Name: Die Messung von Calcium Schwankungen innerhalb des Retikulum von kultivierten glatten Muskelzellen Mit FRET-basierten konfokale Imaging (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 5 s
Description: Lernen Sie die FRET-basierte konfokale Bildgebung zur direkten Messung von Calciumschwankungen im sarkoplasmatischen Retikulum glatter Muskelzellen. Diese Methode ermöglicht präzise Untersuchungen zellulärer Calciumdynamik.

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Diese Arbeit wurde durch Mittel aus der kanadischen Institutes of Health Research [MOP-1112666 zu CVB &amp; ME] unterstützt.

Ethik-Anweisung: Alle Experimente und Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Laboratory Biosafety-Richtlinien von der University of British Columbia, Vancouver, Kanada durchgeführt. 1. Herstellung von 35 mm Glasbodenkulturschalen für FRET-basierte konfokale Mikroskopie <ol><li> Bereiten Sie Platten mit dem folgenden Verfahren 36-48 Stunden vor den Experimenten. </li><li> Abrufen gewählt gallertartig Proteinmischung und 0,25% Trypsin-EDTA von -20 ° C Lagerung und halten sie in mobilen Eisbad bis zur Verwendung. HINWEIS: Die Beschichtungsproteinmischung sollte nur für einen kurzen Zeitraum auf RT ausgesetzt werden, um die Mischung zu verhindern, vor der Verwendung Verfestigen. Trypsin-Lösung sollte auch halten gekühlt werden, bis sie benötigt werden; alternativ kann Trypsin von -20 ° C Lagerung nach Beendigung von Schritt 1.5 abgerufen werden. </li><li> Bereiten Sie eine Verdünnung von 01.25 Proteinmischung: DMEM (ohne Zusatz von Serum, gekühlt). Übertragen geeigneten Volumen Proteinmischung / DMEM auf jede Platte vorbereitet. Für 35 mm Glasbodenplatten, fügen Sie etwa 200 ul voll Kreis inneren Glas auf der Unterseite der Platte abzudecken. </li><li> Lassen Platten für mindestens 30 min in der Sicherheitswerkbank und bei RT zu sitzen. Warmen DMEM mit 10% NCS bis 37 ° C in einem Wasserbad während dieser Zeitperiode. </li><li> Warm Trypsin in Wasserbad auf 37 ° C unmittelbar vor der nächsten Schritte. </li><li> Entfernen DMEM, die derzeit in Kulturkolben mit einer Glaspipette und abgesaugt werden. Waschboden des Kolbens mit warmem sterilem PBS verbleibenden DMEM Rückstände zu entfernen. </li><li> Vertreiben zuvor kultivierten glatten Muskelzellen aus Flaschenboden: HINWEIS: Flasche wurde festgestellt Tage zu diesem Schritt Zellen zu ermöglichen Vorbereitung zu erreichen gewünschten Konfluenz (ca. 80%) vor Platte. Die Zellen wurden in dem Kolben in 20 ml DMEM mit 10% NCS und inkubiert bei 37 ° C mit 5% CO 2 -Zufuhr 24 h ursprünglich suspendiert, wonach DMEM Versorgungs aktualisiert wurde , und die Zellen zurückgegeben wurden Inkubator. DMEM wurde aktualisiert Vorabendry 48 Stunden nach diesen ersten Schritten, bis die Zellen Konfluenz erreichten. <ol><li> Waschflasche schnell mit 1 ml Trypsin und dann 1 ml Trypsin entfernen Saugwirkung verwendet wird. </li><li> Fügen Sie in weiteren 1 ml Trypsin und lassen für längere Zeit (ca. 30-60 sec), Kolben swishing das Enzym in Kontakt mit dem gesamten Boden des Kolbens zu gewährleisten. </li><li> Beobachten Sie, wie viel Zellen unter einem Mikroskop abgelöst, bis sie mit der Trennung von Kolben zufrieden. Alternative Rascheln Trypsin-Lösung und die Kontrolle Zellablösung, bis zufrieden mit Anteil von Zellen aus Kolben getrennt. HINWEIS: Der Kolben kann für etwa 30-60 Sekunden in den Inkubator zurückgegeben werden, diesen Prozess zu beschleunigen, bei 37 ° C. </li><li> Sobald Zellen unter Verwendung von Trypsin abgelöst wurden, fügen Sie frisches DMEM mit 10% NCS in den Kolben die Trypsin Reaktion zu stoppen (ausreichendes Volumen , so dass Trypsin 1/8 des Gesamtvolumens in Kolben bildet). HINWEIS: Wenn beispielsweise ein 250-ml-Kulturkolben verwendet, würde dieswerden 7 ml DMEM auf die 1 ml Trypsin in 8 ml Zelllösung zu ergeben zugegeben. </li></ol></li><li> Transfer resultierende Zell Lösung aus dem Kolben zu einem sauberen (labeled) 50 ml konischen Röhrchen. </li><li> 1 ml frischem DMEM plus 10% NCS auf jeder Platte vorbereitet (ausreichend Medium 24 Stunden dauern). </li><li> Vorsichtig umdrehen jedes Pellet mehrere Male Zelllösung zu brechen Röhre enthält, die sich gebildet haben können. </li><li> Pipette Volumen sanft gemischten Zelllösung in jede Platte gewünscht. HINWEIS: Die empfohlene SMCs Nummer für dieses Protokoll überzogen ist 0,5-0,8 x 10 6 pro 35 mm Kulturschalen. Diese Zahlen können variieren vom Zelltyp abhängig und sollten von jedem Labor getestet und modifiziert werden. </li><li> Schwenken Sie die Platte gründlich rechts / links gleichmäßige Verteilung der Zellen über Glasboden zu gewährleisten. </li></ol> 2. Transiente Transfektion mit adenoviraler Vektor , der D1SR Ca 2+ Indicator <ol><li> Nach der Zugabe von mirdium und Zelllösung zu jeder Platte, lassen Platten bei 37 ° C mit 5% CO 2 Versorgung für mindestens 1 Stunde inkubieren Zellen zu ermöglichen richtig Glas auf der Unterseite der Teller zu befestigen. Überprüfen Platten unter einem Mikroskop bei 15-Minuten-Intervallen, bis die Zellen gut befestigt sind. </li><li> Abrufen Adenovirus-D1SR aliquoten von -80 ° C Lagerung und halten in der mobilen Eisbad auf biologischen Sicherheitsschrank zu transportieren. </li><li> Pipette gewünschte Dosis (Multiplizität der Infektion von 100) von gekühlter D1SR zu jeder Platte. HINWEIS: Die Berechnung für das Volumen der adenoviralen Lösung pro Platte erforderlich ist, hängt von der Virustiter in der ursprünglichen Vorratslösung, die als plaquebildenden Einheit (PFU) dargestellt wird. Basierend auf unserer Erfahrung empfehlen wir eine Vielzahl der Infektion (MOI) von 100, die als die Anzahl oder Viruspartikel interpretiert wird benötigt, um eine glatte Muskelzelle (SMC) in der Kulturplatte zu infizieren. </li><li> Inkubieren der infizierten Zellen bei 37 ° C mit 5% CO 2 -Zufuhr O / N. </li><li> Am nächsten Tag wieder aufzufüllen Zellen mit 1 ml frischem DMEM plus 10% NCS. </li><li> Inkubieren Platten in einem befeuchteten Inkubator bei 37 ° C in 5% CO 2 O / N. </li></ol> 3. Messung der SR Luminal Ca 2+ Mit FRET-basierten konfokale Imaging <ol><li> O / N Inkubation Nach Entfernen des Kulturmediums von der Platte. </li><li> Waschen der Kulturplatte mit 1 ml warmen physiologischen HEPES-PSS - Puffer , enthaltend (in mmol·L - 1) NaCl 140, Glucose 10, KCl 5, HEPES 5, CaCl 2 1,5 und MgCl 2 1 (pH 7,4) dreimal. </li><li> 1 ml frisches, warmes HEPES-PSS Puffer unmittelbar vor dem Beginn der Aufzeichnung. </li><li> Mit den ersten Bildgebung der FRET SE (sensibilisierten Emission) Anwendung (oder eine ähnliche Funktion) auf der konfokalen Mikroskops zugehörigen Software. <ol><li> Sobald Anwendung geöffnet ist, klicken Sie in das Register &quot;Einstellungen&quot; Einstellungen anpassen gewünschten experimentellen Bedingungen zu erreichen. </li> &lt;li&gt; Manuelle Kanaleinstellungen ändern, so dass die Zellen in der Folge bei 440 nm (für den Spender und FRET-Kanäle) angeregt werden und 513 nm (für den Akzeptor-Kanal). Sammeln Sie die Emissionswellenlängen bei 488 nm (für Spender) und 535 nm (für FRET und Akzeptor). </li><li> Eingestellt, die Intensität von Licht bei 15% Transmission bei 150 ms Anregungsbelichtungszeit von Zellen (Aufzeichnungszeit für drei sequentiellen GFP-Donor, FRET und YFP-Akzeptor-Kanäle) und 10 sec Intervallen zwischen den Belichtungen. </li></ol></li><li> Stabilisiert Platte auf dem Mikroskoptisch. </li><li> Verwenden Sie die &quot;Live&quot; Taste Bildauflösung zu überprüfen. Tweak-Einstellungen weiter, bis die gewünschte Auflösung erreicht ist. </li><li> Noch unter der Registerkarte &quot;Setup&quot;, um ein Bild der Probe nehmen Sie die &quot;Bild aufnehmen&quot; Taste. </li><li> Bewegen Sie sich auf die &quot;Auswertung&quot; Registerkarte, wählen Sie die entsprechende Methode die FRET-Effizienzen für die Experimente zur Berechnung getan. Methode 3, mit der Ratiometrisch Berechnung [E A (i) = B / A] Wird für Experimente empfohlen Chamäleons wie die D1SR Indikator beteiligt sind. </li><li> Umschalten auf den &quot;Graph&quot; Registerkarte können die Intensitätswerte aufgezeichnet in graphischer Form während des Experiments zu beobachten. </li><li> Zeichnen Sie einen ROI im Bildbetrachter die entsprechende mittlere Intensität dieser Bereich von Interesse in der Grafik als Experiment weiter zu beobachten. HINWEIS: Ermittler können auch wählen, mehrere ROIs zu ziehen und haben Intensitäten aufgezeichnet werden entsprechend und gleichzeitig auf dem Graphen angezeigt. Alternativ können die Ermittler einen einzelnen ROI für die erste Aufnahme umreißen, und fahren Sie durch das Öffnen des Experiments auf einer Datenanalyse orientierte Version der Software mehrere ROIs zu einem späteren Zeitpunkt zu skizzieren. HINWEIS: Weitere Einzelheiten über die Schritte, die erforderlich FRET-Experimente zur Einrichtung kann in FRET Anwendungs-Assistent-Handbüchern. Wenn das Mikroskop nicht mit dem FRET-Assistenten, das folgende Protokoll ausgestattet ist, verwendet werden, um die Parameter ein fürAufnahme manuell. </li><li> Starten Sie die Aufnahme und die Datenerfassung ermöglichen mindestens 3 min eine stetige basalen Aufzeichnung des Signals auf die Einführung des Mittels von Interesse vor zu gewährleisten. </li><li> Einführung Ca 2+ -moving Mittel (zB 2 uM Thapsigargin; 100 nm Endothelin-1) als Werkzeug zur Abreicherung SR Ca 2+, indem Sie manuell die vorbestimmte Dosis Pipettieren direkt in die Platte an einer Stelle , als in der Nähe der Region von Interesse sind wie möglich erfasst. Weiter für eine gewünschte Zeit nach der Behandlung der Aufnahme. </li><li> Capture-ratiometrisches FRET serielle Bilder (512 x 512 Pixel) mit einem 63X Ölimmersionsobjektiv des konfokalen inverses Mikroskop die FRET SE Anwendung. </li><li> Sammeln Sie Daten aus Bildgebung aus einem Cluster von 5-10 SMCs in jeder Region von Interesse (ROI) und anschließend formatieren und zu analysieren Statistiken basierte Software. <ol><li> Um Daten für eine spätere Verwendung zu speichern, Rechtsklick auf die aufgezeichneten Spur über und wählen Sie die Option &quot;Export&quot; zu Save die Tabelle mit aufgezeichneten mittleren Signalintensitäten auf dem gewählten Laufwerk des Forschers. </li><li> Normalisieren von Daten von jedem einzelnen Experiment, indem jeder Datenpunkt durch die Startintensitätswert dividiert zum Zeitpunkt 0 sec beobachtet. </li><li> Import normalisierte Daten aus Kalkulationstabellen in einem Statistikprogramm Projektdatei durch manuelles Kopieren und Einfügen relevanten Datenzeilen aus ihrem ursprünglichen Tabellen / sec. </li><li> Automatische Graphen erzeugen, um den Datensätzen entsprechen, in das Programm eingefügt. Hinweis: Die Standardprogrammeinstellungen erzeugen Liniendiagramme aus importierten Daten. Diagrammtyp angezeigt wird, kann durch Klicken auf den &quot;Wählen Sie eine andere Art von Graph&quot; Taste unter dem &quot;Change&quot; geändert werden, in der Hauptwerkzeugleiste Position. </li><li> Pool Daten mehrere unabhängige Studien innerhalb einer größeren Gruppe von identischen Experimenten in einem einzigen Datenblatt repräsentieren eine durchschnittliche Spur für den spezifischen Test durchgeführt, zu erzeugen. </li></ol></li></ol&gt; 4. Vorbereitung der cytoplasmatischen Ca 2+ Indicator <ol><li> Man löst 0,0125 g Pluronic Säure (PA) in 1 ml Dimethylsulfoxid (DMSO) in einer schwarzen Mikrozentrifugenröhrchen (kann das Rohr in mobilen Wasserbad erwärmen PA zu helfen aufzulösen). </li><li> Abrufen einer Röhre (50 ug) des cytoplasmatischen Ca 2+ Indikatorfarbstoffs (Fluo-4 AM) von -20 ° C der Lagerung. </li><li> Wickeln Sie das Rohr an Farbstoff in der Folie, um es zu schützen, so viel wie möglich von dem Kontakt mit Licht. </li><li> Pipette 45 ul der DMSO + PA-Lösung in das Rohr, den Farbstoff enthält. Wickeln DMSO + PA-Lösung in Folie und lagern bei RT. </li><li> Mischungs Inhalt des Röhrchens gründlich durch Lösungspolymerisation bis Pipettieren und unten mehrere Male. Alternativ beschallen für 10 min die Färbehülse. HINWEIS: Jede Methode gründlich den Farbstoff in der gesamten DMSO + PA-Lösung verteilt wird ausreichen, um; es ist einfach eine Frage der Präferenz des Prüfers. Wenn Ermittler Lösung zu beschallen wählt es,sollte in einem isolierten Bereich / Raum durchgeführt werden, wo andere werden durch den Lärm nicht betroffen. Forscher sollten auch schwere Schalldämpfer benutzen Ohren zu schützen. <ol><li> Wenn Lösung Beschallen, legen Folienwickelrohr der Farbstoff in einem Schaumrohrhalter und Platz im Inneren des 2/3 voll (mit dH 2 O) Ultraschallbad enthält. </li><li> Platz Ultraschallbad in isolierten Bereich / Raum und Energie Maschine (Kopfschutz gewährleisten ist an Ort und Stelle vor dem Beschallen Prozess initiieren). Lassen Sie Platz und lassen Sie Maschine für 10 Minuten laufen, bevor sie ab und das Abrufen der Röhre herunter (halten in Folie verpackt vor Licht zu schützen, so lange wie möglich). </li></ol></li><li> Aliquot der jetzt gründlich gemischte Lösung in dunklen Mikrozentrifugenröhrchen (5 ul pro Röhrchen, sollte in der Lage sein, 10 Röhren insgesamt zu machen). </li><li> Wickeln Sie jeden aliquoten Rohr in Folie. Beschriften Sie die Röhrchen und lagern in Trocken bei -20 ° C Bedingungen bis zur Verwendung. </li></ol> 5. Messung der cytoplasmatischen Ca 2+ <ol><li> Führen Sie die Schritte in 1,1-1,12 auf Kulturplatten von Rattenaorta SMCs vorzubereiten. </li><li> Entfernen Sie das Kulturmedium von der Platte bei 48 Stunden nach der Kultur. </li><li> Entfernen der zuvor hergestellten Aliquot von cytoplasmatischen Ca 2+ Anzeige (5 ul) von -20 ° C Lagerung und Aufrechterhaltung in mobilen Eisbad bis zur Verwendung. </li><li> Waschen der Kulturplatte mit 1 ml warmen physiologischen HEPES-PSS - Puffer , enthaltend (in mmol·L - 1) NaCl 140, Glucose 10, KCl 5, HEPES 5, CaCl 2 1,5 und MgCl 2 1 (pH 7,4) dreimal. </li><li> Mischen Sie die Anzeige mit 1 ml warmem HEPES-PSS und laden Sie es auf die Kulturplatte. </li><li> Inkubieren SMCs mit dem Indikator für 1 h bei RT (24 ° C). </li><li> Entfernen Sie Anzeige von Kulturplatte und wasche mit 1 ml warmer physiologischer HEPES-PSS-Puffer dreimal. </li><li> 1 ml frisches, warmes HEPES-PSS Puffer unmittelbar vor dem Beginn der Aufzeichnung. </li><li> Erfassen Sie serielle Bilder (512 x 512 Pixel) mit einem 63X oil-Tauchziel des konfokalen inversen Mikroskop. <ol><li> Manuelle Einstellungen zu ändern, so dass die Zellen bei 488 nm angeregt, und die Emissionswellenlängen bei 555 nm mit einer Abtastgeschwindigkeit von 700 Hz gesammelt. </li><li> Eingestellt, die Intensität von Licht bei 15% Transmission bei 150 msec Anregungsbelichtungszeit von Zellen (die Zeit, die die Zellen gegenüber Licht zu bestimmten Zeitintervallen während der Aufzeichnung ausgesetzt sind) und 5 sec Intervallen zwischen den Belichtungen. </li></ol></li><li> Stabilisiert Platte auf dem Mikroskoptisch und starten Sie die Aufnahme. </li><li> Nehmen Sie für mindestens 3 min eine stetige basalen Aufzeichnung des Signals vor der Einführung des Mittels von Interesse zu gewährleisten. </li><li> Einführung Ca 2+ -moving Mittel (zB 2 uM Thapsigargin) als Werkzeug zur Abreicherung SR Ca 2+ (wie in Schritt 3.16 beschrieben) und weiterhin für die gewünschte Menge an Zeit , nach der Behandlung der Aufnahme. </li><li> Nehmen Sie die Signalintensität mit Mikroskop spezifische Software durch Fluoreszenz si durchschnittlichgnale (F / F 0) aus einem Cluster von 5-10 SMCs in jeder Region von Interesse (ROI). Sammeln, das Format und analysieren Daten aus Bilddaten-Analyse-Software. Siehe Schritte 3.18.1-3.18.5 für die Beschreibung der Datenerhebung und Analyse dieser Software. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen haben.

Dieses Protokoll beschreibt die Transfektion von VSMCs mit dem D1SR Adenovirus Ca 2+ -Konzentrationen in dem Lumen des SR zu studieren. Dieses Verfahren ermöglicht die direkte Messung von Ca 2+ in diesem Organell sowie seine Bewegung in den / aus dem SR als Ergebnis der Anwendung von unterschiedlichen Calcium bewegenden Agenten. Diese Methode hat viele Vorteile für die Forscher arbeiten an einem umfassenden Verständnis der Auswirkungen von Änderungen an SR und cytoplasmatischen Ca 2+ Spi...

Ca 2+ ist ein sehr wichtiger Ionen im Überfluss in jeder einzelnen Zelle im Körper gefunden. Es hat eine bedeutende Rolle in vielen verschiedenen Zellfunktionen, einschließlich Wachstum, Proliferation, Migration und Apoptose 1-4. Es ist bekannt, dass Ca 2+ diese Prozesse durch direkte und indirekte Aktionen beeinflussen können, und daher Änderungen an den normalen intrazellulären Konzentrationen dieses Ions in negativen Folgen für die betroffenen Zellen leicht zur Folge haben kann. Der SR wird als die größte intrazellulären Ca 2+ Speicher innerhalb der Zelle 5 betrachtet. Steady - State - Niveaus von Ca 2+ sowohl in der SR und Zytoplasma werden in der Regel durch konstanten Fluss in die und aus der 2+ -transportierenden Kanäle dieses Organell Ca gehalten. Die Stressbedingungen auf Zellen auferlegt aufgrund irgendeiner Form von Verletzungen oder Erkrankungen sind häufig mit erheblichen Veränderungen in der SR Ca 2+ zugeordnet , die auf langfristige Auswirkungen auf das zu haben , gehen eralth der Zelle. In der schwersten Fällen die Unfähigkeit eines gestressten Zelle erholen und stetigen Ca Zustand SR halten 2+ -Spiegel auch im Tod durch Apoptose 6-8 gipfeln kann. Die aktuelle Forschung in zelluläre Ca 2+ Dynamik wird durch die Tatsache , dass nur wenige Studien Test Ca 2+ Speicherinhalt direkt 9-11 Organell. Die am weitesten verbreitete Praxis beinhaltet stattdessen Messung der cytoplasmatischen Ca 2+ -Spiegel als indirekte Messungen von Veränderungen in der SR Ca 2+ -Gehalt 12-14. In diesen Experimenten wird 2+ Ca häufig induziert vom SR durch die Verwendung von pharmakologischen Mitteln freigesetzt werden verursacht die Abreicherung des Organell (zB Thapsigargin). Schlussfolgerungen werden dann im Hinblick auf Änderungen an SR Ca 2+ basierend auf Schwankungen der cytoplasmatischen Ca 2+ Konzentrationen gezogen. Trotz der Möglichkeit, für die Ermittler noch auf solche Schlussfolgerungen in einem Kreisverkehr ma ziehennner, diese Methode der SR Ca 2+ -Messung ist eindeutig ein indirekter Weg , solche Informationen zu sammeln, mit vielen Einschränkungen die Interpretation der gesammelten Daten. Um diese Einschränkung zu umgehen klar, ist es notwendig , die Menge an Ca 2+ gefunden direkt innerhalb des SR luminalen Netzwerk zu messen. Entscheidend für das Endergebnis in der Lage, intraluminale SR Ca 2+ -Spiegel direkt aufzuzeichnen sind die Zellkultur - Tools und die Ca 2+ Indikator verwendet. Für die Daten im aktuellen Manuskript Bezug genommen wird, ist es wichtig zu beachten, dass verwendet VSMCs aus einer gefrorenen Zelllinie kam. Zellen wurden in Dulbeccos modifiziertem Eagle-Medium (DMEM) + 10% Serum von neugeborenen Kälbern (NCS) über Durchgänge 22-26 für die skizzierten Versuche bei einer konstanten 37 ° C mit 5% CO 2 -Zufuhr inkubiert. Verwendung der aktuellen Methode, beispielsweise wurden auf einem Proteingemisch Zellen sehr erfolgreich gezüchtet, die die extrazelluläre simuliertUmgebung von vielen verschiedenen Arten von Gewebe 15. Wichtig für den Erfolg entlang der Vene von SR Ca 2+ Forschung ist die Art der Proteinmischung verwendet; in diesem Fall war eine niedrige Wachstumsfaktor Vielfalt notwendigen Komponenten dieses Werkzeugs zu vermeiden , die aus dem regulären Ca 2+ Signalisierung zu beeinflussen und Bewegungen ständig innerhalb der getesteten Zellen auftreten. Nach dem erfolgreichen Wachstum von Testzellen, muss die Ca 2+ Indikator auch wirksam auf diese kultivierten Zellen eingebracht werden. Dies ist möglich geworden durch einen Adenovirus - Vektor verwendet, die die SR-Wohnsitz Ca 2+ trägt Indikator D1SR. Um eine hohe Transfektionseffizienz Zellen erreichen, müssen mit viralen Vektoren für mindestens 36-48 h vor der Bebilderung inkubiert werden. Dieses Präparat stellt ein zuverlässiges Werkzeug Ca 2+ Transienten innerhalb der SR - Lumen mit hoher Genauigkeit und Reproduzierbarkeit zu messen. D1SR Indikator in diesem Protokoll verwendet eine modifizierte Variante des D1ER Ca 2+ iNDIKATOR , die ursprünglich an der University of California von Dr. Roger Tsien Labor erstellt, San Diego, USA 9,16. Die ursprüngliche D1ER gehört zu einer zweiten Generation von genetisch Ca 2+ codiert Indikatoren genannt Chamäleons , die 9,16 Ca 2+ Empfindlichkeiten über einen viel breiteren Bereich (0,5 bis 160 &amp; mgr; M) im Vergleich zur vorherigen Ca 2+ Indikatoren anzeigen. Die neue Variante D1SR ein freundliches Geschenk von Dr. Wayne Chen (University of Alberta, Canada), trägt jedoch eine mutante Calsequestrin Sequenz (anstelle eines Calreticulin-Sequenz, wie in der ursprünglichen D1ER). Die Mutante Calsequestrin hat Ca 2+ eine reduzierte Bindung , die bei der Bindung an Ca 2+ innerhalb des SR Lumen 11 das Problem der im Wettbewerb mit endogenen Calsequestrin eliminiert. Der D1SR Indikator trägt ein verkürztes verstärkt cyan fluoreszierendes Protein (GFP) und gelb fluoreszierendes Protein (YFP), dass binden durch einen Linker-Protein enthält modifizierte Calmodulin (CaM) und M13 (ter 26-Rest-Peptid von Myosin-Leichtketten-Kinase, die an CaM) Sequenzen bindet. Die CaM-M13-Sequenz wurde modifiziert, M13, um zu verhindern, um endogene Calmodulin binden. Auch, um SR Retentions gewährleisten, ist eine Calsequestrin Sequenz wurde am 5&#39;Ende der CFP 11 hinzugefügt. Wenn gebunden an Ca 2+, geht die CaM-M13 - Domäne durch Konformationsänderungen , die in einer Erhöhung der Energieübertragung zwischen den flankierenden CFP und YFP führen, was als ein Anstieg in der FRET - Signalintensität aufgezeichnet. Auf der anderen Seite, wenn die Konzentration von SR luminalen Ca 2+ abfällt, geht die CaM-M13 - Domäne durch Reverse Konformationsänderungen, was zu einer Verringerung der Energieübertragung zwischen den flankierenden CFP und YFP und einem signifikanten Abfall der Signalintensität FRET .

<table><tbody><tr><td>Dulbecco's Modified Eagle's Medium (hoher Glukosegehalt, Pyruvat)</td><td>Life technologies</td><td>11995-065</td><td>Warm in 37 > C Wasserbad vor Gebrauch</td></tr><tr><td>Matrigel Basalmembran Matrix Wachstumsfaktor reduziert, 5 ml</td><td>Corning</td><td>356230</td><td>Bei -20 & Grad halten; C bis kurz vor der Anwendung</td></tr><tr><td>Neugeborenen-Kälberserum</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td>Bei -20 & Grad halten; C bis kurz vor Gebrauch</td></tr><tr><td>35 mm Platten mit Glasboden</td><td>MatTek Corporation</td><td>P35G-1.5-14-C</td><td></td></tr><tr><td>250 ml 0.2 &mu; M belüfteter Kolben mit blauem Verschluss</td><td>BD Falcon</td><td>353136</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin/EDTA Solution</td><td>Life-Technologien</td><td>25200056</td><td>Halten bei -20 & Grad; C bis kurz vor Gebrauch</td></tr><tr><td>50 ml Polypropylen Konisches Röhrchen</td><td>BD Falcon</td><td>352070</td><td></td></tr><tr><td>D1SR</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Geschenk</td></tr><tr><td>Dimethylsulfoxid (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8779</td><td></td></tr><tr><td>Pluronic F-127</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2443</td><td></td></tr><tr><td>Fluo 4-AM</td><td>Life Technologies</td><td>F-23917</td><td>Bei -20 &deg halten; C bis kurz vor dem Gebrauch</td></tr><tr><td>1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen schwarz</td><td>Argos Technologies</td><td>T7100BK</td><td></td></tr><tr><td>Leica TCS SP5 Konfokalmikroskop</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Leica Application Suite 2.6.3 (mit FRET SE Wizard Anwendung)</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>GraphPad Prism 5.0</td><td>GraphPad Software, Inc.</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

die messung von calcium schwankungen innerhalb des retikulum von kultivierten glatten muskelzellen mit fret-basierten konfokale imaging

Measurement of Calcium Fluctuations Within the Sarcoplasmic Reticulum of Cultured Smooth Muscle Cells Using FRET-based Confocal Imaging

Die Aufrechterhaltung des stationären Kalziumspiegels (Ca2+) im sarkoplasmatischen Retikulum (SR) von vaskulären glatten Muskelzellen (VSMCs) ist entscheidend für deren allgemeine Gesundheit. Ein signifikanter Teil des intrazellulären Ca2+-Gehalts befindet sich in den SR-Speichern in VSMCs. Als einziges intrazelluläres Organell mit einer engen Assoziation mit dem umgebenden extrazellulären Raum durch Plasmamembran-SR-Verbindungen kann das SR als erste Reaktionslinie auf Unregelmäßigkeiten bei Ca2+-Transienten oder Stress angesehen werden, denen die Zelle ausgesetzt ist. Unter seinen vielen Funktionen ist eine der wichtigsten seine Rolle bei der Übertragung vonCa2+-regulierten Signalen durch die Zelle, um weitere zellweite Reaktionen stromabwärts zu induzieren. Die in diesem Zusammenhang gebräuchlichere Verwendung von zytoplasmatischen Ca2+-Indikatoren ist insgesamt unzureichend für die Erforschung der hochdynamischen Veränderungen des intraluminalen SRCa2+-Speichers, die noch nicht vollständig charakterisiert wurden. Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll für die direkte und eindeutige Messung von luminal SR Ca2+ zur Verfügung. Dieses Tool ist nützlich für die Untersuchung der nuancierten Veränderungen von SR Ca2+, die signifikante spätere Auswirkungen auf die normale Funktion und Gesundheit der Zelle haben. Schwankungen im SR Ca2+-Gehalt können uns eine signifikante Menge an Informationen über zelluläre Reaktionen auf Krankheits- oder Stresszustände liefern, die die Zelle erlebt. Bei dieser Methode wird eine modifizierte Version eines SR-gerichteten Ca2+-Indikators, D1SR, verwendet, um Ca2+-Schwankungen als Reaktion auf die Einführung von Wirkstoffen in kultivierte glatte Aortenmuskelzellen (SMCs) von Ratten zu erkennen. Nach der Inkubation mit dem D1SR-Indikator werden konfokale Fluoreszenzmikroskopie und FRET-basierte Bildgebung (Fluoreszenzresonanz-Energietransfer) verwendet, um Veränderungen der intraluminalen SRCa 2+-Spiegel unter Kontrollbedingungen und unter Zugabe von Agonisten, die die intrazelluläreCa2+-Bewegung induzieren, direkt zu beobachten.

In diesem Abschnitt werden Beispiele für die Ergebnisse , die unter Verwendung der beschriebenen Verfahren erhalten werden kann , SR luminalen Ca 2+ -Konzentration Daten zu erfassen, im Vergleich zu der üblicherweise verwendeten Art indirekt Änderungen Messung Ca 2+ store Konzentrationen Organell durch Schwankungen in cytoplasmatischen Ca 2+ beobachtet . 1A zeigt eine Momentauf...

Derzeit werden die meisten verfügbaren Kalziumindikatoren verwendet, um zytoplasmatische Kalziumtransienten als indirekte Maße für das aus dem sarkoplasmatischen Retikulum freigesetzte Kalzium in kultivierten glatten Muskelzellen zu quantifizieren. Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung eines spezifischen FRET-basierten Indikators, der die direkte Messung von Calciumsignalen innerhalb des sarkoplasmatischen Retikulumlumens ermöglicht.

Die Messung von Calcium Schwankungen innerhalb des Retikulum von kultivierten glatten Muskelzellen Mit FRET-basierten konfokale Imaging

Maintenance of steady-state calcium (Ca2+) levels in the sarcoplasmic reticulum (SR) of vascular smooth muscle cells (VSMCs) is vital to their overall ...

Das übergeordnete Ziel dieser Bildgebungstechnik besteht darin, Schwankungen der luminalen SR-Calciumspiegel in Reaktion auf calciummobilisierende Agentien spezifisch in vaskulären glatten Muskelzellen zu überwachen. Diese Methode kann hilfreich sein, um den zellulären Calciumkreislauf auf direktere Weise aufzuklären. Beispielsweise ist es sehr wichtig, die Beziehung zwischen unserem Calciumtransport im sarkoplasmatischen Retikulum und dem ER-Stress zu kennen.Der Vorteil dieser Technik besteht darin, dass wir das Kalzium direkt im Lumen des sarkoplasmatischen Retikulums messen können, anstatt es aus indirekten Messungen von Veränderungen im Zytoplasma extrapolieren zu müssen. Diese Technik wird Gabriela Ziomek demonstrieren, die Doktorandin in meinem Labor ist. Beginnen Sie das Verfahren, indem Sie eine 1:25-Verdünnung des Protein-Gemischs in DMEM herstellen.Als Nächstes überführen Sie 200 Mikroliter der Proteinmischung DMEM in jede 35-Millimeter-Glasbodenkulturplatte, um den inneren Glasboden vollständig zu bedecken. Lassen Sie die Platten mindestens 30 Minuten lang bei Raumtemperatur im Sicherheitswerkbank stehen. In der Zwischenzeit erwärmen Sie DMEM mit 10 Prozent NCS in einem Wasserbad auf 37 Grad Celsius.Anschließend das DMEM mit einer Glaspipette aus dem Kulturkolben entfernen. Danach den Kolbenboden mit warmer steriler PBS spülen, um Rückstände des DMEM zu entfernen. Um die kultivierten glatten Muskelzellen vom Kolbenboden zu lösen, den Kolben kurz mit einem Milliliter Trypsin spülen und dieses anschließend entfernen.Fügen Sie dann einen weiteren Milliliter Trypsin hinzu. Schwenken Sie das Kolben etwa 30 bis 60 Sekunden lang, um sicherzustellen, dass das Enzym den gesamten Boden des Kolbens benetzt, bevor Sie es entfernen. Sobald die Zellen mit Trypsin gelöst wurden, geben Sie frisches DMEM mit 10 Prozent NCS zum Kolben, um die Trypsinreaktion zu stoppen.Überführen Sie die resultierende Zellsuspension aus dem Kolben in ein sauberes, beschriftetes 50-Milliliter-Konischglas. Geben Sie anschließend ein Milliliter frisches DMEM mit 10 Prozent NCS auf jede vorzubereitende Platte. Danach wird das Gefäß mit der Zellsuspension vorsichtig mehrmals umgestülpt, um eventuell entstandene Zellpellets aufzulösen.Pipettieren Sie das gewünschte Volumen der vorsichtig gemischten Zellsuspension in jede Platte. Schwenken Sie anschließend jede Platte gründlich im oder gegen den Uhrzeigersinn, um eine gleichmäßige Verteilung der Zellen auf dem Glasboden zu gewährleisten. Es ist notwendig, ausreichend Zellen in die Platte zu geben, um sicherzustellen, dass sie innerhalb der nächsten 48 Stunden eine ausreichend hohe Konfluenz erreichen, um eine effektive Bildgebung zu ermöglichen.Nachdem dem Medium und der Zellsuspension zu jeder Platte hinzugefügt wurden, inkubieren Sie die Platten für mindestens eine Stunde bei 37 Grad Celsius mit fünf Prozent Kohlendioxid, damit die Zellen sich ordnungsgemäß an den Glasboden anheften können. Überprüfen Sie die Platten im Mikroskop in Abständen von jeweils fünfzehn Minuten, bis die Zellen deutlich angeheftet sind. Danach holen Sie das Adenavirus-D-1-SR-Aliquot aus der Lagerung bei minus 80 Grad Celsius und transportieren es in einem mobilen Eisbad zur biologischen Sicherheitswerkbank.Pipettieren Sie die gewünschte Dosis gekühltes D one SR in jede Platte und inkubieren Sie die infizierten Zellen über Nacht bei 37 Grad Celsius. Am nächsten Tag ergänzen Sie die Zellen mit einem Milliliter frischem DMEM plus zehn Prozent NCS. Anschließend inkubieren Sie die Platten über Nacht in einem befeuchteten Inkubator bei 37 Grad Celsius mit fünf Prozent Kohlendioxid.Nach der Übernacht-Inkubation entfernen Sie das Kulturmedium von der Platte. Spülen Sie die Kulturplatte dreimal mit je einem Milliliter warmem physiologischem HEPES-PSS-Puffer. Fügen Sie anschließend unmittelbar vor der Aufzeichnung ein Milliliter frischen, warmen HEPES-PSS-Puffer hinzu.Führen Sie die anfängliche Bildgebung mithilfe der FRET-SE-Anwendung durch, indem Sie die zugehörige Software des konfokalen Mikroskops öffnen. Sobald die Anwendung geöffnet ist, klicken Sie auf den Reiter „Setup“, um die gewünschten experimentellen Einstellungen anzupassen. Ändern Sie manuell die Kanaleinstellungen, sodass die Zellen nacheinander mit 440 Nanometern für Donor und FRET sowie mit 513 Nanometern für Akzeptor angeregt werden.Danach die Emissionswellenlängen bei 488 Nanometern für den Donor und 535 Nanometern für FRET und Akzeptor einstellen. Anschließend die Lichtintensität bei 15 Prozent Transmission mit einer Anregungsbelichtungszeit von 150 Millisekunden für die Zellen und 10 Sekunden zwischen den Belichtungen einstellen. Danach die Platte auf dem Mikroskopständer stabilisieren.Verwenden Sie die Live-Taste, um die Bildauflösung zu überprüfen. Passen Sie die Einstellungen weiter an, um die gewünschte Auflösung zu erreichen. Nehmen Sie unter der Registerkarte „Setup“ mithilfe der Schaltfläche „Bild aufnehmen“ ein Bild der Probe auf.Wechseln Sie nun zum Auswertungs-Tab und wählen Sie die geeignete Methode zur Berechnung der FRET-Effizienzen für die durchgeführten Experimente aus. Methode drei, die eine ratiometrische Berechnung verwendet, wird für Experimente mit Cameleons wie dem D-one-SR-Indikator empfohlen. Danach wechseln Sie zum Diagramm-Tab, um die aufgezeichneten Intensitätswerte in einem Diagramm zu betrachten.Falls gewünscht, zeichnen Sie eine ROI im Bildbetrachter, um die entsprechende durchschnittliche Intensität dieses interessierenden Bereichs im Diagramm zu beobachten. Beginnen Sie mit der Aufzeichnung, um die Daten mindestens drei Minuten lang zu sammeln, um sicherzustellen, dass vor der Zugabe des Substanzmittels ein stabiles Grundsignal vorliegt. Führen Sie anschließend ein Calcium-bewegendes Mittel zu, um damit das SR-Calcium zu reduzieren, indem es direkt in die Platte in der Nähe des aufgezeichneten interessierenden Bereichs appliziert wird.Setzen Sie die Aufnahme über eine gewünschte Dauer nach der Behandlung fort. Danach erfassen Sie die ratiometrischen FRET-Serienbilder mit einem konfokalen inversen Mikroskop unter Verwendung der FRET-SE-Anwendung. In diesem Schritt spülen Sie die Kulturplatten mit primären glatten Muskelzellen der Rattenaorta dreimal mit je einem Milliliter warmem physiologischem HEPES-PSS-Puffer aus.Anschließend mischen Sie den Indikator mit einem Milliliter warmem HEPES-PSS und geben ihn auf die Kulturplatten. Inkubieren Sie die glatten Muskelzellen eine Stunde lang bei Raumtemperatur mit dem Indikator. Nach einer Stunde entfernen Sie den Indikator von der Kulturplatte und waschen dreimal mit je einem Milliliter warmem physiologischem HEPES-PSS-Puffer.Danach unmittelbar vor der Aufnahme ein Milliliter frischen, warmen HEPES-PSS-Puffer hinzufügen. Serienaufnahmen mit dem konfokalen inversen Mikroskop aufnehmen. Anschließend das Calcium-verändernde Agens als Hilfsmittel zur Depletion des SR-Calciums zugeben und die Aufnahme über den gewünschten Zeitraum nach der Behandlung fortsetzen.Abgebildet sind repräsentative Aufnahmen einer glatten Muskelzelle, die mit dem D-one-SR-Indikator unter Verwendung von CFP-, FRET- und YFP-Bandpassfiltern transfiziert wurde. Diese Abbildung zeigt Echtzeit-Pseudofarbaufnahmen kultivierter glatter Muskelzellen der Rattenaorta, die mit D-one-SR transfiziert wurden. Die Behandlung mit zwei Mikromolar Thapsigargin zeigte eine Abnahme der Signalintensität, was auf einen signifikanten Rückgang des SR-Calciumgehalts infolge der durch Thapsigargin induzierten Calciumfreisetzung hindeutet. Und dieser Graph zeigt die repräsentative Kurve für das normalisierte D-one-SR-Verhältnis in kultivierten glatten Muskelzellen, die mit zwei Mikromolar Thapsigargin behandelt wurden, und bestätigt einen signifikanten Abfall des SR-Calciums.Hier sind repr&auml;sentative Aufnahmen von kultivierten glatten Muskelzellen der Rattenaorta, die mit einem zytoplasmatischen Kalziumindikator beladen und mit zwei Mikromolar Thapsigargin behandelt wurden. Wie gezeigt, verursacht Thapsigargin einen signifikanten Anstieg der Signalintensit&auml;t im Zytoplasma aufgrund der Freisetzung von Kalzium aus dem sarkoplasmatischen Retikulum. Und dieser Graph zeigt eine repr&auml;sentative Kurve f&uuml;r das normalisierte Fluo-vier-AM-Verh&auml;ltnis in den kultivierten glatten Muskelzellen, die mit zwei Mikromolar Thapsigargin behandelt wurden. Der dargestellte Anstieg des Kalziumsignals wird als proportional zur Menge an aus dem sarkoplasmatischen Retikulum freigesetztem Kalzium angesehen. Sobald die Technik beherrscht ist, kann sie bei korrekter Durchf&uuml;hrung innerhalb von etwa 48 Stunden von Anfang bis Ende durchgef&uuml;hrt werden.Während des Durchführens dieses Verfahrens ist es wichtig, die Zellen in den beschriebenen Bedingungen zu halten, um ihre Vitalität vor der Transfektion mit dem Kalziumindikator sicherzustellen. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein klares Verständnis dafür haben, wie kultivierte Zellen vorbereitet werden, um die Messung der luminalen SR-Kalziumkonzentrationen mithilfe des D-one-SR-Indikators zu ermöglichen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Focal Ca 2 + Transient-Erkennung in der glatten Muskulatur

Fluoreszenz-basierte Messung von Calcium-Shop-Eintrag in lebenden Zellen: aus kultivierten Krebszelle zu Skelettmuskelfaser

Wir präsentieren eine Methode zur schnellen (Mikrosekunde) Calcium Ereignisse aus langsamer Flüsse in lebenden Zellen mittels Laser-Scanning-konfokalen Mikroskopie zu isolieren. Das Verfahren misst Fluoreszenzintensität Schwankungen des Kalzium-Indikatoren, die von der Aufnahme Line-Scans von mehreren hundert Pixel in einer Zelle. Histogramm-Analyse ermöglicht es uns, die Zeitskalen der verschiedenen Kalzium-Ströme zu isolieren.

Mess-Fast-Flux Calcium in Kardiomyozyten

Hier wird ein Verfahren beschrieben, um Calcium Funken direkt zu messen, die Elementareinheiten der Ca 2 +-Freisetzung aus Retikulum in intakten Skelettmuskelfasern. Dieses Verfahren nutzt osmotischen Stress-vermittelte Auslösung der Ca 2 +-Freisetzung aus Ryanodinrezeptor in isolierten Muskelfasern. Die Dynamik und die Homöostase Kapazität der intrazellulären Ca 2 +-Signalisierung kann eingesetzt werden, um die Muskelfunktion in Gesundheit und Krankheit zu beurteilen.

Bewertung von Calcium in Sparks Intact Skelettmuskelfasern

Calcium ist in vielen physiologischen und pathophysiologischen Signalwegen beteiligt sind. Live Cell Imaging erfordert spezielle Geräte und kann zeitaufwendig sein. Eine schnelle, einfache Methode mit einem Durchflusszytometer, um relative Veränderungen in zytosolischen Kalzium in adhärenten Epithelzellen in Suspension gebracht bestimmen optimiert.

Cytosolischen Calcium Messungen in Nierenepithelzellen mittels Durchflusszytometrie

Hier präsentieren wir Techniken zur Abbildung lokaler IP3-vermittelter Ca2+-Ereignisse mittels Fluoreszenzmikroskopie in intakten Säugetierzellen, die mit Ca2+-Indikatoren beladen sind, zusammen mit einem Algorithmus, der die Identifizierung und Analyse dieser Ereignisse automatisiert.

Imaging Lokale Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; Signale in kultivierten Säugetierzellen

Recycling von intrazellulären Calcium spielt eine entscheidende Rolle bei Regulierung der systolischen und diastolischen Funktion in Herzmuskelzellen. Hier beschreiben wir ein Protokoll zur sarkoplasmatischen Retikulum Ca2 + Reserve und diastolische Kalzium-Removal-Funktion in Herzmuskelzellen durch ein Calcium imaging-System zu bewerten.

Bewertung der sarkoplasmatischen Retikulum Calcium Reserve und intrazellulären diastolische Calcium Entfernung in isolierten ventrikulären Kardiomyozyten

Wir präsentieren Protokolle für die Anwendung unseres gezielten genetisch codierten Calciumindikators (GECI) CatchER + zur Überwachung von schnellen Calcium-Transienten im endoplasmatischen / sarkoplasmatischen Retikulum (ER / SR) von HEK293 und Skelettmuskel-C2C12-Zellen mittels Echtzeit-Fluoreszenzmikroskopie. Ein Protokoll für die in situ K d Messung und Kalibrierung wird ebenfalls diskutiert.

Monitoring ER / SR Calcium Release mit dem gezielten Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; Sensor Catcher<sup&gt; +</sup

Hier beschreiben wir eine Methodik, um eine reine Population von menschlichen Myoblasten aus erwachsenem Muskelgewebe zu erhalten. Diese Zellen werden verwendet, um die In-vitro- Skelettmuskeldifferenzierung zu untersuchen und insbesondere Proteine ​​zu untersuchen, die an der Ca 2+ -Signalisierung beteiligt sind.

Isolierung von menschlichen Myoblasten, Beurteilung der myogenen Differenzierung und speicherbetriebenen Kalziumeintrittsmessung

Das Protokoll beschreibt die Methode, einen fluoreszierenden Kalziumfarbstoff durch den geschnittenen Nerv in die motorischen Nervenenden der Maus zu laden. Darüber hinaus wird eine einzigartige Methode zur Erfassung schneller Kalziumtransienten in den peripheren Nervenenden mittels konfokaler Mikroskopie vorgestellt.

Registrierung von Kalziumtransienten in neuromuskulären Verbindungen von Mäusen mit hoher zeitlicher Auflösung mittels konfokaler Mikroskopie

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Vorbereitung und Verwendung von präzise geschnittenen Lungenschnitten der Maus zur Beurteilung der Kontraktilität der Atemwege und der intrapulmonalen arteriellen glatten Muskulatur in einem nahezu in vivo Milieu.

Verwendung der präzisionsgeschnittenen Lungenscheibe zur Untersuchung der kontraktilen Regulation der Atemwege und der intrapulmonalen arteriellen glatten Muskulatur

Lernen Sie die FRET-basierte konfokale Bildgebung zur direkten Messung von Calciumschwankungen im sarkoplasmatischen Retikulum glatter Muskelzellen. Diese Methode ermöglicht präzise Untersuchungen zellulärer Calciumdynamik.

Die Messung von Calcium Schwankungen innerhalb des Retikulum von kultivierten glatten Muskelzellen Mit FRET-basierten konfokale Imaging (Video) | JoVE Journal

Die Messung von Calcium Schwankungen innerhalb des Retikulum von kultivierten glatten Muskelzellen Mit FRET-basierten konfokale Imaging

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