Name: Gleichzeitige Aufnahme von Elektroretinographie und visuell evozierten Potentialen in narkotisierten Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 30 s
Description: Erfahren Sie die gleichzeitige Aufnahme von Elektroretinographie und visuell evozierten Potentialen bei narkotisierten Ratten. Diese Methode ermöglicht die umfassende Bewertung retinaler und kortikaler Funktionen in der Neurowissenschaft.

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Die Finanzierung dieses Projekts wurde vom National Health and Medical Research Council (NHMRC) 1046203 (BVB, AJV) und dem Melbourne Neuroscience Institute Fellowship (CTN) bereitgestellt.

<ol><li>Nguyen, C. T. O., Vingrys, A. J., Bui, B. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dietary+omega-3+fatty+acids+and+ganglion+cell+function%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Dietary omega-3 fatty acids and ganglion cell function.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 49, 3586-3594 (2008).</li>
<li>Weymouth, A. E., Vingrys, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+electroretinography%3A+methods+for+extraction+and+interpretation+of+rod+and+cone+responses%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Retin+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Rodent electroretinography: methods for extraction and interpretation of rod and cone responses.</a> Prog Retin Eye Res. 27, 1-44 (2008).</li>
<li>Tsai, T. I., Bui, B. V., Vingrys, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+acute+intraocular+pressure+challenge+on+rat+retinal+and+cortical+function%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Effect of acute intraocular pressure challenge on rat retinal and cortical function.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 55, 1067-1077 (2014).</li>
<li>Cowey, A., Franzini, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+retinal+origin+of+uncrossed+optic+nerve+fibres+in+rats+and+their+role+in+visual+discrimination%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">The retinal origin of uncrossed optic nerve fibres in rats and their role in visual discrimination.</a> Exp Brain Res. 35, 443-455 (1979).</li>
<li>Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visually+evoked+potentials+and+electroretinography+in+neurologic+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol+Clin%22%5BJournal%5D)">Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation.</a> Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).</li>
<li>Odom, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+evoked+potentials+standard+%282004%29%5BTitle%5D)+AND+%22Doc+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Visual evoked potentials standard (2004).</a> Doc Ophthalmol. 108, 115-123 (2004).</li>
<li>Ridder, W. H., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Causes+of+cataract+development+in+anesthetized+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Causes of cataract development in anesthetized mice.</a> Exp Eye Res. 75, 365-370 (2002).</li>
<li>Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+contribution+of+cone+responses+to+rat+electroretinograms%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Experiment+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">The contribution of cone responses to rat electroretinograms.</a> Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).</li>
<li>Bui, B. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+the+electroretinogram+to+understand+how+intraocular+pressure+elevation+affects+the+rat+retina%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Using the electroretinogram to understand how intraocular pressure elevation affects the rat retina.</a> J Ophthalmol. 2013, 262467(2013).</li>
<li>Nguyen, C. T., Vingrys, A. J., Bui, B. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dietary+omega-3+fatty+acids+and+ganglion+cell+function%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Dietary omega-3 fatty acids and ganglion cell function.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 49, 3586-3594 (2008).</li>
<li>Hood, D. C., Birch, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+quantitative+measure+of+the+electrical+activity+of+human+rod+photoreceptors+using+electroretinography%5BTitle%5D)+AND+%22Vis+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A quantitative measure of the electrical activity of human rod photoreceptors using electroretinography.</a> Vis Neurosci. 5, 379-387 (1990).</li>
<li>Birch, D. G., Hood, D. C., Locke, K. G., Hoffman, D. R., Tzekov, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+electroretinogram+measures+of+phototransduction+in+cone+and+rod+photoreceptors+-+Normal+aging%2C+progression+with+disease%2C+and+test-retest+variability%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Quantitative electroretinogram measures of phototransduction in cone and rod photoreceptors - Normal aging, progression with disease, and test-retest variability.</a> Arch Ophthalmol. 120, 1045-1051 (2002).</li>
<li>Bui, B. V., Vingrys, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+receptoral+responses+in+pigmented+and+albino+guinea-pigs+%28Cavia+porcellus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Doc+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Development of receptoral responses in pigmented and albino guinea-pigs (Cavia porcellus).</a> Doc Ophthalmol. 99, 151-170 (1999).</li>
<li>Robson, J. G., Saszik, S. M., Ahmed, J., Frishman, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rod+and+cone+contributions+to+the+a-wave+of+the+electroretinogram+of+the+macaque%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Rod and cone contributions to the a-wave of the electroretinogram of the macaque.</a> J Physiol. 547, 509-530 (2003).</li>
<li>Severns, M. L., Johnson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+care+and+fitting+of+Naka-Rushton+functions+to+electroretinographic+intensity-response+data%5BTitle%5D)+AND+%22Doc+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">The care and fitting of Naka-Rushton functions to electroretinographic intensity-response data.</a> Doc Ophthalmol. 85, 135-150 (1993).</li>
<li>Bui, B. V., Fortune, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Origin+of+electroretinogram+amplitude+growth+during+light+adaptation+in+pigmented+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Vis+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Origin of electroretinogram amplitude growth during light adaptation in pigmented rats.</a> Vis Neurosci. 23, 155-167 (2006).</li>
<li>Bui, B. V., Fortune, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ganglion+cell+contributions+to+the+rat+full-field+electroretinogram%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Ganglion cell contributions to the rat full-field electroretinogram.</a> J Physiol. 555, 153-173 (2004).</li>
<li>Tremblay, F., Laroche, R. G., Debecker, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Electroretinographic+Diagnosis+of+the+Incomplete+Form+of+Congenital+Stationary+Night+Blindness%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Res%22%5BJournal%5D)">The Electroretinographic Diagnosis of the Incomplete Form of Congenital Stationary Night Blindness.</a> Vision Res. 35, 2383-2393 (1995).</li>
<li>Bayer, A. U., Keller, O. N., Ferrari, F., Maag, K. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Association+of+glaucoma+with+neurodegenerative+diseases+with+apoptotic+cell+death%3A+Alzheimer%27s+disease+and+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Association of glaucoma with neurodegenerative diseases with apoptotic cell death: Alzheimer's disease and Parkinson's disease.</a> Am J Ophthalmol. 133, 135-137 (2002).</li>
<li>Wostyn, P., Audenaert, K., De Deyn, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+abnormal+high+trans-lamina+cribrosa+pressure+difference%3A+A+missing+link+between+Alzheimer%27s+disease+and+glaucoma%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurology+and+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">An abnormal high trans-lamina cribrosa pressure difference: A missing link between Alzheimer's disease and glaucoma.</a> Clinical Neurology and Neurosurgery. 110, 753-754 (2008).</li>
<li>Yucel, Y. H., Zhang, Q. A., Weinreb, R. N., Kaufman, P. L., Gupta, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+retinal+ganglion+cell+loss+on+magno-%2C+parvo-%2C+koniocellular+pathways+in+the+lateral+geniculate+nucleus+and+visual+cortex+in+glaucoma%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Retin+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of retinal ganglion cell loss on magno-, parvo-, koniocellular pathways in the lateral geniculate nucleus and visual cortex in glaucoma.</a> Prog Retin Eye Res. 22, 465-481 (2003).</li>
<li>Gupta, N., Yucel, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+changes+can+we+expect+in+the+brain+of+glaucoma+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Survey+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">What changes can we expect in the brain of glaucoma patients.</a> Survey of Ophthalmology. 52, 122-126 (2007).</li>
<li>Kong, Y. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+aging+and+diet+restriction+on+retinal+function+during+and+after+acute+intraocular+pressure+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Aging%22%5BJournal%5D)">Impact of aging and diet restriction on retinal function during and after acute intraocular pressure injury.</a> Neurobiol Aging. 33, 1115-1125 (2012).</li>
<li>Bui, B. V., Sinclair, A. J., Vingrys, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroretinograms+of+albino+and+pigmented+guinea-pigs+%28Cavia+porcellus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Aust+N+Z+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Electroretinograms of albino and pigmented guinea-pigs (Cavia porcellus).</a> Aust N Z J Ophthalmol. 26, Suppl 1 98-100 (1998).</li>
<li>Jobling, A. I., Wan, R., Gentle, A., Bui, B. V., McBrien, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+and+choroidal+TGF-beta+in+the+tree+shrew+model+of+myopia%3A+isoform+expression%2C+activation+and+effects+on+function%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Retinal and choroidal TGF-beta in the tree shrew model of myopia: isoform expression, activation and effects on function.</a> Exp Eye Res. 88, 458-466 (2009).</li>
<li>Robson, J. G., Frishman, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissecting+the+dark-adapted+electroretinogram%5BTitle%5D)+AND+%22Doc+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Dissecting the dark-adapted electroretinogram.</a> Doc Ophthalmol. 95, 187-215 (1998).</li>
<li>Robson, J. G., Frishman, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rod-driven+a-wave+of+the+dark-adapted+mammalian+electroretinogram%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Retin+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">The rod-driven a-wave of the dark-adapted mammalian electroretinogram.</a> Prog Retin Eye Res. 39, 1-22 (2014).</li>
<li>Hudnell, H. K., Boyes, W. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+comparability+of+rat+and+human+visual-evoked+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Biobehav+Rev%22%5BJournal%5D)">The comparability of rat and human visual-evoked potentials.</a> Neurosci Biobehav Rev. 15, 159-164 (1991).</li>
<li>Charng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conscious+wireless+electroretinogram+and+visual+evoked+potentials+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats.</a> PLoS One. 8, e74172(2013).</li>
<li>Hetzler, B. E., Berger, L. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ketamine-Induced+Modification+of+Photic+Evoked-Potentials+in+the+Superior+Colliculus+of+Hooded+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropharmacology%22%5BJournal%5D)">Ketamine-Induced Modification of Photic Evoked-Potentials in the Superior Colliculus of Hooded Rats.</a> Neuropharmacology. 23, 473-476 (1984).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine für diese Arbeit relevanten Angaben gemacht.

Die ERG und VEP sind objektive Maßnahmen der visuellen Funktion von der Retina und Cortex sind. Der Vorteil der gleichzeitigen Aufnahme ist, dass eine umfassendere Sicht auf den gesamten Sehbahn wird gewährt. Im Konkreten könnte die komplementäre Informationen aus ihrer gleichzeitigen Beurteilung eine klarere Abgrenzung der Stelle der Verletzung in der Sehbahn bereitzustellen (beispielsweise zur Behandlung von Störungen mit überlappenden ERG noch deutliche VEP Manifestationen 18, wenn optische Neurop...

Messung der Elektroretinogramm (ERG) und visuell evozierte Potential (VEP) liefern nützliche quantitative Beurteilung der Integrität der Sehbahn. Die ERG misst die elektrischen Antworten der Netzhaut auf Licht Stimulation, während der VEP die entsprechende funktionale Integrität der Sehbahn von der Netzhaut zum primären visuellen Kortex nach dem gleichen Lichtereignis misst. Dieses Manuskript beschreibt ein Protokoll für die Erfassung und Analyse von ERG und VEP-Antworten in einem allgemein verwendeten Labormodell, der Ratte. Die ERG liefert einen Index der funktionellen Integrität einer Reihe von wichtigen Netzhautzellklassen durch die Netzhaut des elektrischen Brutto Reaktion auf einen Lichtblitz zu quantifizieren. Eine koordinierte Reihe von Ionenflüssen durch Licht initiierte Einsetzen und Offset erzeugen erkennbaren Änderungen in der Spannung, die gemessen werden können, außerhalb des Auges platziert Oberflächenelektroden verwendet. Die sich ergebende Wellenform stellt die Kombination einer seRies von gut definierten Komponenten, in Amplitude, Zeitsteuerung und Frequenz unterscheiden. Eine erhebliche Anzahl von Studien hat gezeigt, dass diese Komponenten sind relativ gut in vielen wirbel Retinae konservierten und dass die Komponenten voneinander getrennt werden können. Durch umsichtig den Reiz (Flash - Stimulus, Hintergrund, Interstimulus Intervall) Auswählen von Bedingungen und spezifischen Merkmale der zusammengesetzten Wellenform der Wahl zu analysieren kann man ein Maß für eine bestimmte Gruppe von Netzhautzellen von der Rückkehr 1,2 zuversichtlich sein. Diese Eigenschaften unterliegen die Brauchbarkeit und somit die weit verbreitete Anwendungen der ERG als nicht-invasive Messung der Netzhautfunktion. Diese Handschrift konzentriert sich auf die Methodik für die ERG die Messung und Analyse ihrer Funktionen Informationen über einige der wichtigsten Zellklassen in der Netzhaut zurück, nämlich Photorezeptoren (die PIII-Komponente), bipolare Zellen (die PII-Komponente) und retinale Ganglionzellen (die positive scotopic Schwellenreaktion oder pstr). <p class= &quot;Jove_content&quot;&gt; Das VEP stellt einen Assay der kortikalen Reaktion auf Licht; zuerst von der Netzhaut stamm und danach seriell über den Sehnerv, Sehbahn, Thalamus (Corpus geniculatum laterale, LGN) und optische Strahlung Bereich V1 des Kortex 3 mitgeteilt. Bei Nagetieren, die Mehrheit (90-95%) der Sehnervenfasern von jedem Auge decussate 4 und innervate kontralateralen Mittelhirns. Anders als bei der ERG, ist es noch nicht möglich , verschiedene Komponenten der VEP an spezifische Zellklassen zuzuordnen, 5 somit überall ändert sich entlang der Sehbahn die VEP - Wellenform beeinflussen könnten. Dennoch ist die VEP eine nützliche nicht-invasive Messung der Sehleistung und Sehbahn Integrität. Die VEP, wenn sie in Verbindung mit dem ERG verwendet wird , kann eine vollständigere Beurteilung der visuellen Systems bereitzustellen (dh Retina / Sehbahn). ERG und VEP-Aufnahmen können für sich allein oder in Kombination durchgeführt werden, abhängig von der AnwenKation. Die Methodik in diesem Papier beschrieben ermöglicht die gleichzeitige Beurteilung der Netzhaut und im kortikalen visuell evozierten Elektrophysiologie von beiden Augen und die beiden Hemisphären in narkotisierten Ratten. Dies ist ein nützlicher Weg zu umfassender Netzhautfunktion und die Upstream-Effekte zu bewerten, dass Veränderungen der Netzhautfunktion auf visuell evozierten kortikalen Funktion haben kann.

<table><tbody><tr><td>Krokodilklemme</td><td>generische Marke</td><td>HM3022</td><td>Edelstahl 26 mm Clip zum Verbinden von VEP-Schraubelektroden mit Kabeln</td></tr><tr><td>Bioverstärker</td><td>ADInstruments</td><td>ML 135</td><td>Zur Verstärkung von ERG- und VEP-Signalen</td></tr><tr><td>Carboxymethylcellulose Natrium 1,0%</td><td>Allergan</td><td>CAS 0009000-11-7</td><td>Viskose Flüssigkeit zur Verbesserung der Signalqualität der aktiven ERG-Elektrode</td></tr><tr><td>Carprofen 0,5%</td><td>Pfizer Animal Health Group</td><td>CAS 53716-49-7</td><td>Markenname: Rimadyl injizierbar (50 mg/ml). Zur postoperativen Analgesie, verdünnt auf 0,5 % (5 mg/ml) in normaler Kochsalzlösung</td></tr><tr><td>Chlorhexadin 0,5 %</td><td>Orion Laboratories</td><td>27411, 80085</td><td>Zur Desinfektion von chirurgischen Instrumenten</td></tr><tr><td>Zirkulierendes Wasserbad</td><td>Lauda-K&ouml; nigshoffen</td><td>MGW Lauda</td><td>Zur Aufrechterhaltung der Körpertemperatur des betäubten Tieres während der Operation und elektrophysiologischen Aufzeichnungen</td></tr><tr><td>Zahnamalgam</td><td>DeguDent GmbH</td><td>64020024</td><td>Zur Ummantelung der Elektroden-Schädel-Anordnung, um sie robuster zu machen</td></tr><tr><td>Zahnfräser</td><td>Storz Instrumente, Bausch und</td> <td>Lomb#E0824A</td><td>Ein Miniatur-Bohrkopf mit einem Durchmesser von ~ 0,7 mm, um ein kleines Loch in den Schädel über jeder Halbkugel zu bohren, um VEP-Schrauben zu implantieren</td></tr><tr><td>Bohrer</td><td>Bosch</td><td>Dremel 300 series</td><td>Ein automatischer Bohrer zum Trepanieren</td></tr><tr><td>Elektrodenblei</td><td>Gras Telefactor&nbsp;</td><td>F-E2-30</td><td>Platinkabel zum Anschluss von Silberdrahtelektroden an den Verstärker</td></tr><tr><td>Faradayscher</td><td></td> Käfig <td>nach Maß</td><td>Gewährleistet Lichtbeständigkeit, um die Dunkeladaption aufrechtzuerhalten. Umschließt das Ganzfeld-Setup zur Verbesserung des Signal-Rausch-Verhältnisses</td></tr><tr><td>Mulltupfer</td><td>Multigate Medical Products Pty Ltd</td><td>57-100B</td><td>Zum Trocknen des chirurgischen Schnitts und der freiliegenden Schädeloberfläche während der Operation</td></tr><tr><td>Ganzfeld Integrating Sphere</td><td>Photometric Solutions International</td><td></td><td>Kundenspezifischer Lichtstimulator: 36 mm Durchmesser, 13 cm Öffnungsgröße</td></tr><tr><td>Velcro</td><td>VELCRO Australia Pty Ltd</td><td>VELCRO Marke Wiederverwendbar Wrap</td><td>Klettverschluss zur Sicherung der Elektroden und des Tieres auf der Aufzeichnungsplattform</td></tr><tr><td>Isofluran 99,9%</td><td>Abbott Australasia Pty Ltd</td><td>CAS 26675-46-7</td><td>Geschützter Name: Isoflo(TM) Inhalationsanästhetikum. Inhalationsanästhetikum in pharmazeutischer Qualität, gemischt mit Sauerstoffgas für die VEP-Elektrodenimplantatchirurgie</td></tr><tr><td>Ketamin&nbsp;</td><td>Troy Laboratories</td><td>Ilium Ketamil</td><td>Geschützter Name: Ketamil Injektion, Marke: Ilium. Pharmazeutisches Anästhetikum für elektrophysiologische Aufzeichnungen</td></tr><tr><td>Luxeon LEDs</td><td>Phillips Lighting Co.</td><td></td><td>Für die Lichtstimulation zwanzig 5 W und eine 1 W LEDs.</td></tr><tr><td>Mikromanipulator</td><td>Harvard Apparatur</td><td>BS4 50-2625</td><td>Hält die aktive ERG-Elektrode während der</td></tr><tr><td>Aufnahme Nadelelektrode</td><td>Grass Telefactor&nbsp;</td><td>F-E2-30</td><td>Subkutan in den Schwanz eingeführt, um als Masseelektrode sowohl für das ERG als auch für das VEP zu dienen</td></tr><tr><td>Phenylephrin 2,5% minims&nbsp;</td><td>Bausch und Lomb</td><td>CAS 61-76-7</td><td>Instilliert mit Tropicamid, um eine maximale Dilatation für die ERG-Aufzeichnung zu erreichen</td></tr><tr><td>Povidon-Jod 10%</td><td>Sanofi-Aventis</td><td>CAS 25655-41-8</td><td>Proprietärer Name: Betadine, Antiseptikum zur Vorbereitung der rasierten Haut auf die Operation 10%, 500 ml</td></tr><tr><td>Powerlab-Datenerfassungssystem</td><td>ADInstruments</td><td>ML 785</td><td>Steuert die LEDs</td></tr><tr><td>Proxymetacain 0,5%</td><td>Alcon Laboratories& nbsp;</td><td>CAS 5875-06-9</td><td>Für die Hornhautanästhesie bei ERG-Aufzeichnungen</td></tr><tr><td>Kochsalzlösung</td><td>Gelflex</td><td></td><td>Nicht injizierbar, für die Galvanisierung von Silberdrahtelektroden</td></tr><tr><td>Scope Software</td><td>ADInstruments</td><td>Version 3.7.6</td><td>Löst gleichzeitig den Stimulus über das Powerlab-System aus und sammelt Daten</td></tr><tr><td>Silber (feiner Runddraht)</td><td>A& E-Metall</td><td>0,3 mm</td><td>Wird zur Herstellung von aktiven und inaktiven ERG-Elektroden und der inaktiven VEP-Elektrode verwendet.</td></tr><tr><td></td><td>MicroFasterner</td><td></td><td>0,7 mm Schaftdurchmesser, 3 mm Länge, die über dem primären visuellen Kortex implantiert werden und als aktive VEP-Elektroden dienen</td></tr><tr><td>Stereotaktischer Rahmen</td><td>David Kopf</td><td>Modell 900</td><td>Ein stereotaktisches Instrument für Kleintiere zur Lokalisierung des primären visuellen Kortex nach Paxinos & Watsons Rattenhirnatlas von 2007 koordiniert</td></tr><tr><td>die chirurgische Klinge</td><td>Swann-Morton Ltd.</td><td>0206</td><td>Zum Einschneiden des Hautbereichs, der den primären visuellen Kortex überlagert, um die VEP-Elektroden zu implantieren</td></tr><tr><td>Naht</td><td>Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co.,Ltd</td><td></td><td>3-0 geflochtene Seidennaht nicht resorbierbar, für die Hautretraktion während der VEP-Elektrodenimplantation</td></tr><tr><td>Tobramycin-Augensalbe 0,3%</td><td>Alcon Laboratories&nbsp;</td><td>CAS 32986-56-4</td><td>Geschützter Name: Tobrex. Prophylaktische antibiotische Salbe, die nach der Operation auf die Hautwunde aufgetragen</td></tr> wird <tr><td>Tropicamid 0,5%</td><td>Alcon Laboratories&nbsp;</td><td>CAS 1508-75-4</td><td>Geschützter Name: 0,5 % Mydriacyl-Augentropfen, eingeträufelt, um Mydriasis für ERG-Aufzeichnungen zu erreichen</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Troy Laboratories</td><td>Ilium Xylazil-100</td><td>Pharmazeutisches Anästhetikum für elektrophysiologische Aufzeichnungen</td></tr><tr><td>Pipettenspitze</td><td>Eppendorf Pty Ltd</td><td>0030 073.169</td><td>Eppendorf epTIPS 100 - 5.000 ml, für maßgeschneiderte Elektroden</td></tr><tr><td>Microsoft Office Excel</td><td>Microsoft</td><td>Version 2010</td><td>Tabellenkalkulationssoftware zur Datenanalyse</td></tr><tr><td>Lethabarb Euthanazia Injection</td><td>Virbac (Australia) Pty Ltd</td><td>LETHA450</td><td>325 mg/ml Pentobarbital-Natrium für eine schnelle Euthanasie</td></tr></tbody></table>

gleichzeitige aufnahme von elektroretinographie und visuell evozierten potentialen in narkotisierten ratten

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

Das Elektroretinogramm (ERG) und das visuell evozierte Potential (VEP) werden häufig verwendet, um die Integrität der Sehbahn zu beurteilen. Das ERG misst die elektrischen Reaktionen der Netzhaut auf Lichtstimulation, während das VEP die entsprechende funktionelle Integrität der Sehbahnen von der Netzhaut zum primären visuellen Kortex nach demselben Lichtereignis misst. Die ERG-Wellenform kann in Komponenten zerlegt werden, die Reaktionen verschiedener neuronaler und glialer Zellklassen der Netzhaut widerspiegeln. Die frühen Komponenten der VEP-Wellenform repräsentieren die Integrität des Sehnervs und der höheren kortikalen Zentren. Diese Aufnahmen können je nach Anwendung isoliert oder zusammen durchgeführt werden. Die in dieser Arbeit beschriebene Methodik ermöglicht die gleichzeitige Beurteilung der retinalen und kortikalen visuell evozierten Elektrophysiologie beider Augen und beider Hemisphären. Dies ist ein nützlicher Weg, um die Netzhautfunktion und die vorgelagerten Effekte, die Veränderungen der Netzhautfunktion auf die visuell evozierte kortikale Funktion haben können, umfassender zu beurteilen.

Die ERG a-Welle (&gt; -1,38 log cd.sm -2), b-Wellen (&gt; - 4,99 log cd.sm -2) STRs (&lt;- 4,99 log cd.sm -2) und die VEP (&gt; - 0.52 log cd.sm -2) wurden gleichzeitig aufgezeichnet (Abbildung 1 und 3). Bei sehr dim Wallungen, eine positive STR ​​(pstr) bei etwa 110 msec nach dem Blitz zu sehen ist , und eine negative STR ​​(nSTR) bei etwa 220 msec (1 und 2). Eine ERG mit einem großen b-Welle, Spitzen zwischen...

Dieses Protokoll beschreibt die gleichzeitige Messung von Elektroretinogramm und visuell evozierten Potentialen bei anästhesierten Ratten.

Gleichzeitige Aufnahme von Elektroretinographie und visuell evozierten Potentialen in narkotisierten Ratten

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, das Elektroretinogramm und das visuell evozierte Potential gleichzeitig bei einer Ratte zu messen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Fissur-Neurowissenschaften zu beantworten, beispielsweise, ob der Einfluss des Alterns oder von Erkrankungen bestimmte Komponenten in der Sehbahn beeinträchtigt.Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie eine umfassende Beurteilung der Netzhautfunktion und deren Einfluss auf die visuell evozierte kortikale Funktion ermöglicht. Beginnen Sie das Verfahren, indem Sie die maßgefertigten inaktiven ERG-Elektroden vorbereiten, indem Sie ein 70 Millimeter langes Silberdrahtstück abschneiden und eine Schleife mit einem Durchmesser von acht Millimetern formen, um das Rattenauge zu umschließen. Gestalten Sie einen gleichmäßigen Kreis und passen Sie die Größe der Schleife an, indem Sie sie an einer ein Millimeter durchmessenden Pipettenspitze formen.Das ist wichtig, weil ein zu kleiner Ring versehentlich den intraartikulären Druck erhöhen kann, während ein zu großer Ring die Variabilität der Signale erhöhen kann. Als Nächstes formen Sie die maßgefertigte inaktive VEP-Elektrode, indem Sie ein 70 Millimeter langes Stück Silber abschneiden und eine Ellipse mit einem Durchmesser von acht Millimetern bilden, um sie an den Schneidezähnen der Ratte zu befestigen.Formen Sie anschließend die maßgefertigten aktiven ERG-Elektroden, indem Sie ein 30 Millimeter langes Stück Silberdraht abschneiden und eine kleine Schleife mit einem Durchmesser von etwa ein bis zwei Millimetern bilden, die verwendet wird, um die Hornhaut der Ratte sanft unter minimalem Hornhautabrieb zu berühren. Befestigen Sie danach die Elektroden sicher an den Elektrodenleitungen, indem Sie das Silber mit dem freiliegenden inneren Draht verdrillen. Isolieren Sie überschüssiges freiliegendes Metall mit Abdeckband, um photovoltaische Artefakte zu verringern.Für die ERG-Aktivelektroden können weitere Schichten Klebeband angebracht werden, um eine dickere und formstabilere Umhüllung zu erzielen, wodurch die Elektrode einfacher mit einem Mikromanipulator gehalten werden kann. An jede ERG-Inaktivelektrode wird ein kleines Stück Klettband auf das Klebeband geklebt, um eine stabile Befestigung am Nackenband des Nagetiers zu ermöglichen. Anschließend wird für jede VEP-Aktivelektrode ein Krokodilklemme an den inneren Draht der Elektrodenleitung angebracht.Chloridieren Sie unmittelbar vor den Aufnahmen die freiliegenden Oberflächen der Silberdrähte elektrolytisch, um die Signalübertragung zu verbessern. Verbinden Sie dazu die Kathode mit dem Minuspol der Batterie und tauchen Sie das andere Ende in die Kochsalzlösung ein. Tauchen Sie anschließend die Silberspitze des Anodendrahts in normale Kochsalzlösung ein und verbinden Sie das andere Ende dieses Elektrodenfadens mit dem Pluspol einer Neun-Volt-Batterie.Trennen Sie sie nach 20 Sekunden, und die silberne Spitze des Elektrodendrahts sollte gleichmäßig weiß überzogen sein. Wiederholen Sie den Chloridierungsprozess für alle Silber-ERG- und VEP-Elektroden. Desinfizieren Sie in diesem Verfahren die rasierte Stelle eines anästhesierten Tieres dreimal mit 10% Povidon-Iod.Führen Sie mit einem Skalpell einen sagittalen Schnitt entlang der Mittellinie des Kopfes durch und entfernen Sie einen 20 Millimeter durchmessenden Kreis der Haut, um den Schädelknochen freizulegen. Entfernen Sie anschließend das darunterliegende Periost durch Abschaben und Abtupfen mit Gazetupfer, um die koronale und sagittale Schädelnaht freizulegen. Bohren Sie zwei Löcher durch den Schädel in beiden Hemisphären.Schrauben Sie Edelstahlschrauben in die beiden vorgefertigten Löcher bis zu einer Tiefe von einem Millimeter ein, um eine feste Verankerung zu gewährleisten. Bereiten Sie anschließend den Operationsbereich für das Zahnfüllungsmaterial vor, indem Sie den Schädelknochen mit Mulltuch trocken tupfen und die Haut mit zwei Nähten zurückhalten. Tragen Sie danach das Zahnfüllungsmaterial auf dem freigelegten Schädel auf, um die Schraubenelektroden zu fixieren, und stellen Sie sicher, dass etwa 1,5 Millimeter der Schrauben zur Ableitung freiliegen.Anschließend entfernen Sie die Retraktionsnähte. Für skotopische Ableitungen werden alle Schritte in einem dunklen Raum durchgeführt. Zu Veranschaulichungszwecken erfolgt hier die Elektrodenpositionierung unter normalem Raumlicht.Das Tier wurde 12 Stunden lang im Dunkeln adaptiert und mit Ketamin und Xylazin anästhesiert. Nach Pupillenerweiterung und lokaler Anästhesie wird die inaktive VEP-Elektrode an den unteren Schneidezähnen befestigt. Anschließend wird das Tier auf die ERG-Plattform vor der Ganzfeldschale innerhalb des Faradayschen Käfigs platziert.Sichern Sie das Tier mit einem Klettband, das fest, aber nicht zu eng um den Nacken gelegt wird, an der Plattform. Positionieren Sie anschließend die inaktiven ERG-Elektroden, indem Sie den skleralen Ring nichtinvasiv am Augenäquator um die Augen herumführen. Dabei etwa drei Meter hinter der Limbus liegen.Stabilisieren Sie dies, indem Sie die Elektrode an dem Klettverschluss am Hinterkopf befestigen. Wiederholen Sie den Vorgang für das kontralaterale Auge. Befestigen Sie nun die aktiven VEP-Elektroden, indem Sie Krokodilklemmen an den vorab im Schädel implantierten Edelstahlschrauben anbringen.Bevor die ERG-Aktivelektrode platziert wird, einen kleinen Tropfen 1 % Carboxymethylcellulose-Natrium auf die Elektrode geben, um die Signalqualität zu verbessern. Positionieren Sie die ERG-Aktivelektroden mithilfe eines Mikromanipulators, der an dem speziell angefertigten stereotaktischen Arm befestigt ist, so, dass sie leicht die zentrale Hornhautoberfläche berühren. Stellen Sie sicher, dass die Carboxymethylcellulose-Natrium-Lösung nur die Hornhaut und nicht die Sklera berührt, indem überschüssige Flüssigkeit abgewischt wird.Danach zwei bis fünf Millimeter der edelstahlernen Erdnadel-Elektrode subkutan in den Schwanz einführen. Die Plattform näher an die Ganzfeldschale heranschieben und sicherstellen, dass die Augen des Tieres mit der Öffnung der Schale ausgerichtet sind, um eine gleichmäßige Beleuchtung beider Netzhäute zu ermöglichen. Anschließend den Faradayschen Käfig schließen, um störende Hintergrundgeräusche zu reduzieren.Mithilfe des oben beschriebenen Protokolls kann eine Reihe von ERG-Wellenformen als Antwort auf eine Bandbreite von Reizen aufgezeichnet werden, wobei der schwächste Blitz unten und der hellste oben dargestellt ist. Bei sehr schwachen Lichtintensitäten können skotopische Schwellenantworten registriert werden. Mit zunehmender Reizhelligkeit dominieren zunehmend die B-Welle und anschließend die negativ verlaufende A-Welle bei den hellsten Reizen.Die Funktion der Stäbchenphotorezeptoren kann durch die Verwendung einer P3-Kurve zur Modellierung der A-Welle bestimmt werden. Diese Abbildung zeigt, dass die P2-Amplitude mit zunehmender Reizenergie ansteigt. Die Funktion der Stäbchen-bipolaren Zellen kann durch Modellierung der Intensitätsantwortkurven der Stäbchen-P2 mit einer Naka-Rushton-Funktion untersucht werden.Die Funktion der Ganglienzellen der Retina wird bei schwachen Lichtreizen untersucht und durch die Spitzenamplitude und -zeit des pSTR quantifiziert. Die Funktion der Zapfen-Bipolarzellen wird mit einem gepaarten Blitz-Paradigma ausgelöst und durch die Spitzenamplitude und -zeit des Zapfen-P2 quantifiziert. Bei der Amplitudenanalyse des VEP werden die Spitzenamplitude sowie die Amplitude von Tal zu Spitze herangezogen, um die Latenz dieser Antworten zu bestimmen.Die Amplitude der VEP-Wellenformen nimmt mit zunehmender Reizenergie zu. Wenn die Technik beherrscht ist, kann sie innerhalb von etwa 30 bis 45 Minuten durchgeführt werden, ausgenommen die Zeit für die Vorbereitung und Platzierung der Elektroden sowie die Adakadaptation. Bei Durchführung dieses Verfahrens ist es besonders wichtig, auf die Genauigkeit der Elektrodenplatzierung zu achten und ausreichend Zeit für die Adakadaptation einzuplanen.Nach Durchführung dieses Verfahrens können weitere Verfahren wie Krankheitsmodifikationen oder Therapien durchgeführt werden, um spezifische Fragen zu beantworten. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie die Elektroden vorbereitet und platziert werden, sowie wie die ERG- und VEP-Kurvenformen aufgezeichnet und analysiert werden.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Dieses Video zeigt die Vorbereitung eines Rattenmodells zur Untersuchung der Netzhautgesundheit und der Integrität der Sehbahn. Visuell evozierte Potential- und Elektroretinographie-Referenz- und aktive Elektroden werden mit der Ratte verbunden, gefolgt von der Ausrichtung der Plattform mit der Ratte vor der Ganzfeld-Schale für eine gleichmäßige Netzhautbeleuchtung und dem Schließen des Faradayschen Käfigs, um externe Störungen zu vermeiden.

Vorbereitung eines Rattenmodells zur Beurteilung der Integrität der Sehbahn unter Verwendung eines elektrophysiologischen Aufbaus

Dieses Video zeigt den Prozess der Messung visuell evozierter Potentiale oder VEPs bei einer dunkeladaptierten, anästhesierten Ratte mit präimplantierten Schädelelektroden, die die elektrischen Signale vom visuellen Kortex des Gehirns als Reaktion auf Lichtreize aufzeichnen.

Aufzeichnung visuell evozierter Potentiale über die Schädelelektroden in einem Rattenmodell

Dieses Video zeigt das Verfahren zur gleichzeitigen Aufzeichnung von kolokalisierter Elektroenzephalographie (EEG) und lokalen Feldpotentialen (LFPs) bei einer anästhesierten Ratte. Bei diesem Prozess wird die Ratte vorbereitet und Stimulationselektroden an ihren Schnurrhaarpolstern befestigt. Eine EEG-Spinnenelektrode wird für Oberflächen-EEG-Messungen auf den Schädel der Ratte gelegt. Gleichzeitig wird eine Mehrkanal-Mikroelektrode durch ein Bohrloch im Schädel in eine bestimmte Hirnregion...

Gleichzeitige elektroenzephalographische und lokale Feldpotentialaufzeichnungen bei einer anästhesierten Ratte

Dieses Video zeigt, wie man das Elektroretinogramm (ERG) und das visuell evozierte Potenzial (VEP) bei einer bewussten Ratte aufzeichnet. Die Ratte wird zunächst mit chirurgisch implantierten Elektroden dunkeladaptiert. Nach dem Auftragen von dilatierenden Tropfen wird das Tier in eine Fesselung gelegt und in eine Ganzfeld-Schüssel gelegt. Anschließend werden die ERG- und VEP-Signale aufgezeichnet.

Aufnahme des Elektroretinogramms und des visuell evozierten Potentials bei einer Ratte

Dieses Video zeigt die Aufnahme eines direkt gekoppelten Elektroretinogramms (DC-ERG) auf einem dunkeladaptierten, anästhesierten retinalen Pigmentepithel (RPE) der Maus. Nach dem Auftragen von dilatierenden Tropfen wird das Tier in eine Aufnahmeeinrichtung gebracht und die mit einem Salzpuffer gefüllte Kapillarelektrode auf die Hornhaut gelegt. Nach der Festlegung der Baseline wird DC-ERG aufgezeichnet.

Direkt gekoppeltes Elektroretinogramm Aufzeichnung des retinalen Pigmentepithels bei einer Maus

Das Elektroretinogramm (ERG) ist ein elektrisches Potential, das von der Netzhaut als Reaktion auf Licht erzeugt wird. In dieser Arbeit wird beschrieben, wie das ERG zur Beurteilung der Netzhautfunktion bei dunkeladaptierten Ratten verwendet werden kann und wie es zur Beurteilung einer neuroprotektiven Intervention, im vorliegenden Fall der ischämischen Fernpräkonditionierung, verwendet werden kann.

Verwenden der Funktion zur Elektroretinogramm im Nager Retina und die schützende Wirkung des Fern Limb ischämischen Präkonditionierung bewerten

Fokale Demyelinisierung wird im Sehnerv durch Lysolecithin-Mikroinjektion induziert. Visuell evozierte Potentiale werden über Schädelelektroden aufgezeichnet, die über den visuellen Kortex implantiert werden, um die Signalleitung entlang der Sehbahn in vivo zu untersuchen. Dieses Protokoll beschreibt die chirurgischen Verfahren, die der Elektrodenimplantation und der Mikroinjektion des Sehnervs zugrunde liegen.

Visuell evozierten Potential-Aufnahme in einem Rattenmodell für Experimentelle Optic Nerve Demyelinisierung

Wir zeigen eine chirurgische Implantation und Aufnahmeverfahren visuelle elektro Signale aus dem Auge (ERG) und Gehirn (visuell evozierte Potentiale) zu messen in der bewussten Ratten, die mehr analog zum menschlichen Zustand ist, wo Aufnahmen ohne Narkose verwechselt durchgeführt werden.

Implantations- und Aufzeichnung von Wireless-Elektroretinogramm und visuell evozierten Potenziale in wachen Ratten

Dieses Protokoll beschreibt eine einfache Methode zur gleichzeitigen Erfassung von Co lokalisierte Elektroenzephalographie (EEG) und Multi-laminar lokales Feld bei einem anästhesierten Ratte. Eine Grat-Bohrung im Schädel für das Einfügen von einer Mikroelektrode erweist sich vernachlässigbar Verzerrung des EEG Signals zu produzieren.

Gleichzeitige Aufnahme von Co lokalisierte Elektroenzephalographie und lokales Feld Potential in Nagetier

Die Einhaltung internationaler Standards und die Aufrechterhaltung der retinalen dunklen Anpassung sind entscheidend, um gültige Vollfeld-Elektroretinogramm-Antworten bei der Diagnose und Behandlung von vererbten Netzhauterkrankungen zu erhalten. Ein praktisches Protokoll mit einer tragbaren Dunkelkammer wird zur Verfügung gestellt, um Einfeld-Elektroretinogramm für Säuglinge und Kinder unter Sedierung oder Vollnarkose im Operationssaal zu erhalten.

Electroretinogram Recording für Säuglinge und Kinder unter Anästhesie, um optimale dunkle Anpassung und internationale Standards zu erreichen

Das Ziel dieses Protokolls ist es, ein neuartiges Modell der glaukomatösen Neurodegeneration zu charakterisieren, das auf einer thermischen 360°-Kauterisierung des limbalen Gefäßplexus basiert und eine subakute okuläre Hypertonie induziert.

Vollkreiskauterisierung des limbalen Gefäßplexus bei chirurgisch induziertem Glaukom bei Nagetieren

Erfahren Sie die gleichzeitige Aufnahme von Elektroretinographie und visuell evozierten Potentialen bei narkotisierten Ratten. Diese Methode ermöglicht die umfassende Bewertung retinaler und kortikaler Funktionen in der Neurowissenschaft.

Gleichzeitige Aufnahme von Elektroretinographie und visuell evozierten Potentialen in narkotisierten Ratten

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