Name: Aufzeichnung von Temperatur-induzierte neuronale Aktivität durch Calcium Überwachen von Änderungen in der Riechkolben von Xenopus laevis (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-03T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 8 s
Description: Erfahren Sie Calcium-Imaging zur Aufzeichnung temperaturinduzierter neuronaler Aktivität im Riechkolben von Xenopus laevis. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung sensorischer Verarbeitung in neuronalen Netzwerken.

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Dieses Projekt wurde gefördert durch den DFG-Exzellenzcluster 171, das Zentrum für Nanoskalige Mikroskopie und Molekulare Physiologie des Gehirns, das Bernstein Center for Computational Neuroscience und das ENC-Network, ein gemeinsames Erasmus-Mundus-Doktorandenprogramm. Die Autoren danken Stephan Junek, Mihai Alevra und Guobin Bao für die Bereitstellung von MATLAB-Codes und eigens geschriebenen Programmen zur Bildauswertung und Datenanalyse.

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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die vorgestellten Methoden zielen hier bei der Aufzeichnung Temperaturverarbeitung im Riechkolben von Xenopus laevis Kaulquappen. Die Protokoll stains erster und zweiter Ordnung Neuronen im Bulbus olfactorius und stellt eine Probenvorbereitung in dem das olfaktorische System Wesentlichen intakt bleibt. Somit kann die Aktivierung des temperaturempfindlichen γ-Glomerulus überwacht und mit seiner chemoempfindlichen benachbarten Glomeruli verglichen werden. Das einzigartige bilaterale Innervation dieser Glomeruli wird durch Zelle Elektroporation mit spektral unterschiedlichen Farbstoffen sichtbar gemacht. Darüber hinaus ermöglicht Bolus Belastung für die Färbung von Mitralzellen ein großes Volumen innerhalb des Bulbus olfactorius überspannen. Die neuronalen Netzwerk-Verarbeitungstemperatur-induzierte Signale wird durch Einnahme von Kalziummessungen mit wiederholten Stimulus Anwendungen ergeben, und anschließend die Daten mit Aktivität Korrelation Bildgebung zu analysieren. Das Protokoll hebt zwei anspruchsvolle Färbung proce<html> Weisen, von denen beide vorsichtige Manipulation und Praxis erfordern, um zufriedenstellende und reproduzierbare Ergebnisse zu erzielen. Während der Elektroporation hat jede Verletzung der Tiere vermieden werden, vor allem, wenn die Elektroden in die Nase zu positionieren. Optimalerweise sollte kein Kontakt mit dem olfaktorischen Epithel auftreten. Beachten Sie, dass die Tiere leben noch nach der Elektroporation Verfahren und ihre Wiederherstellungszeit berücksichtigt werden. Wenn die Färbung nach einer Runde der Elektroporation zu schwach bleibt, die von den verwendeten Arten von Farbstoffen in Abhängigkeit passieren kann, kann seine Intensität durch Erhöhen der Farbstoffkonzentration in den Nüstern verbessert werden. Da Dextran-gekoppelter Moleküle über mehrere Mechanismen , einschließlich langsam axonalen Transport (bei ​​einer Geschwindigkeit von 1-2 mm / Tag 10) und passive Diffusion transportiert werden, ist eine weitere Alternative von 48 Stunden nach der Elektroporation zu warten , bevor die Tiere geopfert. Alternativ kann die Elektroporation kann nach einem Tag der Erholung wiederholt. jove_content &quot;&gt; Bolus Laden ist ein wichtiger Schritt, da die Menge an Farbstoff der Mitralzellen Eingabe schwierig zu regulieren und hängt von verschiedenen Parametern wie Pipettenspitze Größe und Lage der Anwendung. Die Überwachung des Verfahrens unter einem konfokalen Fluoreszenzmikroskop erweist sich für nützlich zu sein Einstellen der Dauer des Farbstoffes Anwendung und somit Erzeugen ähnliche Färbungsergebnisse für Zubereitungen. Weiterhin zuvor elektroporiert Kaulquappen sollte durch die Identifizierung der Position des kleinen Cluster (bestehend aus der γ-Glomerulus), um die beste Position für den Farbstoff Anwendung bestimmt werden. die meisten kritische Schritt bei der Messung ist sowohl Verschiebung und Bleichen der Probe zu vermeiden. die Verschiebung kann durch eine sorgfältige Positionierung der Ringer Strom unter dem Mikroskop vermieden werden. Da das Bleichen der Bereich von Interesse zu begrenzen, sollte die Messzeit auf das wesentliche reduziert werden . Bolus Laden Färbung mit Calcium-sensitiven Farbstoffen bietet nur sehrgeringfügiger Kontrast, da die gesunden Zellen im Allgemeinen niedrige Kalziumkonzentrationen aufweisen und somit schwache basale Fluoreszenz. Aktivität Korrelation Imaging Anwendung umgeht diese Einschränkung durch Kontrast zu erzeugen basierend auf Aktivität und Highlights Strukturen mit ähnlichen Calcium-Signale. Diese nach dem Erwerb Analysemethode berechnet den Korrelationsfaktor zwischen dem Kalziumsignal eines ausgewählten Bereichs von Interesse (Referenzkurve), und dass jedes einzelnen Pixels in das 3D-Volumen. Daher sind die stark davon abhängen, erzielten Ergebnisse auf dem Aktivitätsmuster als Referenzspur ausgewählt. Wenn der Schwerpunkt Mitralzelle Innervationsmuster, ein Referenzsignal abgeleitet aus der spontanen neuronalen Aktivität zu visualisieren bevorzugt, und die aktivsten Mitralzellen dieser Wahl werden die besten Ergebnisse zu erzielen. Für die Chemo- oder thermosensitiven Netzwerke von Mitralzellen enthüllt, Referenzkurven nur entweder enthält Antworten Histidin oder kalt Ringer gewählt werden. Die Auswahl einer ganzen Glomerulus or Mitral Zellsoma als Region von Interesse kann nicht immer eine klare Referenzspur zur Verfügung stellen, vor allem, wenn die Strukturen auf die zwei verschiedenen Stimuli reagiert auf die aufeinander liegen. In einem solchen Fall ist es oft sinnvoll, eine kleinere Fläche des Glomerulus oder Zellkörper als interessierenden Bereich auszuwählen. In den letzten Jahrzehnten hat sich als ein effizientes Verfahren zum Anfärben einzelne oder mehrere Zellen 11,12 Elektroporation beschrieben. Hier wird es verwendet, speziell Neuronen Geruchsrezeptor zu beschriften. Dextran-konjugierten Moleküle geben die höchste Effizienz und für Nicht-Calcium - sensitiven Farbstoffen, die Bandbreite der Auswahl ist breit und deckt das gesamte Spektrum der Regel verwendet , in der Fluoreszenzmikroskopie 13. Jedoch Calcium-sensitiven Farbstoffen, die erfolgreich elektroporierten in Riechschleimhaut werden, sind im Moment Calcium-green Dextran beschränkt und Fluo-4 Dextran wenn noch im Handel erhältlich. Außerdem zielen die Aufnahmen in erster Linie superficial Schichten auf der ventralen Oberfläche des Riechkolbens nur, da die Eindringtiefe der schnellen Messtechniken begrenzt ist. Zwei-Photonen-Imaging kann teilweise diese Einschränkung zu überwinden, aber oft fehlt Geschwindigkeit und beschränkt die Menge der auswählbaren Calcium-sensitiven Farbstoffen weiter. Wir hier beschrieben ein Protokoll für die Temperatur-induzierte Aktivität im Riechkolben messen. Das Gehirn neuropil ist als ein dreidimensionales Volumen abgetastet, um die komplexen zellulären Netzwerke im olfaktorischen Verarbeitung von Temperatur beteiligt zu visualisieren. Messung von Temperatur-induzierten Aktivität im Riechkolben in jüngster 5 wurde berichtet , und erfordert eine speziell angepasste Verfahren die Kombination verschiedener Techniken. Ein großer Vorteil der Techniken, die oben dargestellt ist, dass Hunderte von Zellen in drei Dimensionen in einer Zubereitung abgebildet werden, wo der größte Teil des olfaktorischen Systems intakt bleibt. Diese Vorteile stellen hohe Anforderungen an die Färbetechniken sowie das Gehirn pWiedergutmachung und Bildgebung. Zum Beispiel Zelle Elektroporation und Bolus-Laden getroffen große Mengen von Zellen im Riechepithel und Birne und somit die Visualisierung von kompletten Mobilfunknetze ermöglichen. Darüber hinaus ermöglicht die Bereitstellung von chemischen Indikatoren via Bolus Laden statt genetisch codierten Fluorophore Messungen in einer potenziell größeren Satz von Arten. Andere Alternativen wie Bad Inkubation mit AM-Farbstoffe in erster Linie in Scheiben arbeiten, die stark die Riechkolben beschädigen, nur wenige hundert Mikrometer von intaktem Gewebe zu verlassen. Im Vergleich sorgt zum Beispiel der ganze Berg Vorbereitung in unserem Protokoll, dass die bilaterale Innervation des γ-glomerulus bleibt intakt und die Aufnahmen sind somit in einem nach wie vor Betriebssystem genommen. Schließlich ist die Bildgebung selbst wird durch Line-Beleuchtung Mikroskopie ermöglicht die Erfassung von 3D-Volumen durchgeführt. Line-Beleuchtung Mikroskopie ist eine der konfokalen Techniken , um die höchstmögliche Erfassungsraten bietet 6 &lt;/ Sup&gt;, die notwendig sind, einen großen Anteil des Riechkolbens zu bedecken. Langsamer Erfassungssysteme können verwendet werden, aber den Nachteil, dass die Größe des aufgenommenen Volumens reduziert werden muss. In den letzten Jahren wurden andere Verfahren für die schnelle Bildaufnahme entwickelt worden und können als Alternativen 14,15 verwendet werden. Dennoch Line-Beleuchtung Mikroskopie bleibt eine der einfachsten Methoden, sowohl ausreichend Geschwindigkeit und Auflösung zu gewinnen. Hier folgt einige Informationen als Richtlinien für geeignete Bildgebungs Setups auswählen. Da Kalzium-Imaging innerhalb von dicken Gehirn Vorbereitungen abgeschlossen ist, sollte die Einrichtung anständige konfokale bieten und die Ziele sollten numerische Aperturen von 1,0 oder höher aufweisen. Für einen Bezugspunkt genommen werden die Aufnahmen mit dem Linienbeleuchtung Mikroskop entsprechen Bilder mit einem Standard-Laser-Scanning-Mikroskop mit einer Lochgröße von 0,5-1 luftig Einheiten gemacht. Schnelle Erfassungsgeschwindigkeit ist wünschenswert. Ein Volumen mit einer Dicke von 20 &amp; mgr; m von mindestens 5 l bedecktAyers, ein seitliches Sichtfeld von 100 um · 100 um und eine Pixelgröße von 0,5 um oder kleiner sollte bei einer Mindestgeschwindigkeit von 1 Hz pro Stapel gescannt werden. die Konfokalität Verringerung kann die Menge der Photonen gezählt erhöhen und ermöglicht somit schnellere Akquisitionen falls erforderlich, hat aber den Nachteil, mehr out-of-focus Licht aufgezeichnet wird. Da jedoch ein solcher Ansatz die Dicke der optischen Scheiben erhöht, kann es tatsächlich die Verfolgung von Dendriten durch verschiedene z-Ebenen nach der Anwendung von ACI 6 erleichtern. Die notwendigen Werkzeuge, um ausgiebig Temperaturverarbeitung in Bulbus olfactorius Netzwerke studieren hier vorgestellt. Temperatur-induzierte Aktivität in der ersten und zweiten Ordnung Neuronen über Calcium-sensitiven Farbstoffen und Signale sowohl einlaufen und aus dem γ-glomerulus aufgezeichnet. Darüber hinaus verarbeiten das Ausmaß, in dem einzelne Mitralzellen sowohl chemische als auch Temperaturinformationen beurteilt werden kann. Da die Vorbereitung leaves der Riechkolben intakt ist, kann die Rolle des bilateralen Innervation in der Duftverarbeitung weiter untersucht werden. Das Verfahren ist auch nützlich für enthüllt , ob und wie Thermo- und chemoinformation in überlappenden Netzwerken olfaktorischen 5 codiert wird. Schließlich können die oben erwähnten Techniken sind nicht auf die Untersuchung der Temperaturreaktionen in den Riechkolben begrenzt, sondern kann für eine allgemeine Bewertung des olfaktorischen Systems, insbesondere die Zellverarbeitungsnetzwerken in großen dreidimensionalen Volumina angewendet werden. Bolus Belastung und Aktivität Korrelation Bildgebung sind leistungsfähige Werkzeuge zu beobachten und die Aktivität von Dutzenden von Neuronen zu vergleichen, so dass sie für unterschiedliche Gehirnnetzwerken 16 zu machen.

In den letzten Jahren wurde Temperaturempfindlichkeit nicht mehr nur als ein ästhetischer Sinn beschrieben, sondern auch als eine physiologische Funktion, die für das olfaktorische System relevant ist. Bei Nagetieren erhält der Hauptriechkolben Input vom Grüneberg-Ganglion (GG), einem Organ in der Nasenhöhle, das aus wärmeempfindlichen Neuronen besteht. GG-Neuronen reagieren sowohl auf kühle Temperaturen1 als auch auf chemische Reize, und ihre Chemosensitivität wird durch Temperaturschwankungenmoduliert 2. Diese Beobachtungen deuten darauf hin, dass der Riechkolben chemische und Temperaturinformationen integrieren kann, die an der Nase gesammelt wurden. Um diese Hypothese zu untersuchen, stellen wir hier eine Reihe von Experimenten vor, die es ermöglichen, Temperaturreaktionen im Riechkolben von nicht-transgenen Tieren zu detektieren, wobei die Larve Xenopus laevis als Modell dient. Die Organisation des Geruchssystems bei diesen Tieren ähnelt stark der der Säugetiere. Die olfaktorischen Rezeptorneuronen des prämetamorphen X. laevis enden in Büscheln und stellen synaptische Kontakte mit den Dendriten der Neuronen zweiter Ordnung, den Mitralzellen, her. Prä- und postsynaptische Fasern vermischen sich und bilden strangartige Neuropilstrukturen, die Glomeruli3 genannt werden. Die reichlich vorhandenen Synapsen der glomerulären Schicht stellen das erste Verarbeitungszentrum für olfaktorische Informationen dar. Mitralzellen integrieren den sensorischen Input weiter und leiten ihn an höhere Geruchsbereiche weiter.
Wir haben ein Protokoll entwickelt, das die Elektroporation von olfaktorischen Rezeptorneuronen (ORNs) mit kalziumempfindlichen und unempfindlichen Farbstoffen kombiniert, gefolgt von einer Bolusbeladung des postsynaptischen Netzwerks von Glomeruli- und Mitralzellen. Die Färbung durch Elektroporation von zwei spektral unterschiedlichen Farbstoffen, die in den Nasenhöhlen beladen sind, dient dazu, den γ-Glomerulus3 durch seine bilaterale Innervation durch ORNs aus beiden Riechepithelien zu unterscheiden. So wird die Lokalisation des γ-Glomerulus vor weiteren Messungen bestimmt. Anschließend erfolgt die Bolusbeladung4 mit Fluo-8-Acetoxymethyl (Fluo-8 AM) in einem Volumen, das den γ-Glomerulus umfasst. Die Darstellung von Kalziumveränderungen mit schneller konfokaler Mikroskopie ermöglicht die Visualisierung von Temperaturreaktionen im 3D-Neuropil, das den γ-Glomerulus umgibt, einen einzigartigen temperaturempfindlichen Glomerulus in diesem System5. Mitralzellen, die diese spezifische Struktur innervieren, können auch anhand ihrer Ca2+-Signale identifiziert werden, die auf induzierte Temperaturabfälle reagieren. Als nächstes verwendet die Aktivitätskorrelationsbildgebung6 die spezifischen Ca2+-Spuren dieser Zellen, um die dendritische Morphologie von wärmeempfindlichen Mitralzellen aufzudecken. Durch abwechselnde wiederholte Anwendungen von kalter Ringerlösung und chemischen Odoriermitteln in einer Messung können die Mitralzellnetzwerke für die Geruchs- und Temperaturverarbeitung rund um den γ-Glomerulus visualisiert und mögliche Überlappungen identifiziert werden. Um die Reaktionen eindeutig entweder dem chemischen oder dem Temperaturreiz zuordnen zu können, überwachen wir ständig die Temperatur am Riechepithel.

<table><tbody><tr><td>Reagenzien</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Merck Millipore</td><td>1064040500</td><td></td></tr><tr><td>Kaliumchlorid</td><td>Merck Millipore</td><td>1049360250</td><td></td></tr><tr><td>Calciumchlorid-Dihydrat</td><td>Merck Millipore</td><td>1023820250</td><td></td></tr><tr><td>Magnesiumchlorid-Hexahydrat</td><td>Merck Millipore</td><td>1058330250</td><td></td></tr><tr><td>D(+)-Glukose</td><td>Merck Millipore</td><td>1083371000</td><td></td></tr><tr><td>Natriumpyruvat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2256</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Merck Millipore</td><td>1101100250</td><td></td></tr><tr><td>Calcium Green 10 kDa Dextran</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>C-3713</td><td></td></tr><tr><td>Dextran, Alexa Fluor 647</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>D-22914</td><td></td></tr><tr><td>Dextran, Alexa Fluor 546</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>D-22911</td><td></td></tr><tr><td>Fluo-8 AM</td><td>TEFlabs</td><td>203</td><td></td></tr><tr><td>MK571</td><td>Alexis Biochemicals</td><td>340-021-M005</td><td></td></tr><tr><td>MS-222</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E10521</td><td></td></tr><tr><td>Pluronsäure F-127</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2443</td><td>Pulver</td></tr><tr><td>L-Histidin Monohydrochlorid Monohydrat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>53370</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Merck Millipore</td><td>1029522500</td><td></td></tr><tr><td>Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Elektronische Pipette</td><td>BrandTech</td><td>HandyStep Elektronische Repetierpipette</td><td></td></tr><tr><td>NiCr-Ni Thermoelement</td><td>Greisinger Elektronik</td><td>GTF 300</td><td></td></tr><tr><td>Mikropipettenabzieher</td><td>Narishige</td><td>Modell PC-10</td><td>zweistufiger Abzieher</td></tr><tr><td>Trichterapplikator</td> <td>(Sonderanfertigung)</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Linienbeleuchtungsmikroskop</td> <td>(Sonderanfertigung)</td><td></td> <td>ansonsten ein kommerziell erhältliches Spinning-Disk-Mikroskop</td></tr><tr><td>Objektiv W Plan-Apochromat 63X / 1.0&nbsp;</td><td>Zeiss</td><td>441470-9900-000</td><td></td></tr><tr><td>Objektiv W Plan-Apochromat 40X/1.0 DIC</td><td>Zeiss</td><td>441452-9900-000</td><td></td></tr><tr><td>Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>MATLAB</td><td>The MathWorks</td><td></td><td>ab R2010b</td></tr></tbody></table>

aufzeichnung von temperatur-induzierte neuronale aktivität durch calcium Überwachen von Änderungen in der riechkolben von<em&gt; xenopus laevis</em

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

Das olfaktorische System, spezialisiert auf die Erkennung, Integration und Verarbeitung chemischer Moleküle, ist wahrscheinlich das am gründlichsten untersuchte sensorische System. Es gibt jedoch immer mehr Hinweise darauf, dass der Geruchssinn nicht nur auf die chemische Empfindlichkeit beschränkt ist, sondern auch die Temperaturempfindlichkeit umfasst. Prämetamorphe Xenopus laevis sind durchscheinende Tiere mit hervorstehenden Nasenhöhlen, denen die cribriforme Platte, die die Nase und den Riechkolben trennt, beraubt ist. Diese Eigenschaften machen sie gut geeignet für die Untersuchung des Geruchssinns und insbesondere der Wärmeempfindlichkeit. Der vorliegende Artikel beschreibt das vollständige Verfahren zur Messung von Temperaturreaktionen im Riechkolben von X. laevis Larven. Zunächst wird die Elektroporation von olfaktorischen Rezeptorneuronen (ORNs) mit spektral unterschiedlichen Farbstoffen durchgeführt, die in die Nasenhöhlen geladen werden, um ihre Axonendigungen im bulbären Neuropil zu färben. Die differentielle Färbung zwischen linken und rechten Rezeptorneuronen dient dazu, den γ-Glomerulus als die einzige Struktur zu identifizieren, die von kontralateralen präsynaptischen Afferenzen innerviert wird. Zweitens wird die Elektroporation mit einer fokalen Bolusbeladung im Riechkolben kombiniert, um die Mitralzellen und ihre Dendriten zu färben. Das 3D-Gehirnvolumen wird dann unter Linienbeleuchtungsmikroskopie gescannt, um schnelle Kalzium-Bildgebungsdaten zu erfassen, während am olfaktorischen Epithel kleine Temperaturabfälle induziert werden. Schließlich ermöglicht die Analyse nach der Akquisition die morphologische Rekonstruktion des thermosensitiven Netzwerks, das den γ-Glomerulus und seine innervierenden Mitralzellen umfasst, basierend auf spezifischen temperaturinduzierten Ca2+-Spuren. Die Verwendung chemischer Odorstoffe als Stimuli zusätzlich zu Temperatursprüngen ermöglicht den Vergleich zwischen thermosensitiven und chemosensitiven Netzwerken im Riechkolben.

Die Elektroporation von olfaktorischen Rezeptorneuronen (ORN) wurde für anterograde Kennzeichnung über aktive axonalen Transport konjugiert mit Dextran-Moleküle mit Alexa Fluor Farbstoffe oder Calcium-Indikatoren. Während die ehemaligen Farbstoffe in der glomerulären Schicht der Zwiebel Verzweigung helle Färbung der sensorischen Neuronen und ihre Axonterminalen liefern, wobei letztere die Messung der neuronalen Aktivität in diesen Zellen (Abbildungen 1 und 2) zu ermöglichen. Zuerst wurde die Position des wärmeempfindlichen γ-Glomerulus und seine Innervationsmuster durch Elektroporation Alexa Fluor 647 Dextran und Alexa Fluor 546 Dextran in der linken und rechten olfaktorischen Epithels sichtbar, bzw. (1A). Vierundzwanzig Stunden nach dem Eingriff, die ORN in der Nase, die beiden Geruchsnerven und die Glomeruli in beiden Hemisphären waren unter Fluoreszenzmikroskopie sichtbar. Die verschiedenen glomerulären Cluster waren identifiable von ihren jeweiligen Positionen, insbesondere die kleinen Cluster die γ-Glomerulus (1B) umfasst. Eine kleine Anzahl von Gegenriechfasern lief durch die kontralaterale Riechkolben, die vordere Kommissur gekreuzt und im ipsilateralen γ-Glomerulus (2A) beendet. Um Calciumantworten der präsynaptischen Fasern der γ-Glomerulus, Calcium Grün Dextran in ORNs wurde aufzuzeichnen elektroporiert, nach dem gleichen Verfahren. Negative Temperatursprünge am Nasenloch über die kontrollierte Freisetzung von eiskalter Ringerlösung induziert wurden (0-1 ° C). Ein 3D-Volumen, um die γ-glomerulus umfasst, wurde unter einer schnellen Linienbeleuchtung konfokalen Mikroskop abgebildet. &amp; Dgr; Ts von -1 ° C waren ausreichend kalt Antworten in der γ-Glomeruli und seine Afferenzen auszulösen, erkennbar als reversible Spitzen in den &amp; Delta; F / F Ca 2+ Spuren (2B &lt;/ strong&gt;, C). Weitere experimentelle Schritte durchgeführt wurden kalt induzierte Aktivität in den Mitralzellen auf die γ-glomerulus über ihre verästelte dendritische Endungen verbunden zu messen. Diese postsynaptischen Fasern und der umgebenden Neuropil wurden effektiv gefärbt durch Bolus Beladung des Calcium-sensitiven Farbstoff Fluo-08.00 Uhr durchgeführt , einige Tage nach Alexa 647 Dextran war in ORNs elektroporiert (3A, B). Mitral-Zellen wurden mit Fluo-08.00 Uhr gefüllt und das Riechepithel wurde zweimal nach folgendem Paradigma angeregt: kalt Ringer, Histidin (10 &amp; mgr; M) und Raumtemperatur-Ringer, angewendet anschließend. Zwei Referenzspuren wurden von interessierenden Bereichen in dem aufgenommenen Volumen entnommen, einer sich ausschließlich auf Temperatur Tropfen reagieren, die andere, nur Histidin. Aktivität Korrelation Bildgebung (ACI) 6 wurde auf dem ausgewählten Referenz berechnet basierendSpuren mit hohem Kontrast die dendritische Morphologie der postsynaptischen Netzwerke , die entweder auf die Temperatur oder den Histidin-responsive Ca 2+ -Signal (3C, D) sichtbar zu machen. Schließlich thermo und chemosensitiven Karten waren farbcodiert und überlagert auf der jeweils anderen, das zeigt , wie Temperatur und chemische Informationen an die olfaktorischen Neuronen zweiter Ordnung von einzelnen Glomeruli transportiert (Abbildung 3E). Für eine Beschreibung der Integration und Verarbeitung beider Arten von Informationen in gemeinsam genutzten olfaktorischen Netzwerke finden Sie Kludt et al. 5 <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54108/54108fig1.jpg" /> Abbildung 1: Übersicht über die ORN Elektroporation und Bolus - Laden (A) olfaktorischen Rezeptorneuronen in beide Nasenhöhlen von X.. laevis Larven wurden mit Alexa - Farbstoffe oder Calciu elektroporiertm-sensitiven Farbstoffen gekoppelt Dextranmoleküle. Die fluoreszierenden Indikatoren wurden anterograd bis zum Terminal axonalen arborization transportiert. 24 Stunden nach der Elektroporation, der glomerulären Schicht in beiden Hemisphären zeigte Fluoreszenzfärbung. (B) Schematische Darstellung der zellulären Organisation des Riechkolbens in einer Hemisphäre. Die glomeruläre Schicht erstreckt sich über die Lampe in Cluster: die medialen, kleine, mittlere und seitliche Clustern. Olfaktorischen Informationen werden aus den Rezeptorneuronen übertragen Zellen über Synapsen in Glomeruli Mitral. Periglomerular Zellen und Körnerzellen sind inhibitorischen Neuronen zu modulieren olfaktorischen Verarbeitung und Kodierung. Die γ-Glomerulus (cyan) wurde leicht als kleine Neuropil identifiziert, in denen ipsilateral (rot) und kontralateralen (orange) olfaktorischen Fasern verschmolzen. (C) Bolus - Beladung wurde in der Nähe des γ-Glomerulus erreicht postsynaptischen Neuropil zu färben , bestehend hauptsächlich aus Mitralzellen und deren dendritic Bäume deutlich in der glomerulären Schicht verzweigen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54108/54108fig1large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54108/54108fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54108/54108fig2.jpg" /> Abbildung 2: Elektroporation von ORN zeigt strukturelle und funktionelle Konnektivität (A) Bilaterale Innervation des γ-Glomeruli von ipsilateral (grün) und kontralateralen (rot) olfaktorischen Rezeptorneuronen (ORN).. Maßstabsbalken = 50 &amp; mgr; m. (B) Die Riechkolben nach der Elektroporation mit dem Calcium-sensitiven Farbstoff Calcium Grün Dextran. Die inter (IMC), medial (MC) und die kleine Cluster (SC) sind sichtbar. Das Bild ist eine maximale Projektion von 100 &amp; mgr; m dicken Messvolumen. Maßstabsbalken = 50 &amp; mgr; m. (C) Nahaufnahme des kleinen Cluster. Das aufgenommene Volumen (12 &amp; mgr; m) istin einem maximalen Projektion dargestellt. Das Bild zeigt die basale fluoreszierenden Ebene in grau und die farbkodierte &amp; Delta; F / F Karte als Overlay. Die maximale Reaktion auf die Stimulation mit kaltem Ringer-Lösung aufgetragen. Die γ-glomerulus reagierte stark, während die beiden benachbarten Glomeruli schweigen. Der Einschub zeigt die AF / F-Trace für die γ-Glomeruli an die angegebene Region von Interesse entspricht. Der blaue Balken steht für die Reizapplikation. Maßstabsbalken = 20 &amp; mgr; m. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54108/54108fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54108/54108fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/54108/54108fig3.jpg" /> Fig . 3: Bolus Laden und ACI Wärmeempfindliches und chemosensitiven Netzwerke dissoziieren (A) von Axons ORNs im kleinen Cluster beendet wurden durch Elektroporation mit dem nicht-gefärbten calcium empfindlichen Farbstoff Alexa 647 Dextran. Die gestrichelte Linie zeigt die γ-Glomeruli. (B) Bild des gleichen Bereichs wie in (A) in den zweiten Messkanal nach Bolus - Beladung mit dem Calcium-sensitiven Farbstoff Fluo-8 Uhr. Einige Mitralzelle somata waren sichtbar, aber der Kontrast war begrenzt. Nach den Pfeilen wurden zwei Antwortspuren aufgezeichnet, die für die Aktivität Korrelationsabbildung (ACI) verwendet wurden. Blau, rot und schwarzen Balken unterhalb der Spuren zeigen den Beginn der Anwendung von Kälte Ringer, Histidin (10 uM) und Raumtemperatur-Ringer als negative Kontrolle, respectively. Die zwei Ca 2+ Spuren wurden aus verschiedenen Regionen von Interesse des gemessenen Volumens genommen. (C) Das ACI Ergebnis der Spur in (B) hervorgehobene Bereiche überwiegend zu kalt Ringer reagieren. (D) Die ACI Ergebnis der Spur in (B) hervorgehobene Bereiche überwiegend auf Histidin reagiert. (E) Überlagerung der beiden ACI - Karten. Mitral-Zellen h reagierenistidine und die Innervation glomerulus (rot) waren leicht von thermisch empfindlichen Mitralzellen und der γ-Glomerulus (cyan). Alle Bilder dieser Figur sind maximale Intensität Projektionen eines 28 um dicken Volumen. Maßstabsbalken = 20 &amp; mgr; m. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54108/54108fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54108/54108fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Messung und Analyse von Temperaturreaktionen im Riechkolben von Xenopus laevis. Geruchsrezeptor-Neuronen und Mitralzellen werden differentiell gefärbt, woraufhin Kalziumveränderungen aufgezeichnet werden, was eine Empfindlichkeit einiger neuronaler Netzwerke im Kolben gegenüber Temperaturabfällen widerspiegelt, die an der Nase induziert werden.

Aufzeichnung von Temperatur-induzierte neuronale Aktivität durch Calcium Überwachen von Änderungen in der Riechkolben von<em&gt; Xenopus laevis</em

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, Kalziumänderungen in Riechkolben-Neuronen als Reaktion auf am Nasenepithel hervorgerufene Temperaturabfälle zu erfassen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen auf dem Gebiet der Affektionen zu beantworten, beispielsweise wie der Riechkolben Temperaturinformationen, die in der Nase gewonnen werden, integriert und verarbeitet. Die Neuronen erster und zweiter Ordnung des Riechkolbens werden differentiell angefärbt, und die Auswirkungen von Temperaturschwankungen am Nasenepithel werden mittels Kalzium-Bildgebung gemessen.Die visuelle Demonstration der Zellelektroporation, des Bolus-Loadings und der Aktivitätskorrelationsabbildung wird die Anwendung dieser Techniken in anderen Gehirnnetzwerken als dem Riechkolben erleichtern. Beginnen Sie dieses Verfahren, indem Sie einen Kaulquappen auf ein Gelkissen legen. Befestigen Sie ihn, indem Sie Nadeln darum platzieren, und achten Sie darauf, die Nadeln nicht durch die Haut zu stechen.Als Nächstes platzieren Sie das Tier unter dem Stereomikroskop und fokussieren Sie auf die Nasenöffnungen. Danach geben Sie einen Farbstoffkristall in einen der Nasenhöhlen und warten, bis er vollständig gelöst ist, was weniger als eine Minute dauern sollte. Falls die Kristalle kleiner sind, geben Sie zwei oder drei in jede Höhle, bis sie eine undurchsichtige, hochkonzentrierte Lösung ergeben. Danach platzieren Sie die Kathode auf der Haut des Kaulquappen und die Anode in einem der Nasenöffnungen. Geben Sie sechs Impulse mit 20 Volt und 20 Millisekunden mit einem Stimulationsabstand von etwa 0,5 Sekunden ab. Bei Farbstoffen mit einer anderen Polarität können die Anfärbungsergebnisse verbessert werden, indem die Kathode in die Nasenöffnungen eingeführt wird.Falls die Polarität des Farbstoffs unklar ist, können beide Elektroden gleichzeitig in die Nasenlöcher eingeführt und die Polarität zwischen einzelnen Spannungsimpulsen gewechselt werden. Nach der Tötung des Tieres verwenden Sie ein Skalpell, um einen Gewebewürfel auszuschneiden, der die Nasenhöhlen, die Riechnerven und Riechkugeln enthält. Führen Sie den ersten Schnitt nahe der linken Nasenöffnung durch und bewegen Sie die Klinge nach vorne, indem Sie entlang des linken Riechnervs und der Riechkugel schneiden, bis zur Grenze zwischen Telencephalon und Diencephalon.Wiederholen Sie dasselbe Vorgehen entsprechend auf der rechten Seite. Isolieren Sie anschließend das Präparat vom restlichen Nervensystem, indem Sie einen letzten Schnitt hinter dem Telencephalon durchführen. Befestigen Sie den Gewebeklotz erneut, indem Sie zwei Nadeln zwischen die Riechnerven einführen.Danach einen Tropfen Frosch-Ringer-Lösung auf das Gewebe geben. Das Baden der Präparation in Ringer-Lösung verhindert, dass das Gehirngewebe während der Dissektion einstürzt. Anschließend die Meningen, die die Axonsortierzone und die Riechkugeln bedecken, durch drei Einschnitte entfernen.Ausgehend von der hinteren Kante des Gewebestücks schneiden Sie kaudalrostral dicht entlang des linken Riechkolbens, bis zur Eintrittsstelle der Riechnerven in die Bulbi. Wiederholen Sie diesen Vorgang für die rechte Hemisphäre. Heben Sie anschließend die Hirnhäute mit der Pinzette an und führen Sie den dritten Schnitt senkrecht zu den vorherigen am Axon-Sortierungsgebiet aus.Überführen Sie danach die Probe in eine Aufzeichnungskammer, die mit Froschringer-Lösung gefüllt ist, um weitere Verarbeitungsschritte und die Bildgebung durchzuführen. Stellen Sie sicher, dass die ventrale Seite nach oben weist, und fixieren Sie die Probe mit einem Netz aus Nylonfasern, das über einen kleinen Platinrahmen gespannt ist. Um die Applikation von Reizen zu erleichtern, platzieren Sie die Nasenhöhlen auf einer der Nylonfasern.Befüllen Sie bei diesem Verfahren die Mikropipette mit 10 Mikrolitern der Lösung und entfernen Sie die Luftblasen, indem Sie leicht gegen die Mikropipette klopfen. Bringen Sie danach die Mikropipette in einem Pipettenhalter an. Stellen Sie sicher, dass entweder manuell mit einer Spritze oder einem pneumatischen Arzneimittelausstoßgerät Druck ausgeübt werden kann, und überwachen Sie den applizierten Druck mit einem Manometer.Danach senken Sie die Pipette auf die Oberfläche des Riechkolbens ab, wobei die Spitze in rostraler Richtung der Präparation zeigen soll. Üben Sie einen kleinen, konstanten positiven Druck auf die Mikropipette aus, um ein Verstopfen der Pipette zu verhindern. Führen Sie die Mikropipette vorsichtig in das Gewebe ein und geben Sie weiterhin positiven Druck ab.Überprüfen Sie den Ausfluss aus der Pipette, indem Sie unter heller Lichtbeleuchtung auf geringfügige Gewebewegungen achten, die sichtbar werden, wenn der Druck aufgebracht wird. Nach 10 Minuten Belastung reduzieren Sie den applizierten Druck auf null und überprüfen Sie die Färbung. Die Größe des gefärbten Bereichs variiert erheblich und hängt von mehreren Parametern ab, wie der Menge des injizierten Farbstoffs und der Lage der Ausstoßstelle.Eine gute Färbung umfasst eine Fläche von etwa 100 Mikrometern mal 100 Mikrometern. Überwachen Sie im Verlauf der Bolus-Ladung die fortschreitende Anfärbung der Soma der Mitralzellen. Wenn die Färbungsintensität oder die Anzahl gefärbter Mitralzellen nicht zunimmt, überprüfen Sie die Pipette auf Verstopfung und ersetzen Sie sie gegebenenfalls.Überwachen Sie in diesem Schritt die Temperatur des gekühlten Ringer-Lösung, indem Sie die saubere Thermometer-Sonde in das Röhrchen einführen. Warten Sie, bis die Temperatur unter einen Grad Celsius fällt, bevor Sie das Experiment beginnen. Verwenden Sie anschließend einen Trichterapplikator, der eine gleichzeitige Applikation des Reizes während des Durchflusses der Ringer-Lösung ermöglicht, sodass der Wasserfluss in der Kammer während der Freisetzung der Stimuluslösung konstant und ununterbrochen bleibt.Danach positionieren Sie den Trichter so, dass die distale Öffnung weniger als einen Millimeter vom olfaktorischen Epithel entfernt ist. Anschließend platzieren Sie einen mit einem digitalen Thermometer verbundenen Temperatursensor aus Nichrom nahe dem Epithel und der Öffnung des Trichterapplikators. Schließen Sie den Ausgangsanschluss des Thermometers an einen Computer an, um Spannungsänderungen zu erfassen und grafisch darzustellen, die kleinen Temperaturschwankungen entsprechen.Danach die Bildaufnahme starten und nacheinander 200 bis 400 Mikroliter kalte Ringer-Lösung, L-Histidin und Ringer-Lösung bei Raumtemperatur über eine elektronische Pipette mit einem Interstimulusintervall von 20 bis 30 Sekunden applizieren. Zur besseren Kontrolle der Stimulusapplikation den Stimulus, falls möglich, über ein Auslösesignal, das von der gewählten Bildgebungseinrichtung an die Pipette gesendet wird, freigeben. In diesem Verfahren die erfassten Rohdaten als Variable in den MATLAB-Arbeitsbereich des Benutzers laden, organisiert als x-, y-, z-, t-Matrix, wobei x und y die lateralen Dimensionen, z die axiale Richtung und t den zeitlichen Verlauf bezeichnen.Rufen Sie anschließend ACI über die MATLAB-Befehlszeile auf. Wählen Sie in der Benutzeroberfläche „Daten vorbereiten“ und anschließend die Variable aus, die die Daten enthält, sowie ein Verzeichnis, in dem die Ergebnisse gespeichert werden sollen. Blättern Sie durch die gemessenen z-Ebenen, indem Sie den entsprechenden Schieberegler in der Benutzeroberfläche bewegen, um einen Überblick über die angezeigte Varianzkarte zu erhalten.Danach die Größe der ROI in der Benutzeroberfläche eingeben. Für einen Mitralzellkörper die ROI so anpassen, dass sie lateral etwa 10 Mikrometer und axial fünf Mikrometer umfasst. Für ein Glomerulum sind die etwas höheren Werte von 20 Mikrometern lateral und 10 Mikrometern axial geeignet. Anschließend eine ROI auswählen, die das Gamma-Glomerulum sowie zusätzliche Bereiche für jeden sichtbaren Zellkörper der umgebenden Mitralzellen enthält, indem mit der mittleren Maustaste auf das Zentrum der Zelle oder des Glomerulums geklickt wird.Anschließend schließen Sie die Hauptbenutzeroberfläche, wodurch die Berechnung der Korrelationskarten für alle Referenzspuren ausgelöst wird. Das Ergebnis wird automatisch gespeichert und angezeigt. Dieses Bild zeigt, dass die Axone von Riechsinnesneuronen (ORNs), die im kleinen Cluster enden, durch Elektroporation mit einem kalziumunempfindlichen Farbstoff, Alexa 647 Dextran, angefärbt wurden.Die gestrichelte Linie umreißt das Gamma-Glomerulum. Gezeigt ist hier ein Bild derselben Region im zweiten Messkanal nach Bolus-Injektion mit einem kalziumsensitiven Farbstoff, Fluo-8 AM. Einige Mitralzellsomata waren sichtbar, aber der Kontrast war begrenzt. Zwei Antwortkurven wurden für die Aktivitätskorrelationsabbildung dargestellt; blaue, rote und schwarze Balken unterhalb der Kurven zeigen den Beginn der Applikation von kaltem Ringer-Lösung, Histidin bei 10 µM bzw. Ringer-Lösung bei Raumtemperatur als Negativkontrolle an.Das ACI-Ergebnis der Spur in den hervorgehobenen Bereichen, die vorwiegend auf kaltes Ringer reagieren, ist hier dargestellt. Und hier ist das ACI-Ergebnis der Spur in den hervorgehobenen Bereichen, die vorwiegend auf Histidin reagieren. Diese Abbildung zeigt die Überlagerung der beiden ACI-Karten.Mitralzellen, die auf Histidin reagierten, und der innervierte Glomerulus waren leicht von thermosensitiven Mitralzellen im Gamma-Glomerulus zu unterscheiden. Dieses Verfahren kann durchgeführt werden, um zu untersuchen, ob Thermosensitivität und Chemorezeptivität in verdeckten und überlappenden neuronalen Netzwerken des Riechkolbens vorliegen. Nach dem Ansehen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die Temperaturverarbeitung im Riechkolben mithilfe der Zellelektroporation an lebenden Tieren, Bolus-Ladung und Aktivitätskorrelationsabbildung, auch als ACI bezeichnet, aufzeichnet.Die Bolus-Injektion und die ACI sind leistungsstarke Werkzeuge, um die Aktivität und Konnektivität von Dutzenden Neuronen in 3D zu beobachten und zu vergleichen, was sie leicht auf verschiedene Hirnregionen und neuronale Netzwerke anwendbar macht.

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Forschung

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Bienen können in einer appetitive olfaktorischen Lernparadigma (PER-Konditionierung) konditioniert werden. Mit Gerüche als Stimuli, haben wir ein Verfahren, bei welchem ​​Verhalten aufgezeichnet, während gleichzeitig Calcium Imaging wird verwendet, um Geruchs-evozierte Aktivität im Pilzkörper Neuronen zu messen...

In vivo Ca 2 + - Imaging von Pilzkörper Neuronen während olfaktorischen Lernen in der Honigbiene

Wir zeigen, wie Veränderungen in der intrazellulären freien Calciumkonzentration und synaptische Wirksamkeit gleichzeitig in einem Ganglion Herstellung...

Überwachen von Änderungen in der intrazellulären Calcium-Konzentration und Synaptic Wirksamkeit in der Muschel<em&gt; Aplysia</em

Das Verständnis der Funktion des zentralen Nervensystems in Wirbeltieren erfordert Aufnahmen aus, weil viele Neuronen kortikale Funktion entsteht auf der Ebene der Populationen von Neuronen. Hier haben wir ein optisches Verfahren zur überschwelligen neuronale Aktivität mit Single-Cell-und Single-Spike Auflösung aufzeichnen beschreiben, gedithert Random-Access-Scans. Diese Methode records somatischen Fluoreszenz-Calcium-Signale von bis zu 100 Neuronen mit hoher zeitlicher Auflösung. Ein...

Optische Aufnahme überschwellige neuronale Aktivität mit Single-Cell-und Single-Spike Auflösung

Quelle: Bancroft, E. A., et al{. Quantifizierung spontaner Ca2+ Flüsse und ihre nachgelagerten Effekte in primären Mittelhirnneuronen der Maus. J. vis. exp.  (2020) {{TAG_ 46}}Dieses Video zeigt die Echtzeit-Visualisierung des Kalziumeinstroms in ventralen Mittelhirnneuronen, die aus Mausembryonen stammen. Unter Verwendung eines viralen Vektors zur Expression eines Kalziumindikators werden die Neuronen unter einem konfokalen Mikroskop abgebildet, um Änderungen der Fluoreszenzintensität während...

Visualisierung des Kalziumeinstroms in ventralen Mittelhirnneuronen aus Mausembryonen

Mit seinem kleinen transparenten Körper, gut dokumentierte Neuroanatomie und einer Vielzahl von zugänglicher genetischen Techniken und...

In vivo Neuronale Calcium Imaging in C. elegans

Es werden Verfahren beschrieben, um gleichzeitige Aufzeichnungen des Membranpotentials oder -stroms und Änderungen der intrazellulären Kalziumkonzentration durchzuführen. Neuronen des suprachiasmatischen Kerns werden mit dem Kalziumindikator Bis-Fura-2 unter Verwendung einer Patch-Clamp-Elektrode in der Ganzzell-Patch-Clamp-Konfiguration gefüllt.

Gleichzeitige elektrophysiologische Aufzeichnung und Calcium-Bildgebung von Neuronen des suprachiasmatischen Kerns

Hier präsentieren wir eine neuartige Ca 2+ -Imaging Ansatz unter Verwendung eines Biolumineszenz Reporter. Dieser Ansatz verwendet einen fusionierten Konstrukts GFP-Aequorin, das Ca 2+ bindet und emittiert Licht, wodurch die Notwendigkeit für Lichtanregung. Deutlich Dieses Verfahren ermöglicht lange kontinuierliche Bildgebung, Zugang zu tiefen Hirnstrukturen und hoher zeitlicher Auflösung.

In Vivo Functional Brain Imaging Ansatz, der auf Bioluminescent Calciumindikator GFP-Aequorin

Dieses Protokoll beschreibt den Einsatz von genetisch codierte Ca2 + Reporter Datensatzänderungen in neuronale Aktivität im Verhalten Caenorhabditis Elegans Würmer.

Ratiometrischen Kalzium Imaging einzelner Neuronen im Verhalten Caenorhabditis Elegans

Xenopus Kaulquappen bieten eine einzigartige Plattform, um die Funktion des Nervensystems in vivo zu untersuchen. Wir beschreiben Methoden zur Bewertung der Verarbeitung der Geruchsinformation im Wohnzimmer Xenopus Larven unter Normalbedingungen Aufzucht oder nach Verletzungen.

Funktionsauswertung olfaktorische Wege im Leben Xenopus Kaulquappen

Hier stellen wir ein Protokoll vor, mit dem vor- und/oder postsynaptisches Kalzium im Kontext des Drosophila-Lernens und -Gedächtnisses visualisiert werden kann. In vivo Kalzium-Bildgebung mit synaptisch lokalisierten Kalziumsensoren wird mit einem klassischen olfaktorischen Konditionierungsparadigma kombiniert, so dass die synaptische Plastizität, die dieser Art des assoziativen Lernens zugrunde liegt, bestimmt werden kann.

In Vivo Optische Calcium-Bildgebung der lerninduzierten synaptischen Plastizität bei Drosophila melanogaster

Wir präsentieren ein zweiteiliges Protokoll, das fluoreszierende Calcium-Bildgebung mit In-situ-Hybridisierung kombiniert, so dass der Experimentator Muster der Calciumaktivität mit Genexpressionsprofilen auf einzelzelligem Niveau korrelieren kann.

Fluoreszierende Calcium-Bildgebung und anschließende In-Situ-Hybridisierung zur neuronalen Vorläufercharakterisierung bei Xenopus laevis

Erfahren Sie Calcium-Imaging zur Aufzeichnung temperaturinduzierter neuronaler Aktivität im Riechkolben von Xenopus laevis. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung sensorischer Verarbeitung in neuronalen Netzwerken.

Aufzeichnung von Temperatur-induzierte neuronale Aktivität durch Calcium Überwachen von Änderungen in der Riechkolben von Xenopus laevis (Video) | JoVE Journal

Aufzeichnung von Temperatur-induzierte neuronale Aktivität durch Calcium Überwachen von Änderungen in der Riechkolben von

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