Name: Acrylharz-Form Based Leiter Fixationstechnik in Nagetiere (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 51 s
Description: Lernen Sie eine rahmenlose Kopffixierungstechnik mit Acrylharz für Verhaltensstudien an Nagetieren. Diese Methode ermöglicht Hirnzugang ohne Metallkomponenten und ist für Labore ohne CNC-Fertigung zugänglich.

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Diese Forschung wurde durch das Grundlagenforschungsprogramm durch die NRF unterstützt, die vom Ministerium für Bildung, Wissenschaft und Technologie (2010-0022362) und (2012R1A2A2A02046812) finanziert wurde.

Ethics Statement: Dieser Versuch wurde von der National University Kyungpook Institutional Animal Care und Verwenden Committee genehmigt und wurde nach den für die Pflege und Verwendung von Labortieren (National Institute of Health, 1996) Führer durchgeführt. Nach dem Experiment wurden die Tiere unter Kohlendioxid Euthanasie getötet. 1. Design der Kopffixierung Bar für Ratten Hinweis: Dieser Schritt ist eine allgemeine Richtlinie für eine Fixierung Bar-Design. Jede Änderung über die Dimension und Material ist möglich, je nach Tieren oder Implantate. Entwerfen einer Kopf-Fixierungs bar mit CAD-Software ist empfehlenswert, aber nicht notwendig. <ol><li> CAD-Software verwenden, um eine Fixierung bar zu gestalten. <ol><li> Entwerfen Sie eine Fixation bar eine rechteckige Form (123 x 35 x 6 mm) (Abbildung 1A). Einen rechteckigen Ausschnitt (16 × 20 mm; port) in der Mitte der Befestigungsleiste. In Pisten oder Vertiefungen which als Führungsschiene auf den Rändern der Öffnung (1A-a, -Pfeile 1B) dienen. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Bereich des Hafens erstreckt sich der geschätzte Rechteck des Schädels rat über das Gehirn, um vertikale Zugriffe ermöglichen mit einem stereotaktischen Manipulators zu den meisten Bereichen des Gehirns durch eine Kraniotomie. </li><li> Befestigen Platten (50 x 20 x 6 mm) mit zwei langgestreckten Verankerungslöcher auf beiden Seiten der Befestigungsleiste. Stellen Sie sicher, dass diese Löcher passieren Schrauben mit 6 mm Durchmesser (1A-d). Machen Sie ein Loch mit einem Durchmesser von 3 mm vor dem Anschluss für einen Verriegelungshaken (1A-b). </li><li> Stellen Sie eine Box mit einem Boden (135 × 305 mm) und die Seitenwände (305 × 76 mm). Bohren Sie zwei Löcher mit einem Durchmesser von 6 mm, wie in 1A (kleines Bild) angezeigt. In Stützmauern auf der Fixationsstange (1A-e). </li></ol></li><li> Herstellung des gestaltete Bar und Kasten und montieren jede von ihnen mit Cyanacrylat alsin 1A (kleines Bild) angezeigt. Montieren Sie die Bar an der Box mit Schrauben mit 6 mm Durchmesser. Bewerben Steigung durch Anpassung der Schneckenposition des Stabes für ergonomisches Kopffixierung (1A-Einschub). HINWEIS: Bei Mäusen ist die Abmessung des Befestigungsleiste 60 x 20 x 4 mm (aus zwei Schichten besteht aus 2 mm starkem Acrylplatten). Der Port Quadrat der Breite von 8 mm (oben) und 9 x 10 mm (niedriger), wie in 1C gezeigt. Ankerplatten die gleiche Größe von Ratten. Die Box Platte und Seitenwände sind 100 x 72 mm und 100 x 50 mm. </li></ol> 2. Leiter Mounter Bau während der Implantation Chirurgie ACHTUNG: Seien Sie vorsichtig beim Umgang mit Zahnacrylharz. Flüssigkeit kann Hautreizungen verursachen. Setzen Sie auf eine Maske und Handschuhe tragen. Arbeiten Sie in einem gut belüfteten Bereich. <ol><li> Vorbereitung vor der Operation <ol><li> Dich wickeln Sie den Rand des Hafens von der Fixierung bar mit aparaffin Folie, um die Haftung der aufgebrachten Acrylharz zum Stab zu verhindern (siehe 1B und 2A). Bestreichen Sie die Grenze des Hafens durch die Paraffinfilm mit einer dünnen Schicht aus Acrylharz bedeckt. </li><li> Gebrauch sterilisiert chirurgische Instrumente. Gründlich zu desinfizieren stereotaktischen Rahmen und seine Umgebung mit 70% Ethylalkohol. </li></ol></li><li> Führen stereotaktischen Implantationschirurgie <ol><li> Betäuben ein Tier durch intraperitoneale Injektion einer Cocktail-Mischung (2 ml / kg) von Ketamin 10 ml (50 mg / ml), 1,5 ml Xylazinhydrochlorid (23,32 mg / ml) und Kochsalzlösung 2,5 ml. Bestätigen Sie, dass das Tier vollständig betäubt und nicht zum Schwanz und Zehen Prisen zu reagieren. Injizieren Cocktail Mischung von 1 ml / kg während Operationen, wenn nötig. </li><li> Befestigen Sie das Tier auf den stereotaktischen Apparat. Bewerben Augensalbe auf die Augen bis zur Trockenheit während der Operation zu verhindern. Rasur und reinigen Sie die Kopfhaut mit 70% Ethanol. Geben subkutane Injektion von 2% Lidocain und einzuschneiden SCAlp entlang der Mittellinie des Schädels. Komplett abkratzen Knochenhaut. Spülen mit Kochsalzlösung mehrmals. </li><li> Machen Grat Lochbohren in der Nähe des Randes des Schädels. Implantatschrauben 4-5 Umdrehungen (bis zu 1 mm Tiefe) von der Schädeloberfläche, um einen Verstoß gegen die Dura mater zu verhindern. Achten Sie darauf, keine Leckage des CSF und Blut auf der Schädeloberfläche nach dem Schraubenimplantation. Spülen mit Kochsalzlösung und trocknen Sie die Schädeloberfläche mit Lufthauch, vor allem rund um die Schrauben. </li><li> Coat Schädeloberfläche mit einer dünnen Schicht von &quot;Dentalkleber (Super-Bond C &amp; B)&quot;. Nicht vollständig bedecken die Oberfläche des Schädels einschließlich Bregma wenn zusätzliche Elektrodenimplantation soll. Verwenden Sie das Bregma zum Markieren Kraniotomie Koordinaten. Implant-Elektroden und / oder Microdrive und befestigen Sie es auf dem Schädel, indem Acrylharz um ihn herum. </li><li> Gelten zusätzliche Acrylharz auf der Oberseite der Zahnzement. Verwenden Sie geeignete Menge an Acrylharz, um eine ausreichende Füllung-out Raum zwischen stabbeschichtet Harz ein zu verlassend Erstmontage Harz, wenn Fixieren Sie die Schrauben und / oder Elektroden (Abbildung 2A). </li></ol></li><li> Legen Sie den Kopf-Fixierung bar 5 mm oder mehr über der Schädeloberfläche und richten ihr Zentrum (2A -Links). </li><li> Bewerben Acrylharz in den Spalt zwischen der Basis des Schädels und erste Befestigungs Harze. (2A -Center). Warten Sie, bis das Harz hart werden. </li><li> Entfernen Ohrleiste und ziehen Sie die Formmontagegerät aus der Fixierung bar Anschluss. (2A -Rechts). Zusätzliche Acrylharz sorgfältig gelten rund um die Kantenschienen des Formmontagegerät, wenn nötig. </li><li> Spülen der Wunde Oberfläche der Kopfhaut mit einer sterilen Kochsalzlösung. Injizieren eines Antibiotikums (Enrofloxacin, 5 mg / kg sc) und ein Schmerzmittel (Butorphanoltartrat, 2 mg / kg sc) unmittelbar nach der Operation. Haus des Tier einzeln in einem Käfig. </li></ol> 3. gewöhnen Tiere an Kopf-Fixierung Hinweis: Dieser Schritt deritzt Gewöhnungszeitpläne auf der Grundlage empirisch erfolgreiche Einschätzungen Autoren. Für einen Überblick über die Gewöhnung Verfahren zur Kopffixierung, siehe Schwartz 10 oder Guo 11 Arbeit. <ol><li> Geben ausreichende Erholungsphase (eine Woche oder mehr) zu den Tieren. Am Tag 1, Griff Tieren häufig unterteilt kurzen Sitzungen. </li><li> Am nächsten Tag (Tag 2), setzen das Tier zur Fixierung Umwelt (Kasten). Nicht den Kopf mounter in den Hafen der Fixationsstange einführen. Tiere verlassen, sich an die Umgebung zu bekommen. Sicher greifen die Kopfmontagegerät mit Hand für 1 bis 2 Sekunden und lassen Sie sie sofort. Wiederholen kurzfristige Fixierung von Hand-grab mehrmals. </li><li> Am Tag 3, zu gewöhnen Tiere Kopf-Fixierung. <ol><li> Bringen Sie Tiere aus den Käfigen und setzen Sie sie in der Box Regie Köpfe in Richtung des Hafens von der Fixierung bar. Besorgen Sie sich die Kopfmontagegerät und stecken Sie sie in den Hafen der Fixierung bar. </li><li> Binden Sie die Montagevorrichtung (TiersKopf) mit dem Verriegelungshaken des Befestigungsleiste mit einem Gummiband. Stehen Sie für 5 min. HINWEIS: Berühren Sie nicht den Kofferraum oder Schwanz des Tieres nach der Fixierung, die das Tier führt zu quietschen und Kampf steigenden Tieres Stress. Wenn das Tier weiterhin kämpfen mehr als 1 min, loslassen und versuchen Sie es später. Von diesem Schritt Tieren zeigen, Urin und Kot ausgeschieden, wenn die Fixierung Kopf ausgesetzt, aber diese nach und nach wird so die Gewöhnung Erlös reduziert. </li><li> Rufen Sie die Verriegelung Gummiband und Auswerfen der Montagevorrichtung aus dem Hafen. Setzen Sie die Tiere zurück zum Käfig und ein Stück von Getreide oder einen Sonnenblumensamen in den Heimkäfig als Belohnung. Die nächste Verhandlung beginnt in 30 min. Wiederholen 3.4.1 bis 3.4.4 fünf oder mehr innerhalb eines Tages. </li></ol></li><li> An Tag 4 bis 7, freizulegen, das Tier, um die Fixierung Kopf in Protokoll 3.4 beschrieben. Schrittweise Erhöhung der Dauer der Kopffixierung (10 min, 20 min, 30 min und 50 min nach Gewöhnung Erlös). HINWEIS: Wenn Tiere tun nichtt füttern die Futterbelohnung, kann es ein Zeichen für ein hohes Maß an Stress. Die Fixierung der Zeit erhöhen Sie nicht. Wenn Tiere zeigen wiederholt kämpfen Verhalten, zu gewöhnen sie für einen längeren Zeitraum. </li><li> Überprüfen Sie das Körpergewicht Tieres täglich. Betrachten erfolglosen Gewöhnung, wenn das Körpergewicht abnimmt. Fahren Sie mit Verhaltensaufgaben mit Kopffixierung nach erfolgreicher Gewöhnung. ANMERKUNG: Erfolgreiche Gewöhnung erleichtert spätere Verhaltenstraining (3E und F). </li></ol>

<ol><li>Mayrhofer, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+two-alternative+forced+choice+paradigm+for+bilateral+vibrotactile+whisker+frequency+discrimination+in+head-fixed+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Novel two-alternative forced choice paradigm for bilateral vibrotactile whisker frequency discrimination in head-fixed mice and rats.</a> J Neurophysiol. 109, 273-284 (2013).</li>
<li>Bryant, J. L., Roy, S., Heck, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+stereotaxic+recordings+of+neuronal+activity+in+awake%2C+head-restrained+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A technique for stereotaxic recordings of neuronal activity in awake, head-restrained mice.</a> J Neurosci Methods. 178, 75-79 (2009).</li>
<li>Ollerenshaw, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+tactile+inputs+in+the+rat+vibrissa+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Detection of tactile inputs in the rat vibrissa pathway.</a> J Neurophysiol. 108, 479-490 (2012).</li>
<li>Lee, M. G., Manns, I. D., Alonso, A., Jones, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep-wake+related+discharge+properties+of+basal+forebrain+neurons+recorded+with+micropipettes+in+head-fixed+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Sleep-wake related discharge properties of basal forebrain neurons recorded with micropipettes in head-fixed rats.</a> J Neurophysiol. 92, 1182-1198 (2004).</li>
<li>Lutcke, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+recording+of+neuronal+activity+with+a+genetically-encoded+calcium+indicator+in+anesthetized+and+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Optical recording of neuronal activity with a genetically-encoded calcium indicator in anesthetized and freely moving mice.</a> Front Neural Circuits. 4, 9(2010).</li>
<li>Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+large-scale+neural+activity+with+cellular+resolution+in+awake%2C+mobile+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice.</a> Neuron. 56, 43-57 (2007).</li>
<li>Kimura, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reinforcing+operandum%3A+rapid+and+reliable+learning+of+skilled+forelimb+movements+by+head-fixed+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Reinforcing operandum: rapid and reliable learning of skilled forelimb movements by head-fixed rodents.</a> Journal of neurophysiology. 108, 1781-1792 (2012).</li>
<li>Hadlock, T., Kowaleski, J., Mackinnon, S., Heaton, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+of+head+fixation+for+the+study+of+rodent+facial+function%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+neurology%22%5BJournal%5D)">A novel method of head fixation for the study of rodent facial function.</a> Experimental neurology. 205, 279-282 (2007).</li>
<li>Roh, M., Jang, I. S., Lee, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Push-in+Head+Restraining+Apparatus+for+Intracranial+Self+Stimulation+Tasks+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Korean+J+Physiol+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Push-in Head Restraining Apparatus for Intracranial Self Stimulation Tasks in Rats.</a> Korean J Physiol Pharmacol. 18, 103-108 (2014).</li>
<li>Schwarz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+head-fixed+behaving+rat--procedures+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Somatosensory+%26+motor+research%22%5BJournal%5D)">The head-fixed behaving rat--procedures and pitfalls.</a> Somatosensory & motor research. 27, 131-148 (2010).</li>
<li>Guo, Z. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Procedures+for+Behavioral+Experiments+in+Head-Fixed+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Procedures for Behavioral Experiments in Head-Fixed Mice.</a> PLoS ONE. 9, (2014).</li>
<li>Osborne, J. E., Dudman, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RIVETS%3A+a+mechanical+system+for+in+vivo+and+in+vitro+electrophysiology+and+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">RIVETS: a mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging.</a> PLoS One. 9, e89007(2014).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Dieses Protokoll zeigt eine einfache und bequeme Methode zur Fixierung des Kopfes unter Verwendung der zur Hand befindlichen Materialien. Für eine körperlich erfolgreiche Kopffixierung besteht der erste kritische Schritt während der Operation darin, die Schädeloberfläche vor dem Auftragen des Zahnhaftharzzementes klar zu spülen und zu trocknen. Zweitens verwendet diese Methode keine Schrauben, die unter die Schläfenmuskulatur implantiert werden, und hängt nur von den Schrauben am Schädel ab, deren senkrechte Implantation...

Kopffixierung oder Kopfrückhalte ist eine Technik zur Immobilisierung Kopf des Tieres durch das Anbringen eines Rahmens oder einer Platte auf dem Schädel für starre Klemm. Die Technik wurde für die präzise sensorische Stimulation, Verhaltenserkundung mit oder ohne neuronale Aufnahme in wachen Tieren 1-3 und für juxtacellular Kennzeichnung während der Schlaf-Wach-Zyklus 4 übernommen. Es ist auch für in vivo bildgebenden 5,6 eingesetzt. Jetzt Kopf Fixationstechnik ist ein häufig verwendetes Werkzeug in den Neurowissenschaften und Verhaltensforschung. Grundsätzlich traditionellen Kopffixierung erfordert chirurgische Befestigung der Metall-Kopf-Beiträge auf der Oberseite des Schädels 6-8. Die Anlagen werden dann auf einer stationären Plattform eingeklemmt, was zu einer Immobilisierung des Kopfes. Neurophysiologische Forschung im wachen Tieren wie neuronale und / oder optischen Aufzeichnungs, Gehirn-Schaltung Intervention wird Bildgebung des Gehirns durch die Implantationschirurgie Dentalacryl begleitet. Deshalb,es scheint eine einfache Aufgabe, um den Kopf Fixierung in diesen Laboratorien durchzuführen, wenn es notwendig ist, experimentell. Die Rahmen sollten so gestaltet sein, um leicht und klein genug sein, nicht auf natürliche Verhalten Tieres in ihre Käfige zu stören. Es bietet auch mechanische Festigkeit, wenn sie der stationären Plattform eingeklemmt ist. Es hat weitere Biokompatibilität je nach Versuchszwecken. Daher ist es technisch schwierig zu entwerfen und fabrizieren wie Kopf-Beiträge in allgemeinen Laborgeräten. In dieser Studie wird ein neuartiges Kopffixierungsmethode beschrieben, die mechanische Festigkeit durch praktische Klemm ohne Verwendung von Metall-Kopf-Beiträge. Durch Verwendung des Verfahrens, konnte Kopffixierung unter allgemeinen Laborbedingungen, wo Implantationschirurgie ist in der Regel bei Nagetieren für Gehirn-Studie durchgeführt, durchgeführt werden. Die Metall-Kopf-Beiträge sind mit Acrylharz-Zement teilweise durch eine maßgeschneiderte Kopffixierung Bar und dem Formverfahren geformt ersetzt wird während Senioren getantation der Operation. Die Fixierung Bar bietet hohe räumliche Kompatibilität mit anderen Implantaten, wie neuronale Aufnahme Sonden, Stimulationselektroden. Auch es erleichtert die Schritte der Spannkopf des Tieres auf der Fixierung Plattform, indem Verschrauben. Wir verwendeten diese Methode in der vorherigen Verhaltensstudie und wir festgestellt, dass dieses Verfahren einfach zu implementieren ist und bequem in praktischen Versuchen 9.

<table><tbody><tr><td>Dentales Acrylharz</td><td>Lang Dental Manufacturing</td><td>Ortho-Jet</td><td>zur Herstellung von Formbestückern</td></tr><tr><td>Paraffinfolie</td><td>Bemis</td><td>Parafilm</td><td>zur Verhinderung des Anhaften von Acrylharz an der Stange</td></tr><tr><td>Dentalkleber</td><td>Sun Medical</td><td>Super-Bond C& B</td><td>zum Verbinden zwischen Acrylharz und</td></tr><tr><td>Schädel Plexglas oder andere Acrylplatte</td><td></td><td></td><td>zur Herstellung von Fixierstangen und Kastenplattformen</td></tr><tr><td>Cyanacrylat</td><td></td><td></td><td>zum Verkleben von Acrylplatten</td></tr></tbody></table>

acrylharz-form based leiter fixationstechnik in nagetiere

Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents

Die Kopffixierung ist eine Technik, bei der der Kopf eines Tieres ruhiggestellt wird, indem ein Kopfpfosten am Schädel befestigt wird, um ihn starr zu klemmen. Die traditionelle Kopffixierung erfordert die chirurgische Befestigung von Metallrahmen am Schädel. Die befestigten Rahmen werden dann auf eine stationäre Plattform geklemmt, was zu einer Ruhigstellung des Kopfes führt. Metallrahmen für die Kopffixierung waren jedoch technisch schwierig zu entwerfen und in der allgemeinen Laborumgebung zu implementieren. In dieser Studie stellen wir eine neuartige Methode zur Kopffixierung vor. Unter Verwendung einer maßgefertigten Kopffixierungsstange wird der Kopfbestücker während der Implantationsoperation konstruiert. Nach dem Auftragen von Acrylharz zur Befestigung von Implantaten wie Elektroden und Kanülen auf dem Schädel werden weitere Harze aufgetragen, um eine Form zu bilden, die zum Anschluss des Fixierstegs passt. Der geformte Kopfbestücker dient als Führungsschiene, der Untersucher fixiert den Kopf des Tieres bequem, indem er den Kopfbestücker in die Öffnung der Fixierstange einführt. Diese Methode könnte leicht anwendbar sein, wenn eine Implantation mit Zahnacryl erforderlich ist, und könnte für Labore nützlich sein, die nicht ohne weiteres CNC-gefräste Metallkopfstützen herstellen können.

Diese Kopffixierung Verfahren ist auf beiden Ratten und Mäusen. Insgesamt acht Ratten erhielten eine bilaterale Implantation von stimulierenden Elektroden in das mediale Vorderhirnbündel. Für vier von ihnen wurden maßgeschneiderte Wolframdraht-Elektroden (Microdrives) zusätzlich in die M1 forelimb Bereich (2C) implantiert. Für Mäuse (n = 2), vier Edelstahl-Drahtelektroden wurden in frontal / okzipitalen kortikalen Arealen implantiert. Während der Operation wurden Kopf Montagevorrichtungen für Kopf-Fixie...

Traditionelle Kopffixationstechniken haben metallische Rahmen, die am Schädel befestigt sind, als Schnittstelle für Kopffixationsgeräte verwendet. Dieses Protokoll demonstriert eine rahmenlose, auf Acrylharz basierende Kopffixierungstechnik für Verhaltensaufgaben bei Nagetieren.

Acrylharz-Form Based Leiter Fixationstechnik in Nagetiere

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine neuartige Kopffixierungstechnik unter Verwendung von Zahnkunststoff bereitzustellen, der in Laboren, in denen Implantationschirurgie an Nagetieren durchgeführt wird, weit verbreitet verfügbar ist. Diese Methode kann zentrale Fragen im Bereich der Hirn- und Verhaltensforschung beantworten. Die wichtigsten Vorteile dieser Technik liegen darin, dass sie keine metallischen Kopfhalterungen oder Platten verwendet, sodass sie für Labore geeignet ist, die keine CNC-gefertigten Kopfhalterungen einfach herstellen können.Entwerfen Sie mithilfe einer CAD-Software einen rechteckigen Fixierbalken mit den Maßen 123 mal 35 mal 6 Millimeter, der eine mittig angeordnete rechteckige Öffnung mit 16 mal 20 Millimeter aufweist. Auf diese Öffnung wird zum Zugriff auf das Gehirn zugegriffen, daher sollte ihre Größe bei Bedarf angepasst werden. Fügen Sie entlang der Ränder der Öffnung Abschrägungen oder Vertiefungen als Führungsleisten hinzu. Bereiten Sie auf beiden Seiten des Fixierbalkens Platten vor, die über längliche Verankerungslöcher befestigt werden können.Die Löcher sollten eine 6 mm-Schraube passieren lassen; zusätzlich sollte vor dem Anschluss ein Loch mit einem Durchmesser von drei Millimetern für einen Verriegelungshaken vorgesehen werden. Danach werden die Wände und der Boden eines Würfels mit den Maßen 135 × 305 × 76 mm Höhe konstruiert. Die größeren Seitenwände dienen zur Abstützung der Stange.Sie benötigen 6-Millimeter-Bohrungen, um diesen Zweck zu erfüllen. Sobald alle Teile aus Acryl gefertigt wurden, montieren Sie die Box und die Stange mit Cyanoacrylat. Anschließend befestigen Sie die Stange mit 6-Millimeter-Schrauben an den tragenden Wänden der Box.Passt abschließend die Neigung der Halterung an, indem Sie die Position der Schraube verstellen, um sie richtig an den Kopf einer Ratte anzupassen. Verwenden Sie für Mäuse dasselbe Design mit dem kleineren Querträger, den gleichen Verankerungsplatten und einer kleineren Box. Beginnen Sie mit der Vorbereitung des Trägers.Wickeln Sie zunächst die Öffnung mit Paraffinfolie ein. Anschließend bestreichen Sie den Rand des Paraffins mit einer dünnen Schicht Acrylharz. Desinfizieren Sie danach den Rahmen durch gründliches Reinigen mit 70 % Ethanol.Nach der Anästhesie der Ratte bestätigen Sie den anästhetisierten Zustand durch einen Zehenquetschtest. Geben Sie nach Bedarf Halbdosen des Medikamentencocktails zur Aufrechterhaltung der Anästhesie. Nach der Fixierung der Ratte im stereotaktischen Rahmen tragen Sie Augensalbe auf und rasieren die Haare vom Schädel ab.Danach eine subkutane Injektion von 2 % Lidocain an der Schnittstelle verabreichen. Nun die Kopfhaut entlang der Mittellinie einschneiden und das Periost vollständig entfernen. Anschließend mehrere Spülungen mit Kochsalzlösung durchführen, um einen sauberen Bereich des Schädels freizulegen.Als Nächstes bohren Sie Trepanationslöcher für die Schrauben nahe dem Rand des Schädels. Setzen Sie die Schrauben senkrecht zum Schädel ein. Es sollte keine Flüssigkeit aus den eingesetzten Schrauben austreten.Spülen Sie die Bereiche um die Implantationsstellen herum und lassen Sie die Präparation an der Luft trocknen. Anschließend beschichten Sie den größten Teil der Schädelfläche mit einer dünnen Schicht dentaler Adhäsionslösung. Lassen Sie jedoch die Bregma frei, um die Koordinatennavigation zu ermöglichen.Führen Sie weitere Elektroden- oder Hyperdrive-Implantationen durch. Befestigen Sie die Implantate anschließend mit Acrylharz auf der Zahncement-Schicht. Achten Sie dabei darauf, ausreichend Platz auf dem Befestigungsharz freizulassen, damit der Bügel am Schädel befestigt werden kann.Richten Sie nun die Kopffestigungsstange etwa 5 Millimeter über dem Schädel aus. Tragen Sie etwas mehr Harz zwischen den Schädel und die Harzreste auf der Stange auf. Nachdem die Harze ausgehärtet sind, entfernen Sie die Ohrstange und ziehen Sie die Form und den Halter aus der Öffnung der Festigungsstange.Um das Verfahren abzuschließen, verabreichen Sie dem Tier Antibiotika und ein Analgetikum. Danach überführen Sie es in einen Erholungskäfig und unterbringen es einzeln, sobald es die Brustlage wiedererlangt hat. Lassen Sie das Tier mindestens eine Woche lang regenerieren, bevor Sie es an die Kopffixierung gewöhnen.Am ersten Tag der Gewöhnung führen Sie die Tiere häufig in kurzen Sitzungen. Am zweiten Tag führen Sie die Fixierbox ein. Lassen Sie die Tiere die Umgebung frei erkunden.Greifen Sie während der Erkundungsphase mehrmals kurz für ein bis zwei Sekunden den Kopfhalter. Am dritten Tag führen Sie die Erfahrung der Kopffixierung ein. Setzen Sie das Tier in die Box und richten Sie den Kopf auf die Öffnung an der Kopffixierstange aus.Danach den Kopfhalter greifen und in die Fixierstange einsetzen. Den Kopf mit dem Verriegelungshaken und einem Gummiband fixieren. Anschließend das Tier fünf Minuten lang unberührt stehen lassen, da jede Berührung nur zu stärkerem Widerstand des Tieres führen würde.Es ist mit Ausscheidung und Defäkation zu rechnen, die mit zunehmender Exposition gegenüber der Fixierung allmählich abnehmen werden. Entfernen Sie nach fünf Minuten das Gummiband und ziehen Sie den Montagebügel heraus. Anschließend bringen Sie das Tier in seinen Heimkäfig zurück und belohnen es mit etwas Getreide oder einem Sonnenblumenkern.Wiederholen Sie den Vorgang nach einer halben Stunde. Fixieren Sie das Tier an diesem ersten Tag der Fixierung insgesamt fünfmal. Am vierten Tag erhöhen Sie die Anzahl der Fixierungen auf sieben.Erweitern Sie schrittweise die Fixierdauer, beginnend bei fünf Minuten, dann zehn Minuten, 20 Minuten, einer halben Stunde und schließlich bis zu 50 Minuten. Sollte ein Tier zu irgendeinem Zeitpunkt die Belohnung nicht mehr annehmen, erhöhen Sie die Fixierdauer nicht weiter, da dies ein Zeichen für starken Stress ist. Wiegen Sie die Tiere während des Habituisierungsprozesses täglich.Wenn das Körpergewicht eines Tieres während des Verfahrens abnimmt, sollte es nicht für die Studie verwendet werden. In einem Experiment mit acht Ratten wurden bilaterale stimulierende Elektroden in das mediale Vorderhirnbündel positioniert. In der M1-Vordergliedmaßenregion erhielten die Ratten Mikroantriebe und Wolframelektroden.Nach der Eingewöhnung führten die Ratten 40 bis 60 Minuten lang Verhaltensaufgaben während der Kopffixierung durch. Alle geformten Kopfhalterungssysteme blieben während der gesamten 40 Tage des Experiments an den Tieren befestigt. In dem Experiment wurden die Tiere darauf trainiert, Hebel zu ziehen, um Stimulationsbelohnungen zu erhalten.In einem Experiment mit Mäusen, bei denen vier Elektroden implantiert wurden, blieb die Kopfhalterung 80 Tage lang befestigt. Die Mäuse wurden während dieser 80 Tage täglich 20 bis 40 Minuten lang fixiert. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie gut verstehen, wie man eine Haltestange für die Kopffixierung konstruiert und wie man bei der Behandlung der fixierten Tiere vorgeht.Mit etwas Übung kann die Implantation der acrylhaltigen Kopfhalterung innerhalb weniger Minuten durchgeführt werden. Danach ist die Fixierung des Kopfes schnell und einfach, da keine Schrauben oder Klemmen benötigt werden. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit zahnärztlichem Acrylharz zu Hautreizungen führen kann.Und Vorsichtsmaßnahmen wie das Tragen einer Maske und von Handschuhen sowie das Arbeiten in einem gut belüfteten Bereich sollten stets beachtet werden, während dieses Verfahren durchgeführt wird.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Wir stellen eine Methode, um ein bildgebendes Fenster in der Maus, die Schädel Millimeter überspannt und ist seit Monaten ohne Entzündung des Gehirns stabil zu bilden. Diese Methode wird auch für longitudinale Studien des Blutflusses, Zelluläre Dynamik und Zell / vaskuläre Struktur mit zwei-Photonen-Mikroskopie geeignet.

Eine polierte und verstärkte ausgedünnten Schädel Fenster für Langzeit-Imaging im Gehirn der Maus

Dieses Video zeigt eine Kopfpost-Implantationsoperation im Mausmodell. Die Kopfstütze dient nicht nur dazu, den Kopf zu fixieren und damit die Maus während des Experimentierens festzuhalten, sondern auch um eine Kopfvorrichtung bei frei beweglichen Tieren sicher zu befestigen.

Implantation von Maus-Kopfpfosten: Eine Methode zur Kopffixierung bei Nagetieren

Quelle: Lee, H. et. al., Erfolgreiche In vivo Calcium-Bildgebung mit einem miniaturisierten Head-Mount-Mikroskop in der Amygdala einer sich frei verhaltenden Maus. J. Vis. Exp. (2020)Dieses Video zeigt die In-vivo-Kalziumbildgebung bei einer Maus unter Verwendung einer GRIN-Linse (Gradient Refractive Index) und eines miniaturisierten Mikroskops. Der Aufbau kombiniert die Fixierung des Kopfes in einem reibungslosen mobilen Käfigsystem, stimuliert Neuronen und löst den Einstrom von Kalziumionen...

Mikroendoskopische Calcium-Bildgebung in Echtzeit in einer frei beweglichen Maus

A Novel Hochauflösende<em&gt; In vivo</em&gt; Bildtechnik, um die Dynamik der intrakranielle Strukturen zu Tumorwachstum und Therapeutics Studieren

Diese Arbeit stellt eine Methode, um eine optogenetische Monoblock-Aufnahme zuverlässig aus einem wach Maus über eine maßgeschneiderte Glas Optrode durchführen.

Optogenetik Identifikation eines neuronalen Typs mit einer Glas-Optrode wach Mäuse

Die vorgestellte Protokoll erzeugt einen anhaltenden sensorischen Konflikt für Experimente zur langfristigen lernen zu studieren. Durch das dauerhaft eine feste Vorrichtung tragen auf dem Kopf, sind Mäuse ständig eine sensorische Missverhältnis zwischen visuellen und vestibulären Eingaben während der Fahrt frei im Hause Käfige ausgesetzt.

Langfristige sensorischen Konflikt in Mäusen frei Verhalten

Mit optogenetischer Manipulation bestimmter neuronaler Populationen oder Hirnregionen kann das Verhalten bei frei beweglichen Tieren mit hoher zeitlicher und räumlicher Auflösung verändert werden. Durch den Einsatz verschiedener optogenetischer Werkzeuge in Kombination mit chronisch implantierten optischen Fasern kann eine Vielzahl neuronaler Modulationen und Verhaltenstests durchgeführt werden.

Optogenetische Manipulation der neuronalen Aktivität, um das Verhalten bei frei beweglichen Mäusen zu modulieren

In vivo mikroendoskopische Kalzium-Bildgebung ist ein unschätzbares Werkzeug, das Echtzeit-Überwachung von neuronalen Aktivitäten bei frei verhaltenden Tieren ermöglicht. Jedoch, Anwendung dieser Technik auf die Amygdala war schwierig. Dieses Protokoll soll eine nützliche Leitlinie für die erfolgreiche Ausrichtung auf Amygdala-Zellen mit einem miniaturisierten Mikroskop bei Mäusen bieten.

Erfolgreiche In-vivo-Calcium-Bildgebung mit einem kopfmontierten Miniaturmikroskop in der Amygdala der frei verhaltenden Maus

Ein detailliertes neues Verfahren zur funktionellen Bildgebung von wachen, kopffixierten Ratten wird beschrieben.

Kopfimplantate für die Neurobildgebung von wachen, kopffixierten Ratten

Hier stellen wir ein leichtes, kostengünstiges Sondenimplantatsystem für die chronische Elektrophysiologie bei Nagetieren vor, das für Benutzerfreundlichkeit, Sondenwiederherstellung, experimentelle Vielseitigkeit und Kompatibilität mit dem Verhalten optimiert ist.

Das DREAM-Implantat: ein leichtes, modulares und kostengünstiges Implantatsystem für die chronische Elektrophysiologie bei kopffesten und sich frei verhaltenden Mäusen

Der Artikel beschreibt die experimentellen Verfahren für das häufig verwendete Virtual-Reality-Paradigma (VR) mit linearer Spur bei Mäusen sowie die Bestimmung der Machbarkeit der Ausführung komplexer VR-Aufgaben durch Testen einer Y-förmigen Signalunterscheidungsaufgabe.

Verhaltenstrainingsverfahren für kopffixierte Virtual Reality bei Mäusen

Lernen Sie eine rahmenlose Kopffixierungstechnik mit Acrylharz für Verhaltensstudien an Nagetieren. Diese Methode ermöglicht Hirnzugang ohne Metallkomponenten und ist für Labore ohne CNC-Fertigung zugänglich.

Acrylharz-Form Based Leiter Fixationstechnik in Nagetiere

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