Name: A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 24 s
Description: Erfahren Sie ein neues Mausmodell für heterotope Brustwand-, Thymus- und Herztransplantation zur Untersuchung immunologischer Toleranzmechanismen. Diese Methode ermöglicht wichtige Erkenntnisse für die rekonstruktive Transplantationschirurgie.

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Diese Arbeit wurde durch den American Association of Plastic Surgeons 2014 Academic Scholar Award finanziert.

Alle operativen Eingriffe wurden in Übereinstimmung mit der Johns Hopkins University und den Vereinigten Staaten Department of Agriculture and Public Health Service Anforderungen abgeschlossen ist. Dieses Protokoll folgt der Johns Hopkins University Animal Care und Verwenden Ausschuss billigte Institutional Review Board Richtlinien (Protokollnummer M013M490). Endgültigen Überlebensdaten wurden für die unten beschriebenen chirurgischen Verfahren aufgezeichnet. Spender und Empfänger Tiere erhalten vorbeugende Anästhesie mit Buprenorphin bei 0,1 mg / kg sc eine Stunde vor der Operation und in der Empfängertier Buprenorphin in der gleichen Dosis nach der Transplantation erneut verabreicht und erneut dosiert, wie in den ersten 48 Stunden benötigten nach der Operation. 1. Donor Allograft Rettung Hinweis: Beginnen Sie den Geberteil des Transplantates 40 Minuten früher als die Empfänger der Transplantation an Empfänger Anästhesiezeit zu minimieren und gleichzeitig eine Endzeit oder leicht Ohr zu erleichternlier Endzeit gegenüber dem Empfänger Vorbereitung. <ol><li> Verwenden Sie Standard-sterile mikrochirurgische Instrumente und sterile Handschuhe für das Verfahren. Unser Labor verwendet Autoklaven Sterilisation von mikrochirurgischen Instrumenten. </li><li> Betäuben die Spendermaus (männlich) mit Isofluran Induktions Verdampfer bei 4%. Verwendung atraumatischer mechanische Knipser entfernen Sie die Haare von der Hals-, Brust- und Bauchbereich. Legen Sie das Tier in Rückenlage und zu pflegen Isofluran auf 1-2% durch einen Nasenkegel. Für ausreichende Anästhesie während des gesamten Verfahrens durch periodische Bewertung der Zehe Prise Rückzug Reflex. </li><li> Vor der Hautschnitt, die weithin die operative Vorbereitung, indem Povidoniod antiseptische gefolgt von Isopropylalkohol mit einem sterilen Wattestäbchen. </li><li> Beginnen Sie mit einer oberflächlichen Querhautschnitt mit einer Schere in der Hals- und Bauchhaut. Verbinden Sie die beiden Einschnitte bilateral entlang der mittleren Axillarlinie Linien. </li><li> Mit Hilfe mikrochirurgischen Zangesezieren die Halsregion auf bilateraler Ebene zu identifizieren, zu ligieren, und teilen Sie die externen Jugularvenen mit 6-0 Seidennaht und Schere. Dann mit Elektrokauter teilen die sternocleidomastoideus, um die internen Jugularvenen und Arteria carotis communis bilateral freizulegen. Übergeben Sie einen 6-0 Seidennaht unter dem linksseitigen und dem rechtsseitigen A. carotis und Vena jugularis interna in Groß Mode. HINWEIS: Es wird gebunden und später in Schritt 1.9 aufgeteilt. </li><li> Stark unterteilen die Halsmuskulatur und die damit verbundenen lockeren Zellgewebe, um die Luftröhre befindet vorderen, mit einer Schere, um die übrigen Anhänge der HWS zu befreien. </li><li> Verwendung von bipolaren Elektrokauter und scharfe Dissektion, teilen Sie die großen Brustmuskeln und Schlüsselbeine, um die Schlüsselbeingefäße und Ligat (6-0 Seidennaht) freizulegen und teilen proximal. </li><li> Als nächstes sanft, erfassen und das Tier Penis zurückzuziehen. Entlang des Rückens des Penis visualisieren die dorsale Vene des Penis, und desinfizieren Sie dieRegion mit Isopropylalkohol. Verwendung einer 30-G Nadel injiziert 30.000 Einheiten Heparin intravenös durch die dorsale Vene und erlauben den Penis wieder in seine ursprüngliche Position zurückweichen. Teil Leckage der Heparinlösung in das umgebende Gewebe auftreten. </li><li> Mit den zuvor platzierten Groß Krawatten um Arteria carotis communis und V. jugularis interna, abzubinden und teilen die Strukturen, auf bilateraler Ebene. </li><li> Nächste Verwendung einer Schere, um eine Quer intrabdominal Einschnitt zu machen. Ausweiden den Darm, um die infrahepatische unteren Hohlvene zu entlarven und zu injizieren 2 ml kaltem Euro-Collins-Kardioplegielösung in die infrahepatische unteren Hohlvene. Stellen Sie sicher, die richtige Injektions durch die Visualisierung der Leber Verfärbung und Aufhören der Herzschlag vor der vorrückenden zum folgenden Schritt. HINWEIS: Euro-Collins-Lösung wird in unserem Labor hergestellt, siehe Tabelle der spezifischen Reagenzien und Instrumenten. </li><li> Mit einer Schere Zugriff auf die intrathorakalen Hohlraum über eine bilaterale DIAPHragmatic Einschnitt von der exponierten Bauch. Verlängern Sie den Schnitt durch die Zwischenrippenmuskeln und Rippen kranial. Reflect Brustwand Aussetzen der Herz, Thymus, und der großen Gefäße bei gleichzeitig Erhaltung der Brustwandgefäße entlang der Brustwand. </li><li> Spritzen Sie die suprahepatischen untere Hohlvene mit 4 ml kaltem Euro-Collins-Kardioplegielösung. </li><li> Identifizieren Sie die Wurzel der Aorta und Spuren distal zu der absteigenden Aorta. Scharf geschnittenen der absteigenden Aorta (Erhaltung maximaler Länge). </li><li> Identifizieren Sie den Truncus pulmonalis und teilen proximal ihrer Verzweigungspunkt (Erhaltung maximaler Länge). Dann mit 2 ml kaltem Euro-Collins-Kardioplegielösung, spülen Sie den Truncus pulmonalis und des Herzens, indem Sie einen weichen Kunststoffspitze Katheter in das Lumen des Lungenstamm. </li><li> Unter Verwendung einer 6-0 Seidennaht, Ligat und teilen Sie die untere Hohlvene, Zusammenfluss der Lungenvenen und Zubehör Zweige der bilateralen oberen Hohlvene. Dann erhöhenund zu sezieren das Herz kopfwärts von den Anlagen entlang der Hauptstamm Bronchien und Luftröhre mit Sorgfalt die Atemwege nicht zu geben. Mit scharfen und bipolare Elektrokauter sezieren die Brustwand, Thymus, Herz und vollständig aus dem Spendermaus befreiend es. </li><li> Schließlich schneiden Sie die Allograft Brustwand ex vivo auf eine kleinere Größe, mit einer Schere entlang des Brustbeins und Seiten costae, mit darauf, dass die Brustwandgefäße (Abbildung 1A) zu stören. Einer Blutung zu minimieren folgenden Revaskularisation zu verwenden bipolare Elektrokauterisierung entlang der Grenzen des osteomusculocutaneous Brustbeins. </li><li> Legen Sie das Allograft in 10 ml kaltem (4 ° Celcius) Euro-Collins-Lösung, wenn der Empfänger nicht zu Einsatz vorbereitet. Allerdings, wenn der Empfänger bereit für Einsatz ist, übertragen Sie die Allograft direkt auf das Operationsfeld Empfänger. </li></ol> 2. Empfänger Vorbereitung Hinweis: Um die Empfänger Anästhesie Zeit zu minimieren,beginnen den Empfänger Zubereitung in einer separaten Betriebsstation ca. 40 min vor der Fertigstellung des Spenders Allograft-Ernte. <ol><li> Verwenden Sie einen separaten Satz von Standard sterile mikrochirurgische Instrumente und sterile Handschuhe für das Verfahren. </li><li> Betäuben den Empfänger-Maus (männlich oder weiblich) mit Isofluran Induktions Verdampfer bei 4%. Verwendung atraumatischer mechanische Knipser entfernen Sie die Haare von der rechten Hals- und Brustbereich. </li><li> Platzieren Sie die Maus in der Rückenlage und den Winkel der rechten oberen Extremität leicht inferior Bildung einer 110-Grad-Winkel zwischen dem Kopf und der rechten oberen Extremität. Pflegen Narkose auf 1-2% Isofluran durch einen Nasenkegel. </li><li> Zeigen Erdölaugensalbe auf den Mausaugen mit einem Wattestäbchen. Vor der Hautschnitt, weit bereiten die Operationsstelle mit Povidon-Jod antiseptisch, gefolgt von Isopropylalkohol. </li><li> Mit einer Schere, einen Hautschnitt von der Mittellinie entlang der rechten unteren border des Unterkiefers und verlängern die Inzision infero-seitlich nach rechts Thoraxbereich. Verwendung stumpf mit mikrovaskulären Pinzetten, mobilisieren die äußere Jugularvene durch in Umfangsrichtung frei Schiffes von Weichgewebe und Adventitia. Teilen Sie Alle Branchen mit Elektrokauter, und entfernen Sie den rechten Lappen der Unterkieferspeicheldrüse mit scharfer Präparation und Elektrokauter, um Freiraum für die Allograft. </li><li> Stellen Sie sicher, genug Länge des externen Halsschlagader, um eine Manschette umzustülpen über und ligieren die externe Halsschlagader mit einer 6-0 Seidennaht. Legen Sie die Vene durch das Lumen eines vorgeschnittenen Polyimid-Manschette und verwenden Sie eine Bulldogge mikrovaskulären Haken, um den Behälter-Manschette Komplex zu fixieren. Dann mit einer Schere, proximal unterteilen die äußere Jugularvene, Evert über der Manschette und fixieren mit einem 10-0 Nylonnaht. (1B) </li><li> Teilen Sie den rechten M. sternocleidomastoideus mit bipolaren Elektrokauter, um die Arteria carotis communis freizulegen. Umfänglich mobilize die Arterie zum distalen esten Punkt innerhalb der Halsregion kranial. Dies wird unter Verwendung stumpf des Gefäßes mit einer Pinzette, um Weichgewebe und umgebende Adventitia entfernen bewerkstelligt. </li><li> Verwenden 6-0 Seidennaht, Ligat und teilen Sie die Halsschlagader. Übergeben Sie die Arterie durch das Lumen eines vorgeschnittenen Polyimid-Manschette und fixieren Sie das Modul mit einer Bulldogge mikrovaskulären Klemme möglichst nahe an der Thoraxapertur wie möglich. Teilen Sie das Gefäß distal, sanft erweitern sich das Schiff mit Hilfe eines mikro Dilatator, Evert über der Manschette und fixieren mit einem 10-0 Nylonnaht. (1B) HINWEIS: Die spezifische mikro Dilatator ist in der Tabelle der spezifischen Reagenzien und Instrumente beschrieben. </li></ol> 3. Allograft Inset <ol><li> Pflegen Standard sterile Instrumente und sterile Handschuhe, um das Allograft im Empfängerhalsbereich in einem auf den Kopf und Schräglage zu platzieren. </li><li> Als nächstes legen Sie die Geber absteigend aortic Lumen über den arteriellen Manschetten Konstrukt des Empfängers und fixieren Sie sie mit einem 10-0 Nylonfaden (Abbildung 1C und 1D). </li><li> Mode die gleiche Anastomose, wie in Schritt 3.2 zwischen Spender Lungenarterie und umgestülpte äußere Jugularvene Tulpe Konstrukt der Empfängermaus (Abbildung 1C und 1D). </li><li> Entfernen Sie zunächst venöse Mikrogefäßklemme (äußere Jugularvene Klemme) und lassen Sie die Arterienklemme (Arteria carotis communis Klemme). Während arterielle Reperfusion, inspizieren die Gesamtheit der Allograft, jede Blutung anzugehen. Wenn Blutungen visualisiert, erneut die Arterienklemme, um den Blutverlust zu minimieren und reduzieren die Blutungsquelle mit bipolaren Elektrokauter. </li><li> Überprüfen Sie das Transplantat und sicherzustellen, Blutstillung. Freizugeben und den arteriellen Mikrogefäßklemme vollständig zu entfernen. Beachten Sie die Herzen, um Anzeichen von Reperfusion, die sofort erkennbar mit schnellen Volumenausdehnung der Herzkammern sein wird zeigen, und warten Sie, bEssen innerhalb von 0,5-1 min beginnen. Verwenden Sie warmes Salzlösung (35 ° Celsius), um das Herz zu befeuchten. </li><li> Drapieren der Brustwand in eine anatomische Position, um nicht jegliche Quetschungen oder Spannungen an den Anastomosen induzieren. Schließen Sie die Haut des Operationswunde wird mit 6-0 kontinuierlichen Nylonnähten (1E). </li></ol> 4. Nachsorge <ol><li> Verwalten einer 0,3 ml physiologischer Kochsalzlösung intraperitoneal Flüssigkeit Bolus unmittelbar postoperativ zum Flüssigkeitsersatz. </li><li> Dann subkutan injizieren Buprenorphin (0,1 mg / kg) und Enrofloxacin (5 mg / kg) für die Schmerzen und Infektionsprophylaxe sind. </li><li> Legen Sie das Tier unter einer Wärmelampe bis zum Erwachen aus der Narkose und zum Brustlage. Während der Wiederherstellung überprüfen Sie den Hals, um den flimmernden Herzschlag der Allograft eine angemessene Allograft-Perfusion zu visualisieren. </li><li> Einmal wach und in der Rückenlage, zurück mit der Maus auf einen separaten Käfig (ohne die Gesellschaft von anderen Mäusen), Wo sie Nahrung und Wasser ad libitum erhalten. Wegen einer temporären geringfügige einschränkende Bewegung des rechten oberen Extremität, hinterlassen Sie eine Gelatinenahrungsquelle auf dem Boden des Käfigs. </li><li> Beachten Sie die Empfängermaus 1 h postoperativ und dann wieder in den Käfig Einrichtung, wo sie Nahrung und Wasser ad libitum erhalten und wird drei Mal pro Tag für die ersten 24 Stunden für die Aktivität und Nahrungsaufnahme untersucht. Überwachen Mäuse auf Zeichen von Schmerz und Leid und Wieder Dosis Buprenorphin (0,1 mg / kg) subkutan zweimal am Tag für die ersten 72 Stunden benötigt werden. Untersuchen Sie die Tiere danach täglich und wiegen sie jede Woche. </li><li> Beraten Sie sich mit einer tierärztlichen Mitarbeiter, wenn irgendwelche Mäuse zeigen Anzeichen von Schmerzen, Qualen, oder verminderte Futteraufnahme. Betrachten frühen Euthanasie (in unserem Protokoll der Euthanasie Technik verwendet CO 2 Dosierung für 7 min, gefolgt durch Genickbruch). </li><li> Aufhören des Transplantatherzschlag wird als spezifische Endpunkt definiert Führung mit der Maus zu sein sacrificed. </li></ol>

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Die Autoren haben keine Interessenkonflikte oder finanzielle Angaben zu machen.

Es gibt eine Vielzahl von Phänomenen, die in der immunologischen Untersuchung der Allotransplantation, die umfassen Faktor sind jedoch nicht auf Mechanismen von akuten und chronischen Abstoßung, direkte und indirekte Antigen-Präsentation, Empfänger Sensibilisierung oder die Induktion eines gemischten Chimärismus beschränkt. 19 Tiermodelle geworden der Goldstandard für die Untersuchung der Transplantationsimmunologie und Mausmodelle werden im Volksmund wegen ihrer geringen Kosten, Verfügbarkeit transgener und ...

Herztransplantation ist die Behandlung der Wahl bei Herzinsuffizienz im Endstadium. Sowohl technische Fortschritte als auch pharmakologische Innovationen haben dazu geführt, dass das Feld frühzeitig Transplantatakzeptanzraten von über 90 % erreicht hat. 12,13 Trotzdem ist das 5-Jahres-Überleben des Transplantats von 60-80% zum Stillstand gekommen und eine chronische Abstoßung, die durch eine Transplantatvaskulopathie gekennzeichnet ist, bleibt unvermeidlich. 14-16 Darüber hinaus werden die Patienten mehreren chirurgischen Eingriffen und lebenslanger Immunsuppression unterzogen, die mit Brustwanddeformitäten bzw. medizinischen Folgeerscheinungen bzw. Toxizitäten verbunden sind. Der Bedarf an innovativen Ansätzen, um das Überleben von Allotransplantaten zu verlängern, den immunsuppressiven Bedarf zu minimieren und rekonstruktive Optionen für anatomische Deformitäten anzubieten, ist dringend.
Vaskularisierte Komposit-Allotransplantation bietet eine einzigartige Strategie zur Verbesserung der Ergebnisse von Herztransplantationen, sowohl aus immunologischer als auch aus rekonstruktiver Sicht. 17 Vaskularisierte Komposit-Allotransplantate sind auch insofern einzigartig, als sie eine inhärente Quelle für von Spendern stammende hämatopoetische Stammzellen aufweisen, die eine günstige Fähigkeit gezeigt haben, die Immunsuppression zu reduzieren und gemischten Chimärismus zu induzieren und aufrechtzuerhalten. 1-8 Darüber hinaus hat sich gezeigt, dass die Co-Transplantation des Thymus das Überleben sowohl von soliden Organtransplantaten als auch von vaskularisierten Komposit-Allotransplantaten verlängert. 2,9-11 Die Kombination dieser Strategien mit einer Herztransplantation bietet eine neuartige Lösung für die oben genannten Herausforderungen bei der Herztransplantation. 18
Mausmodelle dienen aufgrund der Verfügbarkeit von Antikörpern und gut definierten Inzucht- und Knockout-Stämmen als hervorragende Plattformen für mechanistische in vivo-Untersuchungen. Obwohl die Herztransplantation bei Mäusen üblicherweise mit einem heterotopen intraabdominalen mikrochirurgischen Nahttransplantationsmodell22-25 untersucht wird, hat sich ein heterotopes, zervikales, nicht nahtes Manschettentechnikmodell als extrem replizierbar und zuverlässig erwiesen und weist weniger Thromboseraten auf. 19,26,27 Das Ziel dieser Studie ist es, eine heterotope en bloc osteomyokutane Brustwand-, Thymus- und Herztransplantationstechnik bei Mäusen zu entwickeln, um die immunologischen Mechanismen der kombinierten soliden Organ- und vaskularisierten Komposit-Allotransplantation unter Verwendung einer zervikalen Non-Seam-Cuff-Technik zu untersuchen. Dieses Cluster-Allotransplantat wird durch die Anastomose der Spenderin perfundiert, die Aorta descending zur rechten Arteria carotis communis und die Spenderpulmonalarterie zur rechten Vena jugularis externa. Der Erhalt der inneren Brustgefäße und der zugehörigen Thymusäste ist für die Perfusion der Brustwand (Brustbein, Rippen, Muskeln und Haut) und des Thymus von größter Bedeutung.

<table><tbody><tr><td>Euro-Collins Lösung</td><td></td><td></td><td>: Die Lösung wird nicht kommerziell gekauft, sondern im Labor hergestellt. Um eine 500-ml-Lösung herzustellen, geben Sie die unten aufgeführte Zutat in ein 330 ml doppelt destilliertes Wasser. Gut mischen und dann den Rest der restlichen 170 ml doppelt destilliertes Wasser in die Lösung geben, bis ein Endvolumen von 500 ml erreicht Zutaten: 1,02 g KH2PO4, 3,66 g K2HPO4, 0,56 g KCl, 0,42 g NaHCO3 und 17,52 g Glukose.</td></tr><tr><td>Naht</td><td>Ethilon</td><td>MWI 72667</td><td>6-0 Ethilon

https://www.mwivet.com (MWI - Veterinary Supplies)</td></tr><tr><td>Polyimid-Manschettenvene (21G)</td><td>Vention Medical</td><td>141-0043</td><td>http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/</td></tr> <tr><td>Polyimid-Manschettenarterie (24G)</td><td>Vention Medical</td><td>141-0027</td><td>http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/</td></tr> <tr><td>Katheter mit weicher Kunststoffspitze</td><td>Terumo</td><td>SR*OX2419CA</td><td>24G x 3/4" &nbsp;</td></tr><tr><td>Mikrochirurgischer Dilatator</td><td>S& T</td><td>D-5a.1</td><td>Dilatator, 11 cm, FH, 0,1 mm AT10d</td></tr></tbody></table>

a novel mikromodell für heterotope, en bloc brustwand, thymus und herz-transplantation bei mäusen

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Die Erforschung neuartiger Strategien bei der Organtransplantation zur Verlängerung des Überlebens von Allotransplantaten und zur Minimierung des Bedarfs an langfristiger Immunsuppression muss verfolgt werden. Der Einsatz einer vaskularisierten Knochenmarktransplantation und einer Co-Transplantation des Thymus haben sich in dieser Hinsicht in verschiedenen Tiermodellen als vielversprechend erwiesen. 1-11 Die vaskularisierte Knochenmarktransplantation ermöglicht den ununterbrochenen Transfer von Spenderknochenmarkzellen innerhalb der konservierten Spendermikroumgebung, und die Einbeziehung von Thymusgewebe in die vaskularisierte Knochenmarktransplantation hat gezeigt, dass sie den T-Zell-Chimärismus erhöht, was letztendlich eine unterstützende Rolle bei der Induktion der Immunregulation spielt. Die Kombination aus solider Organ- und vaskularisierter Komposit-Allotransplantation kann diese Strategien in Form eines neuartigen Transplantationsmodells auf einzigartige Weise kombinieren. Mausmodelle dienen als hervorragendes Paradigma zur Erforschung der Mechanismen der akuten und chronischen Abstoßung, des Chimärismus und der Toleranzinduktion und bilden damit die Grundlage für die Verbreitung überlegener Überlebensstrategien von Allotransplantaten für größere Tiermodelle und zukünftige klinische Anwendungen. In dieser Arbeit entwickelten wir ein neuartiges heterotopes En-bloc-Modell für Brustwand-, Thymus- und Herztransplantationen bei Mäusen unter Verwendung einer zervikalen Non-Seam-Manschettentechnik. Die Erfahrungen mit syngenen und allogenen Transplantationssettings werden für zukünftige breitere immunologische Untersuchungen in einem Lehrmanuskript und einer Videoergänzung beschrieben.

Syngenen C57BL / 6-Transplantationen erreicht langfristige Überleben. Das Design des Allotransplantat (Abbildung 1) als erfolgreich erwiesen, die von einem Tier Überleben Perspektive und die Fähigkeit zur kontinuierlichen Transplantatüberleben zu bewerten. Dies wurde durch darüber liegende Haut nachgewiesen verbleibenden lebensfähigen, aktiven laufenden Allograft Haarwachstum und Herzschläge konnten mit Visualisierung und Finger Palpation bewertet werden. Überlebensdaten werden in 2 für...

Um die kombinierte Allotransplantation von soliden Organen und vaskularisierten Kompositen zu untersuchen, beschreiben wir ein neuartiges heterotopes En-bloc-Modell für Brustwand-, Thymus- und Herztransplantationen bei Mäusen unter Verwendung einer zervikalen Non-Sewure-Manschettentechnik.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls ist die Einführung eines neuartigen Mausmodells der soliden Organ- und vaskularisierten Komposit-Allotransplantation, um die Auswirkungen von vaskularisiertem hämatopoetischem und primärem lymphatischem Gewebe von Spendern auf die Immuntoleranz und das verlängerte Überleben von Allotransplantaten zu untersuchen. Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen im Bereich der rekonstruktiven Transplantation zu beantworten, wie z.B. die Rolle von vaskularisiertem Knochen und Thymus bei der Toleranzinduktion. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass zum ersten Mal ein kombiniertes vaskularisiertes Knochenmark und Thymus mit einem soliden Organ, dem Herzen und dem immunologisch vielseitigen Massenmodellsystem transplantiert wird.Die Implikationen dieser Technik reichen von der immunologischen Grundlagenforschung bis hin zur therapeutischen Umsetzung in den klinischen Bereich, um komplexe Gewebedefekte zu behandeln und gleichzeitig das Langzeitüberleben bei der Transplantation solider Organe zu verbessern. Dieses Verfahren wird von Dr. BC Oh und Dr. Georg Furtmüller demonstriert, die als Postdoktoranden in der Abteilung für Plastische und Rekonstruktive Chirurgie an der Johns Hopkins University tätig sind. Verwenden Sie zunächst nach der Anästhesie einer männlichen Spendermaus gemäß dem Textprotokoll mit sterilen Handschuhen eine mechanische Haarschneidemaschine, um die Haare aus der Hals-, Brust- und Bauchregion zu entfernen.Legen Sie das Tier auf eine sterile Operationsfläche, in Rückenlage. Befestigen Sie einen Nasenkegel und halten Sie den Isoflurangehalt bei 1 bis 2 %Vor dem Hautschnitt bereiten Sie die Inzisionsstelle umfassend vor, indem Sie mit einem sterilen Wattestäbchen das Antiseptikum Povidon-Jod auftragen, gefolgt von Isopropylalkohol. Übertragen Sie die Hautschnitte mit einer Schere oberflächlich auf die Hals- und Bauchhaut.Verbinden Sie beide Schnitte beidseitig, entlang der Mittelachsellinien. Präparieren Sie mit einer Mikrozange die Halsregion beidseitig, um die äußeren Halsvenen zu identifizieren. Und mit 6-0 Seidennaht ligieren Sie die Gefäße, bevor Sie sie mit einer Schere teilen.Teilen Sie dann mit einem Elektrokauter die Muskeln sternocleidomastoideus, um die Vena jugularis interna und die Arteria carotis communis beidseitig freizulegen. Führen Sie eine 6 0 Seidennaht unter den linken und rechten Arteria carotis communis bzw. den Vena jugularis interna in großen Mengen durch. Mit bipolarem Elektrokauter und scharfer Dissektion die Muskeln des Brustmuskels und die Schlüsselbeine teilen, um die Gefäße unter Schlüsselbein freizulegen.Verwendete eine 6-0-Seidennaht, um die Gefäße proximal zu ligieren und zu teilen. Fassen Sie dann vorsichtig den Penis des Tieres und ziehen Sie ihn zurück. Lokalisieren Sie entlang des Penisrückens die Dorsalvene und verwenden Sie Isopropylalkohol, um die Region zu desinfizieren.Injizieren Sie dann mit einer 30-Gauge-Nadel 30.000 Einheiten Heparin intravenös durch die dorsale Vene und lassen Sie den Penis in seine ursprüngliche Position zurückweichen. Mit den zuvor platzierten Volumenbindern um die Arteria carotis communis und die Vena jugularis interna werden die Strukturen bilateral ligatisiert und geteilt. Machen Sie nun mit einer Schere einen Querschnitt, um Zugang zur Bauchhöhle zu erhalten.Nehmen Sie den Darm aus, um die intrahepatische untere Hohlvene freizulegen, und injizieren Sie zwei Milliliter kalte EuroCollins-Kardioplegielösung in die intrahepatische untere Hohlvene. Stellen Sie eine ordnungsgemäße Injektion sicher, indem Sie Leberverfärbungen und den Stillstand des Herzschlags sichtbar machen. Mit einer Schere wird der Zugang zur Brusthöhle über einen beidseitigen Zwerchfellschnitt vom freiliegenden Bauch aus erfolgt, wobei der Schnitt cephalad durch die Interkostalmuskulatur und die Rippen verlängert wird.Die Zahnseide für den Lungenstamm und das Herz mit EuroCollin-Lösung ist entscheidend, um zu verhindern, dass Mikrothromboembolien möglicherweise im Koronarkreislauf verbleiben. Nach der Injektion von kalter EuroCollins-Lösung in die superhepatische untere Hohlvene gemäß dem Textprotokoll ist die Wurzel der Aorta zu identifizieren und distal zur absteigenden Aorta zu verfolgen. Schneiden Sie die absteigende Aorta scharf ab und bewahren Sie dabei die maximale Länge.Identifizieren Sie nun den Lungenstamm und teilen Sie ihn nur proximal zu seinem Astpunkt, wobei die maximale Länge erhalten bleibt. Spülen Sie dann mit zwei Millilitern kalter EuroCollins-Kardioplegielösung den Lungenstamm und das Herz, indem Sie einen weichen Kunststoffbandkatheter in das Lumen des Lungenstamms einführen. Mit der Seidennaht 6-0 die untere Hohlvene, den Zusammenfluss der Lungenvenen und der akzessorischen Äste der beidseitigen oberen Hohlvene, ligieren und teilen.Untersuchen und präparieren Sie dann das Herzcephalad von den Ansätzen entlang der Hauptstammbronchien und der Luftröhre mit Sorgfalt, um nicht in die Atemwege zu gelangen. Präparieren Sie mit einem scharfen und bipolaren Elektrokauter die Brustwand, den Thymus und das Herz und befreien Sie es vollständig von der Spendermaus. Zum Schluss schneiden Sie die Brustwand des Allotransplantats ex vivo mit einer Schere entlang des Brustbeins und der lateralen Costa auf eine kleinere Größe ab und achten Sie darauf, die inneren Brustgefäße nicht zu stören.Um Blutungen nach einer Revaskularisation zu minimieren, verwenden Sie eine bipolare Elektrokauterisation entlang der Ränder des osteomuskulokutanen Brustbeins. Nachdem Sie die Empfängermaus gemäß dem Textprotokoll vorbereitet haben, platzieren Sie die Maus in Rückenlage und winkeln Sie die rechte obere Extremität mit einer leicht unterlegenen Ausrichtung an, so dass ein 110-Grad-Winkel zwischen dem Kopf und der rechten oberen Extremität gebildet wird. Machen Sie einen Schnitt von der Mittellinie entlang des rechten unteren Randes des Unterkiefers und verlängern Sie den Schnitt infralateral in den rechten Brustbereich.Bei stumpfer Dissektion mit einer mikrovaskulären Zange wird die Vena jugularis externa mobilisiert, indem das Gefäß zirkumentiell vom Weichgewebe befreit wird und Adventitia. Verwenden Sie Elektrokauter, um alle Äste zu teilen, und entfernen Sie den rechten Lappen der Unterkieferdrüse mit scharfer Dissektion und Elektrokauter, um den Platz für das Allotransplantat freizugeben. Stellen Sie sicher, dass die Halsvene ausreichend lang ist, um über eine Manschette zu streichen, und ligieren Sie die äußere Halsvene mit einer 6-0-Seidennaht.Führen Sie dann die Vene durch das Lumen einer vorgestanzten Polyamidmanschette ein und fixieren Sie den Gefäßmanschettenkomplex mit einer mikrovaskulären Bulldoggenklemme. Ziehen Sie die Manschette an und verwenden Sie eine 10-0-Nylonnaht, um sie zu fixieren. Während der bipolaren Elektrokauterisation den rechten M. sternocleidomastoideus teilen, um die Arteria carotis communis freizulegen.Mobilisieren Sie mit einer Pinzette und einer stumpfen Dissektion die Arterien cephalad bis zum distalsten Punkt innerhalb der Halsregion, indem Sie Weichgewebe und umgebende Adventitien entfernen. Mit einer 6-0-Seidennaht die Arteria carotis communis ligatisieren und teilen. Führen Sie die Arterie durch das Lumen einer vorgestanzten Polyamidmanschette und befestigen Sie sie mit einer mikrovaskulären Bulldoggenklemme so nah wie möglich am Thoraxeingang.Teilen Sie dann das Gefäß distal. Verwenden Sie einen mikrochirurgischen Dilatator, um das Gefäß vorsichtig zu erweitern, legen Sie es über die Manschette und verwenden Sie eine 10-0-Nylonnaht, um es an Ort und Stelle zu fixieren. Unter Beibehaltung steriler Bedingungen legen Sie das absteigende Aortenlumen des Spenders über das arterielle Manschettenkonstrukt des Empfängers und verwenden Sie eine 10-0-Nylonnaht, um es an Ort und Stelle zu fixieren.Bilden Sie eine ähnliche Anastomose zwischen der Spenderpulmonalarterie und dem umgestülpten Konstrukt der äußeren Jugularvenenmanschette der Empfängermaus. Entfernen Sie dann die mikrovaskuläre Venusklemme und anschließend die arterielle Klemme. Untersuchen Sie anschließend das gesamte Allotransplantat auf Blutungen und, falls vorhanden, mildern Sie die Blutung gemäß dem Textprotokoll.Untersuchen Sie das Transplantat und stellen Sie die Blutstillung sicher, bevor Sie die arterielle mikrovaskuläre Klemme lösen und vollständig entfernen. Beobachten Sie das Herz, um Anzeichen einer Reperfusion zu erkennen, die sich sofort bei einer schnellen Volumenausdehnung der Herzkammern bemerkbar machen, und warten Sie, bis die Abperlung innerhalb von 30 bis 60 Sekunden beginnt. Befeuchten Sie das Herz mit warmer Kochsalzlösung und bringen Sie dann die Brustwand in eine anatomische Position, um kein Abknicken oder Spannungen auf den Anastomosen hervorzurufen.Verwenden Sie abschließend 6-0 Nylonnähte, um die Haut der Operationswunde zu verschließen und die postoperative Versorgung gemäß dem Textprotokoll durchzuführen. Die Durchführung einer End-to-End-Anastomose ohne Nahtmanschette, die Aufrechterhaltung einer sorgfältigen Blutstillung mit Elektrokauter während der Reperfusion und die Sicherstellung der Perfusion aller Komponenten des Kompositgewebediagramms sind die wichtigsten Schritte des Verfahrens. Das kombinierte VCA- und Festorgan-Allotransplantat wird über die zuvor platzierte Polyamidmanschette im Hals des Empfängers montiert, was die optimale Transplantatposition und die sorgfältige Montage des Spendergefäßes auf dem Konstrukt der Manschette veranschaulicht.Das hier demonstrierte Design des Allotransplantats erwies sich als machbar für die Aufrechterhaltung der Perfusion an der Brustwand mit minimalen Auswirkungen auf das Empfängertier. Hier werden Überlebensdaten für syngenisch transplantierte Mäuse vorgestellt. Die mittlere Überlebenszeit betrug mehr als 109 Tage, was darauf hindeutet, dass der technische Aspekt des transplantierten Allotransplantats darauf ausgelegt ist, die gesamte Brustwand, den Thymus und das Herz zu durchbluten.Darüber hinaus ist dieses Mausmodell nicht nur machbar, sondern kann auch repliziert werden. Einmal gemeistert, kann diese Technik in 90 Minuten durchgeführt werden, wenn sie in einem Zwei-Team-Ansatz durchgeführt wird. Bei diesem Eingriff ist es wichtig, sich daran zu erinnern, dass die Blutstillung während des gesamten Eingriffs von größter Bedeutung ist und die Minimierung des Knickens während des Allotransplantateinsatzes ebenfalls sehr wichtig ist.Diese Technik ebnet Forschern auf dem Gebiet des rekonstruktiven Transports und des Transports fester Organe den Weg, um die Rolle von vaskularisiertem Knochenmark und Thymus als potenzielle Ergänzungen zum Transport fester Organe zu untersuchen, um das Überleben von Allotransplantaten zu verbessern. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie ein Mausmodell für den kombinierten Allotransport von soliden Organen und vaskularisierten Kompositen durch eine heterotope Entblockungs-Brustwand-, Thymus- und Herztransplantation etablieren können.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Die Maus heterotope Herztransplantation Modell wurde von vielen Forschern nachgewiesen worden, eine wichtige Methode zur Untersuchung von Mechanismen der Abstoßung und Immunantwort werden. Allerdings sind die eingesetzten Techniken erforderlich noch eine Herausforderung. Durch die Modifikation Standard-Techniken haben wir Erfolg mit mehr als 1000 Transplantationen.

Heterotope Herztransplantation in Mäuse

Die murine Gebärmutterhalskrebs Herztransplantation Modell ist für immunologische sowie Ischämie Reperfusionsschaden Studien gut geeignet. Wir modifizierten das Verfahren mit einem nicht-Nahttechnik und Manschette durchgeführt mehr als 1.000 erfolgreiche Transplantationen mit diesem Ansatz.  Hier stellen wir weitere Einzelheiten dieser Technik, um das Video zu ergänzen.

Murine Cervical Herztransplantation Modell mithilfe eines modifizierten Cuff-Technik

Es wird eine Technik für das mikrochirurgische Verfahren zur heterotopen Transplantation von Herzen bei Mäusen demonstriert, einschließlich vereinfachter Methoden für die Spenderentnahme und die Anastomose der Empfängergefäße.

Eine modifizierte Methode zur Heterotope Maus Herz-Transplantation

Die Manschettentechnik verkürzt und erleichtert das Modell der heterotopen zervikalen Herztransplantation bei Mäusen, indem technisch anspruchsvolle Nahtanastomosen kleiner Gefäße vermieden werden. Die technischen Details, die in diesem Videopapier gezeigt werden, sollten es Forschern ermöglichen, dieses Modell in ihren Labors zu etablieren.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

Hier beschreiben wir ein präklinisches Großtiermodell (Schweine) der orthotopischen Herztransplantation, das fest etabliert und zur Untersuchung neuartiger kardioprotektive Strategien genutzt wurde.

Ein präklinisches Porcine-Modell der orthotopischen Herztransplantation

Eine neuartige Technik zur Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem heterotopen abdominalen Mausherztransplantationsmodell wird demonstriert.

Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem abdominalen Mausherztransplantationsmodell

Im vorliegenden Protokoll wird ein Maus-Herztransplantationsmodell verwendet, um den Mechanismus der kardialen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. In diesem heterotopen Herztransplantationsmodell wird die Operationseffizienz verbessert und das Überleben von Herztransplantaten durch eine zervikale End-to-End-Anastomose der Herzimplantation unter Verwendung einer modifizierten Manschettentechnik sichergestellt.

Eine modifizierte Manschettentechnik für das zervikale heterotope Herztransplantationsmodell der Maus

Maus-Herztransplantationsmodelle stellen wertvolle Forschungswerkzeuge für die Untersuchung der Transplantationsimmunologie dar. Das vorliegende Protokoll beschreibt die heterotope zervikale Herztransplantation der Maus, bei der Manschetten auf die gemeinsame Halsschlagader des Empfängers und den Lungenarterienstamm des Spenders gelegt werden, um einen laminaren Blutfluss zu ermöglichen.

Heterotope zervikale Herztransplantation der Maus mit Gefäßmanschetten

Dieses Protokoll stellt eine manschettenfreie, nahtbasierte heterotope zervikale Herztransplantationstechnik bei Mäusen vor, die darauf ausgelegt ist, die zuverlässige Platzierung eines zweiten heterotopen Herztransplantats zur Bewertung der donorspezifischen Immuntoleranz unter physiologischen Bedingungen mit minimaler Interferenz durch Fremdmaterial zu ermöglichen.

Manschettenfreies, nahtbasiertes zervikales Modell für sekundäre heterotopische Herztransplantation zur Bewertung der spenderspezifischen Immuntoleranz bei Mäusen

Dieses Protokoll präsentiert eine vereinfachte, end-zu-seitige Nahtanastomose-Technik für die Zervikalherztransplantation der Maus und bietet ein robustes und reproduzierbares Modell zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie.

Zervikale heterotopische Mausherztransplantation mit End-to-Side-Anastomose-Technik zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie

Erfahren Sie ein neues Mausmodell für heterotope Brustwand-, Thymus- und Herztransplantation zur Untersuchung immunologischer Toleranzmechanismen. Diese Methode ermöglicht wichtige Erkenntnisse für die rekonstruktive Transplantationschirurgie.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

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