>Handschuhe Tücher</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biogel von Medex Supply</td><td></td><td>Precept, #64-9012-9</td><td></td></tr><tr><td>Spritzen</td><td></td><td>Baumwollapplikatoren</td><td></td></tr><tr><td>B-D 1cc Insulin, #329424</td><td></td><td>Fisher-Marke, #23-400-100</td><td></td></tr><tr><td>Povidon-Jod-Tupfer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDI, #B40600</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4/0 Baumwoll-Krawatten</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heimische Baumwolle autoklaviert mit Instrumenten</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

murine nierentransplantations technik

Murine Kidney Transplant Technique

Die erste Nierentransplantationstechnik für Mäuse wurde 19731 vom Russell-Labor veröffentlicht. Obwohl es einige Jahre dauerte, bis andere Labore diese Technik beherrschten und einsetzten, wird sie heute von vielen Labors auf der ganzen Welt eingesetzt. Eine signifikante Verfeinerung der ursprünglichen Technik, bei der die Spenderaorta zur Bildung der arteriellen Anastomose anstelle der Nierenarterie verwendet wurde, wurde 1993 von Kalina und Mottram entwickelt und berichtet 2, und eine weitere Weiterentwicklung kam 1999 aus demselben Labor 3. Während man sich mit diesem Modell vertraut machen kann, zeigt eine Suche in der Literatur, dass viele Labore immer noch einen hohen Anteil an Transplantatverlusten aufgrund von arteriellen Thrombosen aufweisen. Wir beschreiben hier eine Technik, die in unserem Labor entwickelt wurde und die den von anderen berichteten arteriellen Thrombus erheblich reduziert 4,5. Dies wird durch die Bildung einer Fersen- und Zehenmanschette der infrarenalen Aorta des Spenders erreicht, die eine größere Anastomose und einen geraderen Blutfluss in die Niere ermöglicht.

Diese Operationstechnik ermöglicht sowohl einfache Transplantatüberleben / Ablehnung Studien oder sehr komplex experimentelle Protokolle. In den folgenden Abbildungen zeigen wir die Vorteile der Verwendung dieser verbesserten arteriellen Anastomose Technik. Unter Verwendung dieser Technik haben wir deutlich auf 0% erhöht damit die Produktivität verringert die Häufigkeit von arteriellen Thrombosen von 35%. Wir haben diese Technik für über ein Jahr mit derselben 0% Thrombose Ergebnis aufrechterhalten verwendet.</s...

Das Ziel dieses Manuskripts ist es, die Schritte zu beschreiben, die erforderlich sind, um eine Nierentransplantation bei einer Maus durchzuführen, wobei besonderes Augenmerk auf die Details der arteriellen Anastomose gelegt wird.

Murine Nierentransplantations Technik

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine modifizierte arterielle Anastomosetechnik für Nierentransplantationen bei der Maus zu demonstrieren. Dies wird erreicht, indem zunächst sorgfältig die relevanten Gefäße im Spender präpariert werden. Der zweite Schritt besteht darin, eine Absatz- und Spitzenmanschette der donoralen Bauchaorta in der Nähe der Nierenarterie anzulegen.Dann wird diese Absatz- und Zehenmanschette verwendet, um die arterielle Anastomose beim Empfänger anzulegen. Letztendlich sollte diese Technik zu sehr seltenen Fällen einer arteriellen Thrombose führen. In diesem Video wird gezeigt, wie man eine arterielle Absatz- und Zehenmanschette anfertigt, um Nierentransplantationen im Mund zu erleichtern.Der Hauptvorteil dieser Technik im Vergleich zu anderen Methoden besteht darin, dass der Blutflussweg von der Aorta des Empfängers in die Nierenarterie des Spenders gerade verläuft, wodurch eine Aktivierung der Thrombozyten und die Bildung von Thrombosen verringert wird. Unter sterilen Bedingungen und mit Hilfe eines Operationsmikroskops wird die Niere des Spenders entnommen, und zwar korrekt durchgeführt. Die Entnahmedauer beträgt 15 bis 20 Minuten. Entf

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Extraktion einer intakten Niere aus einer Maus: Eine Technik zur Gewinnung einer Niere ohne Nierenkapsel aus Mausmodellen

Dieses Video beschreibt die orthotope Nieren-Autotransplantation in einem Schweinemodell. Bei diesem chirurgischen Eingriff wird das Nierentransplantat eines Tieres an seiner ursprünglichen anatomischen Stelle transplantiert. Das Modell wird verwendet, um neue Therapien für Nierenerkrankungen im Endstadium beim Menschen zu untersuchen.

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Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Untersuchung der Immunologie der Abstoßung. Das vorgestellte Operationsmodell berichtet von einer kurzen Operationszeit und einer prägnanten Technik. Abhängig von der Kombination aus Spender-Empfänger-Stamm kann die transplantierte Niere eine akute zelluläre Abstoßung oder eine chronische Schädigung des Allotransplantats entwickeln, die durch interstitielle Fibrose und tubuläre Atrophie definiert ist.

Maus Nierentransplantation: Modelle der Transplantatabstoßung

Dieser Bericht enthält eine detaillierte Beschreibung der Transplantation von murinem Thymian von verschiedenen gealterten Spendermäusen unter die Nierenkapsel von immundefizienten Mausempfängern. Das Ziel dieses Ansatzes ist es, die T-Zell-Entwicklung und das Thymus-Selektionsereignis in vivo zu modellieren.

Isolation und Transplantation von Different Aged Murine Thymic Grafts.

Die Maus isoliert perfundierten Nieren (MIPK) ist eine Technik zum Halten einer Mausniere unter ex vivo - Bedingungen durchbluteten und funktionell für 1 Std. Die Puffer und die chirurgische Technik werden ausführlich beschrieben.

Die Maus isoliert perfundierten Nieren-Technik

Der Zweck dieses Manuskripts und Protokolls ist es, den chirurgischen Eingriff der orthotopischen Nierentransplantation bei Ratten im Detail zu erklären und zu demonstrieren. Diese Methode wird vereinfacht, um die korrekte Durchblutung der Spenderniere zu erreichen und die Reperfusionszeit durch die venöse und urterische Manschette Anastomose-Technik zu verkürzen.

Orthotopic Rat Nierentransplantation: Ein neuartierter und vereinfachter chirurgischer Ansatz

Dieses Protokoll stellt eine neue chirurgische Technik der Nierentransplantation von Mäusen vor, die sich auf eine modifizierte Strategie der arteriellen Anastomose konzentriert. Eine vaskuläre Nahttechnik, einschließlich einer einfachen und sichereren Harnleiter-Blasen-Anastomose-Methode, wird ebenfalls vorgestellt. Diese Modifikationen verkürzen die Operationszeit und verbessern die Erfolgsquote der Nierentransplantation der Maus.

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