Name: Murine Nierentransplantations Technik (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-10-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Lernen Sie eine modifizierte arterielle Anastomosetechnik für Nierentransplantationen bei Mäusen. Diese Methode reduziert das Risiko von arteriellem Thrombose und verbessert die Erfolgsraten bei Transplantationen erheblich.

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Alle Mäuse wurden von The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) erworben und wurden unter pathogenfreien Bedingungen an der University of Colorado Denver, Barbara Davis-Center Tierhaltung nach NIH-Richtlinien und mit Genehmigung der University of Colorado Denver IACUC untergebracht. 1. Spenderniere Ernte <ol><li> Sterilisieren Sie alle Instrumente, tragen sterile Handschuhe während des gesamten Verfahrens und die Aufrechterhaltung eines sterilen Bereich. Führen alle Operationen mit der Verwendung eines Operationsmikroskops. </li><li> Operativ zu entfernen Mausspendernieren von Pentobarbital-narkotisierten (60 mg / kg IP) Spendern. Festzustellen, Narkosetiefe von Zehen Prise, und beobachten Sie die Atemfrequenz. </li><li> Clip der Pelz dann immobilisieren die Maus durch 4-Wege-Fesseln. Bereiten Sie die Haut mit PVP-Jod und drapieren Sie die Maus auf sterile Weise. </li><li> Machen Sie eine 2 cm Mittellinie senkrechten Bauchschnitt und geben Sie die Bauchhöhle. Fahren Sie den Darm superior und externalisieren esauf der Brust. Halten Sie die Darm in sterilen feuchten Gaze während des gesamten Verfahrens gewickelt. </li><li> Identifizieren Sie die großen Bauchgefäße und Mobilisierung, zu identifizieren keine lumbalen Ästen und entweder Kauterisieren oder ligieren sie mit 10/0 Nylonnaht. </li><li> Unmittelbar distal der linken Nierengefäße necken die untere Hohlvene (IVC) und abdominalen Aorta (AA) auseinander stumpf über etwa 2 mm. Ligieren mit 10/0 Nylon und teilen kleinen arteriellen und venösen Zweige von den Nierengefäße. </li><li> Jetzt trennen die Nierenvene von der Nierenarterie vorsichtig stumpf dieser Strukturen. Dies ermöglicht die genaue Erzeugung einer Carrel Patch an dem proximalen Ende der Nierenvene, die verwendet werden, um eine End-zu-Seit-Anastomose an die Empfänger IVC bilden wird. </li><li> Identifizieren Sie, Ligat und teilen Sie die linken Nebengefäße. Dies erlaubt Zugriff auf die Nebennieren Aorta und eine 6-0 Seidennaht wird um die Aorta in Vorbereitung für die Ligation platziert, aber zu diesem Zeitpunkt nicht gebunden. </li&gt; <li> Zu mobilisieren, die Niere, Gefäße und Harnleiter von der umgebenden Armaturenblende. Drehen Sie die Niere rechts und Ligat / aufzuteilen keine hinteren Ästen. Dann den Nieren nach links. </li><li> Jetzt lenken die Aufmerksamkeit auf die Harnleiter. Ohne die Nierenhilus befreien den Harnleiter von der umgebenden facia darauf achten, dass die ureteric Gefäße zu erhalten stören. Teilen Sie die Harnleiter auf der Ebene der Samenleiter. Die Niere ist nun bereit für die Wiederherstellung. </li><li> Langsam injizieren 300 Einheiten Heparin in das distale IVC wodurch die Spender heparinizing. Binden die 6-0-Seidenfaden um die Nebennieren AA gegeben und Perfusion der linken Niere über die distale abdominale Aorta mit 0,8 ml Heparin-Kochsalzlösung (100 U / ml). </li><li> Sobald die Durchblutung aufgehört hat, schaffen eine venöse Carrel Patch sofort auf Rückfluss in der Niere zu entfernen. Ziehen Sie die Nierenvene in Richtung der Nieren enthüllt die AA und Nierenarterie unter. </li><li> Teilen Sie die Aorta neben der Nierenarterie Schaffung einer Ferse und ume Manschette wie in Abbildung 1 dargestellt. Entfernen der Niere, Gefäße und Harnleiter von dem Spender. </li><li> Entfernen der Niere direkt an einen vorbereiteten Empfänger (0 min Kaltischämiezeit) oder bei 4 ° C in einer Lösung der Wahl für eine vorbestimmte Zeit gespeichert, bis zum Zeitpunkt der Implantation. Eingeschläfert die Spender von exsanguanation und Genickbruch. Insgesamt benötigte Zeit, um Spenderniere erholen beträgt ca. 15-20 min. </li></ol> 2. Kidney Implantattechnik <ol><li> Betäuben die Empfängermaus mit Pentobarbital (60 mg / kg IP Initialdosis 25 mg / kg IP zusätzliche Dosis falls erforderlich). Festzustellen, Narkosetiefe von Zehen Prise, und beobachten Sie die Atemfrequenz. Clip das Fell dann immobilisieren die Maus durch 4-Wege-Stützen und gelten Augensalbe für die Augen. Bereiten Sie die Haut mit PVP-Jod und drapieren Sie die Maus auf sterile Weise. </li><li> Machen Sie eine 2 cm Mittellinie senkrechten Bauchschnitt und geben Sie die Bauchhöhle. Fahren Sie den Darmsuperior und externalisieren auf der Brust. Halten Sie die Darm in sterilen feuchten Gaze während des gesamten Verfahrens gewickelt. </li><li> Zu diesem Zeitpunkt führen Sie einen rechten Nephrektomie. Ligieren die renale Arterie und Vene mit 6-0 Seidenfäden. Auszuschneiden die Niere distal zu den Nähten. Ligieren des Harnleiters mit 6-0 Seide und teilen proximal der Nieren dann. </li><li> Isolieren Sie die Bauchschlagader und der unteren Hohlvene (IVC) unterhalb der Nierengefäße. Zeigen 4-0 Baumwoll-Krawatten um den Aorta und IVC überlegen dann schlechter als die Anastomose. Identifizieren und zu ligieren keine Lendengefäße innerhalb des Feldes mit 10-0 Nylonnaht. </li><li> Verknoten Sie die Baumwoll Krawatten, zuerst die untere, gefolgt von der Vorgesetzten. Auf diese Weise etwas Blut in die Aorta Herstellung der Aortotomie leichter beibehalten. </li><li> Bilden die Aortotomie mit einer 30G Nadel, um das Lumen der Aorta eingeben. Verlängern Sie den Schnitt mit feinen Mikro Schere auf eine Länge von etwa 2 mm. </li><li> Machen Sie Schluss mit Anastomose des Spenders Aorten-Ferse und Zehen-Manschetteder Empfänger der Aorta in der folgenden Art und Weise. Legen Sie eine 10-0 Nylonnaht Aufenthalt Stich in der Spender Aorta und an den unteren Winkel des Einschnitts in der Empfänger Aorta und Krawatte. </li><li> Legen Sie einen zweiten 10-0 Nylon gegenüber dem ersten in der Spender Aorta und der überlegenen Ecke der Schnitt in der Bauchaorta und Krawatte. Machen Sie eine fortlaufende Naht Linie von oben nach unten in der Seitenwand der Aorta und Krawatte gegen den zuvor platzierten Aufenthalt Stich. Dann Naht der medialen Wand in einem laufenden Mode und Krawatte. </li><li> Machen Sie Schluss mit Anastomose des Spenders Nierenvene an den Empfänger IVC in der folgenden Art und Weise. Punktion der IVC mit einer 30G Nadel und verlängern die Inzision mit feinen Mikroscheren. Binden Sie die Geber Nierenvene an der unteren Ecke der Einschnitt in der IVC mit 10-0 Nylon. Mit Anlauf Nahtlinie zwischen der Nierenvene und der IVC und Krawatte. HINWEIS: Es ist auch sehr wichtig, dass die gesamte Dicke durchläuft der Nähnadel einschließlich der Gefäß adventitia und die Intima erreicht. Umstülpen der Kanten gewährleistet auch, dass es Intima-zu-Intima-Kontakt, der in dichtendem und Heilung der Anastomosen hilft. Während eine blutstillende Gerinnungsmittel kann zur Verringerung dicht sein, empfehlen wir, dass ein Chirurg stattdessen auf gute Technik verlassen. </li><li> Stellen Sie sicher, dass die Anastomosen sind &quot;sauber&quot;. Das heißt, dass die gegenüberliegenden Wände nicht bei der Platzierung Maschen verfangen. Dies wird zu einer signifikanten Verengung fließen, daß in einem fehl Transplantat und im Extremfall zu Lähmung der hinteren Gliedmaßen führen. HINWEIS: Ein weiterer entscheidender wichtiger Faktor ist sicherzustellen, dass die Spannung der Anastomosen Nahtlinien ist auch optimal. Zu locker und es wird irreversible undicht, zu eng und Stenose zu fließen die Folge sein. Wenn auf der arteriellen Seite dies führt zu einer schlechten Durchblutung des Transplantats führen, wenn sie auf der venösen Seite eine lasteten Niere führen. </li><li> Lassen Sie die distalen 4-0 Baumwoll Krawatte Wiedereinführung venösen Rückstrom. Sobald die Hämostase des venouns Anastomose hat sich allmählich beobachtet lösen Sie die proximalen 4-0 Baumwoll Krawatte und beobachten Sie die arterielle Anastomose zur Blutstillung. </li><li> Entfernen Sie die Baumwollbinder von der Maus, wenn beide Anastomosen gelten als sicher. Pierce die Blase mit einer 20 G-Nadel die Schaffung von zwei Löchern. </li><li> Übergeben Sie die Spitzen der gebogenen Pinzette durch die Löcher und ziehen Sie den Geber Harnleiter durch die Blase mit der Zange mit dem proximalen Ende des Harnleiters an der Blasenwand mit zwei 10-0 Nylon-Fäden verankert. Schneiden Sie die überschüssige Länge des Harnleiters aus dem zweiten Loch so dass der Harnleiter, um in der Blase zurücknehmen und schließen Sie das Loch mit zwei 10-0 Nylon-Fäden ragen. </li><li> Schicken Sie das Darm auf den Bauch. Schließen Sie die Bauchwand in zwei Schichten mit 5-0 Seidennaht in einem laufenden Mode. </li><li> Verabreichung einer 1,0 ml-Bolus von sterilen, warm normaler Salzlösung in den Bauchraum als Flüssigkeitszufuhr beim Schließen und injizieren 0,8 ml normaler Kochsalzlösung subkutan postoperativ. Keine andere supportiwährend der Operation sind ve Maßnahmen erforderlich. </li><li> Recover das Tier auf einer Wärmedecke. Insgesamt Implantat Zeit beträgt ca. 35-45 min. Verabreichen Analgetika wie Buprenorphin 0,05 mg / kg, SC, 0,1-0,2 ml zu Beginn des Verfahrens und alle 6-12 h für 72 Stunden nach der Operation. </li></ol> 3. kontralaterale Nephrektomie <ol><li> Je nach den Protokollanforderungen, einige Tage nach der Implantation, führen Sie eine kontralaterale Nephrektomie unter Isofluran-Narkose (5% inhaliert Isofluran zur Induktion von 1,5 bis 2,0% für die Wartung). </li><li> Geben Sie die Bauchhöhle und sanft zurückziehen den Darm nach rechts des Tieres. Setzen Sie die linke Niere und stumpf sezieren von den umgebenden Faszie. </li><li> Ligieren die renale Arterie, Vene und Harnleiter mit 6-0 Seidenfäden und dann auszuschneiden die Niere über den Nähten und entfernen Sie die Niere. Gesamtoperationszeit beträgt ca. 10 min. </li></ol> 4. Graft-Bewertung <ol><li> Maßnahme Serum creatineun mit dem alkalische Pikrat-Methode (Jaffe-Reaktion). </li></ol>

<ol><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplant Proc. 5 (1), 721-725 (1973).</li>
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<li>Khouri, R. K., Cooley, B. C., Kenna, D. M., Edstrom, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thrombosis+of+microvascular+anastomoses+in+traumatized+vessels%3A+fibrin+versus+platelets%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Thrombosis of microvascular anastomoses in traumatized vessels: fibrin versus platelets.</a> Plast Reconstr Surg. 86 (1), 110-117 (1990).</li>
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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die Beherrschung dieser Transplantationstechnik ist schwierig, aber einmal erreicht ist ein sehr leistungsfähiges Forschungswerkzeug. Der Patient Chirurg / Forscher wird durch die Liebe zum Detail und die Konsistenz der Technik, die der Schlüssel zur Beherrschung jedem chirurgischen Eingriff, mehr noch in kleinen Tiermodellen ist belohnt. Die technischen Schwierigkeiten der Beherrschung der Maus Nierentransplantation sind viele Falten, und es ist sehr wahrscheinlich, dass Erfahrungen in anderen Kleintiertransplantations...

Seit 1973 wird die Nierentransplantation Modell bei Mäusen wurde ein wertvolles Forschungswerkzeug, aber technische Probleme haben ihren weit verbreiteten Einsatz behindert. Im Laufe der Jahre mehrere Arbeiten veröffentlicht worden Detaillierung Verbesserungen / Verfeinerungen dieses Verfahrens. Als ein Modell der primär vaskularisierte Organtransplantation ist dieses Verfahren wohl nur auf die heterotopen Herztransplantationsmodell, das auch von der Russell Labor im Jahr 1973 6 entwickelt wurde zweite. Beide Modelle eignen sich für die in allogenen Abstoßungsreaktionen, die Entwicklung der verzögerten Transplantatfunktion Forschung und Ischämie-Reperfusionsverletzung. Eines der häufigsten Probleme mit Nierentransplantation gemeldet werden ist die relativ hohe Inzidenz von arterieller Thrombose 4,5,7, die wir auch in unserem Labor erlebt. Deshalb haben wir dargelegt, um eine Literaturübersicht der Thrombusbildung führen und möglicherweise die Ursache für diese technische Frage zu finden und auch entwickeln einmögliche Lösung. Die wahrscheinlichste Ursache der Thrombose ist die etwas gewundenen Pfad das Blut nimmt vom Empfänger Aorta in den Spender renale Aorta dann zum Spender Nierenarterie. Dieser Weg führt zu Turbulenzen in der Nierenarterie, die Thrombozytenaktivierung und Thrombusbildung führen kann. Basierend auf den bisherigen Beobachtungen und der Suche der einschlägigen Literatur 14.08 kamen wir auf eine neue Technik, die Thrombose auf 0% reduziert hat. Die hier beschriebene Technik ist von früher berichteten Techniken bei der Bildung eines arteriellen Fersen- und Zehen Manschette, die Einrichtungen verbessern die Durchblutung und die Thrombusbildung signifikant verringert. Die Manschette wird durch Dividieren der infra-renale Aorta über die Fläche des renalen Arterien Ostium in einem Winkel von weniger als 45 o zur Längsachse der Aorta (1A &amp; 1B) gebildet ist. Dies resultiert in einer Manschette ungefähr 2 mm in der Länge. Eine Venen Carrel Patch wird durch Durchtrennung der r gebildetenal Vene in das IVC dadurch den Durchmesser der Manschette erhöht wird. Die Infrarot-Nierenspender Abdominalaorta Fersen- und Zehen Manschette End-zu-Seite-Anastomose an den Empfänger abdominalen Aorta und der Geber Nierenvene / IVC Patch End-zu-Seite-Anastomose an den Empfänger abdominalen Vena cava inferior (IVC) . Des Harnleiters wird dann eingeführt und verankert ist, um der Blase, wie von Han et al. 3 beschrieben Für diese Studie unbehandelten Transplantaten mit nur warme Ischämie Zeiten (dh., Keine kalte Ischämie) verglichen. In diesem Fall wird warme Ischämie bezieht sich auf die Zeit von der Unterbrechung des Blutflusses durch das Spenderniere (Schritt 1.11 unten) und Reperfusion des Transplantats in den Empfänger (Schritt 2.11 unten). Kaltischämiezeit bezieht sich auf die Zeit, die die Niere nicht perfundiert und in kalten Lagerung bis zum Beginn der Implantation aufbewahrt.

<table><tbody><tr><td>Instrument</td><td>Roboz #</td><td>Fine Science Tools #</td><td>Arosurgical #</td></tr><tr><td>Gerade Mikro-Präparierzange #5</td><td>RS-5015</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Gebogene Mikro-Präparierzange #7</td><td>RS-5047</td><td>11297-00</td><td></td></tr><tr><td>Gebogene Zange mit Wellenschliff</td><td>RS-5137</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Mikro-Präparierzange, kurz</td><td>RS-5610</td><td></td><td>09.140.08</td></tr><tr><td>Mikro-Präparierschere, gerade, scharf, lang</td><td></td><td>11.602.11</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Federgriff-Nadelhalter</td><td></td><td></td><td>11.549.15</td></tr><tr><td>Gerade Mückenzange</td><td></td><td>91308-12</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Präparierschere, gerade, stumpf</td><td>RS-5962</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Präparierschere, gebogen, stumpf</td><td>RS-5981</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Retraktor</td><td>RS-6540</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Instrumentenablage, 10" x 6 &frac12; &rdquo; x &frac34; "</td><td>RT-1350S</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Seidennaht, 5/0, 22,5m Spule</td><td></td><td>18020-50</td><td></td></tr><tr><td>Naht</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>10/0 Nylon</td><td></td><td></td><td>T4A10Q07</td></tr><tr><td>5/0 Seide</td><td></td><td></td><td>E19A05N</td></tr><tr><td>Handschuhe Tücher</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biogel von Medex Supply</td><td></td><td>Precept, #64-9012-9</td><td></td></tr><tr><td>Spritzen</td><td></td><td>Baumwollapplikatoren</td><td></td></tr><tr><td>B-D 1cc Insulin, #329424</td><td></td><td>Fisher-Marke, #23-400-100</td><td></td></tr><tr><td>Povidon-Jod-Tupfer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDI, #B40600</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4/0 Baumwoll-Krawatten</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heimische Baumwolle autoklaviert mit Instrumenten</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

murine nierentransplantations technik

Murine Kidney Transplant Technique

Die erste Nierentransplantationstechnik für Mäuse wurde 19731 vom Russell-Labor veröffentlicht. Obwohl es einige Jahre dauerte, bis andere Labore diese Technik beherrschten und einsetzten, wird sie heute von vielen Labors auf der ganzen Welt eingesetzt. Eine signifikante Verfeinerung der ursprünglichen Technik, bei der die Spenderaorta zur Bildung der arteriellen Anastomose anstelle der Nierenarterie verwendet wurde, wurde 1993 von Kalina und Mottram entwickelt und berichtet 2, und eine weitere Weiterentwicklung kam 1999 aus demselben Labor 3. Während man sich mit diesem Modell vertraut machen kann, zeigt eine Suche in der Literatur, dass viele Labore immer noch einen hohen Anteil an Transplantatverlusten aufgrund von arteriellen Thrombosen aufweisen. Wir beschreiben hier eine Technik, die in unserem Labor entwickelt wurde und die den von anderen berichteten arteriellen Thrombus erheblich reduziert 4,5. Dies wird durch die Bildung einer Fersen- und Zehenmanschette der infrarenalen Aorta des Spenders erreicht, die eine größere Anastomose und einen geraderen Blutfluss in die Niere ermöglicht.

Diese Operationstechnik ermöglicht sowohl einfache Transplantatüberleben / Ablehnung Studien oder sehr komplex experimentelle Protokolle. In den folgenden Abbildungen zeigen wir die Vorteile der Verwendung dieser verbesserten arteriellen Anastomose Technik. Unter Verwendung dieser Technik haben wir deutlich auf 0% erhöht damit die Produktivität verringert die Häufigkeit von arteriellen Thrombosen von 35%. Wir haben diese Technik für über ein Jahr mit derselben 0% Thrombose Ergebnis aufrechterhalten verwendet.</s...

Das Ziel dieses Manuskripts ist es, die Schritte zu beschreiben, die erforderlich sind, um eine Nierentransplantation bei einer Maus durchzuführen, wobei besonderes Augenmerk auf die Details der arteriellen Anastomose gelegt wird.

Murine Nierentransplantations Technik

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine modifizierte arterielle Anastomosetechnik für Nierentransplantationen bei der Maus zu demonstrieren. Dies wird erreicht, indem zunächst sorgfältig die relevanten Gefäße im Spender präpariert werden. Der zweite Schritt besteht darin, eine Absatz- und Spitzenmanschette der donoralen Bauchaorta in der Nähe der Nierenarterie anzulegen.Dann wird diese Absatz- und Zehenmanschette verwendet, um die arterielle Anastomose beim Empfänger anzulegen. Letztendlich sollte diese Technik zu sehr seltenen Fällen einer arteriellen Thrombose führen. In diesem Video wird gezeigt, wie man eine arterielle Absatz- und Zehenmanschette anfertigt, um Nierentransplantationen im Mund zu erleichtern.Der Hauptvorteil dieser Technik im Vergleich zu anderen Methoden besteht darin, dass der Blutflussweg von der Aorta des Empfängers in die Nierenarterie des Spenders gerade verläuft, wodurch eine Aktivierung der Thrombozyten und die Bildung von Thrombosen verringert wird. Unter sterilen Bedingungen und mit Hilfe eines Operationsmikroskops wird die Niere des Spenders entnommen, und zwar korrekt durchgeführt. Die Entnahmedauer beträgt 15 bis 20 Minuten. Entfernen Sie das Fell und fixieren Sie anschließend das Tier. Bereiten Sie den Operationsbereich vor, indem Sie die Haut mit Povidon-Jod reinigen, die Maus abdecken und die Operation mit einem zwei Zentimeter langen medianen Bauchschnitt beginnen. Ziehen Sie den Darm auf die Brust und wickeln Sie ihn in feuchte Gaze. Halten Sie die Gaze während des gesamten Eingriffs feucht.Suchen Sie nun die großen Bauchgefäße und mobilisieren Sie diese. Eventuelle Lumbaläste sollten entweder kauterisiert oder mit einer 10-0-Nylonnaht ligiert werden. Danach wird ein zwei Millimeter langer Abschnitt der unteren Hohlvene und der Aorta distal zu den linken Nierengefäßen stumpf dissekiert.Danach werden kleine arterielle und venöse Äste, die mit dem Nierengefäß verbunden sind, ligiert und durchtrennt. Die stumpfe Präparation wird fortgesetzt, um die Nierenvene von der Nierenarterie zu lösen, wodurch später ein Carroll-Patch am proximalen Ende der Nierenvene angelegt werden kann; dieser Patch dient zur Herstellung der venösen Anastomose. Anschließend werden die linken Nebennierengefäße ligiert und durchtrennt, um Zugang zur suprarenalen Aorta zu erhalten.Einmal erreicht, eine Schleife mit Null-Seide anlegen. Den Bereich um die suprarenale Aorta herum für den späteren Gebrauch vernähen. Nun mobilisieren Sie die Nierengefäße und den Harnleiter aus dem umgebenden Bindegewebe.Drehen Sie die Niere auf der Rückseite nach rechts, ligieren und durchtrennen Sie alle Gefäßäste, wobei der Fokus auf dem Harnleiter liegt. Lösen Sie den Harnleiter vorsichtig aus der umgebenden Faszie. Stören Sie nicht das Nierenhilum und schonen Sie die erektiven Gefäße.Als Nächstes wird der Harnleiter auf der Höhe des Ductus deferens durchtrennt. Nun kann die Niere entnommen werden. Zunächst wird langsam 300 Einheiten Heparin in die untere Hohlvene injiziert, um den Spender zu heparinisieren.Zweitens die sechs Null-Naht um die suprarenale A. fixieren. Danach die linke Niere über die Aorta abdominalis perfundieren, wobei 0,8 Milliliter Heparin-Salzlösung mit 100 Einheiten pro Milliliter injiziert werden. Unmittelbar nach der Perfusion die venöse Caryl-Plastik anlegen, um einen Rückfluss in die Niere zu vermeiden.Ziehen Sie die Nierenvene in Richtung Niere, um die A. abdominalis und die Nierenarterie freizulegen. Durchtrennen Sie nun die Aorta neben der Nierenarterie. Bilden Sie eine Absatz- und Manschettenanastomose.Wenn dann eine kalte Ischämiezeit von null Minuten erforderlich ist, übertragen Sie die entnommene Niere in einen vorbereiteten Empfänger. Übertragen Sie andernfalls die Organe in eine vier Grad Celsius kalte Lagerkammer und euthanasieren Sie anschließend die Spender gemäß dem schriftlichen Protokoll. Dieser Vorgang dauert 35 bis 45 Minuten, wie bei der Anästhesie des Spenders beschrieben.Der Empfänger erhält außerdem bei Bedarf eine Supplementierung der anfänglichen Bolusgabe. Stellen Sie dem Empfänger eine Augensalbe zur Verfügung. Anschließend verabreichen Sie dem Tier eine Injektion mit Buprenorphin und setzen die Gabe nach dem Eingriff fort. Nachdem wie beim Spender der initiale Schnitt gesetzt und der Darm verlagert wurde, führen Sie eine rechte Nephrektomie durch, ligieren die Nierenarterie und -vene mit einer Sechs-Null-Naht, und durchtrennen den Harnleiter proximal zur Niere ebenfalls mit einer Sechs-Null-Naht.Entfernen Sie dann die Niere distal zur vaskulären Naht. Isolieren Sie nun unterhalb der Nierengefäße die Aorta abdominalis und die Vena cava inferior, anschließend superior zur Anastomosestelle. Legen Sie einen 4-0-Baumwollfaden um die Aorta und die Vena cava inferior und führen Sie dasselbe unterhalb der Stelle durch.Alle im Bereich befindlichen Lendenwurzelgefäße sollten entweder kauterisiert oder mit einer 10-Null-Nylonnaht ligiert werden, wobei zuerst die untere und dann die obere Nahtstruktur festgezurrt wird. Dadurch verbleibt etwas Blut in der Aorta, was die Aortenautotomie erleichtert. Führen Sie die Autotomie mit einer 30-Gauge-Nadel durch und erweitern Sie den Schnitt anschließend mit feinen Mikroscheren auf etwa zwei Millimeter Länge. Der nächste Schritt besteht darin, eine endoanastomotische Verbindung von der Spenderferse und dem -spitzenrand zum Aortenstumpf des Empfängers herzustellen. Zuerst wird ein Halte-Stich an der Ferse der Spenderaorta mit 10-Null-Nahtmaterial angelegt. Anschließend wird dieser durch das untere Ende des Schnitts in der Aorta des Empfängers fortgesetzt und verknotet.Zweitens setzen Sie eine 10-0-Naht am kranialen Ende des Aorteninkisionsrands an und führen Sie durch die Spitze der Spendermanschette, dann verknoten Sie sie. Drittens beginnen Sie am kranialen Ende und führen eine Lauftaht in der lateralen Aortenwand ein, die gegen den zuvor gesetzten kaudalen Haltefaden verknotet wird. Drehen Sie dann die Niere um und setzen die Lauftaht entlang der medialen Wand fort, wobei Sie gegen den kranialen Haltefaden verknoten.Vervollständigen Sie die venöse Anastomose, indem Sie die Vena cava inferior mit der Nadel punktieren und den Schnitt anschließend mit feiner Mikroschere verlängern. Verbinden Sie mit 10-0-Nylon die Nierenvene des Spenders mit der unteren Ecke der Vena cava inferior. Setzen Sie einen weiteren 0-0-Faden am oberen Ende der Vena cava inferior und der Spendervene und führen Sie einen fortlaufenden Nahtgang entlang beider Seiten durch.Wie bei der arteriellen Anastomose hilft die Eversion der Geweberänder bei der Abdichtung und Heilung. Überprüfen Sie nun Ihre Arbeit. Gegüberliegende Wände sollten nicht von den Nähten erfasst werden, da sonst die Durchblutung zu stark eingeschränkt wird.Weitere entscheidende Faktoren sind die Gewährleistung einer optimalen Spannung der anastomotischen Naht: Ist sie zu locker, kommt es zu einer irreversiblen Flüssigkeitsleckage; ist sie zu eng, führt dies zu einer Strikturbildung mit eingeschränktem Durchfluss. Befindet sich die Anastomose an der arteriellen Seite, resultiert eine mangelhafte Perfusion des Transplantats. Befindet sie sich an der venösen Seite, entsteht eine gestaute Niere.Nach Abschluss der Anastomosen die distale Baumwandschlinge lösen, um den venösen Fluss herzustellen. Anschließend die proximale Schlinge allmählich lockern und an der arteriellen Anastomose zur Hämostase ausspülen. Wenn beide Anastomosen als dicht bestätigt sind, wird die Blase des Empfängers mit einer 20-Gauge-Nadel an zwei Stellen durchstochen, die Pinzette durch die Löcher geführt und der Spenderureter durch die Blase gezogen.Dann befestigen Sie das proximale Ende des Harnleiters mit zwei 10-0-Nähten an der Blasenwand. Schneiden Sie die überschüssige Länge des hervorstehenden Harnleiters ab, sodass dieser in die Blase zurückgezogen wird. Schließen Sie anschließend das andere Loch in der Blase mit einer 10-0-Naht.Schließen Sie die Operation ab, indem Sie den Darm zurückverlegen, den Bauch zweischichtig mit fortlaufender 5-0-Seidennaht verschließen und vor dem endgültigen Verschluss ein Mikroliter Saline in die Bauchhöhle injizieren. Nach dem Verschluss der Bauchdecke injizieren Sie weitere 0,8 Milliliter Saline subkutan und stellen das Tier auf einer warmen Decke wieder her. In einem Jahr der Datensammlung verringerte diese Technik die Inzidenz arterieller Thrombosen signifikant von 35 % auf 0 %, und diese Rate von 0 % Thrombosen wurde seither beibehalten. Immunhistochemie wurde an einer Niere ohne Transplantation und an einer transplantierten Niere durchgeführt. Mithilfe der beschriebenen Technik zeigte eine Periodinsäure-Schiff-Färbung normale proximale tubuläre Zellen in der Kontroll- und Spenderprobe.Die Zellen sind kubisch mit einem klaren Zytoplasma und einem runden, hellen Kern in der Mitte der Zelle, wie durch beide Pfeile dargestellt. Weisen Sie auf Anzeichen einer leichten Bürstensaumverletzung hin, wobei der Großteil der Bürstensäume jedoch regelmäßig und gut erhalten ist. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie eine arterielle Fersenspitzen-Cup-Anastomose durchgeführt wird, was zu einer geringeren Inzidenz von Thrombosen und erfolgreicheren Nierentransplantationen führt.

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