Name: Langzeit-Blutdruckmessung in sich frei bewegenden Mäuse Telemetrie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 54 s
Description: Erfahren Sie die Langzeit-Blutdruckmessung bei frei beweglichen Mäusen mittels implantierbarer Radiotelemetrie. Diese Methode ermöglicht kontinuierliche Überwachung ohne Stressartefakte für die Gefäßforschung.

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Diese Arbeit wurde unterstützt von den National Institutes of Health (NIH/NHLBI) [Förder-Nr. HL114869] und die Unterstützung von UTHSC bis SM.

Ethik-Anweisung: Alle Tier Verfahren in diesem Video-Artikel erwähnt wurden überprüft und von der Animal Care und Use Committee (IACUC) an der University of Tennessee Health Science Center genehmigt. Hinweis: Verwenden Sie sterile Mikro Instrumente während des chirurgischen Eingriffs. Chirurgische Instrumente sterilisiert werden können, einen Infrarot-Sterilisator in einem optimalen Sterilisationstemperatur von 1.500 ° F (815,6 ° C) verwendet. Entfernungsmesser kann wiederverwendet werden, jedoch, bevor es in das Tier sicher Einführen des gesamten Senders gemäß der Anweisungen des Herstellers, und dass die Spitze des Katheters mit einem speziellen Gel wurde vom Hersteller bereitgestellt nachgefüllt zu sterilisieren. 1. Versuchstiere <ol><li> Erhalten Sie IACUC Genehmigung für alle Experimente, die durchgeführt werden soll. Beratung bei institutionellen IACUC ist stark in Bezug auf Anforderungen empfohlen für die postoperative Analgesie nach diesem Verfahren. </li><li> Halten Sie die Tiere in clima kontrollierter Räume eine Umgebungstemperatur von 21 ° C, 60% relative Luftfeuchtigkeit, und eine 12-Stunden-Licht-Dunkel-Zyklus mit freiem Zugang zu Nahrung und Wasser. Anmerkung: Da die Mauskörper den Telemetriesonde aufzunehmen hat (annähernd 1 cm Durchmesser x 2 cm lang), es bevorzugt ist, Mäuse zu verwenden, die 20 g oder mehr wiegen. </li></ol> 2. Anästhesie und Operative Vorbereitung <ol><li> Wiegen Sie die Maus, um eine Präzisionswaage mit und notieren Sie sein Gewicht. Achten Sie darauf, das Tier sanft und leise zu behandeln. </li><li> Legen Sie das Tier in die Induktionskammer und schließen Sie es. Eingestellt Sauerstoffdurchflussrate von 0,5 L / min und eingestellt Isofluran-Konzentration bei 4 bis 5%. </li><li> Wenn die Maus das Bewusstsein verliert, legen Sie es auf eine Körperwärmeplatte bei 36 gehalten - 37 ° C. Pflegen Sie die Anästhesie über nosecone mit Isofluran-Set mit 2% (halten Durchfluss bei 0,5 l / min). </li><li> Bereiten Sie die Betriebsbereiche durch das Haar von der Rückseite des Halses zu entfernen und ter ventralen Seite des Halses durch Enthaarungscreme Anwendung. </li><li> Behandeln Sie die Inzisionsstelle mit 3-Anwendungen von chirurgischen Peeling (Betadin-Lösung) im Wechsel mit 70% Isopropylalkohol. </li></ol> 3. Chirurgie <ol><li> Platzieren Sie die Maus in Rückenlage. Prüfen Sie, ob Reflexe durch den Fuß Kneifen und Anästhesie anpassen, bis es keine Antwort gibt. Bilden eine in etwa 1 cm-Mittelschnitt unter dem Hals der Maus mit einem Skalpell. In der linken Seite des Schnitts einen subkutanen Raum schaffen, indem Sie vorsichtig die Haut von dem darunterliegenden Bindegewebe trennt. </li><li> Drehen Sie die Maus, und verwenden Sie ein Skalpell, um einen Hautschnitt von ca. 1,5 cm in der dorsalen linken Seite hinter dem Schulterblatt. Erstellen Sie eine subkutane Tasche entlang der Flanke des Tieres groß genug, um das Gerät aufzunehmen. Stecken Sie den Sender in die Tasche. </li><li> Legen Sie eine kleine hemostat Klemme in den Rücken Einschnitt und manövrieren sie subkutan in Richtung der vorderenHalsöffnung. Mit dem eingefügten hemostat Klemme, greifen Sie sanft ein ungiftiges Polyethylenrohr (4 cm Länge x 1 mm ID). <ol><li> Ziehen Sie den hemostat zurück durch den Tunnel aus dem lateralen Einschnitt in den Rücken, bis der Schlauch von beiden Bauch- und Dorsalschnitt ragt, lassen Sie den Schlauch vom hemostat. Von der Rückseite, legen Sie die Katheter-Sensor in das Rohr Tunnel die Spitze des Drucksensorkatheter durch den Hals. Vom Hals vorderen, ziehen und den Polyethylenschlauch entfernen und den Dorsalschnitt mit Metallklammern schließen. </li></ol></li><li> Trennen Sie sorgfältig die Mandibeldrüsen mit sterilen Spitze Applikatoren Baumwolle und Einfahren der linken Kieferdrüse einen elastischen Aufenthalt Haken verwenden. Mit feinen bestückte gebogenen Pinzette, suchen Sie die Arteria carotis auf der linken Seite der Trachea. Halten Sie die Operationsstelle steril, indem und eine sterile Abdeckung zu sichern. <ol><li> Sorgfältig isolieren, das Schiff aus dem umgebenden Gewebe und trennen sanft dieVagusnerv (weißlich), die entlang der A. carotis von der Arterie entfernt ist. Achten Sie darauf, nicht zu schneiden oder die Nerven oder die Arterie beschädigt werden. </li></ol></li><li> Führen Sie drei Stücke von nicht resorbierbaren 7-0 Naht unterhalb der isolierten Arteria carotis Abschnitt. Binden Sie die Schädelnaht zu verschließen Blutfluss. Ziehen Sie die Naht, die am nächsten an der Brustbeins ist, um vorübergehend den Blutfluss aus der Aorta zu verschließen. </li><li> Machen Sie einen lockeren Knoten in der Mitte Naht verwendet wird. Dies wird verwendet, um den Katheter in dem Gefäß zu befestigen. Schneiden Sie einen kleinen Einschnitt in die Arterie zwischen der Schädel und den sternal Nähte mit Mikro-Schere. </li><li> Ergreifen Sie den Katheter mit Spezialschiff Kanülierung Zange, wobei darauf geachtet, den Katheter nicht zu quetschen Gel Verlust von der Sonde zu verhindern. Sanft mit einer feinen Spitze gebogenen Pinzette Pinzette die Arterie greifen, um den Katheter abzurufen und es in dem Gefäß durch den kleinen Einschnitt ein. </li><li> Ziehen Sie die mittlere Nahtknoten um die Arterie und sanft die Katze voranheter. Vorsichtig lassen Sie die Naht, die mit dem Brustbein proximal und weiterhin den Katheter in Richtung der Quer Aorta zu fördern. <ol><li> Beachten Sie die Markierung auf dem Katheter, der eine ungefähre Index gibt, wie weit der Katheter eingeführt werden soll. Sobald der Punkt erreicht ist, sanft ziehen sowohl die untere und die obere Naht um den Katheter. Der Katheter wird in die Arteria carotis durch Naht Knoten gesichert. </li></ol></li><li> Schließen Sie den Hautschnitt mit nicht resorbierbaren 5-0 Naht. Einmal geschlossen, dichten den Einschnitt mit Gewebekleber. </li></ol> 4. Chirurgische Erholung und BP-Messungen <ol><li> Monitor-Tier eng für die Rückkehr der normalen Körperhaltungen und Verhaltensweisen. Während der 24 Stunden nach der Operation Zeitraum verabreichen Analgesie, wie durch einen Mitarbeiter Tierarzt gerichtet. </li><li> Sobald die Tiere erholt haben (5 bis 7 Tage nach der Operation), Das Haus sie einzeln in einem regelmäßigen Käfig Maus auf der Oberseite des Telemetrie-Empfänger Platte gelegt. </li><li> Drehen Sie den implantierten transmitters &quot;on&quot; und &quot;off&quot; durch eine Magnetvorrichtung kurz nahe Verwendung von der Außenseite des Käfigs zu dem Tier positioniert ist. </li></ol>

<ol><li>Danaei, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+preventable+causes+of+death+in+the+United+States%3A+comparative+risk+assessment+of+dietary%2C+lifestyle%2C+and+metabolic+risk+factors%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Med%22%5BJournal%5D)">The preventable causes of death in the United States: comparative risk assessment of dietary, lifestyle, and metabolic risk factors.</a> PLoS Med. 6 (4), e1000058(2009).</li>
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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Implantierbare Radio-Telemetrie hat sich in den letzten zehn Jahren verbessert; kleinere Sondengröße macht weniger das Implantat traumatische für das Tier, verlängert die Lebensdauer der Batterie hilft, die Kosten und unabhängige Entfernungsmesser Frequenzen beseitigen Übersprechens zwischen den Empfängern zu reduzieren. Telemetrie wird der state-of-the-art - Verfahren betrachtet zum Sammeln einer Vielzahl von physiologischen Parametern von frei Tiere ohne die Artefakte , die mit der Verwendung von Rückhalte, menschlich...

Bluthochdruck ist einer der wichtigsten Risikofaktoren für Herz - Kreislauf - Erkrankungen, wohl ist es ein wichtiges Problem der öffentlichen Gesundheit sowohl in Industrie- und Entwicklungsländern 1. Mehreren Tiermodellen experimenteller Hypertonie wurden beim Menschen 2 hypertensiven Reaktionen wie die beobachtet nachzuahmen entwickelt. Unter anderem stellt die ambulante Maus ein hervorragendes Modell , um die Entstehung und das Fortschreiten der Hypertonie zu untersuchen ermöglicht in vivo Analyse der Folgen einer chronischen Exposition bei Hypertonie. Der Blutdruck (BP) Überwachung bei Mäusen hat Forscher dazu beigetragen , verschiedene Mechanismen in der Physiologie und Pathophysiologie von Erkrankungen wie Bluthochdruck und Herzinsuffizienz 3, 4 beteiligt zu entwirren. Tatsächlich Manipulation der Maus - Genom erlaubt Erzeugung transgener oder Gen-Targeting geeignete Modelle für das Studium Hypertension 5, 6. Aber auch sanfte Manipulationbewußter Mäusen induziert Aufregungen , die möglicherweise Artefakte während der Datenerfassung einführen kann, während die Verwendung von Sedierung oder tief Tranquilizer Blutdruck 7 beeinflussen. Diese Aspekte sind besonders wichtig und muss in Betracht gezogen werden, wenn langfristige BP Überwachung versuchen. Es gibt mehrere Möglichkeiten BP in Mäusen zu erfassen, und ein Vergleich zwischen den gebräuchlichsten Techniken , die derzeit verfügbar diskutiert wurde an anderer Stelle 8, 9. Allerdings schlossen die AHA Empfehlungen für BP - Messung , dass die intraarterielle Messung von BP werden in der Regel wegen ihrer Fähigkeit bevorzugt direkt BP über einen längeren Zeitraum 10 messen. Radio-Telemetrie gekoppelt mit der direkten Messung des arteriellen Drucks ist die State-of-the-art Verfahren zur Überwachung physiologischer Funktionen in wach und frei Labortiere zu bewegen , während Stress zu minimieren und umweltassoziierten Artefakte 9, 11.Radio-Telemetrie bietet die Möglichkeit, automatisch Blutdruck, Herzfrequenz, Körpertemperatur und Tieraktivität von mehreren wachen Tieren sammeln. Obwohl diese Methode ist in vielen Labors immer sehr beliebt, Radio-Telemetrie-Implantation in Mäuse können technisch anspruchsvoll sein. Hier zeigen wir einen Schritt-für-Schritt-Protokoll, das zeigt, wie ein Druckwandler in Mäusen zu implantieren. Die Technik beinhaltet subkutane Einführen der Sonde in dem Mausgehäuse, kanalisieren, um den Katheter an den Hals und nach vorne in der Nähe des Aortenbogens über die linke Arteria carotis. Remotely erfassten Daten werden live auf dem Computer-Monitor angezeigt. Die Daten werden auch für &quot;off-line&quot; Analyse gespeichert.

<table><tbody><tr><td>Anästhesiesystem für Kleintiere</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td></td><td>Anästhesiesystem für Kleintiere mit geringem Durchfluss</td></tr><tr><td>Pad-Wärmer und Maus-Termometer</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td></td><td>ermöglicht die Überwachung der Körpertemperatur und die homöotherme Kontrolle bei Kleintieren</td></tr><tr><td>Binokulares Mikroskop</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td>KSCXTS-1121</td><td>Binokularkörper mit Auslegerstativstange und oberer</td></tr><tr><td>LED-Hämostatenzange</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td>INS750451</td><td>zum Klemmen von Blutgefäßen oder zum Markieren von Nähten</td></tr><tr><td>verwendet Kleine Metallclips, 7 mm, Edelstahl</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td>INS750344</td><td>zum Hautverschluss</td></tr><tr><td>verwendet Betadine-Lösung</td><td>Purdue Products L.P., Stamford, CT, USA</td><td>NDC-67618-150-01</td><td>10%ige Povidon-Jod-Topische Lösung</td></tr><tr><td>Normale Kochsalzlösung</td><td>Abott Laboratories</td><td>04930-04-10</td><td>wird benötigt, um das Austrocknen des Gewebes zu verhindern.</td></tr><tr><td>Nair (Haarentferner-Lotion)benötigt</td><td></td><td></td> <td>für die Fellentfernung von der Stelle des Schnitts/der Operation</td></tr><tr><td>Braid-Seidennaht</td><td>Teleflex Medical OEM, Coventry, Connecticut, USA</td><td></td><td>Größe 5.0, 6.0, 7.0</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td></td><td>2716</td><td>70% Ethanol zur</td></tr><tr><td>Desinfektion Federschere&nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>15000-10</td><td>für kleinere Dissektionen</td></tr><tr><td>Schere (seitlich abgewinkelt)</td><td>Fine Science Tool</td><td>14063-011</td><td>Griff Nr. 3</td></tr><tr><td>Skalpellklinge</td><td></td><td>2976-0</td><td>Nr. 10</td></tr><tr><td>Pinzette (gebogen)</td><td>Fine Science Tool</td><td>11150-10</td><td>zum Halten von Gewebe</td></tr><tr><td>Pinzette (gerade)</td><td>Fine Science Tool</td><td>11151-10</td><td>zum Halten von Gewebe</td></tr><tr><td>Nadelhalter&nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>12002-12</td><td>zum Nähen</td></tr><tr><td>Feine Nadelzange</td><td>Fine Science Tool</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Henry Schein&nbsp; Animal Health, Melville, New York, USA</td><td></td> ein allgemeines <td>Inhalationsanästhetikum</td></tr><tr><td>Sterilizer</td><td>Benchmark Scientific, 116 Corporate Blvd, South Plainfield, NJ, USA</td><td>B1000</td><td>sterilisieren chirurgische Instrumente&nbsp; in 5-10 Sekunden mit Infrarotheizung</td></tr><tr><td>Mullpads</td><td>Johnson & Johnson, New Brunswick, NJ, USA</td><td>JJ8513</td><td>zur Wundreinigung, Vorbereitung, Reinigung oder zum Verband</td></tr><tr><td>Telemetriegerät</td><td>Data Sciences International, St. Paul, MN, USA</td><td>DSI-PA-C10</td><td>zur Aufzeichnung des Blutdrucks bei frei beweglichen Mäusen</td></tr><tr><td>Telemetrie-Empfängersystem&nbsp; mit einem PC</td><td>kombiniert Data Sciences International, St. Paul, MN, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubing</td><td>Instech Laboratories, Plymouth Meeting, PA USA</td><td>BTPE-90</td><td></td></tr><tr><td>Kanülenzange, 13 cm, Außendurchmesser 0,5 mm</td><td>World Precision Instruments</td><td>503374</td><td>spezielle Kanülenzange für Gefäße</td></tr><tr><td>Gewebekleber</td><td>3M Animal Care Products, St. Paul, MN, USA</td><td>NAC Nr.:&nbsp; 11380041</td><td>zum Verschließen kleinerer Wunden, wodurch oft keine Nähte und/oder Verbände erforderlich sind</td></tr><tr><td>.</td><td></td><td>BB300</td><td>Präzisions-Analysewaage für Labors</td></tr></tbody></table>

langzeit-blutdruckmessung in sich frei bewegenden mäuse telemetrie

Long-term Blood Pressure Measurement in Freely Moving Mice Using Telemetry

Bei der Entwicklung von neuen vasoaktiven Mitteln, arterielle Blutdrucküberwachung von entscheidender Bedeutung für die Wirksamkeit der vorgeschlagenen neuen Medikamenten zu bewerten. Tatsächlich Forschung auf die Entdeckung neuer potentielle therapeutische Targets konzentriert genetisch veränderte Mäuse verwendet, erfordert eine zuverlässige, langfristige Beurteilung der systemischen arteriellen Druckschwankung. Derzeit ist der Goldstandard Langzeitmessungen des Blutdrucks in der ambulanten Mäuse verwendet implantierbare Radiosender für den Erhalt, die Arterie Kanülierung erfordern. Diese Technik eliminiert die Notwendigkeit für Tethering, Bändigen, oder die Tiere zu betäuben, die Stress und Artefakte während der Datensampling einzuführen. Jedoch kann arterielle Blutdruckmessung in Mäusen über Katheterisierung ziemlich schwierig sein, aufgrund der geringen Größe der Arterien. Hier präsentieren wir eine Schritt-für-Schritt-Anleitung, die entscheidenden Schlüsselstellen für eine erfolgreiche subkutane Implantation von Radiosendern und Arteria carotis c illustrierenAnellierung in Mäusen. Wir sind auch Beispiele für Langzeit-Blutdruckaktivität von sich frei bewegenden Mäusen entnommen nach einer Zeit der postoperative Genesung. Im Anschluss an dieses Verfahren ermöglicht zuverlässige direkten Blutdruckaufzeichnungen von mehreren Tieren gleichzeitig.

Die Daten können von einem Empfänger erfasst remote; Spuren werden auf einem Computer - Bildschirm für die Qualitätskontrolle (Abbildung 1a) sichtbar gemacht . Details wie Tier ID, ​​der diastolische Blutdruck und der systolische Blutdruck werden auch (1b) gezeigt ist . Arterial BP kontinuierlich (24/7) aufgenommen werden können, oder für kurze programmierten Intervallen (dh 60 sec Akquisitions jede Stunde). Daten können automatisch auf einer Fe...

Das Ziel dieses Protokolls ist es, den systemischen Blutdruck bei bewussten, sich frei bewegenden Mäusen mit implantierbaren Radio-Telemetrie-Geräten zu bestimmen.

Langzeit-Blutdruckmessung in sich frei bewegenden Mäuse Telemetrie

During the development of new vasoactive agents, arterial blood pressure monitoring is crucial for evaluating the efficacy of the new proposed drugs. ...

Das Ziel dieses Protokolls besteht darin, den systemischen Blutdruck bei wachen, frei beweglichen Mäusen mithilfe implantierbarer Radiotelemetrie-Geräte zu bewerten. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Gefäßerkrankungen zu beantworten und ermöglicht die Untersuchung zahlreicher Faktoren, die an der Blutdruckregulation beteiligt sind. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie die Erfassung einer Vielzahl physiologischer Parameter bei frei beweglichen Tieren ermöglicht, ohne die durch Fixierung, menschliche Interaktion oder Anästhesie verursachten Artefakte, die bei anderen Verfahren erforderlich sind.Stellen Sie die Tiere für diese Studie bei 21 Grad Celsius und 60 % relativer Luftfeuchtigkeit in einem 12-Stunden-Licht-Dunkel-Wechselzyklus unter, und gewähren Sie freien Zugang zu Futter und Wasser. Wiegen Sie eine ausgewählte Maus, wobei Sie sie sanft und ruhig behandeln. Da der Körper in eine Telemetrieprobe passen muss, muss die Maus mindestens 20 Gramm wiegen.Zur Einleitung der Anästhesie verwenden Sie eine Induktionskammer mit vier bis fünf Prozent Isofluran, das mit 0,45 Litern pro Minute zugeführt wird. Überführen Sie die bewusstlose Maus auf eine Wärmeplatte und führen Sie ihr über eine Nasenkonne zwei Prozent Isofluran zu. Bestätigen Sie anschließend den anästhesierten Zustand durch einen Zehenquetschtest.Falls die Maus nicht reagiert, fahren Sie fort, indem Sie die ventrale Seite des Halses mit Haarentfernungsmittel enthaaren. Anschließend entfernen Sie die Haare und überschüssige Creme und reinigen die Haut durch dreimaliges abwechselndes Einwirken von Betadine und 70 % Isopropylalkohol. Die für dieses Experiment verwendeten Telemetriegeräte können wiederverwendet werden, sofern sie gemäß den Herstelleranweisungen sterilisiert werden und die Spitzen ihrer Katheter mit dem vom Hersteller bereitgestellten Gel erneut befüllt werden.Bringen Sie nun die Maus in Rückenlage und führen Sie mit einem Skalpell einen ein Zentimeter langen medianen Schnitt unterhalb des Halses durch. Erstellen Sie auf der linken Seite des Schnitts einen subkutanen Raum, indem Sie die Haut vorsichtig vom darunterliegenden Bindegewebe lösen. Drehen Sie dann die Maus um und verwenden Sie ein Skalpell, um auf der dorsalen linken Seite hinter der Schulterblattregion einen 1,5 Zentimeter langen Schnitt anzulegen.Erstellen Sie dort eine subkutane Tasche, die groß genug ist, um das Gerät aufzunehmen. Setzen Sie nun den Sender in die Tasche ein. Führen Sie dann eine kleine Hämostaseklemme in den hinteren Schnitt ein und bewegen Sie sie subkutan in Richtung der vorderen Halsöffnung.Greifen Sie vorsichtig mit der Klemme ein vier Zentimeter langes Plastikröhrchen und ziehen Sie die Haltungsschere durch den Tunnel und aus dem seitlichen Einschnitt im Rücken heraus. Öffnen Sie die Klemme, sobald das Röhrchen aus beiden Einschnitten – dem abdominalen und dem dorsalen – hervorsteht. Führen Sie nun von der Rückseite aus den Kathetersensor in das Röhrchen ein, um die Spitze des druckempfindlichen Katheters durch den Hals zu führen.Anschließend aus dem vorderen Halsbereich die Polyethylenröhre herausziehen und entfernen und den dorsalen Schnitt mit Metallclips verschließen. Danach die Unterkieferdrüsen vorsichtig mit Wattestäbchen separieren. Dann die linke Unterkieferdrüse mit einem elastischen Haltehaken zurückziehen.Verwenden Sie nun eine feine, gekrümmte Pinzette, um die Arteria carotis auf der linken Seite der Trachea zu lokalisieren, und isolieren Sie das Gefäß vorsichtig vom umgebenden Gewebe. Trennen Sie anschließend den Nervus vagus vorsichtig von der Arteria carotis, wobei darauf geachtet werden muss, weder den Nerv noch die Arterie zu durchtrennen oder zu beschädigen. Sobald die Strukturen getrennt sind, führen Sie drei Stücke einer nicht resorbierbaren 7-0-Naht unterhalb der isolierten Arteria carotis ein und binden die kraniale Naht, um den Blutfluss abzudichten.Ziehen Sie die Naht, die am nächsten am Sternum liegt, um den Blutfluss aus der Aorta vorübergehend zu unterbinden. Knoten Sie nun eine lose Schlinge mit der mittleren Naht, um den Katheter zu fixieren. Anschließend machen Sie mit einer Mikroschere einen kleinen Schnitt in die Arterie zwischen den Nähten.Unter Verwendung spezieller Gefäßkaniulationspinzetten den Katheter vorsichtig fixieren, damit die Sonde nicht herausgedrückt wird. Anschließend mit einer feinen Pinzette vorsichtig die Arterie fassen. Danach den Katheter greifen und durch den kleinen Einschnitt in das Gefäß einführen.Der kritischste Schritt in diesem Protokoll ist das Einführen der Sonde in das Gefäß. Stellen Sie daher sicher, dass Sie entspannt sind und bequem sitzen, während Sie diesen Schritt durchführen, da eine gute Handkoordination für diesen Vorgang entscheidend ist. Danach straffen Sie den mittleren Nahtknoten um die Arterie und schieben den Katheter vorsichtig voran.Danach den Faden nahe dem Sternum vorsichtig lösen und den Katheter weiter in Richtung der Aorta transversa voranschieben. Beim Vorschieben des Katheters in die Arteria carotis ist es wichtig, das Mikroenden der Sonde zu beobachten. Wird der Katheter zu weit vorgeschoben, verstopft er die Aorta und die Maus stirbt.Nachdem der Katheter bis zur korrekten Markierung eingeführt wurde, beide die untere und die obere Naht vorsichtig um den Katheter festziehen, um diesen an der Arteria carotis zu befestigen. Abschließend die Hautinzision mit einer nicht resorbierbaren 5-0-Naht verschließen und die Inzision mit einem Gewebekleber versiegeln. Postoperativ die Maus überwachen, bis sie normale Körperhaltungen und Verhaltensweisen zeigt.Verabreichen Sie in den ersten 24 Stunden Schmerzmittel gemäß Anweisung des Tierarztes. Sobald die Tiere sich fünf bis sieben Tage nach der Operation erholt haben, unterbringen Sie sie einzeln in einem regulären Mäusekäfig, der auf der Telemetriempfängerplatte steht. Um Daten zu sammeln, stellen Sie den Käfig der Maus auf die Telemetriempfängerplatte und schalten Sie den Sender mit dem magnetischen Gerät des Herstellers ein.Nach dem beschriebenen Verfahren können die Daten mittels eines Empfängers aus der Ferne erfasst werden. Die Aufzeichnungen werden zur Qualitätskontrolle auf einem Computerbildschirm dargestellt. Zusätzlich werden Angaben wie Tierkennung, diastolischer und systolischer Blutdruck sowie Datum der Erfassung angezeigt.Der arterielle Blutdruck kann kontinuierlich oder in kurzen, programmierten Intervallen aufgezeichnet werden. Eine offensichtliche Erkenntnis aus kontinuierlichen Aufzeichnungen des murinen Blutdrucks ist, dass dieser einem circadianen Rhythmus folgt. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Telemetrieproben zur schwarzbasischen Überwachung implantiert.Wenn man diese Technik einmal beherrscht, kann sie bei ordnungsgemäßer Durchführung in 30 Minuten durchgeführt werden.

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Forschung

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Medicine

Medizin

Die CODA 8-Kanal High-Throughput-Non-Invasive Blood Pressure System misst den Blutdruck in bis zu 8 Mäuse oder Ratten gleichzeitig. Dieser Schwanz-Manschette System nutzt Volume Druck Recording (VPR), um den Blutdruck durch die Bestimmung der Schwanz Blutvolumen messen.

Blutdruckmessung in Mäuse mit Volume Druck Recording, ein Tail-Manschette Methode

Eine chirurgische Technik zur Implantation von kommerziell erhältlichen Telemetriesender zur kontinuierlichen Messung des biopotential verwendet (one-Kanal-EKG), Herzfrequenz, Körpertemperatur und Bewegungsaktivität in sich frei bewegenden Mäusen gezeigt. Empfehlungen und Protokolle für die post-operative Betreuung und Schmerzlinderung, Verbesserung der Einziehung, Wohlbefinden und Überlebensrate werden ebenfalls vorgestellt.

Die Implantation von Radiotelemetrie Sender Nachgeben Daten über EKG, Herzfrequenz, Körpertemperatur und Aktivität in frei bewegliche Labormäusen

Dieser Film zeigt, wie die systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen zu erwerben. Die ganze Überwachung umfasst Erwerb von Vitalparametern, systemischer Blutdruck, zentraler Venendruck, gemeinsame Leberarterie Strömungsrate und Pfortader Druck sowie das Portal Flussrate bei Mäusen.

Überwachung der System und Leber hämodynamischen Parameter in Mäuse

Narkotisierten Mäuse zeigen unphysiologischen systemischen Blutdruck, die aussagekräftige Beurteilung der autonomen Ton gegeben die intime Beziehung zwischen Blutdruck und das vegetative Nervensystem ausschließt. Somit ist eine neuartige Methode zur gleichzeitig aufzeichnen renalen sympathischen Nerven-Aktivität und Blutdruck mit intravenösen Infusion in bewusste Mäuse skizziert.

Neuer Ansatz zur gleichzeitigen Erfassung von renalen sympathischen Nerven-Aktivität und Blutdruck mit intravenösen Infusion in dem Bewusstsein, hemmungslose Mäuse.

Hier beschreiben wir eine Einrichtung zur gleichzeitigen Erfassung von Elektrokardiographie und intra-arterielle Blutdruck (BP) in experimentellen Ratten, die mit standard-Ausrüstung in Tierhaltung möglich ist und können auch auf physiologische oder pharmakologische Studien zur Pathogene oder therapeutische Mechanismen in der Herz-Kreislauf-Medizin zu untersuchen.

Gleichzeitige Elektrokardiographie Aufnahme und Invasive Blut Druckmessung bei Ratten

Der Baroreflex ist ein Mechanismus zur Regulierung der Herzfrequenz durch das autonome Nervensystem als Reaktion auf Blutdruckänderungen. Wir beschreiben eine Operationstechnik zur Implantation von Telemetriesendern zur kontinuierlichen und simultanen Messung von Elektrokardiogramm und Blutdruck bei Mäusen. Dadurch kann die spontane Baroreflexsensitivität bestimmt werden, ein wichtiger prognostischer Marker für Herz-Kreislauf-Erkrankungen.

Implantation von kombinierten telemetrischen EKG- und Blutdrucktransmittern zur Bestimmung der spontanen Baroreflexsensitivität bei bewussten Mäusen

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine langfristige kontinuierliche Messung des renalen Blutflusses bei bewussten Ratten und die gleichzeitige Erfassung des Blutdrucks mit implantierten Kathetern (flüssigkeitsgefüllt oder telemetrisch).

Kontinuierliche Langzeitmessung des renalen Blutflusses bei bewussten Ratten

Dieses Protokoll bietet ein schrittweises Verfahren zur Durchführung der mehrfachen intravenösen Bolusdosisverabreichung und invasiven hämodynamischen Überwachung bei Mäusen. Forscher können dieses Protokoll für zukünftiges therapeutisches Wirkstoff-Screening auf pulmonalarterielle Hypertonie verwenden.

Multiple intravenöse Bolusdosierung und invasive hämodynamische Beurteilung in einem Hypoxie-induzierten Mausmodell für pulmonalarterielle Hypertonie

Hier beschreiben wir eine einfache Methode, um Mäusen ein kommerzielles kontinuierliches Glukosemessgerät zu implantieren, das für Patienten entwickelt wurde, und stellen die Skripte zur Analyse der Ergebnisse zur Verfügung.

Einfache kontinuierliche Glukosemessung bei frei beweglichen Mäusen

Ein Mausmodell für Ventilator induzierte Lungenschädigung ist ein wichtiges Instrument, um eine akute Lungenversagen...

Pressure Controlled Ventilation zu Acute Lung Injury in Mäusen zu induzieren

Erfahren Sie die Langzeit-Blutdruckmessung bei frei beweglichen Mäusen mittels implantierbarer Radiotelemetrie. Diese Methode ermöglicht kontinuierliche Überwachung ohne Stressartefakte für die Gefäßforschung.

Langzeit-Blutdruckmessung in sich frei bewegenden Mäuse Telemetrie

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