Name: Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in Drosophila melanogaster Verwenden der Flywalk Paradigm (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-12-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 31 s
Description: Lernen Sie die hochaufgelöste Quantifizierung geruchsgelenkten Verhaltens bei Drosophila melanogaster mit dem Flywalk-System. Diese Methode liefert wertvolle Einblicke in die Insektenolfaktion.

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Wir danken Daniel Veit für technische Hilfe und Pedro Gouveia am Electricidade Em Po (electricidadeempo.net) für die Anpassung der Tracking-Software für unsere Anforderungen. Wir danken auch Tom Retzke für die Unterstützung während der Dreharbeiten. Diese Studie wurde von der Max-Planck-Gesellschaft unterstützt.

Der Aufbau und die technischen Details der Flywalk habe an anderer Stelle 26 (im Falle von Problemen der Gründung dieser Einrichtung, weitere Informationen erhalten Sie von MK erhalten werden) beschrieben worden. Hier konzentrieren wir uns auf detaillierte Anweisungen für den Umgang mit dem Paradigma, das hilft, um zuverlässige Ergebnisse zu erhalten wird. 1. Fly Handhabung <ol><li> Rück fliegt in niedriger bis mittlerer Dichte Kulturen auf Nahrungsmedium 27 unter einem 12 Stunden: 12 Stunden Licht: dark-Regime bei 23-25 ​​° C und 70% relativer Luftfeuchtigkeit. Zu diesem Zweck lassen 20-30 neu entstandenen erwachsenen Fliegen in einem großen Lebensmittelfläschchen für 1 Woche zu reproduzieren und wirf dann erwachsenen Fliegen und warten Nachkommen entstehen. </li><li> Sammeln Sie 30 bis 40 neu entstandenen (Alter &lt;24 h) erwachsenen Fliegen und Alter sie auf in neue ein Gefäß Nahrungsmedium 27 für 3-5 Tage. </li><li> Vierundzwanzig Stunden vor dem Start des Verhaltensexperiment: Übertragen Sie alle 30-40 zuvor gesammelten 3-5 d alt (siehe 2.2) fliegt zu einem neuen vial, die eine feuchte Schaumgummi-Stecker oder ein feuchtes Tissue-Papier unter Verwendung eines Gebläses. HINWEIS: betäuben Nicht Fliegen mit CO 2. </li></ol> 2. Herstellung des Flywalk Einrichtungs <ol><li> Verwenden Sie 250 ml Flaschen als Luftbefeuchter. Füllen Luftbefeuchter mit 100 ml destilliertem Wasser. </li><li> Bereiten Geruchsdurchstechflaschen. <ol><li> Vorzubereiten 500 ul 10 -3 Verdünnungen der reinen Geruchs Ethylacetat, Ethylbutyrat, Isopentylacetat und 2,3-Butandion in dem Lösungsmittel Mineralöl. </li><li> Befestigen Sie zwei Kugelventile pro Geruch Fläschchen. Beachten Sie, dass Rückschlagventile erlauben nur unidirektionale Luftstrom. Daher verbinden Rückschlagventile in der Weise, dass Luft in das Fläschchen auf einer Seite eingeben und lassen Sie es auf der anderen Seite. </li><li> Entfernen Sie den Deckel von einem 200 &amp; mgr; l PCR-Reaktionsgefäß. Je 100 &amp; mgr; l von jedem Geruch Verdünnung in einem separaten Reaktionsrohr und legen Sie die Röhrchen in getrennte Geruchsdurchstechflaschen. Auch bereiten einen Geruch Ampulle, die nur das Lösungsmittel mineral oil. </li><li> Dicht verschließen Geruch Fläschchen durch Schließen sie mit Edelstahl-Steckern und Gummidichtungen. </li><li> Schließen Sie die 5 Geruchsfläschchen (4 enthält, Gerüche und 1, die Mineralöl), um den Geruch Delivery-System. Achten Sie darauf, sie in die richtige Durchflussrichtung zu verbinden. Ein Falschanschluss wird nicht nur beeinträchtigen die geplanten Experiment, aber es kann auch verunreinigen das Liefersystem. </li></ol></li><li> Dichtheit prüfen durch Abdichten der Auslass der Mischkammer des Stimulus-Gerät. Stellen Sie sicher, dass alle Luftströme vor dem Stimulus-Gerät nun schrittweise bis auf Null sinken. Wenn nicht, auf Dichtheit prüfen, die nun durch die zischendes Geräusch von Luft, die aus dem System identifiziert werden können. </li><li> Sorgfältig über 15 Einzel Fliegen zu 15 einzelnen Glasröhrchen unter Verwendung eines Gebläses und in der Nähe Glasröhren auf beiden Seiten mit den entsprechenden Adaptern. Hinweis: Da das System muss hermetisch für erfolgreiche Experimente abgedichtet werden, sicherzustellen, dass Adapter passen Glasröhrchen festund beachten Sie, dass Glasröhrchen können bei diesem Schritt zu brechen. Achten Sie darauf, um Verletzungen von Schutzhandschuhen und Schutzbrillen tragen zu vermeiden. </li><li> Schließen Sie die Glasrohre an den Flywalk und Setup, von hier aus, warten Sie mindestens 15 Minuten vor dem Start des Experiments, damit Fliegen um an die neue Umgebung zu gewöhnen. </li><li> Nach dem Anbringen Glasröhren: überprüfen Sie das Auslesen der nachgeschalteten digitalen Durchflussmesser auf dem Computer 1, wenn die Luftströme 16, nachdem die Glasröhren summieren sich zu dem Luftstrom in das System gelangen. Sie können auch auf Computer 1, wenn die Luftfeuchtigkeit zwischen 60% und 80%. </li><li> Design Stimulusprotokoll Steuern der Reihenfolge und den Zeitpunkt von Geruchsreize den Fliegen dargestellt. Um beispielsweise den beschriebenen, vorliegenden 4 Gerüche und der Steuerung (Mineralöl) einzeln und alle möglichen ternären und quaternären Mischungen der Gerüche gleichzeitig 40mal jeweils erhalten. Stellen Impulsdauer auf 500 ms bei einem Interstimulusintervall von 90 sec und randomisieren Reizfolge. </li><li> Schalten Sie den light Quelle (LED-Cluster; λ = 630). Achten Sie darauf, genügend Licht für ein effizientes Tracking ohne Erhöhung der Temperatur im Inneren der Glasröhren bereitzustellen. </li><li> Einen interessierenden Bereich des Verfolgungssystems durch Ziehen eines Rahmens über die Fläche in einer solchen Weise, dass alle 15 Glasrohre enthalten überwacht und etwa 5 mm von den Kanten der Rohre sind ausgeschlossen eingestellt. </li><li> Bis 14 parallele Trennlinien zwischen den einzelnen Rohren in dem Verfolgungssystem durch Änderung der Y-Position in der dazugehörigen Skript einzelne Halten gesetzt fliegt während des gesamten Versuchs erkennbar. Achten Sie darauf, um sie so zu positionieren, dass es immer ein Glasrohr zwischen zwei solchen Trennlinien, da nur eine Fliege zwischen jedem Satz von zwei Linien verfolgt werden. </li><li> Achten Sie darauf, Kameraparameter in einer Weise, die zuverlässig in den Glasröhren Verfolgt werden fliegt gesetzt. Wenn Fliegen werden an den Rändern der Region von Interesse verloren, erhöhen die Helligkeit oder die Verstärkung des Tracking-software. Vermeidung von mechanischen Schwingungen des Verfolgungssystems. Verfolgen Sie mit Hilfe kommerzieller Software nach Herstellerprotokoll. </li><li> Starten Experiment durch Starten des Stimulus-Protokoll. Nehmen flies&#39; XY-Koordinaten bei 20 fps (Bilder pro Sekunde) und melden Sie sich in Verbindung mit dem Geruch Ventilstatus in Textdateien. </li></ol> 3. Datenanalyse Hinweis: die folgenden Schritte in der Datenanalyse werden automatisiert mit speziell geschriebenen Routinen in R. programmiert Da diese Schritte sind entscheidend, um aussagekräftige Ergebnisse der Analyse wird jedoch in einer Schritt-für-Schritt-Weise präsentiert zu bekommen. Die Rohdaten für die Analyse sind CSV-Dateien, die synchronisiert Informationen zu Geruchsventilstatus, Impulszahl in dem Experiment und 15 fly x-Positionen in cm auf einer gemeinsamen Zeitachse für einen Geruchsstimulationszyklus. Benutzerdefinierten Code für die Datenanalyse können auf Anfrage bereitgestellt werden. <ol><li> Offene .csv-Datei zu finden Zeitpunkt der Ventilöffnung durch einen cha bezeichnetnge in der Spalte, die die Ventilstatus. </li><li> Berechnung der linearen Funktion der Geruchs Position der Form f (t) = s * t + i wobei t die Zeit in der Stimulationszyklus, s die Windgeschwindigkeit (hier 20 cm / sec) und der Schnittpunkt i kann unter Verwendung der Zeit-Punkt der Geruch an der Position 0 (Ventilöffnung sowie Delay) tritt in die Rohre berechnet werden. </li><li> Finden Sie den Zeitpunkt, an dem Geruch und Fliegen x-Position schneiden für jeden fliegen und setzen Sie diesen Zeitpunkt auf 0. Hinweis: Auf diese Weise fly Positionen werden zu jedem individual&#39;s ausgerichtet Begegnung mit dem Geruch. </li><li> Fliegen sitzen an den sehr Ränder der Region von Interesse auszuschließen. </li><li> Berechnen Geschwindigkeit von X-Positionen durch Dividieren Verschiebung entlang der x-Achse durch das Zeitintervall (100 ms) und Prozedur für jedes Stimulationszyklus. </li><li> Um die Geschwindigkeit der Zeit-Kurse wie in 2E gezeigt, zu erhalten berechnen mittlere Geschwindigkeit der Zeitverlauf für jede Fliege und Geruch und von denen die mittlere Zeit-Kurs für einen bestimmten Geruch. </li><li> Netto Verschiebung, wie in 3C gezeigt, zu erhalten berechnen die Nettoverschiebung innerhalb von 4 Sekunden nach der Geruchsimpuls für jeden Tracking-Ereignis und anschließend die mittlere Nettoverschiebung pro Fliege und Geruch. </li></ol> 4. Reinigungsverfahren <ol><li> Saubere Glas-Tubes <ol><li> Fliegen und Adapter Remove von Glasröhren und genießen Glasröhren in Reinigungsmittel. </li><li> Glasröhrchen unter fließendem destilliertem Wasser und trocknen Sie sie mit Druckluft. </li><li> Wärmeglasröhrchen bei 200 ° C für 8 h. </li></ol></li><li> Saubere Geruch Delivery System <ol><li> Entfernen Sie alle Geruchs Fläschchen und Schläuche von der zentralen Mischkammer. </li><li> Entfernen Schlauch-Adapter aus der Mischkammer. </li><li> Sauberen Mischkammer durch Spülung mit Laborreinigungslösung und Lösungsmittel (zB Ethanol, Aceton). Führen Sie diese Schritte unter dem Laborabzug. </li><li> Trockenmischkammer mit Druckluft und erhitzen auf 200 ° C für 8 h. </li></ol></li><li> Saubere Geruch Vials und Rückschlagventile <ol><li> Entfernen Stahlstecker (Discard Gummidichtung) und Rückschlagventile aus Phiolen Geruch und genießen Sie alle Komponenten im Laborreinigungslösung. </li><li> Beschallen Komponenten in einem Ultraschallbad und spülen Sie sie mit destilliertem Wasser. </li><li> Reinigen Sie alle Komponenten außer Rückschlagventile mit Ethanol und Aceton. Führen Sie diese Schritte unter dem Laborabzug. </li><li> Trockenen Komponenten unter Verwendung von Druckluft und erhitzen auf 200 ° C für 8 h. </li><li> Sauber Rückschlagventile auf der Innenseite durch Spülen sie mit Ethanol und Aceton mit einer Spritze (berücksichtigen Flussrichtung). Führen Sie diese Schritte unter dem Laborabzug tragen Laborschutzbrille tragen. Da Aceton greift Gummiteile, sofort trocken Rückschlagventile durch Spülen sie mit Druckluft. </li><li> Rückstände von Gerüchen durch Pulsen Luft durch Rückschlagventile für mehrere Tage. Verwenden Sie einen Brutschrank bei 60 ° C und einer 1 sec Luft auf / 1 Sekunde Luft off-Regimes für diese Reinigungsschritt. </li></ol&gt; </li></ol>

<ol><li>Murlis, J., Elkinton, J. S., Cardé, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odor+plumes+and+how+insects+use+them%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Odor plumes and how insects use them.</a> Annu. Rev. Entomol. 37, 505-532 (1992).</li>
<li>Kennedy, J. S., Marsh, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pheromone-regulated+anemotaxis+in+flying+moths%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Pheromone-regulated anemotaxis in flying moths.</a> Science. 184 (4140), 999-1001 (1974).</li>
<li>Budick, S. A., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Free-flight+responses+of+Drosophila+melanogaster+to+attractive+odors%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Free-flight responses of Drosophila melanogaster to attractive odors.</a> J. Exp. Biol. 209 (15), 3001-3017 (2006).</li>
<li>Buehlmann, C., Graham, P., Hansson, B. S., Knaden, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Desert+ants+locate+food+by+combining+high+sensitivity+to+food+odors+with+extensive+crosswind+runs%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Desert ants locate food by combining high sensitivity to food odors with extensive crosswind runs.</a> Curr. Biol. 24 (9), 960-964 (2014).</li>
<li>Van Breugel, F., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plume-tracking+behavior+of+flying+Drosophila+emerges+from+a+set+of+distinct+sensory-motor+reflexes%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Plume-tracking behavior of flying Drosophila emerges from a set of distinct sensory-motor reflexes.</a> Curr. Biol. 24 (3), 274-286 (2014).</li>
<li>Schuckel, J., Meisner, S., Torkkeli, P. H., French, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+properties+of+Drosophila+olfactory+electroantennograms%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Dynamic properties of Drosophila olfactory electroantennograms.</a> J. Comp. Physiol. A. 194 (5), 483-489 (2008).</li>
<li>Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+encoding+of+rapidly+fluctuating+odors%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Neural encoding of rapidly fluctuating odors.</a> Neuron. 61 (4), 570-586 (2009).</li>
<li>Nagel, K. I., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biophysical+mechanisms+underlying+olfactory+receptor+neuron+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Biophysical mechanisms underlying olfactory receptor neuron dynamics.</a> Nat. Neurosci. 14 (2), 208-216 (2011).</li>
<li>Martelli, C., Carlson, J. R., Emonet, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intensity+invariant+dynamics+and+odor-specific+latencies+in+olfactory+receptor+neuron+response%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Intensity invariant dynamics and odor-specific latencies in olfactory receptor neuron response.</a> J. Neurosci. 33 (15), 6285-6297 (2013).</li>
<li>Szyszka, P., Gerkin, R. C., Galizia, C. G., Smith, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+odor+transduction+and+pulse+tracking+by+insect+olfactory+receptor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">High-speed odor transduction and pulse tracking by insect olfactory receptor neurons.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 111 (47), 16925-16930 (2014).</li>
<li>Nagel, K. I., Hong, E. J., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+and+circuit+mechanisms+promoting+broadband+transmission+of+olfactory+stimulus+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Synaptic and circuit mechanisms promoting broadband transmission of olfactory stimulus dynamics.</a> Nat. Neurosci. 18 (1), 56-65 (2014).</li>
<li>Larsson, M. C., Domingos, A. I., Jones, W. D., Chiappe, M. E., Amrein, H., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Or83b+encodes+a+broadly+expressed+odorant+receptor+essential+for+Drosophila+olfaction%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Or83b encodes a broadly expressed odorant receptor essential for Drosophila olfaction.</a> Neuron. 43 (5), 703-714 (2004).</li>
<li>Knaden, M., Strutz, A., Ahsan, J., Sachse, S., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+representation+of+odorant+valence+in+an+insect+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Rep%22%5BJournal%5D)">Spatial representation of odorant valence in an insect brain.</a> Cell Rep. 1 (4), 392-399 (2012).</li>
<li>Zaninovich, O. A., Kim, S. M., Root, C. R., Green, D. S., Ko, K. I., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+single-fly+assay+for+foraging+behavior+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">A single-fly assay for foraging behavior in Drosophila.</a> J. Vis. Exp. (81), e50801(2013).</li>
<li>Farhan, A., Gulati, J., Groβe-Wilde, E., Vogel, H., Hansson, B. S., Knaden, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+CCHamide+1+receptor+modulates+sensory+perception+and+olfactory+behavior+in+starved+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">The CCHamide 1 receptor modulates sensory perception and olfactory behavior in starved Drosophila.</a> Sci. Rep. 3 (2765), 1-6 (2013).</li>
<li>Flügge, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Geruchliche+Raumorientierung+von+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Z.+Vgl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Geruchliche Raumorientierung von Drosophila melanogaster.</a> Z. Vgl. Physiol. 20 (4), 462-500 (1934).</li>
<li>Borst, A., Heisenberg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osmotropotaxis+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Osmotropotaxis in Drosophila melanogaster.</a> J. Comp. Physiol. A. 147 (4), 479-484 (1982).</li>
<li>Louis, M., Huber, T., Benton, R., Sakmar, T. P., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bilateral+olfactory+sensory+input+enhances+chemotaxis+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Bilateral olfactory sensory input enhances chemotaxis behavior.</a> Nat. Neurosci. 11 (2), 187-199 (2008).</li>
<li>Gomez-Marin, A., Stephens, G. J., Louis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Active+sampling+and+decision+making+in+Drosophila+chemotaxis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Commun%22%5BJournal%5D)">Active sampling and decision making in Drosophila chemotaxis.</a> Nat. Commun. 2 (441), 1-10 (2011).</li>
<li>Gaudry, Q., Hong, E. J., Kain, J., de Bivort, B. L., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Asymmetric+neurotransmitter+release+enables+rapid+odour+lateralization+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Asymmetric neurotransmitter release enables rapid odour lateralization in Drosophila.</a> Nature. 493 (7432), 42442-42448 (2013).</li>
<li>Quinn, W. G., Harris, W. A., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conditioned+behavior+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Conditioned behavior in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 71 (3), 708-712 (1974).</li>
<li>Ramdya, P., Lichocki, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanosensory+interactions+drive+collective+behaviour+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Mechanosensory interactions drive collective behaviour in Drosophila.</a> Nature. 519 (7542), 233-236 (2014).</li>
<li>Bhandawat, V., Maimon, G., Dickinson, M. H., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Olfactory+modulation+of+flight+in+Drosophila+is+sensitive%2C+selective+and+rapid%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Olfactory modulation of flight in Drosophila is sensitive, selective and rapid.</a> J. Exp. Biol. 213 (21), 3625-3635 (2010).</li>
<li>Duistermars, B. J., Chow, D. M., Frye, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flies+require+bilateral+sensory+input+to+track+odor+gradients+in+flight%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Flies require bilateral sensory input to track odor gradients in flight.</a> Curr. Biol. 19 (15), 1301-1307 (2009).</li>
<li>Claridge-Chang, A., Roorda, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Writing+memories+with+light-addressable+reinforcement+circuitry%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Writing memories with light-addressable reinforcement circuitry.</a> Cell. 139 (2), 405-415 (2009).</li>
<li>Steck, K., Veit, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high-throughput+behavioral+paradigm+for+Drosophila+olfaction+-+The+Flywalk%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">A high-throughput behavioral paradigm for Drosophila olfaction - The Flywalk.</a> Sci. Rep. 2 (361), 1-9 (2012).</li>
<li>Lewis, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+standard+food+medium%5BTitle%5D)+AND+%22Drosoph.+Inf.+Serv%22%5BJournal%5D)">A new standard food medium.</a> Drosoph. Inf. Serv. 34, 117-118 (1960).</li>
<li>Lebestky, T., Chang, J. S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+different+forms+of+arousal+in+Drosophila+are+oppositely+regulated+by+the+dopamine+D1+receptor+ortholog+DopR+via+distinct+neural+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Two different forms of arousal in Drosophila are oppositely regulated by the dopamine D1 receptor ortholog DopR via distinct neural circuits.</a> Neuron. 64, 522-536 (2009).</li>
<li>Thoma, M., Hansson, B. S., Knaden, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compound+valence+is+conserved+in+binary+odor+mixtures+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Compound valence is conserved in binary odor mixtures in Drosophila melanogaster.</a> J. Exp. Biol. 217 (20), 3645-3655 (2014).</li>
<li>Olsson, S. B., Kuebler, L. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+multicomponent+stimulus+device+for+use+in+olfactory+experiments%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Meth%22%5BJournal%5D)">A novel multicomponent stimulus device for use in olfactory experiments.</a> J. Neurosci. Meth. 195 (1), 1-9 (2011).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Obwohl die Flywalk System auf den ersten Blick eher anspruchsvoll erscheint, einmal eingerichtet und es läuft ist einfach zu bedienen und erzeugt sehr robuste Ergebnisse. Um die Konsistenz der Ergebnisse mit der Biotest produziert betonen, kann man sagen, dass die hier gezeigten repräsentativen Ergebnisse wurden fast 2 Jahren, nachdem einige der in einer früheren Studie 29 mit einem modifizierten Setup mit einer neuen Tracking-Software und Lichtquelle gezeigten Ergebnisse erhalten werden. Dennoch sind die Loc...

Das übergeordnete Ziel einer jeden neuroethologischen Forschung ist es, einen ursächlichen Zusammenhang zwischen den Aktivitätszuständen einzelner Neuronen oder neuronalen Schaltkreisen und dem Verhalten eines Organismus etablieren. Um dieses Ziel zu erreichen, die neuronale Aktivität und Verhalten sollte unter identischen Reizbedingungen überwacht werden und diese Reizbedingungen sollten idealerweise ähnlich denen das Nervensystem auf dem Prüfstand entwickelt, um Sinn zu machen. Besonders, wenn es um Verhaltens Biotests kommt, haben diese Anforderungen historisch in Drosophila melanogaster als recht anspruchs olfaktorischen Neuroethologie. Einmal von der Quelle freigesetzt, Geruchswolken rasch zerfallen in dünne Filamente mit turbulente Diffusion durch Luftbewegung ist der wichtigste Faktor für die Geruchsverteilung 1 verursacht. Als Ergebnis wurde ein Insekten Navigieren zu einer Geruchsquelle erfährt intermittierende Stimulation mit Geruchs Paketen mit variablen Abständen von Reinluft durchsetzt. BeideFuß und fliegenden Insekten - einschließlich Drosophila - wurde gezeigt, dass diese intermittierende Stimulationsregime für die Navigation durch die nach plume Begegnung wogenden gegen den Wind und vor allem bewegte Seitenwind in der Abwesenheit von Gerüchen 2 nutzen - 5. Der Erwägung, dass die Stimulation Verfahren in physiologischen Experimenten weitgehend imitieren die ein Insekt kann in seiner natürlichen Umgebung entweder durch Bereitstellung von einzelnen Zügen von Gerüchen mit längerer saubere Luft oder dynamische Stimulationssequenzen 6 durchsetzt erleben - 11, viele Verhaltens Biotests in Drosophila Neuroethologie verwendet wie Trap-Assay , Open-field-Arenen oder T-Labyrinth verlassen sich auf geruchs Gradienten 12-15. Da jedoch Geruchs Gradienten definitions sind variabel in Konzentration in Abhängigkeit vom Abstand von der Geruchsquelle, ein bestimmtes Verhalten nicht auf eine genaue Geruchskonzentration unter Verwendung dieser Paradigmen zurückzuführen. Darüber hinaus ist die Steigung derein Geruch Gradienten kritisch, hängt von den physikalisch-chemischen Eigenschaften der Geruchsstoff. Ein Gradient von einem sehr volatilen Verbindung wird flacher als die von einer weniger flüchtigen Verbindung und damit auch schwieriger für einen Organismus unter Berufung auf Messen Konzentrationsunterschiede im Raum als das einzige Mittel der Navigation 16 zu verfolgen - 20, was zu einer Fehlinterpretationen führen kann der Geruchspräferenzen insbesondere in Wahl-Assays. Dieser Effekt ist auch sehr nachteilig bei der Untersuchung von Verhalten gegenüber Geruchsmischungen, da sie zu unterschiedlichen Mischungskomponente Verhältnisse an jedem Punkt im Raum und damit wieder schließt eine klare Korrelation zwischen Physiologie und Verhalten. Während Fruchtfliegen sind in der Regel auf gärenden Früchten aggregieren, sind sie einsam in ihrer Navigation in Richtung Nahrungsquellen und Eiablage Websites. Dennoch in Drosophila neuroetholo verwendet, anstatt die Prüfung einzelner Tiere viele Verhaltensparadigmengy prüft die Art der Duft Verhalten Kohorten von Fliegen und Anziehung als die Fraktion von Fliegen Wahl der Geruch über einen Steuer Stimulus erzielt. Diese Kohorte Experimente haben wesentlich zum Verständnis der Fliege Neuroethologie beigetragen und viele der Beobachtungen durch Verwendung von diesen hergestellt könnte in Einzel fly Experimenten bestätigt werden. Allerdings hat sich gezeigt, daß sich gegen other&#39;s Entscheidung 21 beeinflussen und im Extremfall die Auswertung eines Geruchs aus Gleichgültigkeit wechseln je nach Bevölkerungsdichte 22 bis Vermeidung fliegt. Zusätzlich ergibt sich aus dieser Art von Experimenten bieten oft nur den Endpunkt einer Abfolge von Verhaltensentscheidungen anstatt zu beobachten, was die Flug tut, während sie es tut, was wünschenswert wäre, wenn versucht wird, das Verhalten, die mit neuronaler Aktivität korrelieren. Diese eher niedriger Auflösung Kohorten Experimente werden durch hochauflösende Single-fly Methoden wie Fesselflug Arenen und Laufbänder, die erlauben, gegenübergestelltfür eine direkte Beobachtung der Verhaltensreaktion zum Zeitpunkt der dargeboten wird, 20,23,24. Dennoch sind Kohorten Versuche immer noch beliebt, denn sie sind sehr effizient und bieten robuste Ergebnisse auch bei vergleichsweise geringen Stichprobengrößen, weil interindividuelle und interTestVariabilität sind teilweise sich durch die Beobachtung von Populationen über einen längeren Zeitraum gemittelt. Während Fesselflug und Laufband wahrscheinlich bieten die Goldstandard zur Reizdarbietung und zeitlicher Auflösung, die verwendeten Arenen für Einzeltiere konzipiert und daher zeitaufwändig, zu erhalten Probengrößen, die für eine statistische Analyse ist. Mehrere andere Ansätze wurden kürzlich entwickelt, dass eine effiziente Übernahme von hochauflösenden Verhaltensdaten in Kombination mit einem gut definierten Stimulus-Regime zu ermöglichen. Dazu gehören unbeaufsichtigt 3D-Verfolgung mehrerer Fruchtfliegen in einem Windkanal in Kombination mit einer genauen 3D-Modell der Geruchsfahne 5 </sup&gt;, Verfolgung mehrerer Einzel Fliegen in Wahl Kammern mit Luftströmen von beiden Seiten 25 und der Flywalk Paradigmen 26 zugeführt. In Flywalk werden 15 einzelne Fliegen in Glasröhrchen entfernt und kontinuierlich von einem Overhead-Kamera unter Rotlichtbedingungen überwacht. Gerüche zu einem kontinuierlichen Luftstrom von 20 cm / s aufgenommen und wandern durch den Glasrohren mit einer konstanten Geschwindigkeit. Der Luftstrom wird durch Hindurchleiten durch 250 ml-Flaschen vor dem Eintritt in den Geruch Abgabesystem destilliertem Wasser (Befeuchter) enthält befeuchtet. Die flies&#39; Positionen innerhalb eines quadratischen Bereichs von Interesse (ROI) umfassende Großteil der Länge der Geruchsrohre (aber ohne die Außenränder der Rohre (etwa 5 mm auf jeder Seite), wobei die Fliegen nicht weiter aufwärts bewegen oder aufgezeichneten Windrichtung) um die Zeit der Geruch Präsentation (1A, B). Fliegen Identitäten werden durch das Trackingsystem t konstant gehalten wirdberall das Experiment auf der Grundlage der Y-Positionen (dh ihre Glasrohr Grenzen). Geruchsstimulation unter Verwendung eines Mehrkomponenten-Reizeinrichtung, welche die Darstellung von bis zu 8 Einzel Gerüche und alle möglichen Mischungen davon 26,29 (1B) können erreicht werden. Der Verlauf eines Experiments wird von einem Computer zur Regelung der Geruchsabgabesystems und zur Temperatur und Feuchtigkeitsinformation (Computer 1, 1C) gesteuert werden. Dieser Computer steuert auch einen Datenlogger (Aufnahme starten / stoppen) auf einem zweiten Computer, der kontinuierlich verfolgt fly Positionen bei 20 Frames pro Sekunde (Computer 2). Fliegen Positionen, Geruch Ventilstatus (dh Zeitpunkt der Ventilöffnung), Geruch ID, Temperatur und Luftfeuchtigkeit in der Umgebung von Geruchsstimulationszyklen auf Computer 2. Auf diese Weise Informationen über Geruchsloggt und fliegen Positionen synchronisiert und als .csv-Dateien exportiert die weiter verarbeitet werden und mit Hilfe speziell geschriebenen Analyseroutinen analysiert. weildas ganze System computergesteuert ist, ist keine menschliche Intervention während einer experimentellen Sitzung notwendig.

<table><tbody><tr><td>Flywalk-Setup</td><td>Benutzerdefinierte</td><td></td><td>Details auf Anfrage</td></tr><tr><td>Stimulus-Gerät</td><td>Benutzerdefinierte</td><td></td><td>Details auf Anfrage</td></tr><tr><td>LED-Cluster</td><td>Benutzerdefinierte</td><td></td><td>Details auf Anfrage HD</td></tr><tr><td>Pro Webcam C920 Logitech</td><td>, Lausanne, Schweiz</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2 Computer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flywalk Reloaded v1.0 Software</td><td>Electricidade Em P&oacute; (electricidadeempo.net)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Labview 11.0 Software</td><td>National Instruments, Austin, TX</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard Fliegenfutter</td><td>Custom</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard Fliegenfläschchen</td><td>Greiner bio-one GmbH, Frickenhausen, Deutschland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard Fliegenfläschchen</td><td>Greiner bio-one GmbH, Frickenhausen, Deutschland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aspirator</td><td>Custom</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mineralöl</td><td>Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gerüche</td><td>Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>200 &micro; l PCR-Reaktionsgefäße</td><td>Biozym Scientific GmbH, Oldendorf, Deutschland</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

hochaufgelöste quantifizierung der geruchsgelenkten verhalten in<em&gt; drosophila melanogaster</em&gt; verwenden der<em&gt; flywalk</em&gt; paradigm

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In ihrer natürlichen Umgebung, Insekten wie der Essig Drosophila melanogaster sind mit einer riesigen Menge an chemisch verschiedenen Geruchsstoffen bombardiert. Um die Sache noch weiter zu komplizieren, die von der Insektennervensystems erkannt Gerüche in der Regel nicht einzelne Verbindungen, sondern Gemische, deren Zusammensetzung und Konzentrationsverhältnisse variieren. Dies führt zu einer nahezu unbegrenzten Anzahl unterschiedlicher olfaktorischer Stimuli, die durch das Nervensystem untersucht werden müssen. Zu verstehen, welche Aspekte eines Geruchsreiz bestimmen dessen Auswertung durch die Fliege, ist es daher wünschenswert, geruchs geführt Verhalten gegenüber vielen Riechstoffe und Geruchsmischungen effizient überprüft werden. Um Verhalten neuronaler Aktivität direkt korrelieren, sollte das Verhalten in einem vergleichbaren Zeitrahmen und unter identischen Stimulus Bedingungen wie in neurophysiologischen Experimenten quantifiziert werden. Viele derzeit verwendete Geruchs Biotests in Drosophila Neuroethologie sind jedoch eher specialized entweder in Richtung Effizienz oder zur Auflösung. Flywalk, ein automatisiertes Geruchs Lieferung und Tracking-System, schließt die Lücke zwischen Effizienz und Auflösung. Es ermöglicht die Bestimmung, wann genau ein Geruch Paket stimuliert ein frei herumlaufenden Fliege und die animal&#39;s bestimmen dynamische Verhaltensreaktion.

Wegen entfernt sind erlaubt, sich frei in ihrem Glasröhrchen zwischen Geruchsimpulse und der Geruch Impuls wandert durch den Glasrohren verteilen mit einer konstanten Geschwindigkeit fliegt begegnen, den Geruch zu unterschiedlichen Zeitpunkten je nach ihrer x-Position zum Zeitpunkt der Stimulation. Als Ergebnis werden die Onsets der Aufwind Trajektorien durch eine 500 ms Impuls von einem attraktiven 10 -3 Verdünnung Ethylacetat hervorgerufen werden, indem etwa 1 sec für Fliegen an der Lee Ende der Glasrohre i...

Das automatisierte Nachführsystem Flywalk ist für hochauflösende Quantifizierung der Art der Duft Verhalten in Drosophila melanogaster verwendet.

Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Verwenden der<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verhaltens-Bioassays besteht darin, das geruchsgesteuerte Verhalten von Essigfliegen zu untersuchen. Fly Walk ist ein Hochdurchsatzsystem, das die Verhaltensreaktionen mehrerer einzelner Fliegen auf olfaktorische Reize automatisch verfolgt und analysiert. Diese neue Technik kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Insektenolfaktion zu beantworten.Wie ist beispielsweise das hedonische Gleichgewicht eines Geruchs, oder was bedeutet die Zugabe weiterer Geruchsstoffe für dieses Gleichgewicht? Der Hauptvorteil dieses Experiments besteht darin, dass wir geruchsgesteuertes Verhalten mit hoher zeitlicher Auflösung untersuchen können, und wir verwenden Geruchsreize, die denen ähneln, die Insekten in der Natur wahrnehmen, oder solchen, die wir auch bei elektrophysiologischen Ableitungen nutzen. Im Allgemeinen könnten Personen, die diese Methode anwenden möchten, Schwierigkeiten haben, da sie tatsächlich ein luftdichtes System erfordert; Sie müssen daher genau wissen, wo die Luft durchströmt, und sicherstellen, dass keinerlei Leckagen vorhanden sind, durch die Luft aus dem System entweichen könnte. Für diese Experimente ist es wichtig, die Fliegen in einem 12:12-Licht-Dunkel-Zyklus in niedrigen bis mittleren Kulturen mit einem normalen Nährmedium aufzuziehen.Halten Sie die Raumtemperatur zwischen 23 und 25 Grad Celsius, und die relative Luftfeuchtigkeit sollte bei etwa 70 % liegen, während der Vorbereitung. Verwenden Sie große Kulturgefäße, um 20 bis 30 erwachsene Individuen für eine Woche zu halten, und sammeln Sie Gruppen von 30 bis 40 Nachkommen gemischten Geschlechts, um eine experimentelle Kohorte zu bilden. Wenn eine Kohorte zwei bis vier Tage alt ist, überführen Sie sie in ein neues Gefäß, das einen feuchten Schaumstoffstopfen oder ein feuchtes Papiertuch enthält.Lassen Sie die Fliegen diesen Kolben vor dem Test 24 Stunden lang hungern. Es ist entscheidend, dass die Fliegen während dieses Transfers nicht anästhesiert werden. Für diesen Aufbau dienen 250-Milliliter-Flaschen als zahlreiche Luftbefeuchter.Füllen Sie jede Flasche mit 100 Milliliter destilliertem Wasser. Bereiten Sie anschließend halbe Milliliter Arbeitslösungen jedes Duftstoffs als 1000-fache Verdünnung der reinen Gerüche in Mineralöl vor. Bereiten Sie ebenso ein PCR-Gefäß nur mit Mineralöl vor, das als negativer Kontrollansatz dient.Bereiten Sie nun das Duftabgabesystem für jeden Duftstoff vor. Verbinden Sie im Experiment zwei Rückschlagventile mit jedem Duftfläschchen.Stellen Sie sicher, dass die Duftfläschchen in der richtigen Strömungsrichtung angeschlossen werden. Eine falsche Verbindung beeinträchtigt nicht nur das geplante Experiment, sondern kann auch das Zufuhrsystem verunreinigen. Überprüfen Sie anschließend das System auf Lecks. Versiegeln Sie zuerst den Auslass der Mischkammer. Überprüfen Sie anschließend, ob die Luftströmung vor der Stimulationsvorrichtung auf null abfällt. Falls Leckagen im System vorhanden sind, können Sie diese akustisch lokalisieren.Sie können in der Regel behoben werden, indem man die Gummidichtungen an entscheidenden Verbindungsstellen oder die Teflonschläuche austauscht. Beim ersten Schritt dieses Verfahrens besteht die Gefahr von Glasbruch; tragen Sie daher Schutzausrüstung. Überführen Sie vorsichtig jeweils 15 Testfliegen in einzelne Glasröhrchen mithilfe eines Aspirators und verschließen Sie die Glasröhrchen auf beiden Seiten mit den entsprechenden Adaptern; diese müssen sehr fest sitzen.Als Nächstes verbinden Sie die beladenen Glasröhrchen mit der Fly-Walk-Anlage. Sobald alle Röhrchen angebracht sind, lassen Sie die Fliegen sich mindestens 15 Minuten lang an die neue Umgebung gewöhnen, bevor Sie mit dem Experiment beginnen. Schalten Sie nun die Lichtquelle ein.Stellen Sie sicher, dass ausreichend Licht für eine effiziente Verfolgung bereitgestellt wird, ohne die Temperatur innerhalb der Glasröhrchen zu erhöhen. Die Duftgefäße müssen zu diesem Zeitpunkt alle angeschlossen sein, um ein geschlossenes System zu erzeugen. Die Gewöhnungsphase setzt ein dichtes System ohne Leckagen voraus, sodass die Luftströmung durch die Röhrchen genauso schnell ist wie während der Testphasen.Überprüfen Sie die Luftströmung am Computer und schließen Sie ihn an die digitalen Durchflussmesser an. Die gesamte Luftströmung, die das System verlässt, sollte der Luftströmung entsprechen, die das System betritt. Andernfalls liegt eine Leckage vor.Das Leck beeinträchtigt den Luftstrom in allen Röhren, aber gewöhnlich ist die betroffene Röhre diejenige, die den stärksten Rückgang des Luftstroms aufweist. Wenn ein neues Leck festgestellt wird, liegt dies meist an einer gebrochenen Glasröhre innerhalb des Adapters oder an Glassplittern in den Adaptern aus vorherigen Experimenten. Achten Sie während dieses Vorgangs darauf, dass die Luftfeuchtigkeit der aus dem System austretenden Luft zwischen 60 und 80 % liegt. Nachdem sich die Fliegen an ihre Röhren gewöhnt haben, kann das Experiment durchgeführt werden.Im Prinzip kann bisher jede Abfolge von Gerüchen präsentiert werden. Die besten Ergebnisse erzielt man, indem man die Stimuli randomisiert und sie jeweils um mindestens 90 Sekunden voneinander trennt. Insgesamt.Präsentieren Sie jeden Geruch 40-mal in 500 Millisekunden langen Impulsen. Legen Sie anschließend einen interessierenden Bereich fest, indem Sie einen Rahmen über den zu überwachenden Bereich ziehen. Schließen Sie alle 15 Glasröhrchen in den Rahmen ein, schließen Sie jedoch die äußeren fünf Millimeter der Röhrchenenden aus.Der nächste Schritt besteht darin, die Verfolgungssoftware auszuschalten und Änderungen am Skript vorzunehmen. Dadurch wird die Position der Y-Achse der 14 parallelen Linien, die die einzelnen Röhrchen voneinander trennen, verändert. Wenn die Verfolgungssoftware wieder aktiviert ist, sollte sich zwischen zwei Linien jeweils nur eine Fliege befinden.Als Nächstes sicherstellen, dass die Kameraparameter so eingestellt sind, dass die Fliegen während des gesamten Verlaufs der Glasröhren zuverlässig verfolgt werden. Falls die Fliegen an den Rändern des interessierenden Bereichs verloren gehen, die Helligkeit oder den Verstärkungsfaktor (Gain) der Tracking-Software erhöhen. Da das System nun vollständig vorbereitet ist, das Stimulationsprotokoll starten.Notieren Sie die Positionen der Fliegen mit einer Rate von 20 Bildern pro Sekunde und speichern Sie diese Koordinatenpositionen zusammen mit dem Status des Duftventils in Textdateien. Da das Experiment sehr empfindlich gegenüber Gerüchen ist, ist eine regelmäßige Reinigung erforderlich, um die Glasröhrchen zu säubern, sie in Reinigungsmittel einzutauchen und anschließend unter fließendem destilliertem Wasser abzuspülen. Nach dem Spülen trocknen Sie die Röhrchen unter Druckluft und erhitzen sie dann acht Stunden lang auf 200 Grad Celsius.Um das Duftabgabesystem zunächst zu reinigen, entfernen Sie alle Duftfläschchen und Schläuche aus der zentralen Mischkammer. Anschließend nehmen Sie die Schlauchadapter aus der Mischkammer heraus. Reinigen Sie die leere Mischkammer, indem Sie sie unter einem Abzug wie die Schläuche mit einem Lösungsmittel ausspülen.Trocknen Sie die Mischkammer mit Druckluft und erhitzen Sie sie acht Stunden lang auf 200 Grad Celsius. Zum Reinigen der Geruchsvials und Ventile entfernen Sie die Stahlstopfen, entsorgen Sie die Gummidichtungen und nehmen Sie die Rückschlagventile, Seifen-Rückschlagventile sowie Ethanol und andere Komponenten aus beiden Lösungsmitteln, Ethanol und Aceton, heraus. Anschließend werden die eingeweichten Komponenten 30 Minuten lang bei maximaler Leistung beschallt und danach mit destilliertem Wasser abgespült.Wie zuvor Druckluft zum Trocknen verwenden und die Komponenten acht Stunden lang auf 200 Grad Celsius erhitzen. Spülen Sie sie mit Ethanol, wenn Aceton in Richtung der Luftströmung fließt, da Aceton Gummiteile angreift. Trocknen Sie jedes gespülte Rückschlagventil unverzüglich mit Druckluft, um alle restlichen Gerüche aus den gespülten Rückschlagventilen zu entfernen. Lassen Sie Luft mehrere Tage lang impulsweise durch, stellen Sie sie in einen 60 Grad Celsius warmen Inkubator, wobei die Luftströmung im Ein-Sekunden-Intervall ein- und ausschaltet.15 verhungerte weibliche Fliegen wurden Buttersäureethylester ausgesetzt. Der gelbe Balken stellt den Duftpuls dar. Die blauen Quadrate zeigen die Bewegung gegen die Luftströmung innerhalb eines Zeitraums von 100 Millisekunden an.Entsprechend zeigen rote Quadrate die Bewegung im Lee an. Dieselben Fliegen zeigten ebenfalls eine Bewegung gegen den Wind als Reaktion auf die Stimulation mit Isopentylacetat, Ethylacetat oder zwei drei Butandurchschnitte, die auf die Population gemittelt wurden. Die Reaktion der Fliege auf Ethylacetat hatte einen scharfen Beginn, eine hohe Amplitude und eine kurze Dauer.Im Gegensatz dazu wies die Reaktion auf zwei, drei Butanodion einen späteren durchschnittlichen Beginn, eine geringere Amplitude und eine längere Dauer auf. Letztendlich wurden die Daten jedes Geruchsstoffes auf diese Weise ausgewertet und anschließend weiter analysiert, um zu zeigen, dass alle vier Gerüche innerhalb von vier Sekunden eine stärkere aufwärts gerichtete Verschiebung hervorriefen als das Lösungsmittel. Außerdem wurden die Fliegen durch gleichzeitiges Öffnen der Geruchsstoffgefäße allen möglichen Mischungen ausgesetzt. Nach der Stimulation der Fliegen mit den vier einzelnen Gerüchen waren Stimulationen mit Mischungen der vier Gerüche mindestens so attraktiv wie die attraktivste Einzelverbindung in der Mischung. Sobald man geübt ist, kann man dieses Experiment innerhalb einer Stunde vorbereiten, danach läuft es acht Stunden lang, und bereits 30 Minuten später können die ersten Ergebnisse visualisiert werden. Diese Methode ermöglicht es daher, innerhalb kurzer Zeit Daten von vielen Fliegen mit hoher zeitlicher Auflösung zu erhalten.Doch Vorsicht. Dieses Experiment erfordert eine gründliche Reinigung zwischen den Versuchen. Wenn Ihr System noch mit Ameisen aus dem vorherigen Experiment kontaminiert ist, können Sie Ihre Ergebnisse im Fliegenlauf vergessen.Sie können selbstverständlich auch genetisch modifizierte Fliegen testen, um so die Auswirkung einzelner oder fabrikartiger neuronaler Schaltkreise auf das geruchsgesteuerte Verhalten zu untersuchen. Nach der Entwicklung dieser neuen Technik wurde uns der Weg für die Forschung in diesem Bereich, der Insektenfaktion, geebnet, um die Kodierung dieser Gerüche im Gehirn des Insekts zu verstehen. Und wichtig ist, dass die Verwendung derselben Art der Stimulation für das Verhalten beim Fliegenlaufen und für physiologische Experimente bedeutet, dass wir diese beiden verschiedenen experimentellen Paradigmen tatsächlich miteinander vergleichen können.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie eine gute Vorstellung davon haben, wie man den Fluglauf aufbaut, und Sie sollten in der Lage sein, dieses Experiment in Ihrem eigenen Labor einzurichten und bald eigene Hochdurchsatzexperimente zur Insektenaffektivität durchzuführen. Vergessen Sie jedoch nicht, dass das Arbeiten mit Glasgeräten und Chemikalien äußerst gefährlich sein kann. Tragen Sie deshalb stets einen Laborkittel, verwenden Sie Schutzbrille und Handschuhe.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

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Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in

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