Name: Heterotope Renal Autotransplantation in einem Schweine-Modell: Eine Schritt-für-Schritt-Protokoll (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-02-21T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 47 s
Description: Lernen Sie die heterotope Nierenautotransplantation im Schweinemodell für Transplantationsforschung. Diese Methode demonstriert chirurgische Techniken zur Optimierung der Nierengraftfunktion und dient als Grundlage für zukünftige Organerhaltungsstudien.

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Wir danken der Sorin Group (Mailand, Italien), XVIVO Perfusion Inc. (Göteborg, Schweden) und Braun AG (Melsungen, Deutschland) für ihre Unterstützung. Wir danken der John David and Signy Eaton Foundation sehr für die Unterstützung.

Alle Tiere erhielten humane Pflege und alle Studien, die wir im Einklang mit der Politik und den Richtlinien des Canadian Council on Animal Care durchgeführt. Alle Verfahren wurden unter Einsatz von Tieren Protokolle durchgeführt, die von der University Health Network Institutional Animal Care Committee genehmigt. Hinweis: Eine schematische Übersicht des Studienprotokolls in Abbildung 1 dargestellt. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/53765/53765fig1.jpg" /> Abbildung 1. Studienprotokoll. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53765/53765fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> 1. Tiere <ol><li> Verwenden männlich Yorkshire Schweine (30 kg) in diesem Protokoll. </li></ol> 2. Nierentransplantat Retrieval <ol><li> Die präoperative Verfahren <ol><li> Haus der männliche Yorkshire Schweine in einer Forschungseinrichtung für sie mindestens eine Woche zu akklimatisieren. Verwenden intramuskuläre Injektion eines Cephalosporin der dritten Generation, wie Ceftiofur, für 3 Tage das potentielle Risiko von Infektionen mit Streptococcus suis und Salmonella zu reduzieren. Schnell die Schweine für mindestens 6 Stunden vor Einleitung der Narkose Aspiration zu verhindern. </li><li> Initiieren Betäubung des Molches durch eine intramuskuläre Injektion von Ketamin (20 mg / kg), Atropin (0,04 mg / kg) und Midazolam (0,3 mg / kg). Anschließend transportieren das Tier aus dem Gehäuse Anlage in den Operationssaal (OR). </li><li> Legen Sie das Schwein in Rückenlage auf dem OP-Tisch. Lassen Sie das Schwein 2 l Sauerstoff spontan mit 5% Isofluran zu atmen. Expose die Stimmbänder mit einer Kehlkopfspiegel und sprühen sie mit 2% Lidocain topische Lösung Intubation-induzierte Laryngospasmen zu verhindern. Nach der Intubation mit einem 6,5-mm-Rohr, blockieren die Manschette mit 3-5 ml Luft. Hinweis: Kapnometrie bestätigt die korrekte position des Trachealtubus. </li><li> Verringern Sie die Isofluran-Gas auf 2,5%. Stellen Sie den Ventilator auf 14-16 Atemzügen / min und dem Atemvolumen zu 10-15 ml / kg Körpergewicht. Überwachen Sie die Schweine eng. Die Herzfrequenz und Sauerstoffsättigung durch Pulsoxymetrie aufgenommen. Bestätigen richtige Betäubung durch verminderte Herzfrequenz (unter 150 Schläge / min) und der Blutdruck (systolisch unter Werte von 100 mmHg) sowie Abwesenheit von Schweine-Bewegungen (keine Verwendung von Muskelrelaxantien). </li><li> Unter sterilen Bedingungen einführen einen 9,5 P. Single-Lumen Dauerkatheter in die innere Halsschlagader mit Seldingertechnik 27. verwenden Kurz gesagt, eine Nadel in die Vene zu durchstechen. Nach dem Führungsdraht einzuführen, ersetzen Sie die Nadel mit dem Peel-away-Einführungs, gefolgt von Ersatz des Drahtes mit der Gefäßkatheter. Befestigen Sie den Katheter in die Haut ein 3-0 Seide oder nicht resorbierbaren monofile Faden verwenden. <ol><li> Verwalten 500 mg Metronidazol, 1 g Cefazolin, und 20 mg Pantoprazol. AnzeigeMinister 200 ml Ringer-Lactat-Lösung mit 5% Dextrose (D5W) und 1 ml Fentanyl Citrat pro Stunde intravenös in der gesamten Operation. Übernehmen Veterinäraugensalbe auf die Augen Trockenheit während der Narkose zu verhindern. </li></ol></li></ol></li><li> Chirurgische Prozedur <ol><li> Nach Steril Desinfektion und Berichterstattung über das Operationsfeld, führen Sie einen Mittellinienschnitt von 25 cm in der Länge. Legen Sie eine Rückziehvorrichtung. Cover gross und Dünndarm mit einem Handtuch und positionieren sie auf der linken Seite für einen optimalen Zugang zu der rechten Niere. </li><li> Befreien Sie die Harnleiter und die rechte Niere selbst von anhaftendem Gewebe mit dem Brenneisen. </li><li> Präparieren Sie die rechte Nierenvene und Arterie die Brenneisen, bis ihre Herkunft aus der unteren Hohlvene und die Aorta mit jeweils frei. Um arterieller Vasospasmus zu vermeiden, sollte die Verabreichung von 30-65 mg Papaverin betrachtet werden. </li><li> Nach vollständigem Nieren Dissektion, Krawatte (Seide, 3-0) und den Harnleiter distal schneiden. VORBEREITUNGea Schüssel mit Eis und eine sterile Orgel Tasche. </li><li> Erstens, klemmen die Nierenarterie nahe der Aorta und der zweite, klemmen die Nierenvene Nähe der Hohlvene Schiff Schellen. Als nächstes Resektion der Nierentransplantate und sofort kanülieren die Nierenarterie mit einer Kanüle Nierenarterie. Verwenden Sie 500 ml eiskaltem Histidin-Tryptophan-Ketoglutarat (HTK) Lösung, die das Blut zu spülen. Bewahren Sie die Niere auf Eis bis zur Transplantation. </li><li> In situ, schließen Sie die restlichen Nierenarterie mit einer Ligatur (Seide, 2-0) und der renalen Vene mit einer fortlaufenden Naht (Prolene, 6-0). </li><li> Nach dem Einchecken für Blutungen der sezierten Bereich, schließen Sie die Bauchdecke mit einer fortlaufenden Naht (Monofil, 1) und die Haut mit einem 3-0 Seide oder nicht resorbierbaren monofile Faden .. </li></ol></li><li> Die postoperative Verfahren <ol><li> Befestigen Sie den Katheter subkutan mit einer Naht (Seide, 3-0) und Tunnel es zu dem Rücken des Schweins unerwünschte Manipulationen zu verhindern. Nachdem das Schwein anfällig platzieren, sukunft (Seide, 3-0) der Katheter fest an der Haut. </li><li> Wean das Schwein vom Beatmungsgerät und lassen Sie ihn in seiner Wohnanlage nach Extubation erholen. Verwalten Ringerlaktat intravenös zur Volume-Erweiterung und zu verwalten, 0,3 mg Buprenorphin zur Analgesie. Sie haben noch kein Tier unbeaufsichtigt lassen, bis es genügend Bewusstsein zu halten Brustlage wiedererlangt hat. </li></ol></li></ol> 3. Nieren-Transplantation Transplantation <ol><li> Die präoperative Verfahren <ol><li> Anesthetize das Schwein mit intravenöser Injektion von Propofol (1-2 mg / kg Körpergewicht), gefolgt von einer kontinuierlichen Infusion von Propofol in einer Menge von 50-100 mg / hr. Re-intubieren das Schwein wie in Schritt 2.1.3 und 2.1.4 und stellen Sie die Isofluran-Gas zu 3-4%. </li><li> Verwalten 1 g Cefazolin und 20 mg Pantoprazol iv Während der Operation, verwenden das gleiche Narkoseprotokoll, wie in 2.1.4 beschrieben. </li><li> Nach Steril Desinfektion, machen einen Schnitt von 4 cm neben der Luftröhre. Präparieren Sie die tiUSGABE die Halsschlagader freizulegen. Fahren Sie über-holt Pinzette und eine Seidenkrawatte (2-0) um die Arterie. Verwenden Sie die Seldinger-Technik ein Kunststoffkatheter einzuführen kontinuierlich Druck des arteriellen in der gesamten Operation zu messen. Alternativ können nicht-invasive Blutdruckmessverfahren verwendet werden. </li></ol></li><li> Chirurgische Prozedur <ol><li> Nach Steril Desinfektion, öffnen Sie die Bauchhöhle durch die Maschen der Haut und Faszie Nähte Schneiden, Wiedereinführung der Wund-Spreizer in die Bauchhöhle, und positionieren den Darm auf die linke Seite zu belichten besseren Zugang zu den infra Schiffen zu ermöglichen. </li><li> Verpflanzen die erhaltenen Nierentransplantat End-to-Seite auf die infra Hohlvene und Aorta. Daher Hohlvene und Aorta über 5-8 cm über der iliakalen Bifurkation mit Pickups und Kauter sezieren. Wenn möglich, nicht stören die Lymphgefäße; falls nicht möglich, schließen Sie diese mit 5-0 Prolene Fäden. </li><li> Nach der Präparation Abschluss überprüfen for Blutungen und Gewebereste aus den Gefäßen zu entfernen. Stellen Sie sicher, dass eine vollständige Klemmung der Vena Cava und Aorta mit einem Satinsky Klemme möglich ist. </li><li> die Gegenseite (links) Nieren nächstes resezieren. Dazu positionieren Sie, den Darm nach rechts; sezieren den Harnleiter, die Niere selbst, die Nierenvene, und die Nierenarterie von anhaftendem Gewebe. Binden Sie die Harnleiter und die Blutgefäße und Resektion der Niere. Überprüfen Sie für Blutungen. </li><li> Positionieren Sie den Darm auf der linken Seite die infra Aorta freizulegen und Hohlvene. Injizieren Heparin (100 IU / kg Körpergewicht) und warten Sie mindestens 2 Minuten. </li><li> Venöse Anastomose: <ol><li> Verwenden Sie einen Satinsky Klemme vollständig die Hohlvene klemmen und einen Schlitz Einschnitt machen, die die Größe der Öffnung des Nierenvenenübereinstimmt, eine 11-Klinge. Pott Schere kann verwendet werden, um den Schlitz erstreckt. </li><li> die Niere in ein Tuch mit steriler Eis nach dem Wickeln, es aus dem Eis zu entfernen und in das Operationsfeld zu positionieren. Verwenden Sie zwei zweiarmigen 6-0Prolene Nahtmaterial eine Schädel- und eine Schwanz Ecke Stich durchzuführen. </li><li> Approximieren Sie die Niere, die obere Ecke binden und eine fortlaufende Naht mit 6-0 Prolene durchführen, mit der Rückwand beginnen. Nach 2/3 beendet haben, das andere Ende des Verbindungs ​​verwenden, um die Naht an der Vorderseite zu vervollständigen. Nach der Schädel Stiche zu binden, an der Schwanz Ecke die Maschen binden. </li><li> Positionieren Sie eine Bulldogge Klemme an der Nierenvene und öffnen Sie die Satinsky Klemme. Schauen Sie sich die Anastomose für Blutungen. </li></ol></li><li> Arterielle Anastomose: <ol><li> Verwenden Sie die Satinsky wieder spannen, um vollständig die Aorta klemmen. Verwenden Sie ein 11 Messer einen Schlitz Einschnitt zu machen, um die Öffnung der Nierenarterie entspricht. Verwenden Sie ein 4,0 mm Rundstempel eine saubere Öffnung zu sichern. </li><li> Verwenden Sie einen 6-0 Prolene Naht die arterielle Anastomose durchzuführen, bei der Empfängerseite beginnen. Stellen Sie sicher, dass die arterielle Endothel ist in jeder Naht enthalten eine Dissektion zu verhindern. Inzwischen einen kontinuierlichen Tropf von 10 ml beginnen norepinephrine (16 mg / 250 ml) in 500 ml Ringer-Laktat verdünnt und titriert den systolischen Druck über 100 mmHg zu halten. </li><li> Injizieren Verapamil intraarteriell vor Beendigung des arteriellen Anastomose und Verwalten Papaverin topisch auf die Außenseite des Gefäßes Vasospasmus zu verhindern. </li><li> Positionieren Sie eine Bulldogge Klemme an der Nierenarterie und öffnen Sie die Satinksy Klemme. Schauen Sie sich die Anastomosen für Blutungen. </li><li> Packen Sie die Niere aus dem Tuch und entfernen Sie das Eis. Öffnen Sie die Venen Bulldog Klemme zum einen durch die arterielle Bulldog Klemme gefolgt. Nach Reperfusion, sollten Urinproduktion sofort beginnen. </li><li> Verwenden Tuch eine günstige Position für die Transplantat zu sichern und eine homogene Reperfusion halten. </li></ol></li><li> Harnleiter-Anastomose: <ol><li> Verwenden Pott Schere den Harnleiter aus dem Transplantat zu öffnen und den Empfänger über eine Länge von 0,5 cm. </li><li> Verwenden zwei 6.0 Polyester, Poly (p-Dioxanon) -Nahtmaterial für die Seite-an-Seite ureTeral Anastomose. Führen Sie eine Ecke stich auf jeder Seite, dann die Rückwand zunächst in kontinuierlicher Weise ausgeführt werden, durch die Vorderwand gefolgt. </li><li> das Tuch Nach Blutung Überprüfung, zu entfernen und einige des Dünndarms im Bereich der Nieren wickeln Sie es in Position zu halten. Schließen Sie die Bauchdecke mit zwei monofile ein Nähten. Schließen Sie die Haut mit 3-0 Seide oder nicht resorbierbaren monofile Faden. </li><li> Pflegen Sie den systolischen Druck über 100 mmHg kontinuierlich durch sorgfältig die Noradrenalin-Infusion titriert, bis das Schwein in Bauchlage gebracht worden ist. </li></ol></li></ol></li><li> Die postoperative Verfahren <ol><li> Nach Bauchdeckenverschluss, wie oben erwähnt, warm halten das Schwein ein Heizkissen und Wärmezirkulation Decke verwenden. Entfernen Sie die arterielle Leitung, schließen Sie das Einstichloch in der Arterie mit einem 6-0 Prolene stich und schließen Sie die Einschnittstelle. </li><li> Schalten Sie das Schwein auf Bauchlage, stoppen Sie den Noradrenalin-Tropf und entwöhnen das Schwein vom Beatmungsgerät. alNieder das Schwein in ihrer Wohnanlage zu erholen und überwachen es eng seine glatte Erholung von der Vorgehensweise zu gewährleisten. Nehmen Blutgasproben jede Stunde über die Vena Katheter implantiert. Geben Ringer-Laktat zu Ersatzvolumen und zu verwalten, 0,3 mg Buprenorphin zur Analgesie. </li><li> Nach Extubation, zur Überwachung der Schweine eng, bis es spontan zu trinken kann. Sie haben noch kein Tier unbeaufsichtigt lassen, bis es genügend Bewusstsein zu halten Brustlage wiedererlangt hat. Nicht ein Tier zurück, die Operation an die Firma von anderen Tieren unterzogen wurde, bis sie vollständig erholt. </li></ol></li></ol> 4. Postoperative Follow Up <ol><li> Verwalten 0,3 mg Buprenorphin iv alle 8 Stunden für mindestens 2 Tage nach der Operation oder länger, wenn nötig. Routinemäßig eine einzige prophylaktische Dosis von Antibiotika während der Operation zu verwalten. Im Falle Anzeichen einer Infektion, Cefazolin 1 g iv zweimal pro Tag und Metronidazol iv einmal täglich verabreichen, bisklinische Besserung eintritt. Verwalten Ringerlaktat, bis das Schwein ausreichend Wasser trinkt. 1.000 IU Heparin kann verwendet werden, um den Katheter zu verriegeln Gerinnung zu verhindern. </li><li> Sammeln Sie Blutproben über die Vena Katheter und Urinproben des Schweins klinischen Zustands und die Nierenfunktion zu beurteilen. </li><li> Für Euthanasie, induzieren Anästhesie des Schweins mit Propofol iv (5-10 ml) und halten es mit Isofluran 5%. Intubate das Schwein, wie oben beschrieben. Nach relaparatomy und Sammlung Nierengewebeprobe, Herzstillstand durch intravenöse Injektion von 40 mval KCl induzieren. </li></ol>

<ol><li>Wolfe, R. A., Ashby, V. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+mortality+in+all+patients+on+dialysis%2C+patients+on+dialysis+awaiting+transplantation%2C+and+recipients+of+a+first+cadaveric+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant.</a> N Engl J Med. 341 (23), 1725-1730 (1999).</li>
<li>Ingsathit, A., Kamanamool, N., Thakkinstian, A., Sumethkul, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+advantage+of+kidney+transplantation+over+dialysis+in+patients+with+hepatitis+C%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Survival advantage of kidney transplantation over dialysis in patients with hepatitis C: a systematic review and meta-analysis.</a> Transplantation. 95 (7), 943-948 (2013).</li>
<li>Tonelli, M., Wiebe, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+review%3A+kidney+transplantation+compared+with+dialysis+in+clinically+relevant+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Systematic review: kidney transplantation compared with dialysis in clinically relevant outcomes.</a> Am J Transplant. 11 (10), 2093-2109 (2011).</li>
<li>Global Observatory on Donation & Transplantation. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.transplant-observatory.org/Pages/home.aspx">http://www.transplant-observatory.org/Pages/home.aspx</a> (2014).</li>
<li>Matas, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((OPTN%2FSRTR+Annual+Data+Report+2012%3A+Kidney%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">OPTN/SRTR Annual Data Report 2012: Kidney.</a> Am J Transplant. 14, Suppl 1. (2014).</li>
<li>Rahmel, A. Annual Report 2013 - Eurotransplant International Foundation. . , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.eurotransplant.org/cms/mediaobject.php?file=AR20135.pdf">https://www.eurotransplant.org/cms/mediaobject.php?file=AR20135.pdf</a> (2013).</li>
<li>Morrissey, P. E., Monaco, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donation+after+circulatory+death%3A+current+practices%2C+ongoing+challenges%2C+and+potential+improvements%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Donation after circulatory death: current practices, ongoing challenges, and potential improvements.</a> Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).</li>
<li>Maggiore, U., Oberbauer, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+to+increase+the+donor+pool+and+access+to+kidney+transplantation%3A+an+international+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrol+Dial+Transplant%22%5BJournal%5D)">Strategies to increase the donor pool and access to kidney transplantation: an international perspective.</a> Nephrol Dial Transplant. 30 (2), 217-222 (2014).</li>
<li>Summers, D. M., Johnson, R. J., Hudson, A., Collett, D., Watson, C. J., Bradley, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+donor+age+and+cold+storage+time+on+outcome+in+recipients+of+kidneys+donated+after+circulatory+death+in+the+UK%3A+a+cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Effect of donor age and cold storage time on outcome in recipients of kidneys donated after circulatory death in the UK: a cohort study.</a> Lancet. 381 (9868), 727-734 (2013).</li>
<li>Wadei, H. M., Heckman, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+kidney+function+between+donation+after+cardiac+death+and+donation+after+brain+death+kidney+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Comparison of kidney function between donation after cardiac death and donation after brain death kidney transplantation.</a> Transplantation. 96 (3), 274-281 (2013).</li>
<li>Moers, C., Smits, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Machine+perfusion+or+cold+storage+in+deceased-donor+kidney+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation.</a> N Engl J Med. 360 (1), 7-19 (2009).</li>
<li>Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pig+kidney%3A+anatomical+relationships+between+the+intrarenal+arteries+and+the+kidney+collecting+system.+Applied+study+for+urological+research+and+surgical+training%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training.</a> J Urol. 172 (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).</li>
<li>Bagetti Filho, H. J. S., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pig+kidney%3A+anatomical+relationships+between+the+renal+venous+arrangement+and+the+kidney+collecting+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system.</a> J Urol. 179 (4), 1627-1630 (2008).</li>
<li>Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+large+pig+for+renal+ischemia-reperfusion+and+transplantation+studies%3A+the+preclinical+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model.</a> J Biomed Biotechnol. 2011 (21), 532127(2011).</li>
<li>Gallinat, A., Paul, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+oxygenation+in+hypothermic+machine+perfusion+of+kidneys+from+heart+beating+donors%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Role of oxygenation in hypothermic machine perfusion of kidneys from heart beating donors.</a> Transplantation. 94 (8), 809-813 (2012).</li>
<li>Thuillier, R., Allain, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Benefits+of+active+oxygenation+during+hypothermic+machine+perfusion+of+kidneys+in+a+preclinical+model+of+deceased+after+cardiac+death+donors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Benefits of active oxygenation during hypothermic machine perfusion of kidneys in a preclinical model of deceased after cardiac death donors.</a> J Surg Res. 184 (2), 1174-1181 (2013).</li>
<li>Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Yates, P. J., Snoeijs, M. G. J., van Heurn, E. L. W., Nicholson, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+pilot+study+assessing+the+feasibility+of+a+short+period+of+normothermic+preservation+in+an+experimental+model+of+non+heart+beating+donor+kidneys%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">A pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys.</a> J Surg Res. 171 (1), 283-290 (2011).</li>
<li>Delpech, P. O., Thuillier, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+warm+ischaemia+combined+with+cold+preservation+on+the+hypoxia-inducible+factor+1%CE%B1+pathway+in+an+experimental+renal+autotransplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Effects of warm ischaemia combined with cold preservation on the hypoxia-inducible factor 1α pathway in an experimental renal autotransplantation model.</a> Br J Surg. 101 (13), 1739-1750 (2014).</li>
<li>Kirk, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crossing+the+bridge%3A+large+animal+models+in+translational+transplantation+research%5BTitle%5D)+AND+%22Immunol+Rev%22%5BJournal%5D)">Crossing the bridge: large animal models in translational transplantation research.</a> Immunol Rev. 196, 176-196 (2003).</li>
<li>Golriz, M., Hafezi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Do+we+need+animal+hands-on+courses+for+transplantation+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery.</a> Clin Transplant. 27, Suppl 25. 6-15 (2013).</li>
<li>He, B., Musk, G. C., Mou, L., Waneck, G. L., Delriviere, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laparoscopic+surgery+for+kidney+orthotopic+transplant+in+the+pig+model%5BTitle%5D)+AND+%22JSLS%22%5BJournal%5D)">Laparoscopic surgery for kidney orthotopic transplant in the pig model.</a> JSLS. 17 (1), 126-131 (2013).</li>
<li>Faure, A., Maurin, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+experimental+porcine+model+of+heterotopic+renal+autotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation.</a> Transplant Proc. 45 (2), 672-676 (2013).</li>
<li>Hosgood, S. A., Yates, P. J., Nicholson, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((1400W+reduces+ischemia+reperfusion+injury+in+an+ex-vivo+porcine+model+of+the+donation+after+circulatory+death+kidney+donor%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">1400W reduces ischemia reperfusion injury in an ex-vivo porcine model of the donation after circulatory death kidney donor.</a> World J Transplant. 4 (4), 299-305 (2014).</li>
<li>Ghanekar, A., Mendicino, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+induction+of+fgl2+contributes+to+thrombosis+during+acute+vascular+xenograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Endothelial induction of fgl2 contributes to thrombosis during acute vascular xenograft rejection.</a> J Immunol. 172 (9), 5693-5701 (2004).</li>
<li>Ghanekar, A., Lajoie, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+in+rejection+of+human+decay+accelerating+factor+transgenic+pig-to-primate+renal+xenografts+with+administration+of+rabbit+antithymocyte+serum%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Improvement in rejection of human decay accelerating factor transgenic pig-to-primate renal xenografts with administration of rabbit antithymocyte serum.</a> Transplantation. 74 (1), 28-35 (2002).</li>
<li>Cowan, P. J., Cooper, D. K. C., d'Apice, A. J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+xenotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+Int%22%5BJournal%5D)">Kidney xenotransplantation.</a> Kidney Int. 85 (2), 265-275 (2014).</li>
<li>Seldinger, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Catheter+replacement+of+the+needle+in+percutaneous+arteriography%3B+a+new+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+radiol%22%5BJournal%5D)">Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique.</a> Acta radiol. 39 (5), 368-376 (1953).</li>
<li>Hanto, D. W., Maki, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraoperative+administration+of+inhaled+carbon+monoxide+reduces+delayed+graft+function+in+kidney+allografts+in+Swine%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Intraoperative administration of inhaled carbon monoxide reduces delayed graft function in kidney allografts in Swine.</a> Am J Transplant. 10 (11), 2421-2430 (2010).</li>
<li>Maathuis, M. -H. J., Manekeller, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+kidney+graft+function+after+preservation+using+a+novel+hypothermic+machine+perfusion+device%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Improved kidney graft function after preservation using a novel hypothermic machine perfusion device.</a> Ann Surg. 246 (6), 982-991 (2007).</li>
<li>Gallinat, A., Paul, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypothermic+reconditioning+of+porcine+kidney+grafts+by+short-term+preimplantation+machine+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Hypothermic reconditioning of porcine kidney grafts by short-term preimplantation machine perfusion.</a> Transplantation. 93 (8), 787-793 (2012).</li>
<li>Snoeijs, M. G., Matthijsen, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autologous+transplantation+of+ischemically+injured+kidneys+in+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Autologous transplantation of ischemically injured kidneys in pigs.</a> J Surg Res. 171 (2), 844-850 (2011).</li>
<li>Golriz, M., Fonouni, H., Nickkholgh, A., Hafezi, M., Garoussi, C., Mehrabi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pig+kidney+transplantation%3A+an+up-to-date+guideline%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline.</a> Eur Surg Res. 49 (3-4), 121-129 (2012).</li>
<li>Hosgood, S. A., Bagul, A., Yang, B., Nicholson, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+relative+effects+of+warm+and+cold+ischemic+injury+in+an+experimental+model+of+nonheartbeating+donor+kidneys%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">The relative effects of warm and cold ischemic injury in an experimental model of nonheartbeating donor kidneys.</a> Transplantation. 85 (1), 88-92 (2008).</li>
<li>Hoyer, D. P., Gallinat, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+oxygen+concentration+during+hypothermic+machine+perfusion+on+porcine+kidneys+from+donation+after+circulatory+death%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Influence of oxygen concentration during hypothermic machine perfusion on porcine kidneys from donation after circulatory death.</a> Transplantation. 98 (9), 944-950 (2014).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Das Modell der Schweinenieren-Transplantation bietet eine einzigartige Gelegenheit, 14 in den Bereich der menschlichen Transplantation wegen Ähnlichkeiten in der chirurgischen Aspekte, Physiologie, Biochemie und Immunologie zu fördern. Je nach Zweck der experimentellen Studie hat das Modell der Nierenautotransplantation mehrere Vorteile gegenüber der Allotransplantation Modell. Obwohl mehrere Gruppen gute Funktion des Nierentransplantats nach 28 Allotransplantationen berichten, Immunsuppression bei Schweinen ist eine Herausforderung, vor allem in der Nierentransplantation. Die präoperative Blutprobe analysiert Kompatibilität für Schweine-Leukozyten-Antigen (SLA), um sicherzustellen, sind machbar, aber teuer und unpraktisch 14. Postoperativ vorgeschlagen Immunsuppressiva wie Tacrolimus und Cyclosporin (Calcineurin-Inhibitoren, CNI) oral verabreicht oder iv 28. Die orale Verabreichung ist unpraktisch, da in der Regel Schweine verweigern oral medica zu schluckention. Darüber hinaus könnte Darm Hindernisse ausreichende Absorption von immunsuppressiven Medikamenten und Wartung von therapeutischen Wirkstoffspiegel vermeiden. Die kontinuierliche Infusion von CNI des iv in aktiven Tieren ist technisch anspruchsvoll. Iv Bolus-Gabe führt zu hohen Spitzenwerten, die Toxizität führen. So ist für die Untersuchung neuer Konservierungstechniken hat das Modell der Nierenautotransplantation mehrere Vorteile. In den repräsentativen Ergebnissen der oben gezeigt Nierentransplantat allotransplantated, verzögert und erhöhte Spitzen von Kreatinin und BUN zeigen Ablehnung, die durch histologische Begutachtung nachgewiesen. Die Schweine-Modell der Autotransplantation hat vorher benutzt worden 14,18,29 neue Konservierungstechniken zu untersuchen. Allerdings variieren die berichteten postoperativen Serum-Kreatinin und BUN-Werte von autotransplanted Schweine in einem Heart-Beating-Szenario stark je nach Versuchsanordnung 22,30 </sup&gt;. Der Heart-Beating-Donor-Protokoll wir hier präsentieren, ergibt sich eine geringe postoperative Serum-Kreatinin-Spitzenwert von 2,8 mg / dl (± 0,7) und BUN Spitze von 25,3 mg / dl (± 7,4). Diese Ergebnisse sind vergleichbar mit den niedrigen Spitzenwerte präsentiert von Hanto und Kollegen 28 und Snoeijs und Kollegen 31. Um ein erfolgreiches Ergebnis nach Nierentransplantation in einem Schweine-Autotransplantation Modell gewährleisten, haben wir mehrere wichtige technische Faktoren identifiziert, die die Geschwindigkeit bestimmter Komplikationen zu minimieren. Die Verwendung von Histidin-Tryptophan-Ketoglutarat-Lösung (HTK) reduziert das Risiko von Vasospasmus aufgrund seiner geringeren Gehalt an Kalium wenn University of Wisconsin (UW) Lösung verglichen. Um die Gefahr von Vasospasmen am Punkt der Reperfusion zu verringern, können Verapamil in die Nierenarterie injiziert werden, und Papaverin kann während der Wiedergewinnung und nach Reperfusion topisch verabreicht werden. Darüber hinaus titriert eine Dauertropf von Noradrenalin zu haltender systolische Blutdruck über 100 mm Hg gewährleistet eine homogene Reperfusion. Es ist sinnvoll, diese Blutdruck zumindest zu halten, bis das Schwein anfällig positioniert ist. Darüber hinaus ist das Positionieren des Transplantat transplantiert wichtig Knicken der neu anastomosiert Blutgefäße zu verhindern. Daher ist es hilfreich, die kontralateralen linken Niere vor dem Vernähen der Anastomosen des Transplantats zu resezieren umfangreiche mechanische Manipulation zu vermeiden. die Harnleiter-Anastomose, Packdünndarms um die Transplantat sichert seine Position nach dem Verschluss der Bauchdecke Nach Abschluss. Komplikationen wie Darmbehinderungen durch Abknicken des Darms sind selten beobachtet, kann aber zu schweren Komplikationen, darunter Ileus, Darmperforation und zum Tod führen. Insgesamt genaue Operationstechnik, aufmerksam Anästhesie und eine engmaschige Überwachung während sich gute klinische Ergebnis und die Organfunktion gewährleisten folgen. Arterielle und venöse Anastomose kann perfomit verschiedenen Techniken RMED. Orthotope Platzierung des Transplantats ermöglicht End-zu-End-Anastomosen der Nierenarterie und Vene. Im Falle von heterotope Transplantation kann das Transplantat in das kontralaterale Nieren fossa für End-to-End-Anastomosen positioniert werden, auf dem Beckenbehälter oder direkt die distale Aorta. Heterotope Transplantation mit Anastomosen Aorta und cava direkt in End-to-Side-Technik sind in diesem Modell bevorzugt, da sie das Risiko von Thrombosen und Vasospasmus 32 verringern kann. Anatomische Variationen mit sehr frühen venösen Verzweigungen könnte auf die Notwendigkeit von Nähen zwei getrennten venösen Anastomosen führen. Wenn die Arterie oder Vene relativ kurz sind, kann das Transplantat 180 ° gedreht werden Länge der Gefäße zu erhalten. Harnleiter-Seite-an-Seite-Anastomose kann gute experimentelle Ergebnisse zu erzielen, ohne Verengungen oder Urinleck zu komplizieren. Im Allgemeinen bietet das Schweinemodell der Nierentransplantation Vorteile im Vergleich zu anderen Tiermodellen. als described oben gibt es gewisse Ähnlichkeiten zwischen der Schweine- und menschlichen Einstellung, die relativ schnell Übersetzung neuer Techniken in die klinische Praxis ermöglicht. Die Technik der Transplantation ist technisch einfacher im Vergleich zu Nagetiermodellen. Zusätzlich kann durch Platzierung von Kathetern kann peripheren Blutproben einfach und für weitere Untersuchungen gesammelt werden verarbeitet. Die Sammlung von Urin erlaubt eine zusätzliche Beurteilung von Nierenversagen und Funktion. Zu Urinproben, eine perkutane Katheter Sammeln in die Harnblase eingelegt werden. Um zu vermeiden, Manipulation durch den Schwein, sollte das distale Ende subkutan auf den Rücken des Tieres werden getunnelt. Eine weitere Option für Urinsammlung ist die Verwendung von Stoffwechselkäfigen, die längeren Erhebungszeiträume ermöglichen die Kreatinin-Clearance und Konzentration zusätzlicher Biomarker im Urin zu schätzen. Sonographie, CT-Scans und MRI-Bilder sind möglich. Spende nach Kreislauf Tod Protokolle können durch die Anwendung warmen nachgeahmt werdenIschämie vor der Wiederherstellung. Darüber hinaus sind Schweine relativ einfach, wenn kastriert zu handhaben ihr aggressives Verhalten zu begrenzen. Nachteile sind die hohen Kosten der Tierkauf, Wohnungswesen, chirurgische und andere medizinische Geräte und Arbeitskräfte. Diese Faktoren können dazu führen, dass es nicht möglich ist, eine große Zahl von Tieren in jeder Arbeitsgruppe zu gehören. Ferner, im Vergleich zu Nagermodellen, gibt eine begrenzte Anzahl von Referenzen in der Literatur für Schweine normative biologischen Daten zur Verfügung. Als Alternative zur Bewertung der neu entwickelte Techniken, wie neuartige Konservierungsverfahren haben andere Gruppen die Normothermie ex vivo Reperfusion als Alternative zu Nierentransplantation 33,34 beschrieben. Diese Technik ist einfacher durchzuführen und weniger teuer. Allerdings sieht standardisiert Nierentransplantat-Transplantation ein Modell mehr ähnlich der klinischen Praxis und ermöglicht einen längeren Zeitraum verfolgen. Daher dient es für eine realistischere Transplantats beurteilenment. Zusammenfassend stellt die Schweinemodell heterotoper Nierenautotransplantation eine klinische Bedeutung Szenario innovative neue Ansätze zur Verbesserung der Nierentransplantat Ergebnisse zu untersuchen. Insbesondere bietet dieses Protokoll wichtige technische Details, die erfolgreiche Etablierung eines Nierenautotransplantation Modell erleichtert und ermöglicht die schnelle Umsetzung neuer Erkenntnisse in die klinische Studien.

Nierentransplantation ist die Behandlung der Wahl für Patienten mit Nierenerkrankungen im Endstadium, da die Morbiditäts- und Mortalitätsraten im Vergleich zur Dialyse 1-3 niedriger sind. Trotz erheblicher Verbesserungen bei den Patientenergebnissen nach einer Nierentransplantation stellt der Mangel an Transplantaten weltweit immer noch eine große Herausforderung dar. Die Zahl der Patienten, die auf eine Nierentransplantation warten, übersteigt bei weitem die Anzahl der verfügbaren Organe von 4-6. Um die Anzahl der für eine Transplantation verfügbaren Nieren zu erhöhen und die Wartezeiten der Patienten zu verkürzen, werden weitere Quellen für Nierentransplantate benötigt. 
Häufig werden Nierentransplantate von Standard-Kriterienspendern (SCD) und Spendern mit erweiterten Kriterien (ECD) aus der Spende nach Hirntod (DBD) sowie Nieren, die von Lebendspendern (LDKT) gewonnen wurden, verwendet. Seit den 1990er Jahren wurde eine zunehmende Anzahl von Nierentransplantaten im Rahmen einer Spende nach Kreislauftod (DCD) entnommen, um den Spenderpool weiter zu erweitern 7,8. DCD- und ECD-Nierentransplantate zeigen jedoch akzeptable, aber verminderte Ergebnisse nach der Transplantation, abhängig von verschiedenen Faktoren, wie z. B. dem Alter des Spenders, warmen und kalten Ischämiezeiten und der verwendeten Konservierungstechnik 9-11. Daher ist zusätzliche Forschung erforderlich, um das Outcome von Patienten, die marginale Nierentransplantate erhalten, zu verbessern und den Spenderpool weiter zu vergrößern.
Das Schweinemodell der Nierentransplantation ist gut etabliert und bietet ein klinisch wichtiges Szenario, um innovative Ansätze zur Verbesserung der Ergebnisse von marginalen Nierentransplantaten zu untersuchen. Im Gegensatz zu den Nieren von Nagetieren und Hundenieren, die einlobulär sind, sind die Nieren des Schweins und des Menschen multilobulär und anatomisch ähnlich, insbesondere in Bezug auf das arterielle, venöse und harnorganische Sammelsystem 12,13. Darüber hinaus weisen die Nieren des Schweins und des Menschen Ähnlichkeiten in der Pathophysiologie der Ischämie-Reperfusionsverletzung (IRI), der Biochemie und den immunologischen Parametern auf 14. Daher eignet sich die Nierentransplantation von Schweinen gut zur Untersuchung neuer Organerhaltungsmethoden für marginale Nierentransplantate 15-17, zur Modellierung menschlicher IRI 18, zur Untersuchung immunologischer Signalwege und der Allotransplantattoleranz 19, zur chirurgischen Ausbildung 20-22, zur Erprobung neuer pharmakologischer Therapien 23, zur Implementierung neuer medizinischer Geräte und zur Untersuchung neuer immunologischer Mechanismen bei der Xenotransplantation 24-26.
Die Transplantationseinstellungen für Nieren, Schweine und Menschen sind nicht vollständig analog. Dieser Artikel konzentriert sich auf wichtige technische Details, die die erfolgreiche Etablierung eines renalen Autotransplantationsmodells erleichtern. Die speziesangepasste prä- und postoperative Unterbringung, die Verabreichung einer Narkose mit engmaschigem Monitoring und abgestimmte Operationstechniken werden im Protokoll beschrieben und im Video demonstriert. Die Resektion der kontralateralen nativen Niere bietet die Möglichkeit, die Funktion der transplantierten Niere zu beurteilen. Die Platzierung von Venen- und Harnkathetern und die Verwendung von Stoffwechselkäfigen ermöglichen eine tiefergehende Beurteilung. Für Studien, die darauf abzielen, alternative Methoden zur Konservierung von Transplantaten und Mechanismen der IRI zu untersuchen, sind Autotransplantationsmodelle den Allotransplantationsmodellen überlegen, da sie die Komplikationen und verwirrenden Verzerrungen vermeiden, die mit der Abstoßung und Verwendung von immunsuppressiven Medikamenten verbunden sind.

<table><tbody><tr><td>Anästhesiegerät</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anästhesiegerät, Optimax</td><td>Moduflex Anästhesiegerät</td><td>SN5180</td><td></td></tr><tr><td>Infusionspumpe 3.000</td><td>SIMS Graseby LTD.</td><td></td><td></td>SN300050447</tr><tr><td>Infusionspumpenlinie</td><td>Smith Medical ASD Inc.</td><td>21-0442-25</td><td></td></tr><tr><td>Intravenöser Dauerkatheter (9,5 Fr)</td><td>Cook Medical Company</td><td>G01865</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurandampf 19.1</td><td>Draeger Medical Canada Inc.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Mallinckrodt, Trachealtubus, 6,5 mm</td><td>Covidien Kanada</td><td>86449</td><td></td></tr><tr><td>Temperaturtherapie-Pad</td><td>Gaymar Industries Inc</td><td>TP26E</td><td></td></tr><tr><td>Beatmungsgerät, AV 800</td><td>DRE Medizinische Geräte</td><td>40800AVV</td><td></td></tr><tr><td>Warm Touch, Patientenerwärmungssystem</td><td>Nellcor/ Covidien Kanada</td><td>5015300A</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Unternehmen</td><td><>Katalognummer</td><td>Kommentare</td></tr><tr><td>Chirurgische Geräte</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Abdominal Retractor</td><td>Medite GmbH</td><td>07-0001-00</td><td></td></tr><tr><td>Aorta-/Venenstanze 4,0 mm, rund</td><td>Scanlan International Inc.</td><td>1001-602</td><td></td></tr><tr><td>De Bakey, Atraumatisches Peripheriegerät, Klemme</td><td>Aesculap Inc.</td><td>FB463R</td> De Bakey-Beck<td></td></tr><tr><td>, Atraumatische Hohlvene, Klemme</td><td>Aesculap Inc.</td><td>FB519R</td><td></td></tr><tr><td>De Bakey, Atraumatische Mini-Bulldogge, Straight</td><td>Aesculap Inc.</td><td>FB422R</td><td></td></tr><tr><td>De Bakey, Atraumatische Mini-Bulldogge, gebogen</td><td>Aesculap Inc.</td><td>FB423R</td><td></td></tr><tr><td>De Bakey, Atraumatische Koarktationsklemme, abgewinkelt</td><td>Aesculap Inc.</td><td>FB453R</td><td></td></tr><tr><td>Sezierklinge #11</td><td>Feder Rasierhobel Co.</td><td>089165B</td><td></td></tr><tr><td>Anschluss (1/4") mit männlichem Luer-Lock</td><td>Sorin Group Inc.</td><td>AB1452</td><td></td></tr><tr><td>Liver Admin Set (flush line)</td><td>CardioMed Supplies Inc</td><td>17175</td><td></td></tr><tr><td>Maxon, 1</td><td>Covidien Canada</td><td>606173</td><td></td></tr><tr><td>Med-Rx Suction Connecting Tube</td><td>Benlan Inc.</td><td>70-8120</td><td></td></tr><tr><td>Organtasche</td><td>CardioMed Supplies Inc</td><td>2990</td><td></td></tr><tr><td>Potts &ndash; De Martel, Schere</td><td>Aesculap Inc.</td><td>BC648R</td><td></td></tr><tr><td>Kanüle für die Nierenarterie, 1.6"</td> <td>Sorin Group Inc.</td><td>VC-11000</td><td></td></tr><tr><td>Sofsilk, 2-0</td><td>Covidien Canada</td><td>S405</td><td></td></tr><tr><td>Sofsilk, 3-0</td><td>Covidien Canada</td><td>S404</td><td></td></tr><tr><td>Satinsky, suprahepatische Cava-Klemme</td><td>Aesculap Inc.</td><td>FB605R</td><td></td></tr><tr><td>Saugspitze</td><td>Tyco Healthcare Group LP</td><td>8888501023</td><td></td></tr><tr><td>Surgipro II, 6-0</td><td>Covidien Canada</td><td>VP733X</td><td></td></tr><tr><td>Valleylab, Kauterstift</td><td>Covidien Canada</td><td>E2515H</td><td></td></tr><tr><td>Valleylab, Force Tx</td><td>Valleylab Inc.</td><td></td><td></td>216151480</tr><tr><td>Valleylab, Patientenrückführungselektrode</td><td>Covidien Kanada</td><td>E7507</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Unternehmen</td><td>Katalognummer</td><td><>Kommentare</td></tr><tr><td>Medikamente</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Atropinsulfat 15 mg/30 ml</td><td>Rafter 8 Produkte</td><td>238481</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin 0,3 mg/ml</td><td>RB Pharmaceuticals LDT</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Ceftiofur 3 mg/ml</td><td>Pfizer Canada Inc.</td><td>11103</td><td></td></tr><tr><td>Cefazolin 1 g</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td><td></td><td></td>2237138</tr><tr><td>Fentanylcitrat 0,25 mg/5 ml</td><td>Sandoz Canada Inc.</td><td></td><td></td>2240434</tr><tr><td>Heparin 10.000 iU/10 ml</td><td>Sandoz Canada Inc.</td><td>10750</td><td></td></tr><tr><td>Histidin-Tryptophan-Ketoglutarat (HTK)-Lösung</td><td>Methapharm</td><td>CU001LBG</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran 99,9%, 250 ml</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td><td></td><td></td>2231929</tr><tr><td>Ketaminhydrochlorid&nbsp; 5.000 mg/50 ml</td><td>Bimeda-MTC Animal Health Inc.</td><td></td><td></td>612316</tr><tr><td>Laktat-Ringer" s + 5% Dextrose 1 L</td><td>Baxter Corporation</td><td>JB1064</td><td></td></tr><tr><td>Laktat Ringer" s 1 L</td><td>Baxter Corporation</td><td>JB2324</td><td></td></tr><tr><td>Metronidazol 500 mg/100 ml</td><td>Baxter Corporation</td><td>870420</td><td></td></tr><tr><td>Midazolam 50 mg/10 ml</td><td>Pharmazeutische Partner von Canada Inc.</td><td></td><td></td>2242905</tr><tr><td>Noradrenalin 16 mg/250 ml Dextrose 5%</td><td>Baxter Corporation</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pantoprazol 40 mg</td><td>Sandoz Canada Inc.</td><td></td><td></td>2306727</tr><tr><td>Papaverin 65 mg/2 ml</td><td>Sandoz Canada Inc.</td><td>9881</td><td></td></tr><tr><td>Propofol 1.000 mg/100 ml</td><td>Pharmascience Inc.</td><td></td><td></td>2244379</tr><tr><td>Kochsalzlösung 0,9%, 1 L</td><td>Baxter Corporation</td><td>60208</td><td></td></tr><tr><td>Solu-Medrol 500 mg</td><td>Pfizer Canada Inc.</td><td></td><td></td>2367963</tr><tr><td>Verapamil</td><td>Sandoz Canada Inc.</td><td></td><td></td>2166739</tr><tr><td>Xylocain Endotracheal 10 mg/50 ml</td><td>AstraZeneca</td><td>2003767</td><td></td></tr></tbody></table>

heterotope renal autotransplantation in einem schweine-modell: eine schritt-für-schritt-protokoll

Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol

Nierentransplantation ist die Behandlung der Wahl für Patienten, die an einer Nierenerkrankung im Endstadium leiden. Sie bietet eine bessere Lebenserwartung und eine höhere Lebensqualität im Vergleich zur Dialyse. Obwohl sich die Ergebnisse für Patienten nach einer Nierentransplantation in den letzten Jahrzehnten erheblich verbessert haben, stellt der zunehmende Mangel an verfügbaren Organen weltweit ein ernstes Problem dar. Um den Spenderpool zu erweitern, werden nun marginale Nierentransplantate, die von Spendern mit erweiterten Kriterien (ECD) oder nach dem Kreislauftod (DCD) gespendet wurden, zur Transplantation akzeptiert. Um das postoperative Ergebnis dieser marginalen Transplantate weiter zu verbessern, muss sich die Forschung auf neue therapeutische Ansätze wie alternative Konservierungstechniken, Immunmodulation, Gentransfer und Stammzellverabreichung konzentrieren.
Experimentelle Studien in Tiermodellen sind der letzte Schritt, bevor neu entwickelte Techniken in die klinische Praxis umgesetzt werden können. Die Nierentransplantation bei Schweinen ist ein hervorragendes Modell für die Transplantation beim Menschen und ermöglicht die Erforschung neuartiger Ansätze. Der große Vorteil des Schweinemodells ist seine anatomische und physiologische Ähnlichkeit mit dem menschlichen Körper, die eine schnelle Umsetzung neuer Erkenntnisse in klinische Studien ermöglicht. Dieser Artikel bietet ein chirurgisches Schritt-für-Schritt-Protokoll für ein Autotransplantationsmodell und hebt Schlüsselfaktoren hervor, um den experimentellen Erfolg sicherzustellen. Eine adäquate prä- und postoperative Unterbringung, eine aufmerksame Anästhesie und konsequente Operationstechniken führen zu günstigen postoperativen Ergebnissen. Die Resektion der kontralateralen nativen Niere bietet die Möglichkeit, die Funktion des Transplantats nach der Transplantation zu beurteilen. Das Anlegen von Venen- und Harnkathetern und der Einsatz von Stoffwechselkäfigen ermöglichen eine weitere detaillierte Abklärung. Für Langzeit-Follow-up-Studien und die Untersuchung alternativer Techniken zur Erhaltung von Transplantaten sind Autotransplantationsmodelle Allotransplantationsmodellen überlegen, da sie die verwirrende Verzerrung vermeiden, die durch Abstoßung und immunsuppressive Medikation entsteht.

Im Folgenden werden die Ergebnisse der Nierenautotransplantation Experimenten (n = 4) gezeigt. Nach der anfänglichen Transplantat Retrieval, erholten sich die Schweine in ihrem Wohngebiet. Inzwischen wurden die Nierentransplantate für einen Durchschnittszeit von 7 h 35 min (± 18 min) auf Eis gelagert. Nach Reinduktion der Anästhesie und wiederholen Laparotomie wurden die kontralateralen Nieren reseziert und die Kalt gespeichert Transplantate heterotop transplantiert, wie beschrieben. Nach der Entwöhnung vom Ventilator, wurden Schweine von der Operation erholt und für 10 Tage (siehe Abbildung 1) verfolgt. Täglich (1-4 postoperativen Tag; pod) oder jeden zweiten Tag (6-10 pod) wurden Blutproben gesammelt Blutgasanalysen durchzuführen; zu beurteilen, wurden die Nierenfunktion, Serum-Kreatinin und Blutharnstoffstickstoff (BUN) -Werte geschätzt. Zum Vergleich sind die Ergebnisse eines allotransplanted Nierentransplantat dargestellt. Zur Immunsuppression, erhielt dieses Schwein Cyclosporin 100 mg po und Cortisone 250 mg ivbid Die Operationstechnik verwendet wurde, war das gleiche wie in dem Autotransplantat-Protokoll; keine Zeit wurde warme Ischämie angewendet. Alle Schweine waren in gutem klinischen Zustand während des Follow-up-Periode. Die Serum-Kreatinin und BUN-Werte ergeben, den höchsten Anstieg an Tag eins nach der Operation (Crea 2,8 ± 0,7 mg / dl, BUN 25,3 ± 7 mg / dl) und verringerte sich bis pod 10 (Crea 1,7 ± 0,4 mg / dl, BUN 10,7 ± 4 mg / dl) in der Nähe zu den ursprünglichen Ausgangswerten. Die allotransplanted Nierentransplantate zeigten höhere Kreatinin und BUN-Werte nach guten Anfangstransplantatfunktion, wenn sie auf die Autotransplantate verglichen, höchstwahrscheinlich auf Ablehnung (Abbildung 2 und 3). Säure-Base-Hämostase (Abbildung 4) und Elektrolyt-Niveau (Abbildung 5) waren stabil ohne Intervention. Die histologische Untersuchung zeigte bewahrt Tubulointerstitium im autotransplanted Niere (Figure 6), und interstitielle Entzündung diffundieren, Tubulitis und glomerulitis im allotransplanted Niere (Abbildung 7). <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/53765/53765fig2.jpg" /> Abbildung 2. Serum-Kreatinin-Werte. Serum-Kreatinin-Werte (Mittelwert und Standardabweichung) für Grundlinie und 10 nach der Operation. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53765/53765fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/53765/53765fig3.jpg" /> Abbildung 3. Serum BUN-Werte. Serum BUN-Werte (Mittelwert und Standardabweichung) für Grundlinie und 10 Tage nach der Operation. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53765/53765fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Abbildung 4. Säure-Base-Blutstillung. Säure-Base-Hämostase (Mittelwert und Standardabweichung) für Grundlinie und 10 Tage nach der Operation. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53765/53765fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/53765/53765fig5.jpg" /> Abbildung 5. Elektrolyt-Niveau. Elektrolyt-Niveau (Mittelwert und Standardabweichung) für Grundlinie und 10 Tage nach der Operation. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53765/53765fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 6" src="/files/ftp_upload/53765/53765fig6.jpg" /> Abbildung 6. Histologie (H &amp;# 38;.. E), 100-facher Vergrößerung Normale Tubulointerstitium im autotransplanted Niere 10 Tage nach der Operation <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53765/53765fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 7" src="/files/ftp_upload/53765/53765fig7.jpg" /> Abbildung 7. Histologie (H &amp; E), 100-facher Vergrößerung. Umfangreiche interstitiellen Entzündung, Tubulitis und glomerulitis, im Einklang mit Ablehnung, in der allotransplanted Niere 10 Tage nach der Operation. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53765/53765fig7large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

Schweinemodelle der Organtransplantation bieten eine wichtige Plattform, um Mechanismen der Organerhaltung zu untersuchen. In diesem Artikel wird ein heterotopes Modell der renalen Autotransplantation von Schweinen beschrieben, das es ermöglicht, neue Ansätze zur Verbesserung des Transplantationsergebnisses mit marginalen Nierentransplantaten zu untersuchen.

Heterotope Renal Autotransplantation in einem Schweine-Modell: Eine Schritt-für-Schritt-Protokoll

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality ...

Das übergeordnete Ziel dieses chirurgischen Eingriffs ist es, eine heterotope renale Autotransplantation in einem Schweinemodell zuverlässig durchzuführen und eine gute Nierentransplantatfunktion zu gewährleisten. Dieses Video und das begleitende Manuskript können helfen, Schlüsselfragen zur Durchführung eines heterotopen renalen Autotransports in einem Schweinemodell zu beantworten. Der Hauptvorteil dieses Videos besteht darin, dass es alle wichtigen Schlüsselaktionen enthält und die Unterschiede zwischen dem Schweine- und dem klinischen Modell hervorhebt, um eine angemessene Nierentransplantatfunktion nach der Transplantation zu gewährleisten.Nachdem Sie das Schwein betäubt und auf dem OP-Tisch vorbereitet haben, legen Sie die Stimmbänder mit einem Laryngoskop frei. Besprühen Sie die Sehnen mit der 2%igen Lidocainlösung, um intubationsinduzierte Krämpfe zu vermeiden. Dann intubieren Sie das Schwein mit einem 6,5-Millimeter-Schlauch und blockieren die Manschette mit drei bis fünf Millilitern Luft.Regulieren Sie den Verdampfer und bestätigen Sie eine tiefe Anästhesie, bevor Sie fortfahren. Sobald die Anästhesie bestätigt ist, führen Sie einen 9,5-Liter-Katheter mit einem einzigen Lumen in die Halsvene mit der Seldinger-Technik ein. Dabei wird die Vene punktiert, ein Führungsdraht eingeführt, die Nadel durch einen Peel-Away-Einführkopf ersetzt und der Draht durch den Katheter ersetzt.Befestigen Sie anschließend den Katheter mit einer 3-0-Seidennaht. Verwenden Sie während der gesamten Operation den Katheter, um einen Cocktail aus Antibiotika und Analgetika einzuführen. Tragen Sie außerdem Tierarztsalbe auf die Augen des Schweins auf, um Trockenheit zu verhindern.Nach der sterilen Desinfektion und Abdeckung des Operationsfeldes führen Sie einen 25 Zentimeter langen Mittellinienschnitt durch und setzen einen Retraktor ein. Decken Sie den Dick- und Dünndarm mit einem Handtuch ab und positionieren Sie sie zur linken Seite, um einen optimalen Zugang zur rechten Niere zu erhalten. Befreien Sie nun den Harnleiter und die rechte Niere selbst mit dem Kauter von anhaftendem Gewebe.Anschließend präparieren Sie die rechte Nierenvene und Arterie mit dem Kauter, bis sie von ihren Ursprüngen in der unteren Hohlvene und der Aorta befreit sind. Um arteriellen Vasospasmus zu vermeiden, kann es hilfreich sein, 30 bis 65 Milligramm Papavarin zu verabreichen. Nach Abschluss der Nierendissektion den Harnleiter mit einer 3-0 Seidennaht abbinden und den Harnleiter distal durchschneiden.Bereite zu diesem Zeitpunkt eine Schüssel mit Eis und einen sterilen Organbeutel vor. Um die Niere zu entnehmen, verwenden Sie Gefäßklemmen. Zuerst klemmen Sie die Nierenarterie in der Nähe der Aorta ein.Klemmen Sie zweitens die Nierenvene in der Nähe der Hohlvene ein. Als nächstes resezieren Sie das Nierentransplantat und legen es auf Eis. Kanülieren Sie nun sofort die Nierenarterie mit der Nierenarterienkanüle.Verwenden Sie 500 Milliliter eiskalte HTK-Lösung, um das Blut auszuspülen und die Niere bis zur Transplantation auf Eis zu lagern. In situ wird die verbleibende Nierenarterie mit einer Seidenligatur 2-0 verschlossen und die Nierenvene mit einer laufenden Prolene 6-0-Naht verschlossen. Nachdem Sie sich mit Blutungen befasst haben, schließen Sie den Bauch und die Haut.Befestigen Sie anschließend den Venenkatheter subkutan mit einer 3-0-Seidennaht und tunneln Sie ihn in den Rücken des Schweins, um unerwünschte Manipulationen zu verhindern. Nachdem Sie den Schweinebauch gelegt haben, nähen Sie den Katheter fest mit der Haut. Nach der Betäubung des Schweins und der sterilen Desinfektion der Operationsstelle machen Sie einen vier Zentimeter langen Schnitt neben der Luftröhre und präparieren Sie das Gewebe, um die Halsschlagader freizulegen.Führen Sie eine Overholt-Pinzette um die Arterie herum, um eine 2-0-Seidennaht zu positionieren. Verwenden Sie dann die Seldinger-Technik, um einen Kunststoffkatheter einzuführen, um den arteriellen Druck während der gesamten Operation kontinuierlich zu messen. Öffnen Sie anschließend die Bauchhöhle wieder wie zuvor.Transplantieren Sie nun das konservierte Nierentransplantat von Seite zu Seite in die infrarenale Hohlvene und die Aorta. Dazu präparieren Sie fünf bis acht Zentimeter der Hohlvene und der Aorta oberhalb der Beckengabelung mit Tonabnehmern und dem Kauter. Versuchen Sie, die Lymphgefäße zu meiden.Verschließen Sie sie bei Bedarf mit 5-0 Prolene-Nähten. Prüfen Sie, ob es blutet, und entfernen Sie restliches Gewebe aus den Gefäßen. Das Ziel ist es, genügend Gefäße freizulegen, um Satinsky-Klemmen zu platzieren.Als nächstes resezieren Sie die kontralaterale Niere. Positionieren Sie zunächst den Darm nach rechts. Als nächstes präparieren Sie den Harnleiter, die Niere selbst, die Nierenvene und die Nierenarterie vom umgebenden Gewebe.Binden Sie dann den Harnleiter und die Blutgefäße ab. Sezieren Sie nun die Niere und prüfen Sie, ob sie blutet. Positionieren Sie dann den Darm neu, um die infrarenale Aorta und die Hohlvene freizulegen.Injizieren Sie Heparin und warten Sie mindestens zwei Minuten. Nehmen Sie das Nierentransplantat und wickeln Sie es in ein Tuch mit sterilem Eis. Beginnen Sie mit der venösen Anastomose.Verwenden Sie eine Satinsky-Klemme, um die Hohlvene vollständig zu klemmen. Machen Sie dann mit einer Klinge Nummer 11 einen Schlitzschnitt, der die gleiche Größe wie die Öffnung der Nierenvene hat. Mit einer Topfschere kann der Schlitz bei Bedarf verlängert werden.Ich habe zwei doppelarmige 6-0 Prolene-Nähte verwendet, um einen kranialen und einen kaudalen Eckstich durchzuführen. Nehmen Sie nun die Schweineniere aus dem Eis und positionieren Sie sie im Operationsfeld. Führen Sie einen kranialen und einen kaudalen Eckstich am Transplantat durch.Als nächstes nähern Sie sich der Niere. Binden Sie den oberen Augenwinkel zusammen und führen Sie eine laufende Naht mit 6-0 Prolene durch, beginnend mit der Rückwand. Bei 2/3 des Weges verwenden Sie das andere Ende des Kabelbinders, um die Naht an der Vorderseite zu vervollständigen.Nachdem du die Schädelstiche gebunden hast, bindest du die Maschen am kaudalen Ecken. Positionieren Sie nun eine Bulldog-Klemme auf der Nierenvene, öffnen Sie die Satinsky-Klemme und kontrollieren Sie die venöse Anastomose auf Blutungen. Setzen Sie die Satinsky-Klemme auf die Aorta.Machen Sie dann einen Schlitzschnitt, der der Öffnung der Nierenarterie entspricht. Verwende eine Klinge mit der Nummer 11. Anschließend mit einem vier Millimeter großen runden Locher die Öffnung freimachen.Anschließend wird mit einer 6-0-Prolenen-Naht, beginnend von der Empfängerseite, die Anastomose durchgeführt. In jede Naht muss das arterielle Endothel einbezogen werden, um eine Dissektion zu verhindern. Beginnen Sie in der Zwischenzeit mit einem kontinuierlichen Streifen von 10 Millilitern Noradrenalin, verdünnt in 500 Millilitern Ringer-Laktat.Titrieren Sie diesen, um den systolischen Druck über 100 Millimeter Quecksilbersäule zu halten. Vor Abschluss der arteriellen Anastomose kann Verapamil intraarteriell verabreicht werden. Positionieren Sie nach Abschluss der Anastomose eine Bulldoggenklemme auf der Nierenarterie, öffnen Sie die Satinsky-Klemme und prüfen Sie, ob Blutungen vorliegen.Wickeln Sie nun die Niere weiter aus und entfernen Sie das Eis. Öffnen Sie zuerst die venöse Bulldoggenklemme, gefolgt von der arteriellen Bulldoggenklemme. Positionieren Sie die Niere so, dass eine homogene Reperfusion aufrechterhalten wird.Achten Sie darauf, Papaverin topisch auf das Gefäß zu verabreichen, um Vasospasmus zu verhindern. Nach der Reperfusion sollte die Urinproduktion sofort beginnen. Nun wird die Harnleiteranastomose durchgeführt.Beginnen Sie damit, den Harnleiter des Transplantats mit einer Topfschere über eine Längslänge von 0,5 Zentimetern zu öffnen. Machen Sie dasselbe mit dem Harnleiter des Empfängers. Verwenden Sie dann zwei 6-0 PDS-Nähte für eine seitliche Harnleiteranastomose.Führen Sie auf jeder Seite einen Eckstich aus und nähen Sie dann die Vorderwand kontinuierlich. Fahren Sie fort, indem Sie die Anastomose drehen, um die Rückwand freizulegen, und die Naht fortsetzen. Nach Abschluss der Anastomose auf Blutungen prüfen.Nun verschließen Sie die Bauchdecke mit zwei monofil one Nähten. Anschließend wird die Haut mit 3-0 Seidennähten verschlossen. Hielt den systolischen Druck des Schweins kontinuierlich über 100 Millimeter Quecksilber aufrecht, indem das Noradrenalin vorsichtig titriert wurde.Dies ist ein entscheidender Schritt auf dem Weg zum Verfahren. Überwachen Sie den systolischen Blutdruck so lange, bis das Schwein in Bauchlage gebracht wird. Es wurden vier Nierenautotransplantationen durchgeführt.Bei der ersten Transplantatentnahme wurden die Transplantate 7,5 Stunden lang auf Eis gelagert. Nachdem die Schweine vom Beatmungsgerät entwöhnt worden waren, wurden sie von der Operation erholt und 10 Tage lang nachbeobachtet. Aus den Blutproben wurden die Serumkreatinin- und Blutharnstoffstickstoffwerte geschätzt.Die gemessenen Werte zeigten adäquate Ergebnisse für die autotransplantierten Transplantate. Die erhöhten Serumkreatinin- und BUN-Werte des allotransplantierten Transplantats deuten auf eine Abstoßung des Transplantats hin. Auch die Säure-Basen-Hämostase und der Elektrolytspiegel waren ohne Intervention stabil.Die histologische Untersuchung zeigte ein konserviertes Tubulointerstitium in der autotransplantierten Niere, während die allotransplantierte Niere diffuse interstitielle Entzündungen, Tubulitäten und Glomerulitis aufwies. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man einen heterotopen renalen Autotransport im Schweinemodell durchführt. Um eine gute Funktion des Nierentransplantats nach einer Nierentransplantation zu gewährleisten, wurden die wesentlichen Unterschiede in den Operationstechniken im Vergleich zur menschlichen Umgebung aufgezeigt.

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