Name: Synthese von Wavelength-Verschiebung DNA Hybridisierungssonden durch Verwendung von Photostabile Cyaninfarbstoffe (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 44 s
Description: Lernen Sie die Synthese von DNA-Hybridisierungssonden mit photostabilen Cyaninfarbstoffen für die Echtzeit-Visualisierung von Energietransfer. Diese Methode ermöglicht robuste molekulare Bildgebung in lebenden Zellen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die finanzielle Unterstützung durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Wa 1386 / 17-1), das Graduiertenkolleg GRK 2039 (gefördert von der DFG) und KIT gedankt.

Achtung: Bitte konsultieren Sie alle relevanten Sicherheitsdatenblätter (MSDS) vor dem Gebrauch. Einige der Chemikalien in diesen Synthesen verwendet werden, sind giftig und krebserregend. Bitte verwenden Sie alle geeigneten Sicherheitspraktiken, die typischerweise in der organischen Chemie Laboratorien erforderlich sind, wie zum Beispiel ein Laborkittel, Schutzbrille und Handschuhe zu tragen. 1. Synthese der Farbstoffe Anmerkung: Beide Farbstoffe können durch die gleichen Reaktionstypen synthetisiert werden , Figur 2 einen Überblick über diese Reaktionen zeigt.. <ol><li> Synthese von 1- (3-Azidopropyl) -4- (2- (1-methyl-1H-indol-3-yl) vinyl) pyridin-1-ium - iodid (Farbstoff 1) <ol><li> Synthese von 1- (3-Iodpropyl) -4-methylpyridin-1-ium - iodid (2A, Schritt a) <ol><li> Man löst 466 mg 4-Picolin und 5,91 g 1,3-Diiodpropan in 10 ml Acetonitril in einen 20 ml Kopfraumampulle und Dichtung dicht mit einer Septumkappe. </li><li> Hitze auf 85 ° C für 16 Stunden. </li><li> Lassen Sie auf RT abkühlen, entfernen Sie dann das Lösungsmittel unter vermindertem Druck, um einen Rotationsverdampfer. </li><li> 20 ml Ethylacetat zu dem Restöl und behandeln der Mischung in einem 120 W Ultraschallbad für 3 min. </li><li> Sammeln des gebildeten Niederschlag durch Filtration und wäscht fünfmal mit Essigester. Trocknen Sie das feste Produkt unter Vakuum O / N. </li></ol></li><li> Synthese von 1- (3-Azidopropyl) -4-methylpyridin-1-ium (2A, Schritt b) <ol><li> Man löst 900 mg 1- (3-Iodpropyl) -4-methylpyridin-1-ium-iodid in 12 ml Acetonitril in einen 20 ml Kopfraumampulle, fügen 376 mg Natriumazid, und abdichten dicht durch eine Septumkappe. </li><li> Hitze auf 85 ° C für 16 Stunden. </li><li> Lassen Sie auf RT abkühlen, entfernen Sie dann das Lösungsmittel unter reduziertem Druck mit einem Rotationsverdampfer. </li><li> 15 ml Dichlormethan zu dem Rückstand. </li><li> Filter aus und entsorgen Sie die resultierende Niederschlag. </li><li> Entfernen des Lösungsmittels unter vermindertem Druck unter Verwendung eines rotary Verdampfer um das Produkt als braunes Öl zu erhalten. </li></ol></li><li> Synthese von 1-Methyl-1H-indol-3-carbaldehyd (2A, Schritt c) <ol><li> Unter Schutzgas (Argon), lösen sich 1,45 g Indol-3-carbaldehyd, 1,52 g Kaliumcarbonat und 2,70 g Dimethylcarbonat in 10 ml absolutem Dimethylformamid in einem 50 ml-Rundkolben, der mit einem Rückflußkühler ausgestattet. </li><li> Rühren Sie die Mischung bei 130 ° C für 19 Std. </li><li> Lassen Sie auf RT abkühlen, dann gießen Sie die Mischung auf Eis. </li><li> Die wässrige Phase dreimal mit je 150 ml Ethylacetat. </li><li> Die organischen Schichten, sie mit Wasser waschen, trocknen Sie sie über Natriumsulfat und Entfernen des Lösungsmittels bei 50 ° C unter reduziertem Druck mit einem Rotationsverdampfer. </li></ol></li><li> Ankoppeln an 1- (3-Azidopropyl) -4- (2- (1-methyl-1H-indol-3-yl) vinyl) pyridin-1-ium - iodid (Farbstoff 1) (2A, Schritt d) <ol><li> Arbeiten unter Argon und unter Ausschluss von Feuchtigkeit. DISSOLve 90 mg 1- (3-Azidopropyl) -4-methylpyridin-1-ium und 48 mg 1-methyl-1H-indol-3-carbaldehyd in 4 ml Ethanol in einem 20 ml-Rundkolben, der mit einem Rückflußkühler ausgestattet. </li><li> Hinzufügen, 0,07 ml Piperidin und Wärme auf 80 ° C für 4 Stunden. </li><li> Erlauben auf RT abkühlen. </li><li> Sammle den erhaltenen Niederschlag durch Filtration und wäscht dreimal mit Diethylether. </li><li> Hinzufügen Diäthyläther zu dem Überstand und Sammle den erhaltenen Niederschlag durch Filtration. Waschen dreimal mit Diethylether. </li><li> Kombinieren Sie die Niederschläge. </li></ol></li></ol></li><li> Synthese von 1- (3-Azidopropyl) -4- (2- (1-methyl-2-phenyl-1H-indol-3-yl) vinyl) chinolin-1-ium - iodid (Farbstoff 2) <ol><li> Synthese von 1- (3-Iodpropyl) -4-methylchinolin-1-ium - iodid (2B, Schritt a) <ol><li> Man löst 715 mg 4-methylchinolin und 5,91 g 1,3-Diiodpropan in 10 ml Acetonitril in einen 20 ml Kopfraumampulle und Dichtung dicht mit einer Septumkappe. </li><li> Hitzebis 85 ° C für 16 Stunden. </li><li> Lassen Sie auf RT abkühlen, entfernen Sie dann das Lösungsmittel unter reduziertem Druck mit einem Rotationsverdampfer. </li><li> 20 ml Ethylacetat zu dem restlichen Öl und behandeln der Mischung in einem 120 W Ultraschallbad für 3 min. </li><li> Sammeln des gebildeten Niederschlag durch Filtration und wäscht fünfmal mit Essigester. Trocknen Sie das feste Produkt unter Vakuum O / N. </li></ol></li><li> Synthese von 1- (3-Azidopropyl) -4-methylchinolin-1-ium (2B, Schritt b) <ol><li> Man löst 900 mg 1- (3-Iodpropyl) -4-methylchinolin-1-ium-iodid in 12 ml Acetonitril in einen 20 ml Kopfraumampulle, fügen 333 mg Natriumazid, und abdichten dicht durch eine Septumkappe. </li><li> Hitze auf 85 ° C für 16 Stunden. </li><li> Lassen Sie auf RT abkühlen, entfernen Sie dann das Lösungsmittel unter reduziertem Druck mit einem Rotationsverdampfer. </li><li> 15 ml Dichlormethan zu dem Rückstand. </li><li> Filter aus und entsorgen Sie die resultierende Niederschlag. </li><li> Entfernen Sie das Lösungsmittel under vermindertem Druck am Rotationsverdampfer das Produkt als braunes Öl zu erhalten. </li></ol></li><li> Synthese von 1-Methyl-2-phenyl-1H-indol-3-carbaldehyd (2B, Schritt c) <ol><li> Unter Schutzgas (Argon), lösen sich 1,45 g 2-phenyl-1H-indol-3-carbaldehyd, 0,996 g Kaliumcarbonat und 1,77 g Dimethylcarbonat in 10 ml absolutem Dimethylformamid in einem 50 ml-Rundkolben, der mit einem Rückflußkühler ausgestattet. </li><li> Rühren Sie die Mischung bei 130 ° C für 19 Std. </li><li> Lassen Sie auf RT abkühlen, dann gießen Sie die Mischung auf Eis. </li><li> Die wässrige Phase dreimal mit je 150 ml Ethylacetat. </li><li> Die organischen Schichten, sie mit Wasser waschen, trocknen Sie sie über Natriumsulfat und Entfernen des Lösungsmittels unter vermindertem Druck am Rotationsverdampfer. </li></ol></li><li> Ankoppeln an 1- (3-Azidopropyl) -4- (2- (1-methyl-2-phe nyl-1H-indol-3-yl) vinyl) chinolin-1-ium - iodid (2B, Schritt d) <ol><li> Die Arbeiten im Rahmen argauf und unter Ausschluss von Feuchtigkeit. Man löst 90 mg 1- (3-Azidopropyl) -4-methylchinolin-1-ium und 59,7 mg 1-Methyl-2-phenyl-1H-indol-3-carbaldehyd in 4 ml Ethanol in einem 20 ml-Rundkolben, ausgestattet mit Rückflußkühler. </li><li> 0.06 ml Piperidin und Wärme auf 80 ° C für 4 Stunden. </li><li> Erlauben auf RT abkühlen. </li><li> Sammle den erhaltenen Niederschlag durch Filtration und wäscht mit Diäthyläther dreimal. </li><li> Hinzufügen Diäthyläther zu dem Überstand und Sammle den erhaltenen Niederschlag durch Filtration. Waschen dreimal mit Diethylether. </li><li> Kombinieren Sie die Niederschläge. </li></ol></li></ol></li></ol> 2. Synthese der DNA-Stränge Anmerkung: Die Synthese der DNA - Stränge erfolgt auf einer Festphase , die Phosphoramidit - Methode, wie von M. Caruthers 11 auf einem DNA - Synthesizer beschrieben. Die Funktionsweise des Synthesizers wird vor dem Syntheseverfahren getestet, und die Reagenzien werden erneuert, wennnotwendig. <ol><li> Vorplanung <ol><li> Man löst den im Handel erhältlichen 2&#39;-O-Propargyl-deoxyuridinephosphoramidite (Cu) in 1,2 ml Amiditchemie Verdünnungsmittel (extra trockenem Acetonitril). Bewegen Lösung in dem Fläschchen mit einem Synthesizer Fläschchen und verschrauben Synthesizer. </li><li> Führen Sie eine &quot;Dichtigkeitsprüfung&quot; (nach Herstellerangaben), um sicherzustellen, dass kein Argongas Leck vorhanden ist. Wenn der &quot;Dichtigkeitsprüfung&quot; versagt, Schraube noch fester in das Fläschchen. </li><li> Prime die cU Lösung durch das Rohr füllt, die auf der Festphasensynthese Kammer verbindet. </li><li> Waschen Sie alle Linien mit Acetonitril. </li></ol></li><li> Synthese von DNA - Strängen <ol><li> Die angeschlossenen Computer die DNA-Sequenz und Kopplungsverfahren einzugeben, nach den Anweisungen aus dem Protokoll des Herstellers. Der Kupplungsschritt des cU Baustein nimmt 168 sec mit 7 Impulsen (jeder Impuls sind 16 &amp; mgr; l) im Vergleich zu 40 Sekunden mit 7 Impulsen für ein herkömmlichesPhosphoramidit als Bausteine. </li><li> Montieren der Säule die CPG (controlled pore glass) als feste Phase enthält, die mit 1 &amp; mgr; Mol der ersten Base modifiziert ist, in den Synthesizer (DNA-Synthese von 3 &#39;bis 5&#39;) durchgeführt. </li><li> Startet die Synthese auf der DNA - Synthesizers 11. </li></ol></li><li> Die Aufarbeitung der synthetisierten DNA - Stränge <ol><li> Trocknen Sie die Spalten mit den synthetisierten DNA-Stränge unter Vakuum O / N. </li><li> Verwenden Sie eine Zange um die Säule zu öffnen und das CPG in ein Reaktionsgefäß lösen. Hinzufügen, 700 &amp; mgr; l konzentrierter wässriger Ammoniaklösung das Oligonucleotid zu entschützen und geben den DNA-Strang aus der CPG. </li><li> Küvette und wenden sie platzen und Hitze ein Sicherheitsdeckel auf das Reaktionsgefäß 18 Stunden auf 50 ° C zu verhindern. </li><li> Entfernen Ammoniak durch Zentrifugation unter vermindertem Druck (100 mbar) bei 30 ° C für 30 min. </li><li> Starten Filtration von CPG: Zentrifugenbehälter bei 11.000 xg for 3 min. Nehmen Überstand und gibt sie in eine Zentrifugenvorrichtung mit einer Porengröße von 0,45 um. Zentrifuge bei 1000 × g für 4 min. </li><li> hinzufügen Inzwischen wurden 300 ul doppelt destilliertem Wasser auf die CPG, Vortex für 20 Sekunden und Zentrifuge bei 11.000 g für 3 min. Den Überstand in die Fliehkraftvorrichtung und Zentrifuge bei 1000 × g für 4 min. Wiederholen Sie diesen Waschvorgang zweimal. </li><li> Entfernen des Wassers aus den vereinigten wässrigen Lösungen bei 0,1 mbar und 25 ° CO / N Zentrifugieren. </li></ol></li></ol> 3. &quot;Ein Klick&quot; Verfahren <ol><li> Zugabe von 50 &amp; mgr; l doppelt destilliertem Wasser, 25 ul einer Natriumascorbat-Lösung (0,4 M in Wasser), 34 &amp; mgr; l Tris - [(1-benzyl-1H-1,2,3-triazol-4-yl) methyl] amin (0,1 M in DMSO / tBuOH 3: 1), 114 &amp; mgr; l des Azids (0,01 M in DMSO / tBuOH 3: 1) und 17 ul eines Tetrakis (acetonitril) kupfer (I) hexafluorophosphat-Lösung (0,1 M in DMSO / tBuOH 3: 1) mit dem lyophilisierten Alkin-modifizierte DNA-Probe. </li&gt; <li> Inkubieren der Probe bei 60 ° C für 1,5 Std. </li><li> Abkühlen auf RT. </li><li> Zugabe von 150 &amp; mgr; l Na 2 EDTA (0,05 M in Wasser) und 450 &amp; mgr; l Natriumacetat (0,3 M in Wasser) zu der DNA - Probe und in ein 10 ml Röhrchen. </li><li> In 10 ml Ethanol (100%) und halten bei -32 ° C für 16 Stunden. </li><li> Zentrifugengefäß für 15 min bei 1000 xg Überstand und zu entfernen. </li><li> Waschen DNA-Pellet mit 2 ml kaltem Ethanol (80%). </li><li> Trocknen des Pellets unter vermindertem Druck. </li></ol> 4. HPLC-Reinigung Hinweis: Vor dem Trennen der DNA-Stränge sicher, dass die HPLC ordnungsgemäß funktioniert, ist genügend Lösungsmittel vorhanden, und die Säule ist sauber. Spülen Sie Spalte mit der Ausgangskonzentration des Puffers / Acetonitril. <ol><li> Man löst das rohe DNA-Pellet in 250 &amp; mgr; l zweifach destilliertem Wasser aufgelöst und in eine HPLC-Fläschchen. </li><li> Starten HPLC-Lauf von 45 min mit einem Gradienten von 0% Acetonitril bis 15% Acetonitril für Farbstoff 1 und einem gradi<html> ent von 0% Acetonitril bis 17% Acetonitril für Farbstoff 2. Lauf durch Prüfen 260 nm (DNA-Absorption) und 459 nm (Farbstoff 1) oder 542 nm (Farbstoff 2) Monitor. Sammeln Sie diese Fraktionen, die Absorption in den beiden Wellenlängenkanälen zeigen. </li><li> Überprüfen Sie die gesammelten Fraktionen für die rechte Masse durch Matrix-unterstützte Laser-Desorption Ionisation (MALDI) Massenspektrometrie eine Matrix, bestehend aus 3-Hydroxypicolinsäure (3HPA) und diammoniumhydrogencitrate. <ol><li> Bereiten Sie die Matrix durch Mischen von 900 ul einer gesättigten 3-HPA-Lösung in 1: 1-Gemisch aus Acetonitril und Wasser mit 100 ul einer diammoniumhydrogencitrate Lösung (100 g / l) in Wasser. </li><li> Pipettieren 1-2 ul der DNA-Sonde auf dem Ziel und lassen Sie es trocken auf Luft. </li><li> In 0,2 ul der 3-HPA / diammoniumhydrogencitrate Matrix auf die Probe und mischen, bis es kristallisiert. </li><li> Führen Sie MALDI-Massenspektrometrie. </li><li> Kombinieren Sie diese HPLC-Fraktionen, die die richtige Masse aufweisen. </li></ol></li></ol>_title &quot;&gt; 5. Bestimmung der Konzentration Anmerkung: Unter Verwendung eines UV / Vis - Spektrophotometer, basierend auf den Extinktionskoeffizienten (ε 260) der DNA - Basen und den Farbstoff Die Konzentration wird bestimmt , indem die Absorption bei 260 nm gemessen wird . <ol><li> Lösen Sie die DNA in 100 bis 200 &amp; mgr; l doppelt destilliertem Wasser. </li><li> Anwenden 1 ul der DNA-Lösung auf dem UV / Vis-Spektrophotometers. </li><li> Messen der Absorption bei 260 nm. Dreimal wiederholen. </li><li> Nehmen den Mittelwert der Konzentration der Lösung zu berechnen. Für die Berechnung der Extinktionskoeffizienten, verwenden &amp; egr 260nm der vier natürlichen Basen 12 und die ε 260nm des gekauften Baustein cU (als natürliche Uridin betrachtet) 12 , um die ε 260nm des gesamten DNA - Strang erhalten. Für Farbstoff 1, Verwendung ε 260nm = 10.200 L * mol -1 * cm -1 und Farbstoff 2, Verwendung ε 260nm = 13.100 L * mol &lt;sup&gt; -1 * cm -1. Berechnen Sie die Konzentration der Lösung nach Lambert-Beers Gesetz basiert auf den Extinktionskoeffizienten und gemessenen Extinktionen. 13 </li></ol> 6. Probenvorbereitung und Spektroskopie <ol><li> Herstellung von Einzelstrang - Proben <ol><li> Bereiten getrennt 1 ml von 2,5 &amp; mgr; M Lösungen von jedem der modifizierten DNA1 und DNA2 in 200 mM NaCl, 50 mM NaP i, pH = 7. </li></ol></li><li> Herstellung von Doppelstrang - Proben <ol><li> Vorbereitung 1 ml einer Lösung , die 2,5 uM und 2,5 uM DNA1 von DNA2 in 200 mM NaCl, 50 mM NaP i, pH = 7 in einem Reaktionsgefäß. </li><li> Befestigen Sie den Deckel mit einer Schutzkappe und Hitze bis 90 ° C für 10 min. Dann Heizung ausschalten und lassen RT O / N abzukühlen. </li></ol></li><li> Absorptionsspektroskopie Hinweis: Um die Anregungswellenlänge für die Fluoreszenz-Spezifikation bestimmentroskopisch Absorptionsspektren aufgezeichnet. <ol><li> Einzelstrang - Messungen <ol><li> Nehmen Sie eine leere Messung mit nur 200 mM NaCl, 50 mM NaP i - Puffer, pH = 7. </li><li> Übertragen Sie die vorbereitete Lösung von DNA1 in eine 1 cm Quarzglaskuvette und notieren Sie die Absorption. Korrigieren Sie die Messung gegen die leeren Daten. Bestimmen Sie den maximalen Wert der Farbstoffabsorption. </li><li> Wiederholen Sie dies für DNA2. </li></ol></li></ol></li><li> Fluoreszenzspektroskopie <ol><li> Einzelstrang - Messungen <ol><li> Nehmen Sie eine leere Messung mit nur 200 mM NaCl, 50 mM NaP i - Puffer, pH = 7; mit der Anregungswellenlänge des Farbstoffes 1. </li><li> Übertragen Sie die DNA1 Lösung in eine 1 cm Quarzglaskuvette. </li><li> Nehmen Sie das Fluoreszenzspektrum. </li></ol></li><li> Doppelstrang - Messung <ol><li> Übertragen Sie die Doppelstrang-Lösung in eine Quarzglaskuvette. </li&gt; <li> Nehmen Sie das Fluoreszenzspektrum mit der Anregungswellenlänge von Farbstoff 1. </li></ol></li></ol></li><li> Visualisierung Experimente Achtung: Geeignete Schutzbrille getragen werden UV-Schäden an den Augen zu vermeiden! <ol><li> Um ein besseres Verständnis dessen , was die aufgenommenen Spektren zeigen, bestrahlen die Küvetten mit Hand UV-Lampen (Abbildung 5). Beachten Sie die Veränderung der Fluoreszenzfarbe von der einzigen zur doppelsträngigen DNA. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Kobayashi, H., Ogawa, M., Alford, R., Choyke, P. L., Urano, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+strategies+for+fluorescent+probe+design+in+medical+diagnostic+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Rev%22%5BJournal%5D)">New strategies for fluorescent probe design in medical diagnostic imaging.</a> Chem Rev. 110 (5), 2620-2640 (2010).</li>
<li>Berezin, M. Y., Achilefu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+Lifetime+Measurements+and+Biological+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Rev%22%5BJournal%5D)">Fluorescence Lifetime Measurements and Biological Imaging.</a> Chem. Rev. 110 (5), 2641-2684 (2010).</li>
<li>Lee, J. S., Vendrell, M., Chang, Y. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diversity-oriented+optical+imaging+probe+development%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Chem.+Biol%22%5BJournal%5D)">Diversity-oriented optical imaging probe development.</a> Curr. Opin. Chem. Biol. 15 (6), 760-767 (2011).</li>
<li>Tyagi, S., Bratu, D. P., Kramer, F. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multicolor+molecular+beacons+for+allele+discrimination%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Multicolor molecular beacons for allele discrimination.</a> Nat. Biotechnol. 16 (1), 49-53 (1998).</li>
<li>Holzhauser, C., Wagenknecht, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%2334%3BDNA+Traffic+Lights%26%2334%3B%3A+Concept+of+Wavelength-Shifting+DNA+Probes+and+Application+in+an+Aptasensor%5BTitle%5D)+AND+%22ChemBioChem%22%5BJournal%5D)">#34;DNA Traffic Lights&#34;: Concept of Wavelength-Shifting DNA Probes and Application in an Aptasensor.</a> ChemBioChem. 13 (8), 1136-1138 (2012).</li>
<li>Holzhauser, C., Wagenknecht, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+and+RNA+%26%2334%3BTraffic+Lights%26%2334%3B%3A+Synthetic+Wavelength-Shifting+Fluorescent+Probes+Based+on+Nucleic+Acid+Base+Substitutes+for+Molecular+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Org.+Chem%22%5BJournal%5D)">DNA and RNA &#34;Traffic Lights&#34;: Synthetic Wavelength-Shifting Fluorescent Probes Based on Nucleic Acid Base Substitutes for Molecular Imaging.</a> J. Org. Chem. 78 (15), 7373-7379 (2013).</li>
<li>Berndl, S., Wagenknecht, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+Color+Readout+of+DNA+Hybridization+with+Thiazole+Orange+as+an+Artificial+DNA+Base%5BTitle%5D)+AND+%22Angew.+Chem.+Int.+Ed%22%5BJournal%5D)">Fluorescent Color Readout of DNA Hybridization with Thiazole Orange as an Artificial DNA Base.</a> Angew. Chem. Int. Ed. 48 (13), 2418-2421 (2009).</li>
<li>Bohländer, P. R., Wagenknecht, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+of+a+Photostable+Energy-Transfer+Pair+for+%26%2334%3BDNA+Traffic+Lights%26%2334%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Org.+Chem%22%5BJournal%5D)">Synthesis of a Photostable Energy-Transfer Pair for &#34;DNA Traffic Lights&#34.</a> Eur. J. Org. Chem. 34, 7547-7551 (2014).</li>
<li>Walter, H. K., Bohländer, P. R., Wagenknecht, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+Wavelength-Shifting+Fluorescent+Module+for+the+Adenosine+Aptamer+Using+Photostable+Cyanine+Dyes%5BTitle%5D)+AND+%22ChemistryOpen%22%5BJournal%5D)">Development of a Wavelength-Shifting Fluorescent Module for the Adenosine Aptamer Using Photostable Cyanine Dyes.</a> ChemistryOpen. 4 (2), 92-96 (2015).</li>
<li>Gierlich, J., Burley, G. A., Gramlicj, P. M. E., Hammond, D. M., Carell, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Click+chemistry+as+a+reliable+method+for+the+high-density+postsynthetic+functionalization+of+alkyne-modified+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Org.+Lett%22%5BJournal%5D)">Click chemistry as a reliable method for the high-density postsynthetic functionalization of alkyne-modified DNA.</a> Org. Lett. 8 (17), 3639-3642 (2006).</li>
<li>Matteucci, M. D., Caruthers, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+of+deoxyoligonucleotides+on+a+polymer+support%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Synthesis of deoxyoligonucleotides on a polymer support.</a> J. Am. Chem. Soc. 103 (11), 3185-3191 (1981).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Handbook+of+Biochemistry+and+Molecular+Biology%2C+Volume+1%3A+Nucleic+Acids%22">Handbook of Biochemistry and Molecular Biology, Volume 1: Nucleic Acids</a>. Fasman, G. D. , CRC Press. 589(1975).</li>
<li>Puglisi, J. D., Tinoco, J. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Absorbance+melting+curves+of+RNA%5BTitle%5D)+AND+%22Meth.+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Absorbance melting curves of RNA.</a> Meth. Enzymol. 180, 304-325 (1989).</li>
<li>Johansson, M. K., Fidder, H., Dick, D., Cook, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intramolecular+Dimers%3A+A+New+Strategy+to+Fluorescence+Quenching+in+Dual-Labeled+Oligonucleotide+Probes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Intramolecular Dimers: A New Strategy to Fluorescence Quenching in Dual-Labeled Oligonucleotide Probes.</a> J. Am. Chem. Soc. 124, 6950-6956 (2002).</li>
<li>Barrois, S., Wörner, S., Wagenknecht, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Role+of+Duplex+Stability+for+Wavelength-Shifting+Fluorescent+DNA+Probes%3A+Energy+Transfer+vs+Excition+Interactions+in+DNA+%26%2334%3BTraffic+Lights%26%2334%3B%2C+Photochem%5BTitle%5D)+AND+%22Photobiol.+Sci%22%5BJournal%5D)">The Role of Duplex Stability for Wavelength-Shifting Fluorescent DNA Probes: Energy Transfer vs Excition Interactions in DNA &#34;Traffic Lights&#34;, Photochem.</a> Photobiol. Sci. 13, 1126-1129 (2014).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Dieses Protokoll zeigt die komplette Prozedur DNA post-synthetisch über CuAAC durch Azid-modifizierte fluoreszierende Farbstoffe zu kennzeichnen. Dies schließt die Synthese der Farbstoffe und Alkin-modifizierte DNA als auch die Markierungsverfahren. Die Synthese der Farbstoffe folgende vier Schritte. Alle Produkte können durch eine recht einfache Fällung erhalten werden aufgrund ihrer positiven Ladung und nicht zeitaufwendig Säulenchromatographie benötigt. Die Einführung der Azid-Funktionali...

Die molekulare Bildgebung stellt eine grundlegende Technik für die in lebenden Zellen biologischen Prozesse verstehen. 1-3 Die Entwicklung von fluoreszierenden Nukleinsäure-basierte Sonden für solche chemisch-biologische Anwendungen ein expandierendes Forschungsgebiet geworden ist. Diese Fluoreszenzsonden müssen einige Anforderungen erfüllen die geeigneten Werkzeuge für Cell Imaging zu werden. Erstens sollten die eingesetzten Farbstoffe Fluoreszenz mit hoher Quantenausbeute aufweisen, große Stokes-Verschiebungen und, was am wichtigsten ist , hohe Photostabilitäten Langzeit - in vivo - Bildgebung zu ermöglichen. Und zweitens sollten sie eine zuverlässige Fluoreszenzanzeige zeigen. Herkömmliche Chromophor-Löscher-Systeme auf der Anzeige eines einzelnen Fluoreszenzfarbe durch einfache Veränderungen in der Fluoreszenzintensitäten basieren. 4 Dieser Ansatz das Risiko von falsch - positiven oder falsch - negative Ergebnisse trägt wegen Autofluoreszenz von intrazellulären Komponenten oder Low - Signal-zu-Rausch - Verhältnis aufgrund unerwünschter Löschung durch andere componenten. 4 Vor kurzem berichteten wir über das Konzept der &quot;DNA - Ampel&quot; , die zwei unterschiedliche Chromophore durch Verwendung von Dual - Fluoreszenzfarbe Ablesungen zeigen. 5-6 Das Konzept basiert auf dem Energietransfer (ET) aus dem Donor - Farbstoff an den Akzeptor - Farbstoff, der die Fluoreszenz ändert Farbe (siehe Abbildung 1). Dies ermöglicht eine zuverlässigere Anzeige und stellt damit ein leistungsfähiges Werkzeug für Fluoreszenz-Imaging-Sonden. Markierung von Oligonucleotiden mit Fluoreszenzfarbstoffen kann durch zwei verschiedene Ansätze erreicht werden. Farbstoffe können während der chemischen DNA - Synthese an einer festen Phase unter Verwendung von entsprechend modifizierten Phosphoramidit - Bausteinen. 7 Diese Methode ist beschränkt auf Farbstoffe eingearbeitet werden , die unter Bedingungen Standard - Phosphoramidit und Entschützung stabil sind. Als Alternative wurden post-synthetische Modifikation Methoden in Oligonukleotidchemie etabliert. Hier zeigen wir die Synthese eines unserer neuen FotosTabelle Energietransferpaare 8,9 und die post-synthetischen Markierung von DNA durch Kupfer-katalysierte 1,3-Cyclo zwischen Aziden und Alkinen (CuAAC) verwendet wird . 10

<table><tbody><tr><td colspan="4">synthesis</td></tr><tr><td>4-Picoline</td><td>Sigma Aldrich</td><td>239615</td><td></td></tr><tr><td>1,3-Diiodpropan</td><td>Sigma Aldrich</td><td>238414</td><td></td></tr><tr><td>Acetonitril</td><td>Fisher Scientific</td><td>10660131</td><td>HPLC-Qualität</td></tr><tr><td>Ethylacetat</td><td>Fisher Scientific</td><td>10456870</td><td>technische</td></tr><tr><td>Qualität Natriumazid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>71290</td><td>Dichlormethan in p.a. Qualität</td></tr><tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>10626642</td><td>technische</td></tr><tr><td>Qualität Indol-3-Carboxaldehyd; 98%</td><td>ABCR</td><td>AB112969</td><td></td></tr><tr><td>Kaliumcarbonat, 99+%</td><td>Acros</td><td>424081000</td><td></td></tr><tr><td>Dimethylcarbonat</td><td>Sigma Aldrich</td><td>517127</td><td></td></tr><tr><td>N,N-Dimethylformamid, 99,8%, extra trockenes Sieb Acros</td><td></td><td>348435000</td><td></td></tr><tr><td>Natriumsulfat</td><td>Bernd Kraft</td><td>12623.46</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol, 99,5%</td> <td>Acros</td><td>397690010</td><td></td></tr><tr><td>Piperidin, 99%</td><td>Acros</td><td>147181000</td><td></td></tr><tr><td>Diethylether</td><td>Fisher Scientific</td><td>10407830</td><td>technische</td></tr><tr><td>Qualität 2-Phenylindol-3-carboxaldehyd; 97%</td><td>ABCR</td><td>AB125050</td><td></td></tr><tr><td>4-Methylchinolin</td><td>ABCR</td><td>AB117222</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">DNA-Synthese</td></tr><tr><td>Expedite 8909 Nukleinsäure-Synthesizer</td><td>Angewandte Biosysteme</td><td>&nbsp;-</td><td></td></tr><tr><td>DMT-dA(bz) Phosphoramidit</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A111081</td><td></td></tr><tr><td>DMT-dT Phosphoramidit</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td>T111081</tr><tr><td>DMT-dG(dmf) Phosphoramidit</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G11508</td><td></td></tr><tr><td>DMT-dC(bz) Phosphoramidit</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C11108</td><td></td></tr><tr><td>Amidit Verdünnungsmittel für die DNA-Synthese</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L010010</td><td></td></tr><tr><td>Ultrareines Acetonitril für die DNA-Synthese</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L010400</td><td></td></tr><tr><td>Cap A</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L840000</td><td></td></tr><tr><td>Kappe B</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L850000</td><td></td></tr><tr><td>CPG dT Säule 1.0&nbsp; &Mikro; mol</td><td>Proligo Reagenzien</td><td>T461010</td><td></td></tr><tr><td>CPG dA(bz) Spalte 1.0&nbsp; &Mikro; mol</td><td>Proligo Reagenzien</td><td>A461010</td><td></td></tr><tr><td>CPG dG(ib) Spalte 1.0&nbsp; &Mikro; mol</td><td>Proligo Reagenzien</td><td>G461010</td><td></td></tr><tr><td>CPG dC(bz) Spalte 1.0&nbsp; &Mikro; mol</td><td>Proligo Reagenzien</td><td>C461010</td><td></td></tr><tr><td>Ammoniak (wässrige Lösung)&nbsp;</td><td>Fluka Analytical</td><td>318612</td><td></td></tr><tr><td>Zentrifugalgeräte nanosep 0,45&nbsp; &Mikro; m</td><td>Pall</td><td>ODGHPC34</td><td></td></tr><tr><td>5-(Benzylthio)-1H-tetrazol (Aktivator)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>75666</td><td></td></tr><tr><td>2'-O-propargyldeoxyuridinphosphoramidite</td><td>Chem Gene</td><td>ANP-7754<</td><td></td></tr><tr>td colspan="4">workupvacuum</td></tr> <tr><td>concentrator</td><td>Christ</td><td></td><td></td></tr><tr><td>clicking </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tetrakis(acetonitril)kupfer(I)-hexafluorphosphat</td><td>Sigma Aldrich</td><td>346276</td><td></td></tr><tr><td>Natriumacetat</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S2889</td><td></td></tr><tr><td>(+)-Natrium-L-ascorbat</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7631</td><td></td></tr><tr><td>EDTA Dinatriumsalz</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E5134</td><td></td></tr><tr><td>TBTA-Ligand</td><td>&nbsp;-</td><td>&nbsp;-</td><td>synthetisiert nach einem Literaturverfahren1</td></tr><tr><td colspan="4">HPLC</td></tr><tr><td>HPLC-System</td><td>Shimadzu</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MALDI-Biflex-IV-Spektrometer</td><td>Bruker Daltonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LC-318 C18 Säule</td><td>Supelcosil via Sigma Aldrich</td><td>58368<</td><td></td></tr><tr>td colspan="4">Konzentrationsbestimmung</td></tr><tr><td>ND 1000 Spektralphotometer</td><td>nanodrop</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Probenvorbereitung und Spektroskopie</td></tr><tr><td>Cary 100 Bio</td><td>Varian</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluoromax-3 Fluorimeter</td><td>Jobin-Yvon</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">1 R. Chan Timothy, R. Hilgraf, K. B. Sharpless, V. Fokin Valery, Org Lett 2004, 6, 2853-2855.</td></tr></tbody></table>

synthese von wavelength-verschiebung dna hybridisierungssonden durch verwendung von photostabile cyaninfarbstoffe

Synthesis of Wavelength-shifting DNA Hybridization Probes by Using Photostable Cyanine Dyes

In diesem Protokoll zeigen wir ein Verfahren für die Synthese von 2&#39;-Alkin-Desoxyribonukleinsäure (DNA) Stränge durch automatisierte Festphasensynthese unter Verwendung von Standard-Phosphoramidit-Chemie modifiziert. Oligonukleotide werden nach der Synthese durch zwei neue photo Cyaninfarbstoffen markiert unter Verwendung von Kupfer-katalysierte Klick-Chemie. Die Synthese von Spender und Akzeptor-Farbstoff ist, beschrieben und wird in drei aufeinanderfolgenden Schritten durchgeführt. Mit der DNA wie die umgebende Architektur, diese beiden Farbstoffe laufen einen Energietransfer, wenn sie in die Nähe von Hybridisierung gebracht werden. Daher Annealing von zwei einzelsträngigen DNA-Stränge wird durch eine Veränderung der Fluoreszenzfarbe visualisiert. Diese Farbänderung wird durch Fluoreszenz-Spektroskopie charakterisiert, sondern auch durch die Verwendung eines Hand ultraviolette (UV) Lampe direkt beobachtet werden kann. Das Konzept einer Doppelfluoreszenzfarbe Auslese macht diese Oligonukleotidsonden hervorragende Werkzeuge für die molekulare Bildgebung vor allem, wenn die beschriebene photostable Farbstoffe verwendet. Dadurch Photobleaching der Abbildungssonden verhindert und biologische Prozesse in Echtzeit für einen längeren Zeitraum beobachtet werden.

Absorptions- und Fluoreszenzspektren des Einzel- und Doppelstrang - DNA, wie in Figur 4 gezeigt aufgezeichnet. Die aufgezeichneten Absorptionsspektren (Abbildung 4 rechts) zeigen Absorptionsmaxima λ max bei 465 nm für einsträngige DNA1 (Farbstoff 1) und 546 nm für einsträngige DNA2 (Farbstoff 2). Das angelagerte DNA1_2 (Farbstoff 1 Farbstoff 2) zeigt Maxima bei sowohl 469 nm und 567...

Photostabile Cyaninfarbstoffe werden an Oligonukleotide gebunden, um die Hybridisierung durch Energietransfer zu überwachen.

Synthese von Wavelength-Verschiebung DNA Hybridisierungssonden durch Verwendung von Photostabile Cyaninfarbstoffe

In this protocol, we demonstrate a method for the synthesis of 2&#39;-alkyne modified deoxyribonucleic acid (DNA) strands by automated solid phase ...

Das übergeordnete Ziel dieses Experiments besteht darin, den Energietransfer von einem mit Farbstoff markierten DNA-Strang auf einen anderen sichtbar zu machen. Diese Methode kann bei zentralen Fragestellungen im Bereich der Molekularbiologie hilfreich sein, beispielsweise bei der Untersuchung der RNA-Interferenz durch Echtzeitüberwachung der Verarbeitung und Integrität von siRNA in lebenden Zellen.Der Hauptvorteil dieser Technik liegt in der einfachen Überwachung der Fluoreszenzausbreitung und der Farbänderung, wodurch ein eindeutiges Ergebnis erzielt wird. Auf diese Weise werden falsch-positive Ergebnisse ausgeschlossen. Um dieses Verfahren zu beginnen, geben Sie die entsprechenden Reagenzien gemäß der schriftlichen Anleitung in einen 20 Milliliter fassenden, runden Kolben, der mit einem magnetischen Rührstab und einem Rückflusskühler ausgestattet ist.Dann fügen Sie 0,06 mL Piperidin hinzu und erhitzen das Reaktionsgemisch vier Stunden lang auf 80 Grad Celsius. Nachdem die Reaktion auf Raumtemperatur abgekühlt ist, sammeln Sie den entstandenen Niederschlag durch Filtration.Und dreimal mit Diethylether waschen. Als Nächstes hundert Milliliter Diethylether zum Überstand hinzufügen. Und das resultierende Präzipitat durch Filtration gewinnen.Nach dreimaligem Waschen mit Diethylether vereinigen Sie das Präzipitat mit der isolierten festen Substanz aus der ersten Filtration. Geben Sie mithilfe des an einen DNA-Synthesizer angeschlossenen Computers die gewünschte DNA-Sequenz und die Kopplungsmethode ein. Befolgen Sie die Anweisungen aus dem Herstellerprotokoll.Befestigen Sie als Nächstes die Säule mit dem kontrollierten Glastrichter, der mit einem Mikromol der ersten Seite modifiziert wurde, am Synthesizer. Starten Sie nun die Synthese am DNA-Synthesizer. Nach der Aufarbeitung der DNA-Stränge geben Sie die entsprechenden Reagenzien gemäß der schriftlichen Anleitung zum diethylierten Alkin, der modifizierten DNA-Probe hinzu.Die Probe für 1,5 Stunden bei 60 Grad Celsius inkubieren. Anschließend die Probe in ein 10-Milliliter-Röhrchen überführen. Nach dem Abkühlen auf Raumtemperatur 150 µL einer 0,05 molaren EDTA-Disodiumsalzlösung und 450 µL einer 0,3 molaren Natriumacetatlösung zur DNA-Probe hinzufügen.Danach 10 Milliliter Ethanol zur Probe hinzufügen und 16 Stunden bei minus 32 Grad Celsius lagern. Anschließend die Probe 15 Minuten bei eintausend ×g zentrifugieren. Nach Beendigung das Überstand entfernen.Waschen Sie das resultierende DNA-Pellet mit zwei Millilitern kaltem 80 %igem Ethanol. Anschließend trocknen Sie das Pellet unter vermindertem Druck in einem Gefriertrockner. Reinigen Sie das rohe DNA-Pellet mittels HP-LC. Überwachen Sie den Lauf durch Messung bei 260 Nanometern und 459 Nanometern für Farbstoff 1.Oder 542 Nanometer für Farbstoff zwei. Sammeln Sie die Fraktionen, die eine Absorption in beiden Wellenlängenkanälen aufweisen. Für Einzelstrang-Absorptionsspektroskopie-Messungen nehmen Sie eine Blindmessung mit nur 200 Millimolar Natriumchlorid und 50 Millimolar Natriumphosphatpuffer auf.Als Nächstes überführen Sie die zuvor hergestellte DNA1-Lösung in eine Quarzglas-Küvette mit einem Zentimeter Lichtweglänge. Nehmen Sie die Absorption auf. Bestimmen Sie anschließend den Maximalwert der Farbstoffabsorption.Für Einzelstrang-Fluoreszenzspektroskopie-Messungen führen Sie eine Blindmessung durch, die nur 200 Millimolar Natriumchlorid und 50 Millimolar Natriumphosphat enthält, und verwenden dabei die Anregungs­wellenlänge von Farbstoff eins. Danach setzen Sie die Küvette mit der DNA1-Lösung in das Spektrometer ein und nehmen das Fluoreszenzspektrum auf.Um die Fluoreszenzspektroskopie-Messung mit Doppelstrang durchzuführen, stellen Sie die Küvette mit der Doppelstrang-Lösung aus DNA1 und DNA2 in das Spektrometer. Nehmen Sie dann das Fluoreszenzspektrum unter Verwendung der Anregungs-Wellenlänge von Farbstoff eins auf. Um ein besseres Verständnis dafür zu erhalten, was die aufgezeichneten Spektren zeigen, bestrahlen Sie die Küvetten mit einer handgehaltenen UV-Lampe.Beobachten Sie die Farbänderung der Fluoreszenz vom einzelsträngigen zum doppelsträngigen DNA. Die aufgezeichneten Absorptionsspektren zeigen Maxima bei 465 Nanometern für einzelsträngige DNA1 und bei 546 Nanometern für einzelsträngige DNA2. Der annealierte Doppelstrang aus DNA1 und DNA2 zeigt Maxima bei 469 und 567 Nanometern.Beide Absorptionsmaxima zeigen eine bathochrome Verschiebung. Die geringsten spektroskopischen Veränderungen sind das Ergebnis excitonischer Wechselwirkungen zwischen den Farbstoffen innerhalb der doppelhelikalen DNA-Architektur. Die entsprechenden Fluoreszenzspektren weisen ein Maximum bei 537 Nanometern für einfadige DNA1 auf.Bei 607 Nanometern für einzelsträngige DNA2 und bei 615 Nanometern für die annealierte, doppelsträngige DNA1 und DNA2. Die doppelsträngige DNA1 und DNA2 zeigt ausschließlich das Emissionsmaximum von Farbstoff zwei, obwohl Farbstoff eins selektiv angeregt wird, was darauf hinweist, dass die Energietransferierung von Farbstoff eins zu Farbstoff zwei effizient erfolgt.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man DNA nachträglich synthetisch modifiziert, indem man eine alkinmarkierte DNA-Sequenz mit einem A-Seiten-Teil durch eine katalytische Reaktion umsetzt.

synthesis-wavelength-shifting-dna-hybridization-probes-using

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Dieses Video ist eine technische Demonstration der Hybridisierung Protokoll für gesamte Genom Fliesen Weg Array-CGH, ​​die das gesamte menschliche Genom mit nur 25-100 ng DNA, die aus einer Vielzahl von Quellen, einschließlich Archivierung Formalin fixiert Material isoliert werden können Scans.

Technische Demonstration von Whole Genome Array Comparative Genomic Hybridization

Wir präsentieren ein neuartiges und leistungsfähige Integration der Nanophotonik (QD-FRET) und Mikrofluidik, um die Bildung von Polyelektrolyt Polyplexe, die voraussichtlich zu einer besseren Kontrolle und die Synthese von einheitlichen und anpassbare Polyplexe für zukünftige Nukleinsäure-basierten Therapeutika bieten ist zu untersuchen.

Die Kombination QD-FRET-und Mikrofluidik, um DNA Nanocomplex Self-Assembly in Real-Time Monitor

Ein quantitatives Verfahren zur Analyse von Chromosomenreplikation Timing beschrieben. Das Verfahren nutzt BrdU Inkorporation in Kombination mit...

Chromosome Replizieren Timing mit Fluorescent Kombiniert<em&gt; In situ</em&gt; Hybridisierung

Das Video demonstriert eine Methode zur Bewertung von Rezeptorkräften, die von Immunzellen mit Polyethylenglykol-verankerten Goldnanopartikeln und DNA-Haarnadel-Zugsonden angewendet werden. CD8-positive T-Zell-Wechselwirkungen lösen die Entfaltung der Sonde aus und emittieren Fluoreszenz, während Verriegelungsstränge das Signal zur Quantifizierung der von Immunzellen ausgeübten Kräfte aufrechterhalten.

Verwendung von DNA-basierten Zugsonden zur Bewertung der von Immunzellen ausgeübten Rezeptorkräfte

Wir beschreiben eine robuste und vielseitige Protokoll zur Analyse von 3D-Kern Architektur DNA FISH mit direkt markierten fluoreszierenden Sonden.

Robust 3D DNA FISH Mit Direkt markierten Sonden

Hier stellen wir eine einfache Methode zur Durchführung einer Fluoreszenz-DNA-In-situ-Hybridisierung (DNA ISH) vor, um sich wiederholende heterochromatische Sequenzen auf Objektträger-montierten Chromosomen zu visualisieren. Die Methode benötigt nur minimale Reagenzien und ist vielseitig einsetzbar für kurze oder lange Sonden, verschiedene Gewebe und den Nachweis mit Fluoreszenz- oder nicht-fluoreszenzbasierten Signalen.

Einfache Methode zur Fluoreszenz DNA<em&gt; In-situ-</em&gt; Die Hybridisierung an Squashed Chromosomen

Wir beschreiben hier ein optimiertes Protokoll von fluoreszierenden elektrophoretische Mobilitäts-Shift-Assays (FEMSA) gereinigtes SOX-2-Proteine ​​zusammen mit Infrarot-Fluoreszenzfarbstoff-markierten DNA-Sonden als Fallstudie eine wichtige biologische Frage zu bekämpfen.

Ein optimiertes Protokoll für die elektrophoretische Mobilitäts-Shift-Assay unter Verwendung von Infrarot-Fluoreszenzfarbstoff-markierten Oligonukleotide

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur Thiazole orange für den Nachweis von DNA in Gel-Elektrophorese Experimente verwenden. Die Verwendung von Thiazole Orange ermöglicht Beseitigung der Interkalation Bromid und Fluoreszenz-Detektion mit UV oder blaues Licht erreicht werden.

DNA-Elektrophorese mit Thiazole Orange statt Interkalation Bromid oder Alternative Farbstoffe

Dieses Protokoll beschreibt eine Anwendung der einmolekularen Fluoreszenz-In-situ-Hybridisierung (smFISH), um die In-vivo-Kinetik der mRNA-Synthese und -Degradation zu messen.

Probing mRNA Kinetics in Space and Time in Escherichia coli mit Zwei-Farben-Einmolekülfluoreszenz in Situ-Hybridisierung

In dieser Arbeit wird ein detailliertes Protokoll für die Verwendung von DNA-basierten Spannungssonden beschrieben, um die von Immunzellen ausgeübten Rezeptorkräfte abzubilden. Dieser Ansatz kann Rezeptorkräfte &gt;4,7 pN in Echtzeit abbilden und Kräfte über die Zeit integrieren.

DNA-Spannungssonden zur Kartierung der transienten Piconewton-Rezeptor-Kräfte durch Immunzellen

Dieses Protokoll beschreibt das Design von Split-Hybridisierungssonden, die das fluoreszierend leuchtende Aptamer DAP-10-42 als Signalreporter verwenden, und ihre Anwendung für den Nukleinsäurenachweis und die Differenzierung zwischen Zielen mit Einzelnukleotidsubstitutionen.

Split-Hybridisierungssonde unter Verwendung eines DNA-Fluoreszenz-Leuchtaptamers als Signalreporter für die sequenzspezifische Nukleinsäureanalyse

Lernen Sie die Synthese von DNA-Hybridisierungssonden mit photostabilen Cyaninfarbstoffen für die Echtzeit-Visualisierung von Energietransfer. Diese Methode ermöglicht robuste molekulare Bildgebung in lebenden Zellen.

Synthese von Wavelength-Verschiebung DNA Hybridisierungssonden durch Verwendung von Photostabile Cyaninfarbstoffe

Weitere Videos entdecken