Name: Die extrazelluläre Aufnahme neuronaler Aktivität in Kombination mit Microiontophoretic Anwendung von neuroaktiven Substanzen in Awake Mäuse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-21T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 19 s
Description: Lernen Sie die Mikroiontophorese neuroaktiver Substanzen bei wachen Mäusen zur Manipulation synaptischer Eingänge. Diese Methode ermöglicht die detaillierte Analyse neuronaler Verarbeitung ohne Anästhesie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dieses Projekt wurde von der Mineco finanziert gewährt BFU201343608-P und PSI2013-49348-EXP und die JCYL Zuschuss SA343U14 zu MSM und MRC Kernfinanzierung ARP. YAA hielt eine CONACyT (216.106) und SEP-Stipendium.

Alle experimentellen Verfahren wurden an der Universität von Salamanca mit der Zustimmung durchgeführt und unter Verwendung von Methoden, um die Standards der konformen, der Universität von Salamanca Animal Care Committee sowie die Standards der Europäischen Union (Richtlinie 2010/63 / EU) für die Verwendung von Tieren in der neurowissenschaftlichen Forschung. 1. Wolframelektroden Anmerkung: Die Herstellung von Wolframelektroden basiert auf der ursprünglichen Technik beschrieben in Merrill und Ainsworth 27 und Ainsworth et al 28 durchgeführt und die Arbeitsplatzeinrichtung in Bullock beschrieben unter Verwendung et al 17... <ol><li> Zur Single-Unit extrazelluläre Aktivität von IC-Neuronen, verwenden Sie Elektroden mit einer Spitze Impedanz von 1,5 aufzeichnen - 2,5 MOhm. Hier werden die Schritte der Wolframelektrodenherstellung werden nur kurz beschrieben, da eine detaillierte Beschreibung in den oben erwähnten Druckschriften gefunden wird. </li><li> Platzieren Sie Wolframdrähte in einem speziell angefertigten AusrichtungWerkzeug (1A) zu unterstützen , sie auf die gewünschte Länge zu schneiden. Das Ausrichtungswerkzeug besteht aus 30 Nadeln (25 G) 2 mm Abständen parallel verleimt, mit einem Anschlag an einem Ende der Länge der Leitungen zu begrenzen, um ~ 40 mm. befestigen Sie sorgfältig die losen Enden der Drähte mit Klebeband, und schneiden Sie den Rest des Drahtes mit starken Schere. </li><li> Ziehen Sie vorsichtig vom Band, um die Wolframdrähte aus dem Alignment-Tool zu entfernen, um sicherzustellen, dass alle Drähte an dem Band befestigt bleiben. Rollen Sie das Band auf eine polierte Messingspindel (1B, C), hält die Drähte fest gegen die Spindel , so gibt es eine gute elektrische Verbindung ist. </li><li> Schließen Sie die Spindel zu einem 5 Umdrehungen pro Minute Motor in der Workstation, und tauchen die überstehenden Drahtspitzen in einer Ätzlösung (KNO 2, 90 g pro 80 ml). Winkel der Spindelachse 45 ° relativ zu der Oberfläche der Ätzlösung. Tauchen Sie die Drahtspitzen, so dass ca. 1/3 der Drähte, die Lösung in Verbindung. </li><li> immERSE mit einer Kohlenstoffstabelektrode in das Ätzbad die Schaltung zu schließen. Verwenden Sie eine Feder Kupfergeflecht Bürste das Ätzen Versorgung der Spindelwelle aufzubringen, während die Spindel dreht. Stellen Sie den Strom, der durch die Elektroden und die Ätzlösung auf 250 mA übergeben wird. Stoppen Sie die Spitze Ätzen, wenn der Strom auf 200 mA abfällt. Die Drahtspitzen werden in sehr feine Punkte geätzt werden. </li><li> Führen Sie ein geschärft Draht durch eine Flamme kein Fett und Klebstoffreste zu entfernen. Setzen Sie den Draht (stumpfes Ende zuerst) in ein Borosilicatglas Kapillare (1,5 mm Außendurchmesser, 0,86 mm ID) mit seinem unteren Ende mit Knetmasse blockiert. Klemmen Sie die Pipette senkrecht nach oben und unten. Ziehen Sie die Pipette eine Heizwendel (Durchmesser 5 mm, Tiefe 5 mm) und eine Bewährungs Kolben verwendet wird. Wenn der Draht durch das Gewicht des Kolbens nach unten, das geschmolzene Glas bildet einen sehr feinen Mantel um ihn herum gezogen wird. </li><li> Entfernen Sie das Glas mit der Spitze am scharfen Ende der Elektrode mit Hilfe eines geschmolzenen Wulst von Natrium bedecktTetraborat. Um den Wulst bilden, mischen, um das Natriumtetraborat (~ 0,25 g) mit einer geringen Menge Wasser (~ 0,5 ml) und platziere sie langsam auf einem Heizelement, bis sie in einem Wulst schmilzt ~ 2 mm im Durchmesser. Die Temperatur des Heizelements wird durch ein Potentiometer gesteuert. Platzieren des Wulstes und das Heizelement auf einem Manipulatorarm an den Tisch befestigt ist, und es zu bewegen, bis der Wulst unter dem Mikroskop bei geringer Vergrßerung fokussiert. </li><li> Sichern Sie das Glas bedeckten Draht zu einer Folie und legen Sie sie unter dem Mikroskop. Bewegen Sie den Schlitten mit den Bühnen Knöpfe, bis die Spitze und Tetraborat Wulst im Fokus sind. Erhitzen Sie die Perle, bis sie leicht schmilzt, und legen Sie die Drahtspitze ~ 10 bis 15 &amp; mgr; m. Schalten Sie die Heizung Potentiometer ab. Da der Wulst abkühlt, zieht es sich und wird das Glas aus der Spitze der Elektrode, Freilegung der darunterliegenden Wolfram entfernen. Die Wolframelektrode ist nun einsatzbereit. </li></ol> 2. mehrgehäusigen Glaspipette Herstellung <ol><li> Schützen die Enden des MehrFass Glaskapillaren (fünf Fässer in H-Konfiguration) mit Schrumpfschlauch, um einen besseren Griff zu den Abzieher Klemmen zu ermöglichen und einen Bruch zu verhindern, und stellen Sie einen in der vertikalen Puller. </li><li> Um Spitzenlängen von ~ 15 mm, setzen Sie den Abzieher auf die folgenden Parameter erhalten: Heat: 84, Sub Magnetkraft: 49, Hauptmagnetkraft: 38. Feinabstimmung diese Parameter entsprechend der speziellen Einrichtung, sowie nach dem Wechsel der Heizkörper. </li><li> Ziehen Sie die Kapillare zwei Pipetten mit den Spitzen zu erhalten verschlossen. Montieren einer Pipette auf einem Objektträger mit Knetmasse und brechen die Pipettenspitze unter dem Mikroskop, bis der Außendurchmesser ~ 20 - 30 &amp; mgr; m, mit einer feinen Schere oder Zange oder der flachen Seite eines Skalpells. Wenn der gebrochene Kante zu rau ist, verfeinern sie die Tetraboratraupentechnik in dem Schritt 1.7 beschrieben ist. </li><li> Legen Sie eine Wolframelektrode (aus dem Abschnitt 1) ​​in einer Halterung, die mit einer 20 G-Nadel am Ende einer 3-Achsen-Miniatur-Mikropositioniersystem montiert auf dem Mikroskop Hirsche. Mit einer Pinzette, biegen Sie das Ende der Elektrode von 5 bis 10 °, ~ 30 mm von der Spitze. </li><li> Unter dem Mikroskop die Wolframelektrode über die mehrgehäusigen Spitze sorgfältig auszurichten. Einmal ausgerichtet sind, senken die Elektrode bis zur Berührung der mehrgehäusigen, passend in die Nut zwischen den beiden oberen Fässern. Schieben Sie die Spitze der Elektrode, bis er ragt ~ 15 bis 20 &amp; mgr; m entfernt von der Spitze des mehrgehäusigen. Bilden den Winkel zwischen der Elektrode und dem mehrgehäusigen so klein wie möglich, eine bessere Bindung und einem dünneren Ensemble zu erhalten. </li><li> Tragen Sie einen kleinen Tropfen lichthärtbaren Klebstoff ~ 5 mm von den Spitzen entfernt. Seien Sie vorsichtig, der Kleber nicht die Spitze nicht erreicht die mehrgehäusigen Kanäle zu vermeiden, blockiert. </li><li> Cure den Kleber ein blaues Licht LED-Lampe verwendet wird. Wiederholen Sie die Beleimung / Härtung, wenn nötig, für eine bessere Bindung. </li><li> Bewegen Sie den Mikroskoptisch sanft bis zum Ende der Wolframelektrode aus ihrer Halterung gelöst wird. Entfernen Sie die Huckepack-Ensemble aus der Folie. </li><li> Wickeln Sie the mittleren Abschnitt der Elektrode Huckepack in einer kurzen Länge von Schrumpfschlauch und eine schnelle Aushärtung Epoxy geeignet für Glas gelten weiterhin die Wolframelektrode auf die mehrgehäusigen zu sichern. </li></ol> 3. Arzneimittel für Microiontophoresis Anmerkung: Die Medikamente für microiontophoresis verwendet wird, muss eine elektrische Ladung, wenn sie in Wasser gelöst. Schauen Sie sich die Literatur, um zu sehen, ob das Medikament von Interesse für dieses Verfahren geeignet ist. Hier wird das Verfahren zur Gabazin, ein Antagonist des GABA A Rezeptor, beschrieben. <ol><li> Filter destilliertem Wasser mit einem 0,2 &amp; mgr; m Spritzenfilter, um das Wasser zu sterilisieren und sichern keine gelösten Stoffe enthält. Bereiten Sie ~ 1000 ul 20 mM Gabazin diese mit destilliertem Wasser. </li><li> Stellen Sie den pH-Wert der Verdünnung auf 4 mit 0,2 um filtriert NaOH eine fein Spitze pH-Elektrode. </li><li> Lagern Sie 100 bis 200 &amp; mgr; l Aliquots bei -20 ° C. Auftauen am Tag der Aufnahme. An diesem Tag, bevor das Tier zurückhalten(- 5 ul 3) der mehrgehäusigen Elektrode mit den Drogen, mit einem 100 &amp; mgr; l-Mikrospritze mit einem flexiblen Kunststoff-Nadel ausgestattet, die Fässer ed füllen. </li></ol> 4. Chirurgie und Headpost Implantierung <ol><li> Führen Sie Experimente in zwei männlichen CBA / J - Mäuse (Mus musculus) mit einem Gewicht von 27 und 30 g. Folgen Sie chirurgische und Aufnahmeverfahren von Bryant und Kollegen 29, Portfors und Mitarbeiter 30-32 und Duque und Malmierca 26. </li><li> In den Tagen vor der Operation, behandeln die Tiere und gewöhnen sie an die Aufnahmekammer, indem sie frei zu erkunden. Führen Sie 3 Sitzungen pro Tag, jede Dauer von mindestens 30 min. Auf diese Weise werden die Tiere während der Aufnahmen ruhiger und bequem sein. </li><li> Anesthetize die Maus eine Mischung aus Ketamin (50 mg / kg) und Xylazin (10 mg / kg) injiziert mit intramuskulär. Mit dieser Dosis ist das Tier tief narkotisierten für etwa 1 Stunde. Geben Sie ergänzende Dosen von einem third der ursprünglichen Dosis nach Bedarf. </li><li> Legen Sie das Tier auf einer Heizdecke eingestellt mit einer Temperatur von 38 ± 1 ° C zu halten und zu stabilisieren, den Kopf des Tieres in einem stereotaktischen Rahmen mit Hilfe von zwei Ohr Bars und einen Happen bar. Achten Sie darauf, nicht das Trommelfell mit den Ohrstangen zu durchbohren. </li><li> Schützen Sie die Augen, die durch einen Tropfen ophthalmische Gel anwenden. </li><li> Rasieren Sie die Kopfhaut mit einer Schere und anwenden PVP-Jod, die Haut zu desinfizieren. </li><li> Mit einem Skalpell machen einen Schnitt entlang der Mittellinie des Schädels zu entlarven und das Periost einfahren Abdeckung des parietalen und die mehr rostralen Teil der Hinterhauptsknochen. </li><li> Kleben Sie ein leichtes Duraluminium headpost (Gewicht ~ 0,65 g, Länge 30 mm, 2A) mit einem runden und flachen Boden (5 mm Durchmesser) auf dem Schädel. Kleben Sie einen Silberdraht bis in die Mitte des headpost seinen Enden frei bleiben. Der Silberdraht als Referenzelektrode für die elektrophysiologische Aufzeichnung verwendet werden. </li><li> Tragen Sie eine dünne Schicht aus light-härtbarer Klebstoff auf dem Schädel und der Basis des headpost. Warten Sie 10 Sekunden und legen Sie die headpost über den rostralen Bereich der Scheitelbeine, entlang der Mittellinie. </li><li> Für eine effektive Bindungsstärke, kurieren Licht der Klebstoff eine blaue Lichtquelle für 20 Sekunden verwendet wird. </li><li> Bohren Sie drei Löcher um und hinter der Basis des headpost mit einer elektrischen Bohrmaschine und einen kleinen Bohrer. </li><li> Legen Sie zwei Uhr Schrauben (~ 2 mm Länge) in den Bohrungen als zusätzliche Kontaktpunkte zwischen dem Schädel und dem heads zu dienen. Die Schrauben benötigen 1½ Umdrehungen eine bequeme Passform zu erreichen. Testen Sie die Schrauben mit einer Pinzette, damit sie nicht lose sind. </li><li> Legen Sie die Spitze des Silbererdungsdraht in das dritte Loch sicherstellen, dass es in Kontakt mit der Dura. Tragen Sie eine kleine Tropfen Wasser beständig Cyanacrylatkleber den Draht an den Schädel zu binden. </li><li> Bewerben lichthärtenden Komposit die Bindung des headpost mit dem Schädel zu verstärken. Decken Sie die Basis des headpost, der geringe Teil des Silberdraht,und die Schrauben, wobei darauf geachtet, nicht hinter Lambda erweitern, um Zugang zu ermöglichen während der Aufnahme. Cure eine blaue Lichtquelle. </li><li> Ziehen Sie den Muskel an der Rückseite des Halses in der Nähe seiner Einführung auf dem Schädel. Mit einem kleinen Stanze (2,35 mm Durchmesser), bohren Sie ein rundes Fenster knapp unter Lambda-Naht und lateral der Mittellinie, den Colliculus inferior (IC) zu belichten. Wenn die Grenzen lose sind, ziehen Sie die Abdeckung Knochen mit einer feinen Pinzette nach oben. Wenn die Blutung auftritt, mit kaltem steriler Kochsalzlösung, ihn zu stoppen. </li><li> Machen Sie eine kleine (~ 1 mm breit und ca. 1 mm hoch) Wand um das Fenster mit Verbund und lichthärte es. </li><li> Decken Sie den exponierten Schädel und Muskel mit antibiotischen Salbe. Dann benetzt die exponierte Oberfläche des IC mit steriler Kochsalzlösung und decken Sie es mit Vaseline, Füllen der gut erzeugt wird, nachdem die Mauer zu machen um das Aufnahmefenster. </li><li> Injizieren Buprenorphin subkutan (0,03 mg / kg, verdünnt 1:10 in steriler Kochsalzlösung) als Analgetikum. </li><li> Halten Sie das Tier auf ter Heizdecke, bis er aufwacht und sie wieder in die Gehäusekäfig von der Operation für drei Tage vor der Aufnahme-Sessions zu erholen. Haustieren in einzelnen rat&#39;s Gehäusekäfig zu verhindern Käfiggenossen das Gelee Reinigung aus und trennen Sie das Metallgitterabdeckung headpost berühren. Legen Sie eine Anreicherung in den Käfig, wenn das Tier einzelne untergebracht ist. Auch ändern sich täglich die Sägespäne-Infektion zu verhindern und sorgfältig prüfen, ob das Tier erholt sich richtig und zeigt keine Anzeichen von Unwohlsein. Prüfen Sie auch, ob Vaseline über das Aufnahmefenster ist die freiliegende Gehirn zu schützen. </li></ol> 5. Die elektrophysiologischen Aufzeichnung und Microiontophoresis <ol><li> Nach der Wiederherstellung geben das Tier Zeit, um die Aufnahmeumgebung zu akklimatisieren und zurückhaltend seinen Kopf. Akklimatisieren das Tier durch die headpost an der Halterung fixiert wird, während die Maus auf einem maßgeschneiderten gepolsterten Schaumstoff Verzögerer zu seiner Körpergröße (2B) geschnitzt sitzt. Dies wird limes die Bewegungen der Maus und wird auf seiner Ruhe beitragen. </li><li> Beginnen Sie mit 10 Minuten-Sitzungen und erhöht sich schrittweise die Dauer bis 120 min auf. Während der Sitzung belohnen , die Tiere mit süßen Flüssigkeiten (Kondensmilch, verdünnt 30:70 in Wasser) in bestimmten Abständen 33. Später, während der Aufnahme-Session, geben den gleichen Lohn zu Beginn und am Ende der Sitzung oder während kein Neuron isoliert ist. </li><li> Wenn Tier sehr wird vor der Aufnahme angeregt, injizieren die mildes Beruhigungsmittel Acepromazin (2 mg / kg, intraperitoneal). Nach dem neuronalen System von Interesse kann das Beruhigungsmittel Ihre Ergebnisse beeinflussen. </li><li> 10 min - für 5 Lassen Sie das Tier frei die Aufnahmekammer erkunden. </li><li> Platzieren Sie den Körper des Tieres in den Schaum nach Maß gepolsterten Verzögerer (2B). </li><li> Sichern die headpost an einem Halter an dem stereotaktischen Rahmen (Abbildung 2C). Dies ist eine gute Zeit, um das Tier eine flüssige Belohnung zu geben. </li><li> Cover Körper des Tieres mit einem Baumwolltuch und lose befestigen einen Plastikhalbzylinder und Klebeband. </li><li> Entfernen Sie die Vaseline aus dem Aufnahmefenster und spülen Sie mit warmem steriler Kochsalzlösung. </li><li> Nehmen Sie die neuronale Aktivität und iontophoretische Anwendung von Gabazin. <ol><li> Legen Sie die mehrgehäusigen Elektrode auf seiner Halterung, gesteuert durch einen Mikroantrieb und zu einem Mikromanipulator angebracht. </li><li> Verbinden Sie die Kabel für die Aufnahme, mit kleinen Krokodilklemmen. Verbinden den positiven Anschluß an das Ende der Wolframelektrode und die Erdungsklemme an der Silberdraht der Dura, die Kontakte. </li><li> Platzieren eines unbeschichteten Silberdraht in jedem Lauf, so das eine Ende in Kontakt mit der Lösung und das andere Ende zugänglich ist. Verbinden Sie diese Enden mit dem microiontophoresis Gerät gemäß den Anweisungen des Herstellers. </li><li> Bewegen Sie die mehrgehäusigen Elektrode, bis die Spitze berührt die Oberfläche des Gehirns. Tragen Sie warme sterile Kochsalzlösung die Austrocknungs von th zu verhinderne Hirngewebe. An diesem Punkt einen Erhaltungsstrom gelten (-10 nA für Gabazin, überprüfen Sie die Literatur für das jeweilige Arzneimittel) die Freisetzung des Wirkstoffs zu vermeiden, von der Zylinderspitze, während für Single-Unit-Aktivität suchen. </li><li> Verwenden von Standardtechniken für einzelne Neuron extrazelluläre Aktivität zu isolieren. Besorgen Sie sich die Frequenzantwortbereich (FRA) des Neurons, dh die Kombination von Frequenzen und Intensitäten der Lage zu evozieren eine Antwort , weil das Neuron zu diesen Klängen 34-36 empfindlich ist. </li><li> Wählen Sie zwei Frequenzen (f1 und f2), die ein ähnliches Feuerrate und Muster hervorzurufen. jede dieser Frequenzen als selten und wiederkehrenden Reiz unter dem oddball Paradigma präsentieren. Hinweis: In Kürze, in der oddball Paradigma, einer Frequenz (f1) als die wiederkehrenden Reiz mit einer hohen Wahrscheinlichkeit des Auftretens präsentiert wird, während die zweite (f2) die selten auftretenden abweichendes Stimulus, dazwischen zufällig unter den sich wiederholenden Einsen. In einer zweiten oddball Sequenz, die relativeWahrscheinlichkeiten der beiden Reize umgekehrt sind. Einzelheiten des Stimulations Paradigma wurden zuvor 22,37 beschrieben. </li><li> Lassen Sie die Gabazin den Strom auf positive Werte Verschiebung (10 - 20 nA). Erhalten Sie erneut die FRA und wiederholen Sie den oddball Paradigma unter dem Gabazin Anwendung. Pflegen Sie den Auswurf, bis eine sichtbare Wirkung in der Feuerrate beobachtet wird; Es dauert in der Regel 5 bis 20 min, abhängig von der speziellen Droge, ihre Konzentration und die Größe des Ausstoßstromes. Wiederholen des Aufzeichnungsprotokolls die Werte unter der Wirkung des Arzneimittels zu erhalten. </li><li> Stoppen Sie die Injektion durch den Strom auf Retentionswerte zurück. Warten, bis die Wirkung des Medikaments abzuwaschen durch die Überwachung, dass die FRA oder Antwort auf das oddball Paradigma gibt Werte zu steuern. Hinweis: Die Aufnahme-Sessions dauern kann 2 - 3 Stunden pro Tag und sollte früher beendet werden, wenn das Tier Anzeichen von Beschwerden zeigt oder zu kämpfen. Geben Belohnung Flüssigkeit und decken die Aufnahme chBernstein mit Vaseline. </li></ol></li></ol> 6. Datenanalyse <ol><li> Messen Sie die FRA vor und während der Gabazin Einspritzung sowie die Höhe der SSA. </li><li> Quantifizieren die Stärke der SSA Antwort durch die Common-SSA - Index (CSI) und der frequenzspezifischen SSA - Index (SI) , wie zuvor beschrieben 19,22,23,38,39. Die CSI und SI spiegeln die normierte Differenz zwischen dem neuronalen Reaktion auf den seltenen Stimulus und die Antwort auf die sich wiederholenden eins. Positive CSI und SI-Werte geben die neuronale Antwort (Spikes pro Stimulus) war höher als selten, um sich wiederholende Töne. </li><li> Vergleichen von Daten aus der Steuerung und Drogen Abwerfzustand. </li></ol>

<ol><li>Harris, K. D., Thiele, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+state+and+attention%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Cortical state and attention.</a> Nat Rev Neurosci. 12 (9), 509-523 (2011).</li>
<li>Constantinople, C. M., Bruno, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+and+mechanisms+of+wakefulness+on+local+cortical+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Effects and mechanisms of wakefulness on local cortical networks.</a> Neuron. 69 (6), 1061-1068 (2011).</li>
<li>Sellers, K. K., Bennett, D. V., Hutt, A., Williams, J. H., Frohlich, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Awake+vs.+anesthetized%3A+layer-specific+sensory+processing+in+visual+cortex+and+functional+connectivity+between+cortical+areas%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Awake vs. anesthetized: layer-specific sensory processing in visual cortex and functional connectivity between cortical areas.</a> J Neurophysiol. 113 (10), 3798-3815 (2015).</li>
<li>Haider, B., Hausser, M., Carandini, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+dominates+sensory+responses+in+the+awake+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Inhibition dominates sensory responses in the awake cortex.</a> Nature. 493 (7430), 97-100 (2013).</li>
<li>Rudolph, M., Pospischil, M., Timofeev, I., Destexhe, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+determines+membrane+potential+dynamics+and+controls+action+potential+generation+in+awake+and+sleeping+cat+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Inhibition determines membrane potential dynamics and controls action potential generation in awake and sleeping cat cortex.</a> J Neurosci. 27 (20), 5280-5290 (2007).</li>
<li>Buran, B. N., von Trapp, G., Sanes, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behaviorally+gated+reduction+of+spontaneous+discharge+can+improve+detection+thresholds+in+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Behaviorally gated reduction of spontaneous discharge can improve detection thresholds in auditory cortex.</a> J Neurosci. 34 (11), 4076-4081 (2014).</li>
<li>Duque, D., Malmierca, M. S., Caspary, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+stimulus-specific+adaptation+by+GABA%28A%29+receptor+activation+or+blockade+in+the+medial+geniculate+body+of+the+anaesthetized+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Modulation of stimulus-specific adaptation by GABA(A) receptor activation or blockade in the medial geniculate body of the anaesthetized rat.</a> J Physiol. 592, (Pt 4) 729-743 (2014).</li>
<li>Stone, T. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStone%2C+TW+%22Microiontophoresis+and+Pressure+Ejection%22">Microiontophoresis and Pressure Ejection</a>. , Wiley. (1985).</li>
<li>Lalley, P. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLalley%2C+PM+%22Modern+techniques+in+neuroscience+research%29%22">Modern techniques in neuroscience research)</a>. Windhorst, U., Johansson, H. , Springer. 193-212 (1999).</li>
<li>Foeller, E., Celikel, T., Feldman, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibitory+sharpening+of+receptive+fields+contributes+to+whisker+map+plasticity+in+rat+somatosensory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Inhibitory sharpening of receptive fields contributes to whisker map plasticity in rat somatosensory cortex.</a> J Neurophysiol. 94 (6), 4387-4400 (2005).</li>
<li>Foeller, E., Vater, M., Kossl, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laminar+analysis+of+inhibition+in+the+gerbil+primary+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Assoc+Res+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">Laminar analysis of inhibition in the gerbil primary auditory cortex.</a> J Assoc Res Otolaryngol. 2 (3), 279-296 (2001).</li>
<li>Kurt, S., Crook, J. M., Ohl, F. W., Scheich, H., Schulze, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+iontophoretic+in+vivo+application+of+the+GABA%28A%29-antagonists+bicuculline+and+gabazine+in+sensory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Differential effects of iontophoretic in vivo application of the GABA(A)-antagonists bicuculline and gabazine in sensory cortex.</a> Hear Res. 212 (1-2), 224-235 (2006).</li>
<li>Sivaramakrishnan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GABA%28A%29+synapses+shape+neuronal+responses+to+sound+intensity+in+the+inferior+colliculus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">GABA(A) synapses shape neuronal responses to sound intensity in the inferior colliculus.</a> J Neurosci. 24 (21), 5031-5043 (2004).</li>
<li>Havey, D. C., Caspary, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+technique+for+constructing+%27piggy-back%27+multibarrel+microelectrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">A simple technique for constructing 'piggy-back' multibarrel microelectrodes.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 48 (2), 249-251 (1980).</li>
<li>Dondzillo, A., Thornton, J. L., Tollin, D. J., Klug, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manufacturing+and+using+piggy-back+multibarrel+electrodes+for+in+vivo+pharmacological+manipulations+of+neural+responses%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Manufacturing and using piggy-back multibarrel electrodes for in vivo pharmacological manipulations of neural responses.</a> J Vis Exp. (71), e4358(2013).</li>
<li>Perez-Gonzalez, D., Hernandez, O., Covey, E., Malmierca, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GABA%28A%29-Mediated+Inhibition+Modulates+Stimulus-Specific+Adaptation+in+the+Inferior+Colliculus%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">GABA(A)-Mediated Inhibition Modulates Stimulus-Specific Adaptation in the Inferior Colliculus.</a> PLoS ONE. 7 (3), e34297(2012).</li>
<li>Bullock, D. C., Palmer, A. R., Rees, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compact+and+easy-to-use+tungsten-in-glass+microelectrode+manufacturing+workstation%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Biol+Eng+Comput%22%5BJournal%5D)">Compact and easy-to-use tungsten-in-glass microelectrode manufacturing workstation.</a> Med Biol Eng Comput. 26 (6), 669-672 (1988).</li>
<li>Sugiyama, K., Dong, W. K., Chudler, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simplified+method+for+manufacturing+glass-insulated+metal+microelectrodes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A simplified method for manufacturing glass-insulated metal microelectrodes.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 73-80 (1994).</li>
<li>Ulanovsky, N., Las, L., Nelken, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Processing+of+low-probability+sounds+by+cortical+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Processing of low-probability sounds by cortical neurons.</a> Nat Neurosci. 6 (4), 391-398 (2003).</li>
<li>Escera, C., Malmierca, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+auditory+novelty+system%3A+An+attempt+to+integrate+human+and+animal+research%5BTitle%5D)+AND+%22Psychophysiology%22%5BJournal%5D)">The auditory novelty system: An attempt to integrate human and animal research.</a> Psychophysiology. 51 (2), 111-123 (2014).</li>
<li>Malmierca, M. S., Sanchez-Vives, M. V., Escera, C., Bendixen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+adaptation%2C+novelty+detection+and+regularity+encoding+in+audition%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Syst+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Neuronal adaptation, novelty detection and regularity encoding in audition.</a> Front Syst Neurosci. 8, 111(2014).</li>
<li>Malmierca, M. S., Cristaudo, S., Perez-Gonzalez, D., Covey, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulus-specific+adaptation+in+the+inferior+colliculus+of+the+anesthetized+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Stimulus-specific adaptation in the inferior colliculus of the anesthetized rat.</a> J Neurosci. 29 (17), 5483-5493 (2009).</li>
<li>Antunes, F. M., Nelken, I., Covey, E., Malmierca, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulus-specific+adaptation+in+the+auditory+thalamus+of+the+anesthetized+rat%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Stimulus-specific adaptation in the auditory thalamus of the anesthetized rat.</a> PLoS ONE. 5 (11), 14071(2010).</li>
<li>von der Behrens, W., Bauerle, P., Kossl, M., Gaese, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlating+stimulus-specific+adaptation+of+cortical+neurons+and+local+field+potentials+in+the+awake+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Correlating stimulus-specific adaptation of cortical neurons and local field potentials in the awake rat.</a> J Neurosci. 29 (44), 13837-13849 (2009).</li>
<li>Perez-Gonzalez, D., Malmierca, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variability+of+the+time+course+of+stimulus-specific+adaptation+in+the+inferior+colliculus%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Variability of the time course of stimulus-specific adaptation in the inferior colliculus.</a> Front Neural Circuits. 6, 107(2012).</li>
<li>Duque, D., Malmierca, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulus-specific+adaptation+in+the+inferior+colliculus+of+the+mouse%3A+anesthesia+and+spontaneous+activity+effects%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Struct+Funct%22%5BJournal%5D)">Stimulus-specific adaptation in the inferior colliculus of the mouse: anesthesia and spontaneous activity effects.</a> Brain Struct Funct. , (2014).</li>
<li>Merrill, E. G., Ainsworth, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glass-coated+platinum-plated+tungsten+microelectrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Biol+Eng%22%5BJournal%5D)">Glass-coated platinum-plated tungsten microelectrodes.</a> Med Biol Eng. 10 (5), 662-672 (1972).</li>
<li>Ainsworth, A., Dostrovsky, J. O., Merrill, E. G., Millar, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+method+for+insulating+tungsten+micro-electrodes+with+glass+%5Bproceedings%5D%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">An improved method for insulating tungsten micro-electrodes with glass [proceedings].</a> J Physiol. 269 (1), 4-5 (1977).</li>
<li>Bryant, J. L., Roy, S., Heck, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+stereotaxic+recordings+of+neuronal+activity+in+awake%2C+head-restrained+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A technique for stereotaxic recordings of neuronal activity in awake, head-restrained mice.</a> J Neurosci Methods. 178 (1), 75-79 (2009).</li>
<li>Portfors, C. V., Roberts, P. D., Jonson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Over-representation+of+species-specific+vocalizations+in+the+awake+mouse+inferior+colliculus%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Over-representation of species-specific vocalizations in the awake mouse inferior colliculus.</a> Neuroscience. 162 (2), 486-500 (2009).</li>
<li>Portfors, C. V., Mayko, Z. M., Jonson, K., Cha, G. F., Roberts, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+organization+of+receptive+fields+in+the+auditory+midbrain+of+awake+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Spatial organization of receptive fields in the auditory midbrain of awake mouse.</a> Neuroscience. 193, 429-439 (2011).</li>
<li>Muniak, M. A., Mayko, Z. M., Ryugo, D. K., Portfors, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+an+awake+mouse+for+recording+neural+responses+and+injecting+tracers%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Preparation of an awake mouse for recording neural responses and injecting tracers.</a> J Vis Exp. (64), (2012).</li>
<li>Deacon, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Housing%2C+husbandry+and+handling+of+rodents+for+behavioral+experiments%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Housing, husbandry and handling of rodents for behavioral experiments.</a> Nat Protoc. 1 (2), 936-946 (2006).</li>
<li>Malmierca, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+discontinuous+tonotopic+organization+in+the+inferior+colliculus+of+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A discontinuous tonotopic organization in the inferior colliculus of the rat.</a> J Neurosci. 28 (18), 4767-4776 (2008).</li>
<li>Izquierdo, M. A., Gutierrez-Conde, P. M., Merchan, M. A., Malmierca, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-plastic+reorganization+of+frequency+coding+in+the+inferior+colliculus+of+the+rat+following+noise-induced+hearing+loss%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Non-plastic reorganization of frequency coding in the inferior colliculus of the rat following noise-induced hearing loss.</a> Neuroscience. 154 (1), 355-369 (2008).</li>
<li>Palmer, A. R., Shackleton, T. M., Sumner, C. J., Zobay, O., Rees, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Classification+of+frequency+response+areas+in+the+inferior+colliculus+reveals+continua+not+discrete+classes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Classification of frequency response areas in the inferior colliculus reveals continua not discrete classes.</a> J Physiol. 591 (16), 4003-4025 (2013).</li>
<li>Ayala, Y. A., Malmierca, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulus-specific+adaptation+and+deviance+detection+in+the+inferior+colliculus%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Stimulus-specific adaptation and deviance detection in the inferior colliculus.</a> Front Neural Circuits. 6, 89(2013).</li>
<li>Duque, D., Perez-Gonzalez, D., Ayala, Y. A., Palmer, A. R., Malmierca, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topographic+distribution%2C+frequency%2C+and+intensity+dependence+of+stimulus-specific+adaptation+in+the+inferior+colliculus+of+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Topographic distribution, frequency, and intensity dependence of stimulus-specific adaptation in the inferior colliculus of the rat.</a> J Neurosci. 32 (49), 17762-17774 (2012).</li>
<li>Ayala, Y. A., Perez-Gonzalez, D., Duque, D., Nelken, I., Malmierca, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frequency+discrimination+and+stimulus+deviance+in+the+inferior+colliculus+and+cochlear+nucleus%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Frequency discrimination and stimulus deviance in the inferior colliculus and cochlear nucleus.</a> Front Neural Circuits. 6, 119(2013).</li>
<li>Perkins, M. N., Stone, T. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+release+of+%5B3H%5D-purines+by+quinolinic+acid+and+related+compounds%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">In vivo release of [3H]-purines by quinolinic acid and related compounds.</a> Br J Pharmacol. 80 (2), 263-267 (1983).</li>
<li>Lalley, P. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLalley%2C+PM+%22Modern+Techniques+in+Neuroscience+Research%22">Modern Techniques in Neuroscience Research</a>. Windhorst, U., Johansson, H. , Springer. Berlin Heiderlberg. Ch. 7 193-212 (1999).</li>
<li>Candy, J. M., Boakes, R. J., Key, B. J., Worton, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+of+the+release+of+amines+and+antagonists+with+their+effects%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropharmacology%22%5BJournal%5D)">Correlation of the release of amines and antagonists with their effects.</a> Neuropharmacology. 13 (6), 423-430 (1974).</li>
<li>Martins, A. R., Froemke, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordinated+forms+of+noradrenergic+plasticity+in+the+locus+coeruleus+and+primary+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Coordinated forms of noradrenergic plasticity in the locus coeruleus and primary auditory cortex.</a> Nat Neurosci. , (2015).</li>
<li>LeBeau, F. E., Rees, A., Malmierca, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+GABA-+and+glycine-mediated+inhibition+to+the+monaural+temporal+response+properties+of+neurons+in+the+inferior+colliculus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Contribution of GABA- and glycine-mediated inhibition to the monaural temporal response properties of neurons in the inferior colliculus.</a> Journal of Neurophysiology. 75 (2), 902-919 (1996).</li>
<li>Ayala, Y. A., Malmierca, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cholinergic+modulation+of+stimulus-specific+adaptation+in+the+inferior+colliculus%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Cholinergic modulation of stimulus-specific adaptation in the inferior colliculus.</a> The Journal of Neuroscience. 35 (35), 12261-12272 (2015).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die microiontophoresis von neuroaktiven Substanzen in wachen Tieren ist eine leistungsstarke Technik zur Sonde und die Rolle der spezifischen synaptischen Eingaben auf die Aktivität der einzelnen Neuronen 40,41 sezieren. Noch wichtiger ist, ermöglicht dieses Verfahren die Bestimmung der Auswirkungen der Neurotransmitter und Neuromodulatoren auf neuronale Schaltkreise ohne die mögliche Störung von Anästhetika. Hier zeigen wir , dass die Anwendung von Gabazin in dem IC von wach Mäusen robust die Frequenzeinstel...

Das Zusammenspiel von neuronalen Erregung und Hemmung ist von grundlegender Bedeutung für die Verarbeitung von Sinnesinformationen 1. Es ist auch bekannt , dass der Anästhesie einen starken Einfluss auf die Dynamik der kortikalen Aktivierung hat und das zeitliche Muster der synaptischen Eingänge 2,3. Beispielsweise wurde beobachtet , daß Anästhetika die Dauer visuell hervorgerufenen Reaktionen in kortikalen Neuronen 3,4 verändern. Darüber hinaus unterscheidet sich das Verhältnis zwischen erregenden und hemmenden synaptischen Eingänge in narkotisierten und wachen Tieren 4,5, zu verändern sowohl evozierten und spontanen Aktivitätsraten 6,7. Durch die synaptischen Leitwerte Messung, Haider und Kollegen 4 gefunden , dass die Hemmung abgestimmt Erregung in Amplitude unter Narkose während im Wachzustand, Hemmung stärker als Anregung war. Diese Ergebnisse veranlassen, die Entwicklung von experimentellen Verfahren, die Auswirkungen der spezifischen synaptischen Eingänge auf die sensorische Verarbeitung in wach Tiere zu studieren. &lt;p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Die gesteuerte Ausstoß von geladenen neuro Substanzen durch kleine Strominjektionen Anwendung (in der Größenordnung von nA) wurde ausgiebig verwendet , um den Beitrag der synaptischen Eingänge zu untersuchen und die Rolle der vermeintlichen Zell - Rezeptoren in der sensorischen Verarbeitung 8-13 . Diese Technik, die als microiontophoresis bekannt ist, ermöglicht die Anwendung von Medikamenten in der Nähe des aufgezeichneten neuron, was zu einem schnellen und beschränkte Wirkung beiträgt. Dieses Verfahren ist besser geeignet für lokale Effekte von neuroaktiven Substanzen studiert, im Vergleich zu den weit verbreiteten Effekt durch andere experimentelle Manipulationen, wie systemische Injektionen, Mikrodialyse oder die Verwendung von optogenetische Techniken ausgelöst. Üblicherweise wird eine Huckepack-Elektrodenkonfiguration 14,15 wird verwendet , um gleichzeitig das Ziel Neuron aufnehmen und die neuro Substanzen von Interesse zu liefern. Es besteht aus einer Aufzeichnungselektrode mit einem mehrgehäusigen Pipette angebracht, die die neuroaktiven Substanzen trägt. Abwandlungen der original Verfahren von Havey und Caspary 14 umgesetzt wurden. Beispielsweise eine Wolframelektrode, anstelle einer Glas ein, verwendet werden , um die neuronale Aktivität 16 aufzunehmen. Bisher veröffentlichte Verfahren zur Herstellung von Wolframelektroden 17,18 umfassen drei allgemeine Schritte: elektrolytische Ätzen von Wolfram Drahtspitzen, Glasisolierung, und die Einstellung der Spitze Belichtung , um die Aufnahme Anforderungen erfüllen. Ein interessantes und emergent Feld in auditorische Neurowissenschaften ist die Untersuchung der Stimulus spezifische Anpassung (SSA 19). SSA ist eine spezifische Abnahme der neuronalen Reaktion auf sich wiederholende Geräusche, die nicht auf andere, selten präsentiert Klänge nicht verallgemeinern. Die Bedeutung der SSA liegt in ihrer möglichen Rolle als neuronales Mechanismus zugrunde liegende deviance Detektion im auditorischen Gehirn sowie eine mögliche neuronale Korrelat für die späte Mismatch - Negativität Komponente des Gehör Potential 20,21 evozierte. SSA occurs vom IC bis zum auditorischen Cortex 19,22-24. GABA A -vermittelte Hemmung wurde als Verstärkungssteuerungsmechanismus auf SSA 7,16,25, die auch gezeigt wurde , werden beeinflußt durch Anästhesie 26 einwirken demonstriert. Hier stellen wir ein Protokoll , das für die Aufzeichnung der Single-Unit - Aktivität von IC - Neuronen vor und während der Anwendung eines selektiven Antagonisten der GABA A -Rezeptoren in wachen Mäusen zuvor beschriebenen Verfahren kombiniert. Zunächst beschreiben wir die Herstellung von Huckepack-Elektroden und anderen, den chirurgischen und Aufzeichnungsverfahren. Um die Wirksamkeit der Wirkstofffreisetzung zu testen, verglichen wir die rezeptiven Feld sowie das Niveau der SSA von IC-Neuronen vor und während der microiontophoretic Ausstoß von Gabazin.

<table><tbody><tr><td>Wolframdraht</td><td>Harvard Apparatus LTD</td><td>33-0099</td><td>0,005 Zoll x 3 Zoll</td></tr><tr><td>Kapillare aus Borosilikatglas&nbsp;</td><td>Harvard Apparatus LTD</td><td>30-0053</td><td>Borosilikat-Standardwand ohne Filament, 1,5 mm AD, 0,86 mm ID, 100 mm lange</td></tr><tr><td>Multibarrel-Glaskapillaren&nbsp;</td><td>World Precision Instruments</td><td>5B120F-4&nbsp;</td><td>5-Zylinder-Kapillare, 4 Zoll lang, 1,2 mm Außendurchmesser, mit Filament</td></tr><tr><td>Diaplus</td><td>DiaDent</td><td>2001-2101</td><td>Lichthärtender Klebstoff zur Befestigung der Wolframelektrode an der Glas-Mehrlaufpipette</td></tr><tr><td>G-Bond</td><td>GC Corporation</td><td>2277</td><td>Lichthärtender Klebstoff zur Befestigung des Kopfpfostens am Schädel des Tieres</td></tr><tr><td>Charisma</td><td>Heraeus Kulzer</td><td>66000087</td><td>Lichthärtendes Komposit, das zur Verstärkung der Verbindung des Kopfpfostens mit dem Schädel</td></tr><tr><td>verwendet wird Araldit Cristal</td><td>Ceys</td><td></td><td>2-Komponenten-Exoxy, das verwendet wird, um die Befestigung der Wolframelektrode an der Glas-Mehrlaufpipette weiter zu sichern</td></tr><tr><td>Heizdecke</td><td>Cibertec</td><td>RTC1</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktischer Rahmen</td><td>Narishige</td><td>SR-6N</td><td>Modifiziert für Mäuse</td></tr><tr><td>Mikroiontophoretische Vorrichtung</td><td>Harvard Apparatus LTD</td><td>Neurophore BH-2</td><td>Inklusive IP-2-Iontophoresepumpen (eine für jeden Wirkstoffabgabekanal) und einem Balance-Modul</td></tr><tr><td>Multibarrel-Glaspipettenzieher</td><td>Narishige</td><td>Modell PE-21</td><td></td></tr><tr><td>LED-Lampe</td><td>Technoflux</td><td>CV-215</td><td>5 W, 430-485 nm</td></tr><tr><td>MicroFil</td><td>World Precision Instruments</td><td>MF34G-5</td><td>Flexible Kunststoffnadel, 34 AWG</td></tr><tr><td>Imalgene</td><td>Merial Ketamin</td><td></td><td>, 100 mg/mL</td></tr><tr><td>Rompun</td><td>Bayer</td><td></td><td>Xylazin, 20 mg/ml</td></tr><tr><td>Gabazin / SR-95531</td><td>Sigma</td><td>S106</td><td>Vorbereiten ~ 1000 μm; l 20 mM Gabazin in destilliertem Wasser und stellen Sie den pH-Wert auf 4</td></tr></tbody></table>

die extrazelluläre aufnahme neuronaler aktivität in kombination mit microiontophoretic anwendung von neuroaktiven substanzen in awake mäuse

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Unterschiede in der Aktivität von Neurotransmittern und Neuromodulatoren und folglich verschiedene neuronale Reaktionen können zwischen narkotisierten und wachen Tieren gefunden werden. Daher sind Verfahren ermöglicht die Manipulation von synaptischen Systeme in wach Tiere erforderlich, um den Beitrag der synaptischen Eingaben neuronalen Verarbeitung unbeeinflußt von Anästhetika zu bestimmen. Hier stellen wir Methoden zur Konstruktion von Elektroden gleichzeitig extrazelluläre neuronale Aktivität aufzuzeichnen und mehrere neuroaktive Substanzen freisetzen in der Nähe der Aufzeichnungs Seiten in wach Mäusen. Durch diese Verfahren kombiniert, führten wir microiontophoretic Injektionen von Gabazin selektiv zu GABA - A - Rezeptoren in Neuronen des Colliculus inferior von Kopf-gezügelt Mäuse blockieren. Gabazin erfolgreich Nervenreaktionseigenschaften wie beispielsweise die Frequenzantwortbereich und Stimulusspezifische Anpassung modifiziert. Somit zeigen wir, dass unser Verfahren geeignet sind, recording Single-Unit-Aktivität und für die Rolle der spezifischen Neurotransmitter-Rezeptoren in auditorischen Verarbeitung sezieren. Die Haupteinschränkung des beschriebenen Verfahrens ist die relativ kurze Aufnahmezeit (~ 3 h), die durch die Höhe der Gewöhnung des Tieres zu den Aufnahmen bestimmt. Auf der anderen Seite können mehrere Aufnahmen in demselben Tier durchgeführt werden. Der Vorteil dieser Technik gegenüber anderen experimentellen Verfahren verwendet, um das Niveau der Neurotransmission oder Neuromodulation (wie systemische Injektionen oder die Verwendung von optogenetische Modelle) zu manipulieren, ist, dass die Arzneimittelwirkung auf die lokalen synaptischen Eingaben in das Zielneurons beschränkt. Darüber hinaus ermöglicht die kundenspezifische Herstellung von Elektroden Einstellung bestimmter Parameter entsprechend der neuralen Struktur und Art des Neurons von Interesse (beispielsweise der Spitze Widerstand zur Verbesserung des Signal-Rausch-Verhältnis der Aufnahmen).

Wir nahmen die Single-Unit-Aktivität von 4 gut isolierte Neuronen des IC. Typische Signal-zu-Rausch - Verhältnisse bei der extrazellulären Aufzeichnungen in wach Mäusen sind in 3B gezeigt. 4A zeigt den Frequenzgang Bereich (FRA) jedes Neurons vor und während der Blockade der GABA A -Rezeptoren mit Gabazin. Ein Inkrement in der Antwortstärke (spikes / Stimulus) sowie einer Verbreiterung der spektralen Verschiebung beobachtet. Das Inkrement in d...

Wir stellen Methoden zur Konstruktion von Elektroden vor, um gleichzeitig extrazelluläre neuronale Aktivität aufzuzeichnen und mehrere neuroaktive Substanzen in der Nähe der Aufzeichnungsstellen bei wachen Mäusen freizusetzen. Diese Technik ermöglicht die detaillierte Analyse mutmaßlicher lokaler synaptischer Eingaben an das interessierende Neuron.

Die extrazelluläre Aufnahme neuronaler Aktivität in Kombination mit Microiontophoretic Anwendung von neuroaktiven Substanzen in Awake Mäuse

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Auswirkungen synaptischer Eingaben auf die neuronale Verarbeitung mithilfe mikroiontophoretischer Injektionen neuroaktiver Substanzen bei wachen Tieren zu beeinflussen. Diese Methode kann helfen, zentrale Funktionen aufzuklären, beispielsweise die Rolle von Neurotransmittern und deren Wechselwirkungen bei der Verarbeitung sensorischer Reize und deren Kodierung in sensorischen Systemen. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie die gezielte Beeinflussung lokaler synaptischer Eingaben an das Neuron sowie die Untersuchung neuronaler modulatorischer Systeme ermöglicht, ohne durch Anästhesie beeinträchtigt zu werden.Obwohl dieses Instrument hier bei fixierten Mäusen verwendet wurde, kann es auch bei anderen Säugetieren wie Fledermäusen, Ratten oder Meerschweinchen eingesetzt werden. Um dieses Verfahren zu beginnen, platzieren Sie die Wolframdrähte in einem speziell angefertigten Ausrichtwerkzeug zum Schneiden. Befestigen Sie die losen Enden der Drähte vorsichtig mit Klebeband und schneiden Sie sie auf die gewünschte Länge zu. Ziehen Sie anschließend vorsichtig am Klebeband, um die Wolframdrähte aus dem Ausrichtwerkz

extracellular-recording-neuronal-activity-combined-with

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Elektrophysiologische Charakterisierung von neuronalen Antworten ist für das Verständnis der Gehirnfunktion und für das Führen der Anordnung von Farbstoffen für die Ablaufverfolgung Weg wichtig. Allerdings sind viele Studien an narkotisierten Tieren durchgeführt. Um die Hirnfunktion ohne Betäubung zu verstehen, entwickelten wir eine Methode, um neuronale Antwort Eigenschaften zu erfassen und zu injizieren Farbstoffe in wach-Maus.

Die Erstellung eines Awake Mausklick für Aufnahme neuronalen Antworten und Einspeisen von Tracer

Dieses Video zeigt die Untersuchung der neuronalen Aktivität in einer bestimmten Region des Mäusegehirns, die auditive Reize verarbeitet. Die Technik beinhaltet die Anwendung eines inhibitorischen Neurotransmissionsblockers und den Vergleich neuronaler Reaktionen auf auditive Reize vor und nach der Anwendung des Medikaments auf die lokalisierte Gehirnregion.

Untersuchung der auditiven neuronalen Reaktionen bei einer wachen Maus in Gegenwart eines inhibitorischen Neurotransmitterblockers

Quelle: Moore, J. D., et al. Juxtazelluläre Überwachung und Lokalisierung einzelner Neuronen innerhalb subkortikaler Hirnstrukturen von wachen, kopfgefesselten Ratten. J. Vis. Exp. (2015)Dieses Video zeigt die Methode der juxtazellulären Aufzeichnung und Färbung bei einer gefesselten, wachen Ratte. Das Verfahren beinhaltet die Aufzeichnung von Signalen von Neuronen und die Injektion von Farbstoff, um die Aufnahmestelle genau zu lokalisieren. Diese Technik ermöglicht eine genaue Zuordnung der...

Juxtazelluläre Aufzeichnung und Färbung zur präzisen Kartierung der neuronalen Aktivität bei einer wachen Ratte 

Hemmung der neuronalen Aktivität und deren elektrophysiologischer Nachweis bei einer Ratte

Dieses Protokoll beschreibt das Design und die chirurgische Implantation eines kopffixierenden Mechanismus zur Überwachung der neuronalen Aktivität in subkortikalen Gehirnstrukturen bei wachen Ratten.  Es beschreibt Verfahren zur Isolierung einzelner Neuronen in der juxtazellulären Konfiguration und zur effizienten Identifizierung ihrer anatomischen Positionen.

Juxtacellular Überwachung und Lokalisierung von einzelnen Neuronen im Sub-kortikalen Hirnstrukturen der Alarm, Head-zurückhaltende Ratten

Diese Methode erstellt eine greifbare, vertraute Umgebung für die Maus zu navigieren und zu erkunden während der mikroskopischen Abbildung oder Einzelzellelektrophysiologischen Ableitungen, die feste Fixierung des Kopfes des Tieres verlangen.

Flach platt Klima angehoben Plattform: Eine neue Methode zur Kombination von Verhalten mit Mikroskopie oder Elektrophysiologie auf Awake frei bewegen Nagetiere

In dieser Studie wird die Methodik vorgestellt, wie man mehrfache in vivo elektrophysiologische Aufnahmen aus dem hyperdirekten Weg unter Urethananästhesie durchführt.

Akut<em&gt; In vivo</em&gt; Elektrophysiologische Aufzeichnungen von lokalen Feldpotentialen und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten

Diese Arbeit stellt eine Methode, um eine optogenetische Monoblock-Aufnahme zuverlässig aus einem wach Maus über eine maßgeschneiderte Glas Optrode durchführen.

Optogenetik Identifikation eines neuronalen Typs mit einer Glas-Optrode wach Mäuse

In dieser Arbeit beschreiben wir ein Protokoll, das die Adeno-assoziierte Virusinjektion mit der Implantation eines Schädelfensters kombiniert, um die Dynamik der Mikroglia und die neuronale Aktivität in wachen Mäusen simultan abzubilden.

Simultane Bildgebung von Mikrogliadynamik und neuronaler Aktivität in wachen Mäusen

Das Protokoll beschreibt die Methodik der extrazellulären Aufzeichnung im motorischen Kortex (MC), um extrazelluläre elektrophysiologische Eigenschaften in frei beweglichen bewussten Mäusen aufzudecken, sowie die Datenanalyse von lokalen Feldpotentialen (LFPs) und Spikes, die für die Bewertung der neuronalen Netzwerkaktivität nützlich ist, die dem interessierenden Verhalten zugrunde liegt.

Mehrkanalige extrazelluläre Aufzeichnung bei frei beweglichen Mäusen

Ein kostengünstiges elektroenzephalographisches Aufzeichnungssystem in Kombination mit einer millimetergroßen Spule wird vorgeschlagen, um die transkranielle Magnetstimulation des Mäusegehirns in vivo zu steuern. Unter Verwendung herkömmlicher Schraubenelektroden mit einem speziell angefertigten, flexiblen Multielektroden-Array-Substrat kann als Reaktion auf die transkranielle Magnetstimulation eine Multi-Site-Aufzeichnung aus dem Mäusegehirn durchgeführt werden.

Kostengünstiges elektroenzephalographisches Aufzeichnungssystem in Kombination mit einer millimetergroßen Spule zur transkraniellen Stimulation des Mäusegehirns in vivo

Lernen Sie die Mikroiontophorese neuroaktiver Substanzen bei wachen Mäusen zur Manipulation synaptischer Eingänge. Diese Methode ermöglicht die detaillierte Analyse neuronaler Verarbeitung ohne Anästhesie.

Die extrazelluläre Aufnahme neuronaler Aktivität in Kombination mit Microiontophoretic Anwendung von neuroaktiven Substanzen in Awake Mäuse (Video) | JoVE Journal

Die extrazelluläre Aufnahme neuronaler Aktivität in Kombination mit Microiontophoretic Anwendung von neuroaktiven Substanzen in Awake Mäuse

Weitere Videos entdecken