Name: Die Benthic Austausch von O 2, N 2 Und gelöste Nährstoffe mit kleinen Kern Inkubationen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-03T10:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 11 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie benthische Austauschprozesse von O₂, N₂ und gelösten Nährstoffen mit kleinen Kerninkubationen messen. Diese effiziente Methode ermöglicht umfassende räumliche und zeitliche Abdeckung biogeochemischer Sedimentprozesse in aquatischen Ökosystemen.

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Die Autoren entwickelt, um diesen Ansatz unserer Beobachtungen der Arbeit von Walter Boynton und Pete Sampou und kooperative Arbeit an Denitrifikation mit Todd Kana an der University of Maryland Center for Environmental Science durchgeführt. Die Entwicklung unserer Denitrifikation Ansätze wäre nicht möglich gewesen ohne die Unterstützung des Maryland Sea Grant Program und der National Science Foundation. Die repräsentativen Daten hier verwendet wurden mit Mitteln aus Maryland Sea Grant (R / AQ-5c) und das Schreiben Bemühungen gesammelt wurden von Maryland Sea Grant (R / SV-2) unterstützt, die Oyster Recovery-Partnership die NOAA Chesapeake Bay Amt (NA13NMF4570210), , der National Science Foundation (OCE1427019), Exelon Corporation und der Maryland Umwelt Service / Maryland Hafenverwaltung.

Hinweis: Die Sammlung von Kernen mit ungestörter Sediment-Wasser-Grenzflächen zu machen gute experimentelle Messungen der Austausch von wesentlicher Bedeutung ist; hoch gestörten Kerne sind wahrscheinlich Porenwasser gelöste Stoffe mit überlagernden Wasser auszutauschen und haben die Aufnahme von Sauerstoff durch die Oxidation von Fe (II) und reduzierten Schwefelverbindungen verbessert. In diesem Beitrag möchten wir betonen, Sediment Inkubation Verfahren von Sedimenten mit nur kursorisch Aufnahme von Sedimentproben Techniken und chemische Analysen von gelösten Stoffen und Gasen. Vor der Entnahme oder auf Basis von ersten Ergebnissen, bestimmen den Grad der Replikation durch den gesamten Projektanforderungen, statistische Design oder erwartete Menge von räumlichen Variabilität in kleinem Maßstab. Doppelte Kerne sind das Minimum von vielen Studien und dreifacher Ausführung sind praktisch, wenn es eine bessere statistische Analyse. 1. Sediment Sammlung und Handhabung Hinweis: Die Sammlung von Sediment für Austauschexperimente durchgeführt unter Verwendung 1) manuelles Einlegen von Kernen using Taucher oder im flachen Wasser oder in Feuchtgebieten, durch waten, 2) Pol eine Aluminiumstange mit einem manuell geschlossenes Ventil Entkernen mit Sedimenten zu behalten, oder 3) Feld Entkernung. <ol><li> An jedem Standort, notieren Sie die Standortwahl der Verwendung von GPS bestimmen Bodenwasser Sauerstoff, Temperatur und Salzgehalt eine Wasserqualität sonde mit und bestimmen die photosynthetisch aktive Strahlung (PAR) an der Oberfläche und am Boden einen PAR-Sensor / Meter. <ol><li> Senken Sie die Wasserqualität sonde bis ca. 1 m über dem Sediment und notieren unteren Wassereigenschaften (Tiefe, Temperatur, gelöster Sauerstoff, Temperatur und Salzgehalt / Leitfähigkeit). </li><li> Senken Sie einen PAR-Sensor mit einer Unterwasser-Sonde an der Sediment-Wasser-Grenzfläche eine Absenkung Rahmen verwendet wird. Vergleichen PAR Lesungen in der Nähe der Sedimentoberfläche zu PAR Messungen unmittelbar unterhalb der Luft-Wasser-Grenzfläche die Lichtdämpfung unter den Umgebungslichtbedingungen zu schätzen. </li><li> Bereitstellen eines Kastengreifer über die Seite des Bootes / Schiff, es senkt langsam Störungen zu minimierenauf das Sediment eindringt. Untersuchen Sie den Kernkasten für sichtbare Störung oder übermäßige Aufwirbelung. <ol><li> Für einen Kastengreifer, legen Kernrohre in das Sediment und ein Butylstopfen verwenden, um die Oberseite des Kerns zu bedecken. Für Fluss Experimente, während der ideale Sediment / Wasser-Balance innerhalb des Kerns ist 15 cm Wasser und 15 cm des Sediments, in groben oder hochverdichtete Sedimente weniger Sedimenttiefe zu sammeln ist ein akzeptables Ergebnis. Wenn Raten von Sauerstoffmangel zu hoch sind, verschieben das Gleichgewicht in Richtung mehr Wassersäulenhöhe. </li><li> Typischerweise verwenden 6,35 cm Innendurchmesser Kerne für Tiefsee Studien und für Sedimente mit benthischen Mikroalgen oder große Tierpopulationen, verwenden 10 cm ID-Cores. Die Hauptgrenze Kerngröße ist die Fähigkeit, den Boden des Kerns zu begrenzen. </li><li> Verschließen Sie die Unterseite mit einem Acryl-Bodenplatte, die eine eingebettete O-Ring aufweist. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis genügend Wiederholungen gesammelt werden. Mit dem Pol corer, zunächst die Acrylbodenplatte im Kern liner, entfernen Sie den Kern aus dem Ausstecher und den Anschlag hinzuzufügen. </li></ol></li></ol></li><li> Platz Kerne in einem hohen Wasserkühler isoliert, die mit Umgebungswasser aus dem Ort überflutet wird; dies hilft in situ Temperaturen aufrechtzuerhalten. Stellen Sie sicher, dass der Kühler bleibt aufrecht. Entsorgen Sie Kerne, die beim Transport gestört werden. </li><li> Pumpenboden Wasser genommen nahe der Sedimentoberfläche in 20 L-Kanister für die Verwendung in den Experimenten. Verwenden Sie eine Membranpumpe mit 10 bis 20 l / min Kapazität oder mit hoher Geschwindigkeit peristaltische Pumpe. <ol><li> In flachen ungeschichtet Wasser, füllen Sie den carboy, indem sie in dem Wasser &quot;Dunking&quot;. Filtration des Bodenwasser eine hohe Kapazität inline Patronenfilter kann an Standorten mit hohen Raten der Wassersäule Sauerstoffaufnahme oder Photosynthese (im Licht), minimiert die Korrektur aus der Wassersäule nur Steuerkerne nützlich sein. </li></ol></li><li> Transportieren der Kerne so schnell wie möglich an die Inkubation Möglichkeiten. Im Falle eines längeren Transport, aerobic Kerne können anoxischen und künstliche werden sprudelnden oder Zirkulation erforderlich sind. </li></ol> 2. Ersteinrichtung <ol><li> Bei der Inkubation Anlage, Ort Kerne in einer Inkubation Wanne entweder in einer Umwelt Raum mit kontrollierter Temperatur oder in einem doppelwandigen Inkubator mit Temperaturregelung über ein Heiz- / Kühl Zirkulator. Stellen Sie die Temperatur nach unten Wassertemperaturen in 1.1.1 gemessen. </li><li> In Bodenwasser in den Inkubator, vollständig die Sedimentkerne eingetaucht. Auch Wasser auf 5 L Kanister mit Zapfen hinzufügen, die verwendet wird, um Ersatz Wasser verzichtet werden kann. </li><li> Fügen Sie ein Wasser nur Kern (ohne Sediment) in den Inkubator. Die Verwendung von Wassersäule Rohlingen ist wichtig in den meisten Umgebungen für alle Wassersäulenverfahren zu kompensieren, die Gase und gelöste Stoffe beeinflussen. Für die Messung der Denitrifikation können diese Zuschnitte nicht nur Wassersäule Prozesse widerspiegeln, sondern den Austausch von Gasen mit den Acrylwänden des Kerns. </li><li> Bubble-Kerne wi-te Luft für mindestens 2 Stunden ein thermisches Gleichgewicht und volle Sauerstoffversorgung des darüber liegenden Wasser zu gewährleisten. Sie können am nächsten Morgen über Nacht und Zeitkurse eingeleitet gehalten werden. Längere Vorinkubation Perioden wurden nicht für die Wirksamkeit ausgewertet. <ol><li> Zur Belüftung mit einem kleinen &quot;T&quot; bubbler bestehend aus ½ &quot;PVC-Rohr mit einem Dreiwegekopplers, ein 1/8 &#39;Rohr auf den Boden der T-Ergebnisse in das Mitreißen von Wasser eingesetzt Aufwärts während sprudelnden und sorgt nicht nur für die Sauerstoffversorgung, aber Zirkulation des Wassers in den Kern mit Wasser in der Inkubation Wanne. </li></ol></li></ol> 3. Sediment-Wasser-Inkubation Verfahren <ol><li> Nach Überprüfung der Temperatur, um die Feldbedingungen, um sicherzustellen, es passt, Kreiseln zu den Spitzen der Kerne befestigen. An dieser Stelle abzudichten den Kern aus dem Tank Wasser. Lassen Sie das Probenahmeventil auf den Kern während dieses Prozesses offen. fegen manuell alle Luftblasen vorsichtig von der Unterseite des Kreisels. </li><li> Elevate die Ersatzwasser carboy ~ 30-40 cm höher als die Spitzen der Inkubation Kerne und die Leitungen entleeren nach unten keine Luft in der Leitung zu beseitigen. Während immer noch fliessend, bringen Sie die Linien an den Kernplatten und die Ventile schließen. </li><li> Schalten Sie die zentrale Drehscheibe Rühren und stellen Sie die Drehzahl, so dass Kerne drehen ~ 40-mal pro Minute, oder mit einer Geschwindigkeit, die ausreicht, um die Wassersäule zu mischen, aber nicht Sediment resuspendieren. </li><li> mit einem Fitting Luer Etwa 5 min nach dem alle Kerne verschlossen sind, öffnen Sie das Ersatz-Wasserventil und das Probenventil, und dann ein kurzes Stück Schlauch mit dem Probenventil befestigen. Dieses Entnahmerohr in den Boden eines 7 ml Glasrohr, das bis zum Überlaufen gefüllt ist. Vor der Röhre Capping, mit 10 &amp; mgr; l von 30 g L -1 HgCl 2 als Konservierungsmittel. <ol><li> Bewahren Sie diese Proben unter Wasser bei Temperaturen nahe der Inkubationstemperatur. Andere Laboratorien haben erfolgreich eingesetzt, 12 ml &quot;Exetainers&quot; für samB. Lagerung. </li></ol></li><li> Für gelöste Stoff Probenahme, befestigen Sie den Ersatz Wasserventil 20 ml Spritzenzylinder zum Probenventil und öffnen. Der Spritzenzylinder füllt bis zur vollständigen nur Schwerkraft. Bringen Sie einen Kolben und eine Filterscheibe, und dann filtern, um die Proben in Fläschchen. Diese Proben für die Nährstoffanalyse werden eingefroren bei -20 ° C bis zur Analyse. Hinweis: Der Zeitverlauf der Abtastung in der Dunkelheit umfaßt typischerweise 4 Abtastperioden mit den Abständen zwischen der Probenahme von 0,5 bis&gt; 2 Stunden, abhängig von der Geschwindigkeit der Sauerstoffaufnahme. Bei niedrigen Raten der Sauerstoffaufnahme, sind die Zeitintervalle lang; in Sedimenten mit hohen Raten der Atmung, müssen Intervalle kurz sein. Übermäßig hohe Volumina an jedem Probenpunkt entnommenen Probe kann bei der Probenahme zu groß einem Anteil des gesamten Probenvolumens führen; in unserer Arbeit führen diese Probenvolumina in einem vernachlässigbaren Korrektur. Wenn größere Volumen der Probe erforderlich ist, größeren Durchmesser Kerne oder eine erhöhte Wassersäulenhöhekann erforderlich sein. </li><li> Nicht mit einem zeitlichen Verlauf der Abtastung unter einem Schwellenwert von 50% Sauerstoffmangel, mit Sauerstoff Verminderungen von 25% in der Regel eine ausreichende Signal in Nährstoffkonzentrationen gehen. Hier verwenden kalibriert Optoden für die direkte Analyse von Sauerstoffkonzentrationen und die Sauerstoffsättigung. <ol><li> Wenn die Sedimente aus flachen, beleuchteten Umgebungen, auf der 4. Probenahme sind, schalten Sie das Licht und drei nachfolgende Proben nehmen. Man beachte , dass in stark photo Sedimenten Sättigung von O 2 und die Blasenbildung die Messung der Gasflüsse in einigen Fällen begrenzt. Die kontinuierliche Überwachung von Sauerstoff ist eine zunehmend tragfähige und wertvolle Alternative, mit LWL-Messtechnik relativ kleine Sonden aufweist, die sehr zuverlässig und präzise sind. </li></ol></li><li> Am Ende der Sediment Inkubationen, entweder die Höhe der Wassersäule messen oder die Wassersäule in einen Messzylinder Siphon direkt zu bestimine das Wasservolumen, und Fotos von jedem Kern nehmen. </li></ol> 4. Probenanalyse <ol><li> Pumpen Proben für die Analyse von N 2, O 2 und Ar in eine Membran Massenspektrometers Einlaß und bestimmen die Verhältnisse von N 2: Ar und O 2: Ar bis &lt;0,03% Genauigkeit 12,23. <ol><li> Paare, die ein Quadrupol-Massenspektrometer mit einer Membran Einlass. Schieben Sie die Probe in die Membran Schlauch eine peristaltische Pumpe. Sammeln Sie die Probenabfall in einem Kunststoffballon und zu behandeln als chemischer Abfall aufgrund des Hg Konservierungsmittel. Kalibrieren mit entionisiertem Wasser äquilibriert mit Luft bei der Temperatur der Inkubation. </li></ol></li><li> Führen Sie Nährstoff mit automatisierten Analysatoren manuell auf ≤ 5 ml-Proben oder auf kleinere Volumina analysiert. Bei der Probe Auftauen, analysiert Start sofort. Die Auswahl der Nährstoffanalyseverfahren muß eine Genauigkeit ausreichend zu beobachten, Veränderungen der Nährstoffkonzentration während der Inkubation erhalten. Typische NachweisGrenzen &lt;0,05 &amp; mgr; mol L -1 und Zeitverlauf Trends schwierig sein kann , sowohl unter extrem niedrigen und extrem hohen Nährstoffkonzentrationen zu beobachten. <ol><li> Für farbmetrische Analysen von löslichen reaktiven Phosphor, verwenden Sie die Phosphomolybdatbehandlung Technik Ascorbinsäure. Für die Ammonium - Analysen nutzen 24 eine Nachtfarbentwicklung unter Verwendung eines Phenol - Hypochlorit - Reagenz. Automatisierte kolorimetrische Analysen, entweder unter Verwendung segmentierter Fluss oder einen diskreten Analysator, sind eine gute Alternative und nutzen geringeres Volumen Probe. </li><li> Für Analysen von Nitrat und Nitrit, nutzen über Nacht Farbentwicklung unter Verwendung von Vanadiumchlorid als Reduktionsmittel 25, oder verwenden Sie einen automatisierten Analysator </li><li> Vergleichen Extinktionen bestimmt auf einem UV / VIS-Spektrophotometer mit Standardkurven und bestimmen Konzentrationen von einer Regression von Standards Konzentrationen und Extinktionen. </li></ol></li></ol> 5. Berechnung der Sediment-Wasser-Wechselkurse <ol><li> Regress die Konzentrationen von Gas oder Nährstoff gegen die Zeit unabhängig für beide dunkel und beleuchtet Inkubationen mit der Steigung als &amp; mgr; mol L -1 h -1 ausgedrückt. Korrigieren Sie die Steigungen der Inkubation Kerne für die Neigung der Wassersäule nur für Kerne. Verwenden Sie nur signifikante Regressionen (P &lt;0,05) für Berechnungen; Identifizierung nicht-signifikanten Daten in den endgültigen Daten-Tabellen. </li><li> Berechnen Sediment-Wasser-Wechselkurse aus der Steigung der Änderung der chemischen Bestandteilkonzentrationen in der darüber liegenden Wasser: <img alt="Gleichung 1" src="/files/ftp_upload/54098/54098equation1.jpg" /> Wobei F der Fluß (&amp; mgr; mol m -2 h -1) ist, &amp; Delta; C / &amp; Dgr; t die Steigung der Konzentrationsänderung in einer überlagernden Wasser (&amp; mgr; mol L -1 h -1), V ist das Volumen des darüberliegenden Wassers (L) und A ist die Fläche des inkubierten Kern (m -2) .Um den täglichen Fluss schätzen, multiplizieren Sie die beleuchtete Rate durch die Stunden Lichtund fügen Sie dem dunklen Rate von den Stunden der Dunkelheit multipliziert. </li></ol> 6. Berichterstattung <ol><li> Wenn Ergebnisse aus Sediment-Wasser-Wechselmessungen berichten, ausreichende Informationen für andere Wissenschaftler, die Umwelt zu verstehen, die abgetastet wurde. Wesentliche Informationen beinhaltet: 1) Standortwahl und Wassertiefe, 2) die physikalischen Eigenschaften wie Feld und Inkubationstemperatur, und PAR, 3) Bodenwassereigenschaften wie Sauerstoff, Nährstoffkonzentrationen und Salinität und 4) Sedimenteigenschaften wie Korngröße, organische Stoffe Konzentrationen, und das Vorhandensein von Bodentieren. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Die hier beschriebene Technik ist auf zahlreiche Arten von Wassersystemen angewendet, die beide flach und tief, und wir haben festgestellt, in den meisten Fällen gut funktionieren. Dieser Ansatz wurde von Ansätzen von Kollegen verwendeten angepasst und in der Literatur vorgestellt; es ist für die Messung der Denitrifikation mittels Membraneinlass-Massenspektrometrie optimiert. Eine Stärke dieses Ansatzes ist die Fähigkeit, eine große Anzahl von Kernen gleichzeitig zu handhaben. Replizieren von jedem Standort mit Doppel- oder Dreifach Kerne erhöht das Vertrauen in Messungen, obwohl ein alternativer Ansatz ist Websites mit weniger Replikation zu maximieren, unter diesen Umständen ist der Durchschnittswert für ein Umwelt-Segment mehr repräsentativ für die Variabilität in der Natur sein kann. Für die saisonale Unterschiede Aufklären kann eine Messzeitreihen bei einer geringeren Anzahl von Websites eine nützliche Strategie sein. In diesem Protokoll gibt es mehrere wichtige Schritte. Paramount zu machen successful Messungen ist die Sammlung von Kernen mit einem intakten Sediment-Wasser-Grenzfläche. Obwohl Kerne Ablehnung, die nicht dieses Kriterium kann anstrengend, schlechte Kerne werden auf dem Gebiet gerecht werden zu einer schlechten Genauigkeit und Präzision führen. Keeping aeroben Kerne belüftet und in der Nähe der ursprünglichen Sammlung Temperatur Artefakte zu minimieren und gesunde, intakte mikrobielle und metazoan Populationen aufrechtzuerhalten. Schließlich wird für O 2 und N 2 Proben, die Zugabe von Quecksilberchlorid Konservierungsmittel ist kritisch. Wir haben beobachtet, dass unsachgemäße Konservierung von Gasproben, einschließlich übermäßiger Erwärmung und Abkühlung der Fläschchen, können diese Flussmessungen beeinträchtigen. Andere Laboratorien haben erfolgreich eingesetzt 7,0 M ZnCl 2 als weniger giftige Konservierungsmittel , die niedrigere Entsorgungskosten hat; für einen 7 ml einer 30 &amp; mgr; l Zusätzlich ist geeignet probieren. Die präzise und genaue Analyse des Verhältnisses von N 2 und Ar ist der Schlüssel zur Bestimmung der N 2 </sub&gt; Flüsse. Beobachtete N 2: Ar - Verhältnisse ändern in Abhängigkeit von der Sauerstoffkonzentration einige Forscher führende Sauerstoffentfernung vor der Analyse zu befürworten, in der Regel erhitzt Kupfer 28 verwendet wird . Die Instrumentierung in unserem Labor verwendet wurde , verwendet , um die Wirkung von Sauerstoff auf N 2 zu bestimmen: 23 Ar - Verhältnisse und die Wirkung festgestellt wurde sehr klein sein, &lt;0,03% für bescheidene Sauerstoffzehrung. Die Unterschiede in der Herangehensweise an die Beurteilung der Sauerstoff &quot;Wirkung&quot; erscheinen zu unterschiedlichen Ergebnissen von verschiedenen Forschern 23,28,29 zu führen. Ein großer Sauerstoff - Effekt auf N 2: Ar - Verhältnisse fälschlicherweise hohe Raten von N 2 -N Ausströmen führen würde; in unserer Erfahrung haben wir viele Beobachtungen von vernachlässigbaren N 2 -N Ablaufen unter hohen Rate von Sauerstoffmangel. In Labors , in denen der Sauerstoff Wirkung auf N 2: Ar - Verhältnisse erscheinen groß, eine sinnvolle Alternative ist die unabhängige Messung von Sauerstoffkonzentrationen unter Verwendung von Elektroden oder Optoden und SauerstoffEntfernung aus dem Inline-beheizten Cu mit Massenanalyse spektrometrische. diese Technik Fehlerbehebung ist nur möglich, bei der Untersuchung der Sedimentflussdaten. Wesentliche Faktoren zu berücksichtigen, wenn Regressionen schlecht sind, ob das Rühren kontinuierlich war, wurden die Proben korrekt gesammelt und aufbewahrt, und ob die Zeit Kurse waren zu kurz Schätzung von niedrigen Raten zu ermöglichen. Die Länge der Experimente ist in der Regel durch den Sauerstoffzeitverlauf, mit niedrigen Raten von Stoffwechsel erfordern längere Inkubationszeiten eingestellt in den zeitlichen Verlauf Regressionen eingebettet, das Signal-Rausch-Verhältnis zu erhöhen. Hohe Raten von Sauerstoffproduktion , die O 2 Blasen ergeben machen Gasflüsse schwierig, aber Stoffströmen kann davon unberührt. Es ist notwendig, die Grenzen dieses Ansatzes zu verstehen. Die kleinen Kerne decken 0,3% pro Quadratmeter und die größeren Kerne decken 0,6%. In Standorte mit erheblichen Heterogenität im Meterskala, heterogene Verteilungen von Animals oder Pflanzen könnte darauf hindeuten, dass ein oder zwei Kerne keine ausreichende Darstellung sein kann. Es gibt auch einige Umgebungen, die Messung Schwierigkeiten bereiten. Für die Messung der Denitrifikation kann das Vorhandensein von Methan oder Sauerstoffblasen invalidieren die Technik, mit N 2: Ar - Verhältnisse durch differentielle Inkorporation von Gasen in die Blasen beeinflusst. In Sediment durch benthic Mikroalge kolonisiert, die Bildung von Sauerstoffblasen führt zu einer Vorzugs Abisolieren von N 2 relativ zu Ar und Abnahme der N 2: Ar - Verhältnis. Im Allgemeinen können wir nicht für die Denitrifikation an der Stelle messen, wo Blasen bilden. Anaerobe Umgebungen stellen unterschiedliche Herausforderungen, und die Belüftung der Kerne ändert die Redox-Dynamik an der Sediment-Wasser-Grenzfläche. Wir versiegeln Kerne unter Rühren Platten unmittelbar nach der Entnahme und die Flüsse beginnen , ohne dass die Wassersäule vollständig 30 zu ersetzen. Unsere Experimente mit beleuchtetem Sedimente haben typischerweise sättigen oder nahezu saturating Beleuchtungsniveaus 31 und damit die Wirkung von benthic Mikroalge maximieren. Sediment-Wasseraustausch Messungen eine Messung der Nettofluss von Material über den Sediment-Wasser-Grenzfläche. Jedoch können diese Messungen allein oft nicht um die Mechanismen zu identifizieren, diese Grenzflächenaustausch steuern. Wenn die Forschungsfrage Verständnis Mechanismen beinhaltet, andere Informationen auf organischer Substanz Reaktivität, terminaler Elektronenakzeptor Zonierung, Bioirrigation und bioturbation und photosynthetischen Organismen notwendig sein. Modellierung Bemühungen 7 kann die Bestimmung der Porenwasserchemie, direkte Maßnahmen der organischen Substanz Reaktivität 32, Aufzählung von Tierpopulationen, Sediment Bio-Bewässerung, Sediment Akkretion erfordern, oder experimentelle Manipulationen von Redox oder darüber liegenden Wasserchemie 13. In unseren Studien ist gut Sediment-Wasser-Austausch von Daten eine wichtige Komponente, die Chemie von Wassersedimente des Verstehens,und in Verbindung mit anderen Messungen, identifiziert die Rolle des Sediments Recyclingprozessen in Wasserstoffkreisläufe. Mit Sorgfalt in Bezug auf Sedimentbehandlung, Temperaturkontrolle, und der Wassersäule Mischen werden Kern Inkubationen ein nützlicher Ansatz zur Abschätzung der Austausch von gelösten Stoffen und Gasen an der Sediment-Wasser-Grenzfläche. Allerdings sind die Techniken, die hier können Modifikation für einige Umgebungen benötigen und für schwierige Logistik, wie längere Zeiträume vor der Inkubation. Bisher haben wir erfolgreich diese Inkubation Ansatz angewendet Flussmündungen, an der Küste, in Feuchtgebieten, See, Stausee, Fluss und Rückhaltebecken Umgebungen mit minimalen Änderungen.

Sedimente sind kritische biogeochemischen Komponenten der aquatischen Ökosysteme und sind oft wichtige Senken von Nähr- und Schadstoffen. Pionierarbeiten von Nährstoff, Gas und Übergangsmetall - Biogeochemie in Seesedimenten ergab Sediment Austausch von gelösten Stoffen und Gasen , mit darüber liegenden Wasser , das Redox - Bedingungen 1,2 variiert hatte. Für Nährstoffelemente, Sedimenten kann eine Quelle von Phosphor und Stickstoff fixiert nach Remineralisierung von organischem Material und eine Senke für Sauerstoff in azooxanthellate Umgebungen 3,4 sein. Die Photosynthese von submersen Makrophyten, Makroalgen und benthic Mikroalge kann über den Sediment-Wasser - Grenzfläche 5,6 über den Austausch von gelösten Stoffen tiefe Einflüsse haben. Messungen der Austausch von gelösten Stoffen und Gasen über den Sediment-Wasser-Grenzfläche werden sowohl für die Grundlagenforschung durchgeführt und angewandte Wissenschaft Zwecke, einschließlich der Kalibrierung von technischen und wissenschaftlichen Water Qualitätsmodelle 7,8. Das Ziel dieser Methoden, so weit wie möglich, ist eine zuverlässige und genaue Sediment-Wasser-Wechselkurse zu schaffen. Eine Vielzahl von Ansätzen verwendet wurden, chemischen Austausch an der Sediment-Wasser-Grenzfläche zu bewerten. Unten Wasser Ansammlung von Gasen und gelösten Stoffen im Schichtsysteme können 9 nützlich sein, ist aber für Sediment-Wasser - Austausch über Termoklinen oder pycnoclines nicht gültig. Eddy Korrelation erfordert hohe Frequenzmessungen von Gasen, in der Regel Sauerstoff, kombiniert mit hoher Frequenzmessung von vertikalen Wassergeschwindigkeiten; Diese Technik hat enorme versprechen aber derzeit keine Daten für die Nährstoffaustausch Studien. In situ Kuppeln oder Kammern sind ein hoch bevorzugtes Verfahren, mit dem Vorteil einer größeren Oberfläche des Sediments abdeckt und in situ Temperaturen, Tiefwasserdruck und den Lichtpegel beibehalten 10. In der Praxis sind diese sehr teuer Messungen erfordern umfangreiche Zeitauf größeren Forschungsschiffen; die meisten Anwendungen sind tiefer Küstenzone oder ozeanischen Sedimenten. Kern Inkubationstechniken Fluss durch Kammern verwenden , die Steady - State erreichen sind hervorragend für die relativ konstant darüber liegenden Wasserchemie aufrechterhalten, einschließlich Sauerstoff, während Inkubationen 11. Da die Geschwindigkeit im stationären Zustand durch Konzentrationsunterschiede zwischen ein- und ausgehendem Wasser bestimmt wird, und durch Wasserwechselkurse können diese Inkubationen eine beträchtliche Menge an Zeit in Anspruch nehmen. Der zeitliche Verlauf Kern Inkubation Ansatz von unserem Labor verwendet wurde, von Ansätzen, durch eine Reihe von verschiedenen Labors in Nordamerika und Europa angepasst, und es gibt eine beträchtliche Menge an Literatur zu diesem allgemeinen Ansatz. Wir angepasst , diesen Ansatz auf die Messung von N 2 -N 12 Flüsse, die oft als Denitrifikation bezeichnet und haben sie zu photosynthetischen und nicht-photo sediment Umgebungen angewendet, einschließlich estuaries 13, Seen, Stauseen und Feuchtgebieten 14. Durch diese Studien haben wir viele Umgebungen, in denen unsere allgemeine Ansatz funktioniert gut, und einige, in denen es nicht gefunden. Die Messung der Denitrifikation ist in vielen verschiedenen terrestrischen und aquatischen Umwelt durchgeführt, da dieser Prozess eine Schlüssel Verlust von Stickstoff zu Ökosystemen darstellt. Zahlreiche Ansätze wurden zu machen Denitrifikation Messungen verwendet, einige direkte und indirekte einige 15. Direkte N 2 Flussmessungen sind sehr schwierig wegen der hohen Luftgehalt N 2, und im Anschluss daran in Wasser 16 gelösten Konzentrationen. Zwei Ansätze sind als mit der besten Darstellung von umweltrelevanten Raten entstanden: Isotop Paarung N mit Isotope 17 und die N 2: Ar - Verhältnis verwendet , in unserem Labor. Das Isotop Pairing-Verfahren wurde erfolgreich in vielen Umgebungen eingesetzt und hat eine sehr hohe Empfindlichkeit bei niedrigen Preisen. Wir setzen die N2: Ar - Verhältnis Ansatz wegen seiner Einfachheit, und weil es ausreichend empfindlich in den betroffenen Umgebungen ist , dass wir oft studieren. In diesem Papier beschreiben wir die technischen Ansatz, den wir in den letzten zwei Jahrzehnten haben die Messung der Sediment-Wasser-Austausch von Gasen und gelösten Stoffen zu machen. Alle Messungen der Sediment-Wasser-Austausch müssen in Betracht Feldbedingungen und eine Reihe von experimentellen Parameter zu nehmen. Diese Faktoren schließen Temperatur, Licht / Dunkelheit 18, Misch- / physikalische Strömung an der Sediment-Wasser - Grenzfläche 19, Konzentrationen von gelöstem Sauerstoff 20 und andere Faktoren, die wesentlichen Elemente einer guten Messungen. Wenn beispielsweise Kerne aus Bereichen gesammelt werden , die für das Wachstum der Mikroalgen benthic ausreichende Beleuchtung zu erhalten, ist es erforderlich , Versuche zu entwickeln , die dunkle und helle Bedingungen 21 umfassen. In ähnlicher Weise darüber liegende Wasser mit Sauerstoff angereichert Zugabe Kerne zu anoxischenkeine Feldbedingungen zu replizieren. Experimentelle Gehäuse eines beliebigen Teils der aquatischen Ökosysteme zu unvermeidbaren Artefakten führen kann 22; es ist wichtig, dass die Ansätze in einer Sediment-Wasseraustausch Messprogramm verwendet, 1) zu steuern, die Faktoren erkennen, sedimentWasserAustausch in jedem Ökosystem und 2) minimieren Artefakte aus experimentellen Manipulation abgeleitet.

<table><tbody><tr><td>Multiparameter-Sonde - Temperatur, Sauerstoff, Salzgehalt</td><td>YSI</td><td>"</td><td>Jede hochwertige Ausrüstung reicht aus</td></tr><tr><td>PAR-Messung</td><td>Li-Cor</td><td>6050000</td><td></td></tr><tr><td>Polgreifer</td><td></td><td></td><td>Gebaut von der Maschinenwerkstatt</td></tr><tr><td>Kastenkern</td><td>DK-Dänemark</td><td>HAPS Kerner</td><td>Wir verwenden auch Leuchtkasten-Kernausrüstung</td></tr><tr><td>Kleine Kernrohre mit O-Ring-montiertem Boden, 3' Außendurchmesser, 2,5' ID.</td><td>verschiedene Kunststoffunternehmen</td><td></td><td>Klares Acryl</td></tr><tr><td>Mittlere Kernrohre mit O-Ring, 4,5" OD, 4" ID</td><td>verschiedene Kunststoffunternehmen</td><td></td><td>Klares Acryl</td></tr><tr><td>Butylstopfen Größe 13,5</td><td>generischer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rührdrehteller</td><td></td><td></td><td>Gebaut von der Maschinenwerkstatt</td></tr><tr><td>Inkubationswanne</td><td></td><td></td><td>Gebaut von der Maschinenwerkstatt</td></tr><tr><td>Ersatzwasser Ballonflasche</td><td>Nalgene</td><td>2320-0050</td><td></td></tr><tr><td>7 ml Röhrchen mit Glasstopfen</td><td>Chemglass</td><td>nicht auf Lager</td><td>"Exetainer", die von anderen Labors verwendet werden</td></tr><tr><td>20 ml Kunststoffspritze</td><td>generische</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spritzenfilter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kunststoffschläuche</td><td>Tygon</td><td>ACF00004-CP</td><td></td></tr><tr><td>Kompaktleuchtstofflampen</td><td>Apollo Horticulture</td><td>CFL 8U 250W</td><td></td></tr></tbody></table>

die benthic austausch von o<sub&gt; 2</sub&gt;, n<sub&gt; 2</sub&gt; und gelöste nährstoffe mit kleinen kern inkubationen

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

Die Messung des Sediment-Wasser-Austauschs von Gasen und gelösten Stoffen in aquatischen Sedimenten liefert wertvolle Daten für das Verständnis der Rolle von Sedimenten in Nährstoff- und Gaskreisläufen. Nachdem Bohrkerne mit intakten Sediment-Wasser-Grenzflächen entnommen wurden, werden sie in Inkubationstanks getaucht und unter aeroben Bedingungen bei In-situ-Temperaturen gehalten. Um einen zeitlichen Verlauf der darüber liegenden Wasserchemie einzuleiten, werden die Kerne mit Hilfe einer oberen Kappe mit einem hängenden Rührer blasenfrei verschlossen. Zeitverläufe von 4-7 Probenpunkten werden verwendet, um die Geschwindigkeit des Sedimentwasseraustauschs zu bestimmen. Künstliche Beleuchtung simuliert die Tagesbedingungen für flache photosynthetische Sedimente und kann in Verbindung mit dunklen Inkubationen einen täglichen Netzaustausch ermöglichen. Die Nettomessung von N2 wird durch die Probenahme eines Zeitverlaufs der Konzentrationen gelöster Gase ermöglicht, wobei die hochpräzise massenspektrometrische Analyse des N2:Ar-Verhältnisses ein Mittel zur Messung der N2 -Konzentrationen bietet. Wir haben diesen Ansatz erfolgreich auf Seen, Stauseen, Ästuare, Feuchtgebiete und Regenwasserteiche angewendet, und mit Sorgfalt liefert dieser Ansatz wertvolle Informationen über biogeochemische Gleichgewichte in aquatischen Ökosystemen.

Ergebnisse aus dem Sediment Flussmessungen in der Nähe einer Aquakulturanlage auf dem Choptank River (Chesapeake Bay, MD) sind in Abbildung 1 und die Interpretation dieser Ergebnisse in einem Ökosystem Zusammenhang werden an anderer Stelle 26 gezeigt dargestellt. Die Inkubationen wurden über 7 Stunden durchgeführt, mit dunkel beleuchteten Inkubationen Daten gefolgt Inkubationen. Daten aus zwei Kerne sowie die Wassersäule nur gezeigt zu steuern. Die rasche Abnahme der Sauerstoff im Dunkeln wurde etwas durch die Beleuchtung gedämpft; die Photosyntheserate von Mikroalgenproduktion war nicht so hoch wie die Atmung, mit dem Haupteffekt der Beleuchtung einer verminderten Rate der Änderung des Sauerstoff zu sein. Der Steuerkern erlebt geringe Abnahmen in der Sauerstoffkonzentration in den dunklen und einem geringen Anstieg im Licht. Ar - Verhältnis und der: die N 2 -Konzentrationen wurden durch die N 2 bestimmtberechneten Ar Sättigungsliteraturwerte für die beobachtete Temperatur und Salzgehalt 27. Bei einer typischen Genauigkeit von 0,02% für das N 2: Ar - Verhältnis sind diese Daten präzise auf ~ 0,1 &amp; mgr; mol L -1 N 2. Die Sedimentkerne und die Wassersäule leere Kerne hatte Erhöhungen N 2 im Laufe der Zeit mit deutlich höheren Steigerungsraten für die Kerne. Unter Beleuchtung waren Pisten auf die dunkle Rate von N 2 Änderung im Allgemeinen ähnlich. Flußmittel von gelöstem NH 4 + waren sehr an dieser Stelle hoch, mit dunklen Anstieg von&gt; 20 &amp; mgr; mol L -1 für einen Kern. Beleuchtete NH 4 + Flüsse waren wesentlich geringer. Beide Kerne und die Wassersäule leer hatte Abnahme von NO x - Konzentration über die Zeit, während der Beleuchtung Nivellierung. Für alle der Flüsse werden die Konzentrationsdaten und Daten auf dem Kernvolumen und andere relevante Parameter, wie in <st<html> Rong&gt; Tabellen 1 und 2. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54098/54098fig1.jpg" /> Abbildung 1. Der Zeitverlauf von Daten aus einer Flachwasserstelle in der Choptank Fluss , die mit Schwimmern enthält kultivierten Austern bedeckt war. Die Daten werden von Wiederholungs Kerne (A und B) und die Daten aus einer Wassersäule leer gezeigt. Konzentrationen von Sauerstoff N 2, NH 4 + und NO x - (die Summe von NO 3 - und NO 2 - sind sowohl für den dunklen Teil der Inkubation (schraffierter Bereich dargestellt) und für den beleuchteten Teil der Inkubation Das vierte Mal. Punkt der dunklen Inkubation ist auch der erste Zeitpunkt der Zeitreihe beleuchtet; Lichter wurden zum Zeitpunkt der Probenahme einge die Linien sind lineare Regressionen und Pisten sind in Tabelle 1 dargestellt..98 / 54098fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td fo:width="1.8in" style="width:220px"> Oxygen - Dark </td><td> Zeit (hr) </td><td> Core - A </td><td> Core - B </td><td> Steuern </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 235,1 </td><td> 221,7 </td><td> 235,2 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 204,3 </td><td> 170,6 </td><td> 235,3 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 162,7 </td><td> 138,9 </td><td> 232 </td></tr><tr><td></td><td> 3,97 </td><td> 145,3 </td><td> 77,9 </td><td> 222,2 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,943 </td><td> 0,999 </td><td> 0,836 </td></tr><tr><td> Slope (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -23,5 </td><td> -35,9 </td><td> -3,4 </td></tr><tr><td> Korrigierte Slope (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -20.1 </td><td> -32,5 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (&amp; mgr; mol m -2 h -1) </td><td></td><td> -3095 </td><td> -4875 </td><td></td></tr><tr><td> Oxygen - Licht </td><td> Zeit (hr) </td><td> Core - A </td><td> Core - B </td><td> Steuern </td></tr><tr><td></td><td> 3,97 </td><td> 145,3 </td><td> 77,9 </td><td> 222,2 </td></tr><tr><td></td><td> 4,88 </td><td> 133,5 </td><td> 68,8 </td><td> 224,3 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 122,8 </td><td> 40.3 </td><td> 221,6 </td></tr><tr><td></td><td> 6,88 </td><td> 116 </td><td> 49.2 </td><td> 230,5 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,981 </td><td> 0,999 </td><td> 0,994 </td></tr><tr><td> Slope (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -10.1 </td><td> -9,8 </td><td> 2.9 </td></tr><tr><td> Korrigierte Slope (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -13 </td><td> -12.7 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (&amp; mgr; mol m -2 h -1) </td><td></td><td> -2000 </td><td> -1905 </td><td></td></tr><tr><td> N 2 - Dark </td><td> Zeit (hr) </td><td> Core - A </td><td> Core - B </td><td> Steuern </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 466,46 </td><td> 466,40 </td><td> 466,62 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 466,74 </td><td> 467,49 </td><td> 466,11 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 467,55 </td><td> 468,18 </td><td> 466,74 </td></tr><tr><td&gt; </td><td> 3,97 </td><td> 468,24 </td><td> 468,98 </td><td> 467,12 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,963 </td><td> 0,98 </td><td> 0,854 </td></tr><tr><td> Slope N 2 (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 0,471 </td><td> 0,645 </td><td> 0,12 </td></tr><tr><td> Korrigierte Slope N 2 (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 0,351 </td><td> 0,525 </td><td></td></tr><tr><td> Bewerten N 2 N (&amp; mgr; mol m -2 h -1) </td><td></td><td> 108,1 </td><td> 157,5 </td><td></td></tr><tr><td> 2 N - Licht </td><td> Zeit (hr) </td><td> Core - A </td><td> Core - B </td><td> Steuern </td></tr><tr><td></td><td> 3,97 </td><td> 468,24 </td><td> 468,98 </td><td> 467,12 </td></tr><tr><td></td><td> 4,88 </td><td> 468,84 </td><td> 469,21 </td><td> 467,26 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 469,39 </td><td> 469,71 </td><td> 467,47 </td></tr><tr><td></td><td> 6,88 </td><td> 469,62 </td><td> 470,04 </td><td> 467,41 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,96 </td><td> 0,987 </td><td> 0,967 </td></tr><tr><td> Slope N 2 (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 0,481 </td><td> 0,378 </td><td> 0,096 </td></tr><tr><td> Korrigierte Slope N 2 (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 0,386 </td><td> 0,282 </td><td></td></tr><tr><td> Bewerten N 2 N (&amp; mgr; mol m -2 h -1) </td><td></td><td> 118,9 </td><td> 84,6 </td><td></td></tr><tr><td> Core - Fläche (m 2) </td><td></td><td> 0.003165 </td><td> 0.003165 </td><td></td></tr&gt; <tr><td> Kernvolumen (L) </td><td></td><td> 0,4874 </td><td> 0,4747 </td><td></td></tr></tbody></table> . Tabelle 1. Zeitkursdaten für O 2 und N 2 aus Sedimenten unterhalb Auster Aquakultur schwimmt im Choptank Fluss, ein subestuary der Chesapeake Bay Die Gaskonzentrationen werden von O 2 abgeleitet: Ar und N 2: Ar - Verhältnisse über Membraneinlass bestimmt Massenspektrometer. Der Zeitverlauf Regressions R 2 Werte sind signifikant für Werte&gt; 0,9025 (P &lt;0,05). Pisten sind durch lineare Regression ermittelt und korrigiert Steigungen durch Subtraktion der Geschwindigkeit der Änderung der Wassersäule bestimmt werden nur leer. Positive Raten sind Nettoflüsse aus dem Sediment, negative Raten zeigen Fluss in das Sediment. Die N 2 Flussdaten werden als N ausgedrückt 2 N, Compa machenrison zu NH 4 + und NO x - Flüsse einfacher. Diese Seite hatte in erster Linie Sedimente mit vollständig aeroben Wassersäule Bedingungen Schluff und Ton aus. Die Fläche der Kerne war 31,65 cm -2 und die Wassersäule Tiefen waren 15,4 cm für den Kern A und 15,0 für Kern B. Alle Konzentrationen für N 2 und O 2 &amp; mgr; mol L -1. Die letzte Rate für N 2 Fluß wird bei N 2 -N ausgedrückt. <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td fo:width="1.8in" style="width:220px"> NH 4 + - Dark </td><td> Zeit (hr) </td><td> Core - A </td><td> Core - B </td><td> Steuern </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 10,84 </td><td> 14,09 </td><td> 6,91 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 16,19 </td><td> 20,26 </td><td> 5.83 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 17,07 </td><td> 24,93 </td><td> 5.42 </td></tr><tr><td></td><td> 3,97 </td><td> 22,83 </td><td> 35,43 </td><td> 4.67 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,968 </td><td> 0,993 </td><td> 0,853 </td></tr><tr><td> Slope (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 2,88 </td><td> 5,36 </td><td> -0,53 </td></tr><tr><td> Korrigierte Slope (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 3.41 </td><td> 5.89 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (&amp; mgr; mol m -2 h -1) </td><td></td><td> 525 </td><td> 884 </td><td></td></tr><tr><td> NH 4 + - Licht </td><td> Zeit (hr) </td><td> Core - A </td><td> Core - B </td><td> Steuern </td></tr><tr><td></td><td> 3,97 </td><td> 22,83 </td&gt; <td> 35,43 </td><td> 4.67 </td></tr><tr><td></td><td> 4,88 </td><td> 24,05 </td><td> 36,45 </td><td> 4.13 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 25.00 </td><td> 37,60 </td><td> 3.79 </td></tr><tr><td></td><td> 6,88 </td><td> 26.96 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,978 </td><td> 1 </td><td> 0,966 </td></tr><tr><td> Slope (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 1,37 </td><td> 1.13 </td><td> -0.55 </td></tr><tr><td> Korrigierte Slope (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 1,92 </td><td> 1,68 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (&amp; mgr; mol m -2 h -1) </td><td></td><td> 296 </td><td> 252 </td><td></td></tr><tr><td> NO x - - Dark </td><td> Zeit (hr) </td><td> Core - A </td><td> Core - B </td><td> Steuern </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 4.12 </td><td> 4.01 </td><td> 4,53 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 3,82 </td><td> 3,58 </td><td> 4.43 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 3,70 </td><td> 3,25 </td><td> 4.28 </td></tr><tr><td></td><td> 3,97 </td><td> 3.19 </td><td> 2,64 </td><td> 4.19 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,976 </td><td> 0,992 </td><td> 0,967 </td></tr><tr><td> Slope (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -0,229 </td><td> -0,345 </td><td> -0,089 </td></tr><tr><td> Korrigierte Slope (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -0,14 </td><td> -0,256 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (&amp; mgr; mol m -2 h -1) </td><td></td><td> -21.6 </td><td> -38,4 </td><td></td></tr><tr><td> NO x - - Licht </td><td> Zeit (hr) </td><td> Core - A </td><td> Core - B </td><td> Steuern </td></tr><tr><td></td><td> 3,97 </td><td> 3.19 </td><td> 2,64 </td><td> 4.19 </td></tr><tr><td></td><td> 4,88 </td><td> 3,06 </td><td> 2,59 </td><td> 4.06 </td></tr><tr><td></td><td> 5.88 </td><td> 3.18 </td><td> 2.41 </td><td> 4.02 </td></tr><tr><td></td><td> 6,88 </td><td> 2.95 </td><td> 2,35 </td><td> 4.2 </td></tr><tr><td> R 2 </td><td></td><td> 0,934 </td><td> 0,909 </td><td> 0,9 </td></tr><tr><td> Slope (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -0,078 </td><td> -0,103 </td><td> 0 </td></tr><tr><td> Korrigierte Slope (&amp; mgr; mol L -1 h -1) </td><td></td><td> -0,078 </td><td> -0,103 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (&amp; mgr; mol m -2 h -1) </td><td></td><td> -12 </td><td> -15.5 </td><td></td></tr><tr><td> Core - Fläche (m 2) </td><td></td><td> 0.003165 </td><td> 0.003165 </td><td></td></tr><tr><td> Kernvolumen (L) </td><td></td><td> 0,4874 </td><td> 0,4747 </td><td></td></tr></tbody></table> Tabelle 2. Zeitkursdaten für NH 4 + und NO x - aus den gleichen Sedimentkernen verwendet für Tabelle 1. Der zeitliche Verlauf Regression R 2 Werte sind signifikant für Werte&gt; 0,9025 (P &lt;0,05). Pisten sind durch lineare Regression ermittelt und korrigiert Steigungen durch Subtraktion der Geschwindigkeit der Änderung der Wassersäule bestimmt werden nur leer. Positive Raten sind Nettoflüsseaus dem Sediment, zeigen negative Raten Fluss in das Sediment. Alle Konzentrationen für NH 4 + und NO 2 - sind &amp; mgr; mol L -1.

Hier präsentieren wir kleine Kerninkubationen zur Messung des Austauschs von Sediment-Wasser, Gas und gelösten Stoffen. Diese werden zuverlässige Messungen des Sediment-Wasser-Austauschs liefern, die die Rolle von Sedimenten bei der Beeinflussung biologischer und biogeochemischer Prozesse in aquatischen Ökosystemen bewerten.

Die Benthic Austausch von O<sub&gt; 2</sub&gt;, N<sub&gt; 2</sub&gt; Und gelöste Nährstoffe mit kleinen Kern Inkubationen

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in ...

Das übergeordnete Ziel dieses sedimentären biogeochemischen Experiments besteht darin, realistische Messungen des Stoff- und Gasaustauschs zwischen der Sedimentoberfläche und dem darüberliegenden Wasser durchzuführen, um hydrologische Stoffbilanzen zu verfeinern und biogeochemische Modellierungsansätze zu unterstützen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen der aquatischen Biogeochemie zu beantworten, beispielsweise wie bedeutend Sedimente als Senken und Quellen von Nährstoffelementen sowie von Sauerstoff sind. Sie ist besonders für die Messung der aquatischen Denitrifikation optimiert, einer wichtigen Senke im Stickstoffkreislauf von Gewässern.Der Hauptvorteil dieser Methode besteht darin, dass sie äußerst effizient ist und uns eine beträchtliche räumliche und zeitliche Abdeckung von sedimentären biogeochemischen Prozessen ermöglicht. Beginnen Sie damit, den Standort der Probestelle mittels GPS zu erfassen. Bestimmen Sie anschließend den Sauerstoffgehalt, die Temperatur und die Salinität des Tiefenwassers mit einer YSI-Wasserqualitätssonde.Senken Sie es auf etwa einen Meter über dem Sediment ab und nehmen Sie eine Messung vor. Nehmen Sie anschließend mit einem PAR-Messgerät und dem Absenkrahmen an der Oberfläche und am Boden Messungen vor, um die Lichtdämpfung des Wassers zu bestimmen. Bereiten Sie nun den Kernbohrer vor.Für Tiefwasserstudien verwenden Sie ein Kernrohr mit einem Innendurchmesser von 6,35 cm und für Sedimente mit bentischen Mikroalgen oder großen Tierpopulationen ein Kernrohr mit einem Innendurchmesser von 10 cm. Setzen Sie nun den Kernbohrer über die Bootsseite ein und senken Sie ihn langsam ab, um Störungen beim Eindringen in das Sediment zu minimieren. Nach dem Herausziehen des Kastenkorers bringen Sie die Kernrohre in den Kasten ein.Setzen Sie einen Butylstopfen auf die Oberseite jedes Kernrohrs und befestigen Sie dann eine Acrylplatte mit einem O-Ring an jedem unteren Ende. Bei einem Stangencorer platzieren Sie die Acrylunterseite in das Kernfutter, bevor Sie den Kern aus dem Corer entfernen. Untersuchen Sie nach dem Kernbohren den Flusskern und die Kernbox auf sichtbare Störungen oder übermäßige Wiederaufwirbelung.Für Fluss-Experimente ist das ideale Verhältnis von Sediment zu Wasser im Kern 15 Zentimeter jeweils, aber bei grobkörnigen oder stark verdichteten Sedimenten ist es akzeptabel, weniger Sediment zu sammeln. Wenn jedoch die Sauerstoffverbrauchsraten übermäßig hoch sind, sollte das Verhältnis zugunsten von mehr Wasser verschoben werden. Lagern Sie die Kerne in einer isolierten Kühlbox, die mit Umgebungs­wasser vom Fundort überflutet ist, um die in-situ-Temperaturen aufrechtzuerhalten.Stellen Sie sicher, dass der Kühler aufrecht bleibt. Sammeln Sie anschließend das Tiefenwasser von den Kernbohrungsstellen mithilfe einer Membranpumpe in 20-Liter-Kanistern. Füllen Sie im Allgemeinen zwei oder drei Kanister und sammeln Sie an mehreren Standorten, falls erwartet wird, dass sich die Wassergechemie zwischen den Standorten ändert.Falls eine Pumpe in flachem, ungeschichtetem Wasser nicht verfügbar ist, kann ein Karbuellen manuell befüllt werden. Transportieren Sie die aeroben Kerne nun schnell zur Inkubationsanlage, bevor sie anoxisch werden. Prüfen Sie die Kerne nach der Ankunft in der Anlage und entsorgen Sie alle, die während des Transports gestört wurden.Danach werden die Kerne einschließlich der Wasser-Säulen-Blanks in einen Badethermostaten gegeben und die Temperatur auf die gemessene Temperatur des Tiefenwassers eingestellt. Der Thermostat wird mit dem gesammelten Tiefenwasser gefüllt, wodurch die Sedimentkerne vollständig untergetaucht werden. Ein Blank-Kern, ein Kern ohne Sediment, wird ebenfalls mit Tiefenwasser gefüllt.Geben Sie außerdem Grundwasser in Fünf-Liter-Karaffen mit Hähnen, die zum Abgeben von Ersatzwasser verwendet werden. Verwenden Sie zur Belüftung einen kleinen T-Bubbler aus 1/2-Zoll-PVC-Rohr und einem dreiteiligen Kupplungsstück. Bedecken Sie das 1/8-Zoll-Röhrchen mit einem PVC-Rohr und lassen Sie das Wasser ablaufen, um eine Zirkulation und Belüftung zu gewährleisten.Lassen Sie die Kerne nun mindestens zwei Stunden bis über Nacht dunkel stehen, um eine Gleichgewichtseinstellung vor der Probenahme zu ermöglichen. Sobald die Kerne ausgeglichen sind, befestigen Sie die Stopper an den Kernen. Öffnen Sie das Probenahmeventil, entfernen Sie vorsichtig eventuelle Luftblasen unter dem Stopper und verschließen Sie den Kern gegenüber dem Tankwasser ab.Anschließend heben Sie einen Ersatz-Wasserkanister um 30 bis 40 Zentimeter über die Inkubationskerne an, leiten dann die Abflussleitungen vom Kanister ab und verbinden diese, sobald sie fließen, mit den Kernoberseiten. Danach schließen Sie die Ventile. Schalten Sie nun die zentrale Rührplattform ein und stellen Sie die Drehgeschwindigkeit so ein, dass die Wassersäule durchmischt wird, ohne dass das Sediment wieder in Suspension geht.40 Umdrehungen pro Minute funktionieren normalerweise. Öffnen Sie nach etwa fünf Minuten das Ventil für das Ersatzwasser und das Probenventil. Anschließend befestigen Sie ein kurzes Stück Schlauch mit einem Schnellverschluss am Probenventil.Stellen Sie dieses Probenröhrchen in ein sieben Milliliter fassendes Glasröhrchen und füllen Sie es mit Wasser übers Laufende. Geben Sie anschließend 10 Mikroliter Quecksilberchlorid zur Probe hinzu und verschließen Sie das Röhrchen. Zum Sammeln von Lösungsmittelproben befestigen Sie einen 20-Milliliter-Spritzenzylinder am Probenahmeventil und öffnen Sie das Ventil für Ersatzwasser.Befestigen Sie anschließend einen Kolben und eine Filterscheibe an der beladenen Spritze und filtrieren Sie die Probe in Sammelgefäße. Der zeitliche Verlauf der Probenahme im Dunkeln umfasst typischerweise vier Probenahmezeitpunkte in Abständen von einer halben bis zwei Stunden oder länger, abhängig von der Sauerstoffaufnahmerate. Verwenden Sie kalibrierte Optoden, um die Sauerstoffkonzentrationen im entnommenen Wasser zu überwachen.Im Allgemeinen ermöglicht eine Abnahme des Sauerstoffs um 25 % die Messung von Änderungen der Nährstoffkonzentration. Längere Probennahmen sind möglich, jedoch sollten keine Proben nach einer Sauerstoffabnahme um 50 % entnommen werden. Stammen die Sedimente aus flachen, beleuchteten Umgebungen, schalten Sie nach der vierten Probe das Licht ein und nehmen Sie drei weitere Proben.Bewahren Sie die gesammelten Proben unter Wasser bei der Inkubationstemperatur auf. Nach der Probenahme bestimmen Sie das verbleibende Wasservolumen im Kern anhand der Höhe der Wassersäule oder indem Sie das gesamte Wasser in einen Messzylinder ablassen. Sedimentflussmessungen wurden in der Nähe einer Aquakulturanlage am Choptank River durchgeführt.Der schnelle Sauerstoffrückgang wurde durch Beleuchtung etwas abgeschwächt, aber die Photosyntheserate war nicht so hoch wie die Atmungsrate. Die Sauerstoffkonzentrationen im Kontrollkern änderten sich nur geringfügig. Stickstoffkonzentrationen wurden anhand der Verhältnisse von Stickstoff zu Argon bestimmt, mit einer Genauigkeit von 0,02 % oder etwa 100 Nanomol pro Liter Stickstoff.Unabhängig von Lichtverhältnissen stieg der Stickstoffgehalt der Sedimentkerne deutlich stärker an als bei der Wasserprobe. Die Flüsse gelösten Ammoniums waren während der Dunkelheit recht hoch. Bei einem Kern wurde ein Anstieg um 20 µmol/L beobachtet.Auch unter Beleuchtung zeigten die Kerne eine zunehmende Ammoniumkonzentration. Sowohl die Kerne als auch die Blindprobe der Wassersäule wiesen im Laufe der Zeit eine abnehmende Konzentration an Nitrat plus Nitrit auf, wobei die Abnahmeraten unter Beleuchtung geringer waren. Sobald die Inkubationsverfahren beherrscht sind, können zwei Wissenschaftler sie effizient durchführen, typischerweise innerhalb von sechs bis acht Stunden, abhängig von den Sedimentatmungsraten.Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, eine intakte Grenzfläche zwischen Sediment und Wasser zu entnehmen und eine konstante Temperatur aufrechtzuerhalten, die der im Feld beobachteten ähnelt. Nach Abschluss der Inkubation können diese Kerne zur Probenahme des Chlorophyllgehalts, der Korngröße, der Porenwasserchemie sowie der massenspezifischen Reaktivität des Sediments verwendet werden. Nach ihrer Entwicklung ermöglichte die Nutzung von Stickstoff- zu Argon-Gasverhältnissen einen alternativen Ansatz zur Messung der Denitrifikation und der netto austretenden Dinitrogen-Flüsse.Wissenschaftler haben diese Gasverhältnis-Technik zur Messung der Denitrifikation in Feuchtgebieten, Seen, Stauseen, Ästuaren und flachen Küstensedimenten angewendet und damit eine nützliche Alternative zur Isotopenmethode bereitgestellt.

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