Name: Intracerebroventricular und intravaskuläre Injektion von Viruspartikeln und Fluorescent Microbeads in die neonatale Gehirn (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 51 s
Description: Erfahren Sie die intrazerebroventrikuläre und intravaskuläre Injektion von Viruspartikeln in das neonatale Mausgehirn. Diese Methode ermöglicht die direkte Beobachtung der viralen Verteilung während der akuten Infektionsphase im ZNS.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Autoren danken Herrn Masaaki Kaneta, Frau Hiromi Suzuki und Frau Mitsue Kawashima (Abteilung für regenerative und infektiöse Pathologie, Hamamatsu University School of Medicine) für ihre hervorragende technische Unterstützung. Diese Arbeit wurde unterstützt von der Japan Society for the Promotion of Science, KAKENHI Grant Number 23590445.

Alle experimentellen Protokolle wurden von der Animal Care Committee von Hamamatsu Universität School of Medicine zugelassen. 1. Herstellung von MCMV (Smith-Stamm) und rekombinante M32-enhanced Green Fluorescent Protein (EGFP) -MCMV <ol><li> Erzeugen rekombinante M32-EGFP-MCMV gemäß dem Verfahren wie folgt (1,2-1,9) und wie zuvor 8 beschrieben. </li><li> Verwenden Sie abgeleitete rekombinante Viren aus dem Smith-Stamm von Wildtyp MCMV (Zugangsnummer: U68299). Insert EGFP (4361 Basenpaare; bp) zwischen 37.089 und 41.450 bp (M32 - M31 Locus) im MCMV Genom durch homologe Rekombination. </li><li> Amplify durch Polymerase - Kettenreaktion , die MCMV M32 (41.450 - 39.286 bp, links flankierende Sequenz und M31 (37.089 - 39.246 bp rechten flankierenden Sequenz Genorte unter Verwendung der folgenden Primer: M32, 5&#39;-CTACTAGCTAGCCTTCCGCGAGTCGCTGTATT-3 &#39;(Vorwärts - Primer), 5 &#39;-CTACTAGCTAGCCTTCCGCGAGTCGCTGTATT-3 &#39;(Reverse - Primer); M31, 5&#39;-CTAAATTAACTTAAGTCGTCCTCTTCGTCTCACAA-3&#39; (Vorwärts - Primer), 5&#39;-AACTAGTCTAGATCGCTCCTGGTTGGTTTTTA-3 &#39;(Reverse - Primer). </li><li> Legen Sie die M32 - Locus in den EGFP-exprimierenden Vektor mit NheI und BamHI Restriktionsstellen. Legen Sie die M31 - Locus in die M32-EGFP -recombinant mit AflII und XbaI - Stellen Plasmid. Spalten die M32 - EGFP - M31 - Sequenz mit NheI und AflII vom M32 - EGFP - M31 Rekombinationsplasmid und lösen sich in H 2 O. </li><li> Transfizieren das gespaltene Konstrukt in die Kerne von MCMV (Smith-Stamm) infizierten NIH3T3-Zellen 24 Stunden nach der Infektion (hpi) ein Elektroporationssystem mit homologe Rekombination zu induzieren. </li><li> Bei 3 Tage nach Infektion, Co-Kultur die Zellen mit nicht-infizierten embryonalen Maus-Fibroblasten (MEF) in einem Verhältnis von 1 / 1.000 in Platten mit sechs Vertiefungen und Bildschirm für EGFP-exprimierenden Foci von infizierten Zellen. </li><li> Harvest die virushaltigen Überstände aus den Vertiefungen grün fluoreszierenden Foci enthält, und das Zehnfache verdünnt. Zur Reinigung wählen Vertiefungen, die einzelne grüne fluoreszierende Foci anzuzeigen. </li><li> Wenn alle von der Grenzverdünnung Infektion Anzeige EGFP-Expression resultierenden Brennpunkten ist das Viruspräparat rein, was darauf hinweist, dass keine Wildtyp-Virus bleibt. Quantifizierung des Virus durch den Plaque-Assay - Verfahren , wie zuvor beschrieben 17. </li><li> Behandeln Sie MCMV in zertifizierten biologischen Sicherheit Schränke auf Biosicherheitsstufe 2 Handschuhe und Maske tragen. </li><li> Passage MCMV (Smith - Stamm) und rekombinantem MCMV in MEFs , hergestellt aus 12 Tage alten ICR - Mäuseembryos , wie zuvor beschrieben 17. </li><li> Entfernen Zellen aus den Überständen von infizierten MEF Kulturen durch Zentrifugation bei 3.000 × g für 20 min bei 16 ° C. </li><li> Ultracentrifuge die Überstände für 40 Minuten bei 70.000 × g. Resuspendieren der Pellets Virionen in 1 ml Tris-gepufferter Kochsalzlösung und Transfer auf eine vorgeformten linearen s enthältOrbitol Gradienten (25% - 70%). Ultracentrifuge wieder bei 70.000 x g für 60 min 18. </li><li> Ernten Sie die Virion haltige Band mit einer Spritze. Pellet die geernteten Virionen durch einen zusätzlichen Ultrazentrifugationsschritt bei 70.000 × g für 40 min. </li><li> Das Pellet in 1 ml phosphatgepufferter Salzlösung (PBS) und bei -80 ° C, bis die Infektionsversuche. </li><li> Quantifizierung der Virustiter durch den Plaque-Assay - Verfahren , wie zuvor beschrieben 19. </li><li> Visualisieren der EGFP - Expression der rekombinanten MCMV Teilchen (Anregung bei 489 nm, Emission bei 508 nm) durch Fluoreszenzmikroskopie (1A) und der Partikelstruktur durch Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) 8 (1B). </li></ol> 2. Herstellung von Nile Red Fluorescent Microbeads <ol><li> Kauf Carboxy fluoreszierende Nil rot Mikrokügelchen und legen 500 ul Mikrokügelchen in die Rohre zu Durchmesser nach (0,04- 0,06 &amp; mgr; m, etwa 3,63 × 10 12 Partikel; 0,1-0,3 &amp; mgr; m, etwa 5,75 × 10 10 Partikel; und 1,7 bis 2,2 &amp; mgr; m, etwa 6,85 × 10 7 Teilchen). </li><li> Behandeln Sie Perlen mit 500 ul 0,1 M NaOH für circa 1 Tag keine Endotoxine zu entfernen und die Perlen in sterilem Wasser bei RT resuspendieren. </li><li> Adsorbieren die Perlen O / N mit 10% Mausserum von C57BL / 6-Mäusen bei RT vor erhalten zu verwenden. </li><li> Zur Trennung Aggregate, die Perlen Wirbel und beschallen gründlich vor dem Gebrauch. </li></ol> 3. ICV Injektion von MCMV und Fluorescent Microbeads in Neonatal Mäuse <ol><li> Pflegen normalen schwangeren ICR-Mäuse in einer temperaturgesteuerten Anlage unter einem 12 Stunden Licht / Dunkel-Zyklus. Die Neugeborenen werden als P 0,5 am Tag der Geburt bezeichnet. </li><li> Sterilisieren eine 10-ul-Spritze und einer 27 G-Nadel mit 70% Alkohol. </li><li> Laden Sie die Injektionslösung (5 ul), die MCMV oder fluoreszierende MikroPerlen in die Nadel durch vorsichtiges den Kolben der Spritze gezogen wird. </li><li> Verhalt neonatalen Maus (P 0.5), indem Sie die Maus für 3 auf Eis setzen - 4 min. Sobald das Tier unter Narkose ist, verwenden Sie die Zehen Prise Antwortverfahren der Narkosetiefe zu bestimmen. </li><li> Mark die Injektionsstelle mit einem nicht-toxischen Labor Stift an einer Stelle etwa 0,7 bis 1,0 mm zu der sagittalen Naht lateral und 0,7 bis 1,0 mm caudal von der neonatalen Bregma (2A). </li><li> Die Nadel 2 mm tief, senkrecht zu der Schädeloberfläche an der markierten Injektionsstelle. Als Referenz markieren 2 mm von der Spitze der Nadel mit einem nicht-toxischen Hersteller. </li><li> Injizieren langsam 5 ul MCMV (etwa 5 × 10 5 PFU) in den lateralen Ventrikel ohne die Kopfhaut (2B) zu öffnen. </li><li> In einer anderen Gruppe von Mäusen, injizieren eine 5 ul Lösung fluoreszierende Mikrokügelchen , die (0,1-0,3 &amp; mgr; m, etwa 5,75 × 10 8 Teilchen) durchdie gleiche Methode. </li><li> 20 Sekunden nach der Kolbenbewegung Rückfluss zu verhindern Absetzen - langsam die 10 Nadel entfernen. </li><li> Wiederherzustellen, halten Sie die Mäuse 5 - 10 min in einem warmen Behälter, bis Bewegung und allgemeine Reaktions wiederhergestellt werden. </li><li> Ernten Sie die Gehirne, wie in Abschnitt 5 in einem Bereich von Zeitpunkten beschrieben (3, 12, 24, 48 und 72 h) nach der Injektion. </li></ol> 4. IV Injektion von MCMV oder Fluorescent Microbeads in Neonatal Mäuse <ol><li> Verhalt neonatalen Maus (P 0.5), indem Sie die Maus für 3 auf Eis setzen - 4 min. </li><li> Verwenden Sie eine 1-ml-Spritze mit einer 35 G-Nadel die intravenöse Injektion von MCMV in P 0,5 Neugeborenen durchzuführen. </li><li> Verwenden Sie einen Transilluminator (Vene Finder) die oberflächliche zeitliche (Gesichts-) Vene sichtbar zu machen. Vor der Injektion sichern die Neugeborener auf die Transilluminator chirurgischen Band (2C). </li><li> Während Lupen tragen (1.5X), ziehen lassen langsam 50 ul MCMV (etwa 5,45 ×; 10 9 Partikel) oder fluoreszierende Mikrokügelchen (0,04 bis 0,06 &amp; mgr; m, etwa 3,63 × 10 11 Partikel; 0,1-0,3 &amp; mgr; m, etwa 5,75 × 10 9 Partikel und 1,7 bis 2,2 &amp; mgr; m, etwa 6,85 × 10 6 Teilchen) in die oberflächliche zeitliche Vene (2D). </li><li> Nachdem die Nadel entfernt haben, verwenden Gaze 70% Alkohol enthält, Druck auf die Injektionsstelle zu gelten, bis die Blutung aufhört. </li><li> Geben dem neonate etwa 5 min in einen warmen Behälter, bevor es in den Käfig zurückkehrt zu erholen. </li><li> Ernten Sie die Gehirne, wie in Abschnitt 5 in einem Bereich von Zeitpunkten beschrieben (3, 12, 24 und 72 Stunden) nach der Injektion. </li></ol> 5. Gehirngewebe Probenvorbereitung für die Paraffinschnitte <ol><li> Legen Sie die injizierten Neugeborenen in einem kleinen Plastikschale auf zerstoßenem Eis. </li><li> Sobald das Tier unter Narkose ist, verwenden Sie die Zehen Prise Antwortverfahren die Tiefe der anesthes zu bestimmenia. </li><li> Machen Sie eine zentrale oder zwei Ende horizontal Ende schneidet durch den Brustkorb der Brusthöhle zu öffnen. </li><li> Machen Sie einen Schnitt in das Atrium mit einer scharfen Schere. 4% Paraformaldehyd (PFA) Lösung in das Atrium ziehen lassen. Stopp-Perfusion, wenn spontane Bewegung (PFA Tanz) und aufgehellt Farbe der Leber beobachtet. Nicht exsanguinate. </li><li> Präparieren Sie die Neugeborenen (wie zuvor 20 beschrieben) , indem Sie zuerst den Kopf Entfernen einer Schere. </li><li> Machen Sie einen Mittelschnitt entlang der integument vom Hals an der Nase, den Schädel zu belichten. </li><li> Legen Sie das scharfe Ende eines Paares von Iris Schere in das Foramen magnum auf der einen Seite, vorsichtig entlang der inneren Oberfläche des Schädels schieben. </li><li> Machen Sie einen Schnitt an der distalen Kante der hinteren Schädeloberfläche erstreckt, und stellen Sie einen identischen Schnitt auf der Gegenseite. Deaktivieren Sie den Schädel um das Cerebellum entfernt. </li><li> Ziehen Sie vorsichtig den Schädel auf einer Seite zu verhindern Schädigung des Gehirns zurück. Wiederholen Sie diesen VorgangVerfahren auf der anderen Seite des Gehirns. </li><li> Mit einem Spatel, trennen die Riechkolben und Nervenverbindungen entlang der ventralen Oberfläche des Gehirns. </li><li> mit einer Schere, und entfernen Sie das Gehirn vorsichtig trennen das Gehirn aus dem Kopf, jede dura Trimmen, die noch das Gehirn an den Schädel zu verbinden. </li><li> Platzieren das Gehirn in einer Phiole Fixiermittel, enthaltend 4% PFA mindestens 10-mal das Volumen des Gehirns für 24 h bei 4 ° C. </li><li> Dehydratisieren, um das Gewebe durch eine Reihe von abgestuften Ethanolbädern, das Wasser zu verdrängen, und dann mit Paraffinwachs infiltrieren, einen Block zu bilden. Schneiden Sie den Paraffinblock mit einem Mikrotom in Scheiben 4 um dicke 21. </li><li> Entparaffinieren und Rehydrierung die Folien der infizierten Gehirne 22. Fahren Sie mit in - situ - Hybridisierung für Paraffin eingebettete Schnitte. </li></ol> 6. Gehirngewebe Probenvorbereitung für die Gefrierschnitte <ol><li> Entfernen Sie das Gehirn nach den beschriebenen Schritten in 5,1-5,11. </li><li> Um die fluoreszierenden Mikrokügelchen und M32-EGFP-MCMV, legen Sie das reseziert Gehirn auf flachem Boden cryomolds beobachten. In Einbettmedium vollständig die Gehirnprobe abzudecken. Schnapp gefrieren die cryomolds in vorgekühltem n - Hexan (-80 ° C), einer Pinzette den Rand der cryomolds es dem Futter zu befestigen vor zu halten. </li><li> Für sectioning, das gefrorene Gewebeblock auf dem vorgekühlten Kryostaten Futter befestigen. Übertragen Sie das gefrorene Gewebe mit dem Futter in einer Kryostatkammer und Absenken der Temperatur auf zwischen -10 und -20 ° C, und die Scheiben ca. 8 - 10 &amp; mgr; m dick 23. </li><li> Fixieren die Abschnitte mit cytofixative (Gemisch aus Isopropylalkohol und Polyethylenglykol) durch Aufsprühen. Luft trocknen die Abschnitte für 30 min bei RT sofort nach dem Spritzen und lagern Sie sie bei - 80 ° C bis zur weiteren Verwendung. </li><li> Äquilibrieren die Abschnitte auf RT zurück und waschen dreimal mit PBS. </li><li> Beflecken die Abschnitte mit Fluorescein - Isothiocyanat (FITC) -konjugiertem Griffonia simplicifolia isolectin B4 bei einer Konzentration von 1: 100 für 10 min in PBS bei RT (Figur 5) oder mit PE-konjugierten CD31 - Antikörper in einer Konzentration von 1: 100 für 30 min in PBS bei RT (Abbildung 6). </li><li> Waschen Sie die Abschnitte mit dreimal PBS. </li><li> Nach dem Waschen beflecken die Abschnitte mit 4 &#39;, 6-Diamidino-2-phenylindol (DAPI) Zellkerne sichtbar zu machen. Montieren der Abschnitte in anti-fade-Reagenz und Bild DAPI (Anregung bei 345 nm, Emission bei 455 nm), EGFP (Anregung bei 489 nm, Emission bei 508 nm) und Nilrot (Anregung bei 553 nm, Emission bei 637 nm) mit einem Fluoreszenzmikroskop (Figuren 3, 5, 6). </li></ol> 7. Fluoreszenz - in - situ - Hybridisierung (FISH) für Paraffin eingebettete Schnitte <ol><li> Bereiten Sie die FISH - Sonde direkt mit Fluorophor für die DNA - in situ - Hybridisierung durch Nick - Translation unter Verwendung eines bakteriellen künstlichen Chromosom enthält die gesamte MCMV DNA Gen markiertome (pSM3fr) 19. Die Konzentration der FISH-Sonde beträgt 0,1 ug / ul. </li><li> Entparaffinieren und Rehydrierung die Folien der infizierten Gehirne 22. </li><li> Behandeln die Gewebeschnitte mit RNase (100 &amp; mgr; g / ml in PBS) viraler DNA zu detektieren. </li><li> Führen Antigen-Retrieval mit 0,05% NP40, 0,01 M Citratpuffer (pH 6,0) bei 95 bis 98 ° C für 20 min. Kühlen Sie die Folien bis auf RT für 20 min. </li><li> In einem Färbeküvette Glas Coplin, waschen Sie die Folien in reinem Wasser dreimal für 2 Minuten jedes Mal. Durchführen eines zusätzlichen Antigen-Retrieval-Schritt mit einer 0,06% Pepsin, 0,01 N HCl-Lösung für 5 min bei 37 ° C. </li><li> Rinse gleitet dreimal in reinem Wasser für 2 Minuten jedes Mal in einem Färbeküvette Glas Coplin. </li><li> Dehydratisieren der Gewebeschnitte wieder durch den Objektträger aus 70% Ethanol Übertragung bis 85% Ethanol und dann mit 100% Ethanol. </li><li> 10 ml des Hybridisierungspuffers zur Herstellung mischen 1,25 ml in situ Hybridisierungssalze (3 M NaCl, 100 mM TrisHCl pH 8,0, 100 mM Natriumphosphat pH 6,8, 50 mM EDTA) mit 5 ml entionisiertes Formamid, 2,5 ml 50% Dextransulfat, 250 &amp; mgr; l 50x Denhardt-Lösung, 125 ul 100 mg / ml tRNA und 875 &amp; mgr; l H 2 O. </li><li> Verdünne die DNA-Sonde direkt markiert mit Fluorophoren, die die gesamte MCMV-Genom zufällig in dem Hybridisierungspuffer zu erkennen. Das Endvolumen sollte 10 &amp; mgr; l (7 &amp; mgr; l Hybridisierungspuffer, 1 &amp; mgr; l Sonde (0,1 ug / ul) und 2 &amp; mgr; l destilliertes Wasser) sein. </li><li> Fügen Sie die Sondenmischung (10 ul) zu jeder Folie und Deckel mit einem Deckglas (15 x 15 mm). Deckglasränder mit Gummi-Zement. Denaturieren die Sondenmischung für 5 min bei 85 ° C, und schließen Sie den Hybridisierungsschritt O / N bei 42 ° C. </li><li> Waschen der Objektträger mit 0,3% NP40, 0,4x SSC bei 73 ° C für 2 min; mit 0,1% NP40, 0,4x SSC bei 73 ° C für 1 min; und mit 2x SSC zweimal. </li><li> Counterstain die Kerne mit DAPI (10 ng / ml) und die Folie mit einem Deckglas abdecken. </li><li> Montierendie Abschnitte in anti-fade - Reagenz und Bild DAPI (Anregung bei 345 nm, Emission bei 455 nm) und EGFP (Anregung bei 489 nm, Emission bei 508 nm) mit einem Fluoreszenz - Mikroskop (Abbildung 4). </li></ol>

<ol><li>Philippe, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pandoraviruses%3A+amoeba+viruses+with+genomes+up+to+2.5+Mb+reaching+that+of+parasitic+eukaryotes%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Pandoraviruses: amoeba viruses with genomes up to 2.5 Mb reaching that of parasitic eukaryotes.</a> Science. 341 (6143), 281-286 (2013).</li>
<li>Passini, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraventricular+brain+injection+of+adeno-associated+virus+type+1+%28AAV1%29+in+neonatal+mice+results+in+complementary+patterns+of+neuronal+transduction+to+AAV2+and+total+long-term+correction+of+storage+lesions+in+the+brains+of+beta-glucuronidase-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol%22%5BJournal%5D)">Intraventricular brain injection of adeno-associated virus type 1 (AAV1) in neonatal mice results in complementary patterns of neuronal transduction to AAV2 and total long-term correction of storage lesions in the brains of beta-glucuronidase-deficient mice.</a> J Virol. 77 (12), 7034-7040 (2003).</li>
<li>Kim, J. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Viral+transduction+of+the+neonatal+brain+delivers+controllable+genetic+mosaicism+for+visualising+and+manipulating+neuronal+circuits+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Viral transduction of the neonatal brain delivers controllable genetic mosaicism for visualising and manipulating neuronal circuits in vivo.</a> Eur J Neurosci. 37 (8), 1203-1220 (2013).</li>
<li>McLean, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Widespread+neuron-specific+transgene+expression+in+brain+and+spinal+cord+following+synapsin+promoter-driven+AAV9+neonatal+intracerebroventricular+injection%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Widespread neuron-specific transgene expression in brain and spinal cord following synapsin promoter-driven AAV9 neonatal intracerebroventricular injection.</a> Neurosci Lett. 576, 73-78 (2014).</li>
<li>Hsu, K. M., Pratt, J. R., Akers, W. J., Achilefu, S. I., Yokoyama, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+cytomegalovirus+displays+selective+infection+of+cells+within+hours+after+systemic+administration%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gen+Virol.+90%22%5BJournal%5D)">Murine cytomegalovirus displays selective infection of cells within hours after systemic administration.</a> J Gen Virol. 90. 90 (Pt 1), 33-43 (2009).</li>
<li>Sakao-Suzuki, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aberrant+fetal+macrophage%2Fmicroglial+reactions+to+cytomegalovirus+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Clinical+and+Translational+Neruology%22%5BJournal%5D)">Aberrant fetal macrophage/microglial reactions to cytomegalovirus infection.</a> Annals of Clinical and Translational Neruology. 1 (8), 570-588 (2014).</li>
<li>Gombash Lampe, S. E., Kaspar, B. K., Foust, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+injections+in+neonatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Intravenous injections in neonatal mice.</a> J Vis Exp. (93), e52037(2014).</li>
<li>Kawasaki, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytomegalovirus+initiates+infection+selectively+from+high-level+beta1+integrin-expressing+cells+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Cytomegalovirus initiates infection selectively from high-level beta1 integrin-expressing cells in the brain.</a> Am J Pathol. 185 (5), 1304-1323 (2015).</li>
<li>Rahim, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+administration+of+AAV2%2F9+to+the+fetal+and+neonatal+mouse+leads+to+differential+targeting+of+CNS+cell+types+and+extensive+transduction+of+the+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Intravenous administration of AAV2/9 to the fetal and neonatal mouse leads to differential targeting of CNS cell types and extensive transduction of the nervous system.</a> FASEB J. 25 (10), 3505-3518 (2011).</li>
<li>Cannon, M. J., Davis, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Washing+our+hands+of+the+congenital+cytomegalovirus+disease+epidemic%5BTitle%5D)+AND+%22Bmc+Public+Health%22%5BJournal%5D)">Washing our hands of the congenital cytomegalovirus disease epidemic.</a> Bmc Public Health. 5, (2005).</li>
<li>Frenkel, L. D., Keys, M. P., Hefferen, S. J., Rola-Pleszczynski, M., Bellanti, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unusual+eye+abnormalities+associated+with+congenital+cytomegalovirus+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatrics%22%5BJournal%5D)">Unusual eye abnormalities associated with congenital cytomegalovirus infection.</a> Pediatrics. 66 (5), 763-766 (1980).</li>
<li>Becroft, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prenatal+cytomegalovirus+infection%3A+epidemiology%2C+pathology+and+pathogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Perspect+Pediatr+Pathol%22%5BJournal%5D)">Prenatal cytomegalovirus infection: epidemiology, pathology and pathogenesis.</a> Perspect Pediatr Pathol. 6, 203-241 (1981).</li>
<li>Conboy, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intellectual+development+in+school-aged+children+with+asymptomatic+congenital+cytomegalovirus+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatrics%22%5BJournal%5D)">Intellectual development in school-aged children with asymptomatic congenital cytomegalovirus infection.</a> Pediatrics. 77 (6), 801-806 (1986).</li>
<li>Fowler, K. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+outcome+of+congenital+cytomegalovirus+infection+in+relation+to+maternal+antibody+status%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">The outcome of congenital cytomegalovirus infection in relation to maternal antibody status.</a> N Engl J Med. 326 (10), 663-667 (1992).</li>
<li>Cannon, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Congenital+cytomegalovirus+%28CMV%29+epidemiology+and+awareness%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Virol%22%5BJournal%5D)">Congenital cytomegalovirus (CMV) epidemiology and awareness.</a> J Clin Virol. 46 Suppl 4, S6-S10 (2009).</li>
<li>Grassi, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microglial+nodular+encephalitis+and+ventriculoencephalitis+due+to+cytomegalovirus+infection+in+patients+with+AIDS%3A+two+distinct+clinical+patterns%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">Microglial nodular encephalitis and ventriculoencephalitis due to cytomegalovirus infection in patients with AIDS: two distinct clinical patterns.</a> Clin Infect Dis. 27 (3), 504-508 (1998).</li>
<li>Kawasaki, H., Mocarski, E. S., Kosugi, I., Tsutsui, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclosporine+inhibits+mouse+cytomegalovirus+infection+via+a+cyclophilin-dependent+pathway+specifically+in+neural+stem%2Fprogenitor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol%22%5BJournal%5D)">Cyclosporine inhibits mouse cytomegalovirus infection via a cyclophilin-dependent pathway specifically in neural stem/progenitor cells.</a> J Virol. 81 (17), 9013-9023 (2007).</li>
<li>Britt, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+cytomegalovirus%3A+propagation%2C+quantification%2C+and+storage%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Human cytomegalovirus: propagation, quantification, and storage.</a> Curr Protoc Microbiol. Chapter 14, Unit 14E 13(2010).</li>
<li>Kawasaki, H., Kosugi, I., Arai, Y., Iwashita, T., Tsutsui, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+embryonic+stem+cells+inhibit+murine+cytomegalovirus+infection+through+a+multi-step+process%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Mouse embryonic stem cells inhibit murine cytomegalovirus infection through a multi-step process.</a> PLoS One. 6 (3), e17492(2011).</li>
<li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> J Vis Exp. (65), (2012).</li>
<li>Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cutting+sections+of+paraffin-embedded+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22CSH+Protoc%22%5BJournal%5D)">Cutting sections of paraffin-embedded tissues.</a> CSH Protoc. , (2008).</li>
<li>Chi, V., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunohistochemistry%3A+paraffin+sections+using+the+Vectastain+ABC+kit+from+vector+labs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Immunohistochemistry: paraffin sections using the Vectastain ABC kit from vector labs.</a> J Vis Exp. (8), e308(2007).</li>
<li>Wilsbacher, L. D., Coughlin, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+cardiomyocyte+development+using+immunofluorescence+in+embryonic+mouse+heart%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Analysis of cardiomyocyte development using immunofluorescence in embryonic mouse heart.</a> J Vis Exp. (97), (2015).</li>
<li>Ohshima, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraperitoneal+and+intravenous+deliveries+are+not+comparable+in+terms+of+drug+efficacy+and+cell+distribution+in+neonatal+mice+with+hypoxia-ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Dev%22%5BJournal%5D)">Intraperitoneal and intravenous deliveries are not comparable in terms of drug efficacy and cell distribution in neonatal mice with hypoxia-ischemia.</a> Brain Dev. 37 (4), 376-386 (2015).</li>
<li>Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracerebroventricular+viral+injection+of+the+neonatal+mouse+brain+for+persistent+and+widespread+neuronal+transduction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction.</a> J Vis Exp. (91), e51863(2014).</li>
<li>Glascock, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+therapeutic+agents+through+intracerebroventricular+%28ICV%29+and+intravenous+%28IV%29+injection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice.</a> J Vis Exp. (56), (2011).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

In Tiermodellen, ICV, intraperitoneale, direkte Plazenta und IV-Infektionen verwendet wurden, die Pathogenese von Virusenzephalitis zu studieren. Wir konzentrierten uns auf die ICV und IV-Injektion Modelle von neugeborenen Mäusen für die Einfachheit der Verfahren und der Nutzen der direkten Injektion von Partikeln in den Zielbereich. Obwohl intraperitoneale Infektion ist eine einfache Methode, verteilt Viruspartikel systemisch über einen indirekten Prozess 5,24. Direkte plazentaren Infektion ist eine gute Met...

Wenn virale Enzephalitis zu studieren, ist die initiale Verteilung viraler Partikel sehr wichtig Krankheitsentstehung zu verstehen und virale Targets im Gehirn zu identifizieren. Die meisten Viren im Bereich von 20 bis 300 nm in der Größe, obwohl die Pandoraviren mehr als 700 nm 1 groß ist. Die Verteilung der viralen Partikel in der akuten Phase der Infektion kann auf die Größe der Partikel abhängen, die Verteilung von zellulären Rezeptoren oder die Affinität der zellulären Rezeptoren für Viren. In Tiermodellen intracerebroventricular (ICV), intraperitoneale, direkte Plazenta und intravenöse (IV) Infektionen verwendet wurden, um die Pathogenese von Virusenzephalitis zu studieren. ICV Inokulation mit dem Virus wird häufig verwendet, Zentralnervensystem (ZNS) Infektionen in Mäusen herzustellen. Studien dieser Technik berichten weit verbreitete Infektion verwendet, insbesondere von Zellen in der periventrikulären Zonen und in Regionen des Gehirns, in direktem Kontakt mit der Zerebrospinalflüssigkeit (CSF), similar zu den Wirkungen der viralen ventriculoencephalitis. Die geringe Größe des adeno-assoziierten Virus (AAV) Teilchen (20 bis 25 nm im Durchmesser) erleichtert ihre Verbreitung im Gehirn in ICV Infektionen 2-4. Die intraperitoneale 5, direkte Plazenta 6 und IV - Injektionen 7 repräsentieren hematogenic systemische Verabreichung. Das Eindringen von Viruspartikeln durch die Blut-Hirn - Schranke (BBB) ​​ermöglicht ihnen das Parenchym der neonatalen Gehirn zu erreichen, was diffuse microglial Knötchen 8,9. Cytomegalovirus (CMV) ist ein verbreitetes Virus, das das Herpes-Virus-Familie gehört. In den Vereinigten Staaten, 50% - 80% der Menschen haben CMV-Infektion durch das Alter hatte 40. CMV-Infektionen selten schädlich sind, aber Krankheiten bei Patienten mit geschwächtem Immunsystem und Föten führen. Von allen Lieferungen, 0,2% - 2% sind mit CMV 10 geboren, was zu schweren Symptomen wie Mikrozephalie, periventrikuläre Verkalkung, Kleinhirnhypoplasie, microphthalmia und Sehnervenatrophie 11,12. Des Weiteren, geistige Retardierung, Innenohrschwerhörigkeit, Sehstörungen, Krampfanfällen und Epilepsie treten bei etwa 10% der nicht-tödlich CMV-infizierten Säuglingen 13,14. ZNS-Dysfunktion ist die häufigste charakteristisches Symptom von CMV angeborene Anomalie. Mehr Kinder werden dauerhaft jedes Jahr durch kongenitale CMV als durch das Down - Syndrom, das fetale Alkoholsyndrom oder Spina bifida 15 deaktiviert. Es gibt keine Impfung gegen CMV in der Gegenwart, für ein Bedürfnis nach einem sicheren und wirksamen Impfstoff ruft. Untersuchung der Wechselwirkung von CMV-Teilchen mit ihren Rezeptoren in der frühesten Phase der Infektion ist wichtig, die Wirkung der Impfung zu verstehen. Ventriculoencephalitis und diffuse Mikroglia Knötchen sind die beiden wichtigsten pathologischen Merkmale von CMV - 16 - Enzephalitis. Es ist ungewiss, wie die CMV-Partikel (150-300 nm) in der akuten Phase der Infektion eine durch das Gehirn ausgebreitetnd, wie die Verteilung von zellulären Rezeptoren und ihre Affinität für Viren tragen zur Ausbreitung des Virus. Kawasaki et al. Haben ICV und IV Infektionen aus der Perspektive der Verteilung der Teilchen und ihre Rezeptoren (β1 Integrin) in der frühesten Phase der Infektion beurteilt. Wir haben gefunden, dass die Verbreitung von CMV - Teilchen und der Expression von β1 - Integrin gut in der frühesten Phase der Infektion sowohl ICV und IV Infektionen 8 korreliert sind. ICV-Infektion ist ein Modell der ventriculoencephalitis und IV-Infektion ist ein Modell der diffusen Mikroglia Knötchen. auf die Wirkung der Teilchengröße, viral Wechselwirkungen mit Zellrezeptoren und den Mechanismus der BBB Eindringen in das Gehirn würde nützliche Information, die die Dynamik von viralen oder fluoreszierenden Teilchen zu studieren. Das folgende Protokoll kann jede viralen Infektionen und viralen Vektor in das ZNS zu untersuchen, verwendet werden.

<table><tbody><tr><td>Tris; Tris(hydroxymethyl)- Aminomethan</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T-6791</td><td></td></tr><tr><td>HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H-1758</td><td></td></tr><tr><td>pEGFP-N1 Vektor&nbsp;</td><td>Clontech</td><td>#6085-1</td><td></td></tr><tr><td>D-Sorbit</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S-1876</td><td></td></tr><tr><td>SPHERO TM Fluoreszierendes Polystyrol Nilrot 0.04 - 0.06</td><td>Spherotech, Inc.</td><td>FP-00556-2</td><td></td></tr><tr><td>SPHERO TM Fluoreszierendes Polystyrol Nilrot 0,1 - 0,3</td><td>Spherotech, Inc.</td><td>FP-0256-2</td><td></td></tr><tr><td>SPHERO TM Fluoreszierendes Polystyrol Nilrot 1.7 - 2.2</td><td>Spherotech, inc.&nbsp;</td><td>FP-2056-2</td><td></td></tr><tr><td>10% Mausserum</td><td>DAKO&nbsp;</td><td>X0910</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6 Maus</td><td>SLC, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ICR-Maus</td><td>SLC, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Modifizierte Mikroliter-Spritzen (Serie 7000)</td><td>Hamilton Company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>35-Gauge-Nadel</td><td>Saito Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>A Wee Sight Transilluminator</td><td>Phillips Healthcare</td><td>1017920</td><td></td></tr><tr><td>O.C.T.Compound</td><td>Sakura Finetek</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>RNase A</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>R4642</td><td></td></tr><tr><td>Nonidet(R) P-40</td><td>Nacalai</td><td>25223-04</td><td></td></tr><tr><td>Citratpuffer (pH 6) x 10</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C9999-100ml</td><td></td></tr><tr><td>Pepsin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6887</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>dojindo</td><td>N001</td><td></td></tr><tr><td>Formamid</td><td>TCI</td><td>F0045</td><td></td></tr><tr><td>Dextransulfat Natriumsalz</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>42867-5G</td><td></td></tr><tr><td>Denhardt's Lösung (50x)</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>750018</td><td></td></tr><tr><td>Hefe tRNA (10 mg/ml)</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>AM7119</td><td></td></tr><tr><td>SSC 20x</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S6639</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>n-Hexan</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>296090</td><td></td></tr><tr><td>superfrost plus Glas</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>12-55-18</td><td></td></tr><tr><td>Cytokeep II</td><td>Nippon Shoji Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>FITC-konjugiertes Griffonia simplicifolia Isolektin B4</td><td>Vector Laboratories, Inc.</td><td>L1104</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Maus CD31 (PECAM-1) PE</td><td>ebioscience</td><td>12-0311</td><td></td></tr><tr><td>ProLong&nbsp; Gold</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>P36934</td><td></td></tr><tr><td>BIOREVO</td><td>KEYENCE</td><td>BZ-9000E</td><td></td></tr></tbody></table>

intracerebroventricular und intravaskuläre injektion von viruspartikeln und fluorescent microbeads in die neonatale gehirn

Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

In der Studie über die Pathogenese von Virusenzephalitis, ist die Infektion Methode kritisch. Die erste der beiden Hauptinfektionswege zum Gehirn ist die hämatogene Route, die Infektion der Endothelzellen und Perizyten des Gehirns beinhaltet. Die zweite ist die intracerebroventricular (ICV) Route. Einmal innerhalb des zentralen Nervensystems (ZNS), ausbreiten können Viren auf den Subarachnoidalraum, Meningen und Plexus über den Liquor. In experimentellen Modellen werden die frühesten Stadien der ZNS-viralen Verbreitung nicht gut charakterisiert, und es ist unklar, ob nur bestimmte Zellen zunächst infiziert sind. Hier haben wir die Verteilung von Cytomegalovirus (CMV) Teilchen während der akuten Phase der Infektion untersucht, bezeichnet als primäre Virämie nach ICV oder intravaskulären (IV) Injektion in den neonatalen Mäusegehirn. Im ICV-Injektion-Modell, 5 ul murinen CMV (MCMV) oder fluoreszierenden Mikrokugeln wurden in den lateralen Ventrikel injiziert am midpoint zwischen dem Ohr und Auge, die eine 10-ul-Spritze mit einer Nadel 27 G verwendet wird. In der IV-Injektion-Modell, eine 1-ml-Spritze mit einer 35 G-Nadel verwendet wurde. Ein Durchleuchtungs wurde verwendet, um die oberflächliche zeitliche (facial) Vene des Neugeborenen Maus sichtbar zu machen. Wir infundiert 50 ul MCMV oder fluoreszierende Mikrokügelchen in die oberflächliche zeitliche Vene. Gehirne wurden zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Injektion geerntet. MCMV - Genome wurden unter Verwendung der in situ - Hybridisierungsverfahren nachgewiesen. Fluoreszierende Mikrokügelchen oder grün fluoreszierendes Protein exprimierenden rekombinanten MCMV Partikel wurden durch Fluoreszenzmikroskopie beobachtet. Diese Techniken können auf viele andere Pathogene angewendet werden, um die Pathogenese von Encephalitis zu untersuchen.

In Untersuchungen zur Pathogenese von viralen Enzephalitis, ist die Infektion Verfahren wichtig. Die hämatogenen Weg stellt eine akute Infektion der Endothelzellen und Perizyten des Gehirns, während der ICV Route eine akute Infektion stellt über das CSF durch den Subarachnoidalraum ausbreitet, bis zu den Meningen und Plexus choroideus. Um die erste Verteilung der Partikel in akuten Enzephalitis analysieren, in - situ - Hybridisierung der MCMV Genome und die direkte Beob...

Hier beschreiben wir eine einfache Methode zur intrazerebroventrikulären und intravaskulären Injektion von Viruspartikeln oder fluoreszierenden Mikrokügelchen in das Gehirn von Neugeborenen. Das Lokalisationsmuster des Virus und der Nanopartikel konnte durch mikroskopische Auswertung oder durch in situ Hybridisierung nachgewiesen werden.

Intracerebroventricular und intravaskuläre Injektion von Viruspartikeln und Fluorescent Microbeads in die neonatale Gehirn

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Verteilung von Viruspartikeln während der akuten Infektionsphase im zentralen Nervensystem zu beobachten. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Neurovirologie zu beantworten, beispielsweise wie sich Viruspartikel im unreifen zentralen Nervensystem während der akuten Infektionsphase verteilen.Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass die anfängliche Verteilung von Viruspartikeln direkt mit dem Mikroskop mithilfe zweier einfacher Methoden beobachtet werden kann. Zum Beispiel die intrazerebroventrikuläre und die intravasale Injektion. Beginnen Sie damit, eine 10-µL-Spritze und eine Nadel mit 27 Gauge mit 70 %igem Alkohol zu sterilisieren.Anschließend fünf Mikroliter der Injektionslösung für murines Cytomegalovirus oder fluoreszierende Mikroperlen vorsichtig durch Ziehen des Spritzenkolbens in die Nadel aufziehen. Nach der Anästhesie und Immobilisierung einer PO,5-neugeborenen Maus, indem sie für drei bis vier Minuten auf Eis platziert wird, die Tiefe der Anästhesie mittels der Zehenquetschreflex-Methode bestimmen. Die Injektionsstelle an der anästhesierten Maus mit einem ungiftigen Laborstift markieren, etwa 0,7 bis 1,0 mm lateral zur sagittalen Naht und 0,7 bis 1,0 mm kaudal vom neonatalen Bregma.Dieses Diagramm zeigt die Stelle detaillierter. Markieren Sie zur Orientierung 2 mm von der Nadelspitze mit einem ungiftigen Stift. Stechen Sie anschließend die Nadel an der markierten Injektionsstelle senkrecht zur Schädeloberfläche 2 mm tief ein.Injizieren Sie dann langsam 5 Mikroliter murines Cytomegalovirus in das Seitenventrikel, ohne die Kopfhaut zu öffnen. Injizieren Sie bei einer anderen Gruppe von Mäusen 5 Mikroliter einer Lösung, die fluoreszierende Mikroperlen enthält, nach derselben Methode. Lassen Sie die Nadel nach der Injektion 10 bis 20 Sekunden lang an Ort und Stelle, um Rückfluss zu verhindern.Entfernen Sie dann langsam die Nadel. Lassen Sie die injizierten Tiere 5 bis 10 Minuten lang in einem warmen Behälter ausruhen, bis Bewegung und allgemeine Reaktionsfähigkeit wiederhergestellt sind. Befestigen Sie für die intravenöse Injektion das anästhesierte Neugeborene mit chirurgischem Klebeband am Transilluminator und visualisieren Sie anschließend die Vena temporalis superficialis.Danach unter Verwendung einer 1,5-fachen Vergr&ouml;&szlig;erungsbrille langsam 50 Mikroliter murines Cytomegalievirus mit einer 1-ml-Spritze und einer Nadel mit 35 Gauge in die Vena temporalis superficialis injizieren. Wiederholen Sie den Vorgang erneut mit fluoreszierenden Mikroperlen der geeigneten Gr&ouml;&szlig;e in der Kontrollgruppe. Nach dem Entfernen der Nadel verwenden Sie einen mit 70 % Alkohol getr&auml;nkten Mull, um Druck auf die Injektionsstelle auszu&uuml;ben, bis die Blutung gestoppt ist.Stellen Sie das Neugeborene etwa fünf Minuten lang in einen warmen Behälter, damit es sich erholen kann, bevor es in den Käfig zurückgebracht wird. Zwei Stunden nach intrazerebroventrikulärer Injektion in der akuten Infektionsphase werden grüne rekombinante M32 EGFP MCMV-Partikel hauptsächlich im Randbereich beobachtet, wie durch die Pfeile angezeigt, und im vergrößerten Bereich sichtbar. Zu diesem Zeitpunkt sind die M32 EGFP MCMV-Partikel ebenfalls im Plexus chorioideus und in der subventrikulären Zone nachweisbar.Das MCMV-Genom wird erstmals drei Stunden nach intrazerebraler Injektion in der subventrikulären Zone nachgewiesen. Mithilfe fluoreszierender und C2-Hybridisierung ist das MCMV-Genom als grüne Punkte sichtbar und wird in diesem vergrößerten Bereich durch Pfeile markiert. Drei Stunden nach intravenöser Injektion befinden sich die als grüne Punkte sichtbaren MCMV-Partikel, die durch Pfeile angezeigt werden, innerhalb und außerhalb des vaskulären Bereichs des Parenchyms, wie dieses Bild mit erhöhter Vergrößerung zeigt.Zu diesem Zeitpunkt sind die MCMV-Partikel im Plexus choroideus und in der subventrikulären Zone noch sichtbar. Mithilfe fluoreszierender und C2-Hybridisierung wird das MCMV-Genom 12 Stunden nach intravenöser Injektion im vaskulären Bereich und in den Hirnhäuten nachgewiesen. Wie durch die Pfeile angezeigt.Wenn man die Technik einmal beherrscht, kann sie bei korrekter Durchführung innerhalb von fünf Minuten durchgeführt werden. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie die Verteilung von Viruspartikeln während der akuten Phase einer Infektion im zentralen Nervensystem beobachtet werden kann. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit einem Virus äußerst gefährlich sein kann, und Vorsichtsmaßnahmen wie das Tragen von Masken und Handschuhen stets beachtet werden sollten, während dieses Verfahren durchgeführt wird.

intracerebroventricular-intravascular-injection-viral-particles

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Hier präsentieren wir die intrakranielle Injektion von AAV-Vektoren für die Fluoreszenzmarkierung von Neuronen und Gliazellen in der Sehrinde.

Intrakranielle Injektion von Adeno-assoziierte virale Vektoren

Dieser Artikel zeigt zwei sehr unterschiedliche Methoden der Injektion: 1) in das Gehirn (intracerebroventrikuläre) und 2) systemischen (intravenösen), um die therapeutischen Wirkstoffe in das zentrale Nervensystem von neugeborenen Mäusen einzuführen.

Abgabe therapeutischer Wirkstoffe durch intracerebroventrikuläre (ICV) und intravenöse (IV) Injektion in Mäuse

Steuern der Expansion von somatischen Stammzellen ist ein Hauptfaktor, was ihrer Studie und therapeutischen Verwendung. Hier beschreiben wir ein System zur zeitlich steuern Nervenstammzellen Expansion während der Entwicklung und im Erwachsenenalter, die verwendet werden, um die Zahl der Neuronen im Gehirn der Maus erzeugt erhöhen kann.

Erweiterung der embryonalen und adulten neuralen Stammzellen<em&gt; In Utero</em&gt; Elektroporation oder Viral stereotaktische Injektion

Dieses Video zeigt den intrazerebroventrikulären Injektionsprozess zur Untersuchung der Verteilung des murinen Cytomegalievirus (MCMV) im Gehirn von Neugeborenen. MCMV, das entwickelt wurde, um ein verstärktes grün fluoreszierendes Protein (EGFP) für die Sichtbarkeit zu exprimieren, wird in den lateralen Ventrikel des Gehirns eines Mäusewelpen injiziert. Das injizierte Virus zirkuliert durch die Zerebrospinalflüssigkeit und infiziert Zellen im periventrikulären Bereich, einschließlich der...

Eine intrazerebroventrikuläre Injektion zur Analyse der Verteilung des murinen Cytomegalievirus in einem neonatalen Mausgehirn

Humanen Cytomegalovirus (HCMV)-Infektion des Neugeborenen stellt eine wichtige Ursache für geistige Behinderung, aber die molekularen Ereignisse, die zum Virus-induzierten Pathogenese sind noch weitgehend unverstanden. Um die Dynamik der Infektion des Gehirns zu untersuchen, passten wir...

Verwenden Sie von<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging zur Überwachung der Progression of Experimental Maus Cytomegalovirus-Infektion bei Neugeborenen

Hier demonstrieren wir eine Technik zur weit verbreiteten neuronalen Transduktion durch intraventrikuläre Injektion von Adeno-assoziierten Viren in das neonatale Mausgehirn.  Diese Methode bietet eine schnelle und einfache Möglichkeit, eine lebenslange Expression von viral transportierten Transgenen zu erreichen.

Intracerebroventricular Viral Injektion der Neonatal Maus Gehirn für anhaltenden und verbreiteten Neuronale Transduction

Tiermodelle der pädiatrischen Erkrankung früh einsetzende und aggressiven Krankheitsprogression zu erleben. Klinisch relevante Therapieabgabe, junge Maus-Modellen kann technisch schwierig sein. Dieses Protokoll beschreibt eine nicht-invasive Methode zur intravenösen Injektion neugeborene Mäuse innerhalb der ersten zwei Tage nach der Geburt des Lebens.

Intravenöse Injektionen in neugeborenen Mäusen

Hier beschreiben wir eine Methode für den Aufbau eines Modells von Zika virusbedingte Mikrozephalie in Maus. Dieses Protokoll enthält Methoden zum embryonalen, Neugeborenen und Erwachsenen-Bühne intrazerebrale Inokulation von Zika-Virus.

Mausmodelle für Zika-Virus-induzierte neurologische Erkrankungen mit intrazerebrale Injektion Strategien etablieren: embryonale, Neugeborene und Erwachsene

Dieses Protokoll zielt darauf ab, einen reproduzierbaren venösen Verabreichungsweg zu demonstrieren, der bei Ratten und Mäusen während der gesamten Neugeborenenperiode angewendet werden kann. Dieses Verfahren ist wichtig für präklinische Studien an Nagetieren, die die Verabreichung von Medikamenten auf Neugeborenenstationen in erster Linie durch intravenöse Verabreichung widerspiegeln möchten.

Ein neonatales Nagetiermodell der retroorbitalen Veneninjektion

Das vorliegende Protokoll beschreibt Schritt-für-Schritt-Anweisungen für die Durchführung intrathekaler Injektionen bei neugeborenen Mäusen zur Geneditierung und Medikamentenabgabe.

Intrathekale Injektion von neugeborenen Mäusen zur Genomeditierung und Medikamentenverabreichung

Es wird eine neue Technik zur großflächigen Verabreichung von Adeno-assoziierten Viren beschrieben, die eine Subarachnoidalvirus-Infusion verwendet. Diese Methode gewährleistet nicht nur eine weit verbreitete Transduktion von neokortikalen Neuronen der Maus in oberflächlichen Schichten, sondern führt auch zu einer selektiven Expression des Transgens in pyramidalen Neuronen der fünften Schicht, selbst wenn ein nicht-selektiver Promotor verwendet wird.

Weit verbreitete Transduktion neokortikaler Neuronen der Maus durch Subarachnoidal-Injektion von AAV2

Erfahren Sie die intrazerebroventrikuläre und intravaskuläre Injektion von Viruspartikeln in das neonatale Mausgehirn. Diese Methode ermöglicht die direkte Beobachtung der viralen Verteilung während der akuten Infektionsphase im ZNS.

Intracerebroventricular und intravaskuläre Injektion von Viruspartikeln und Fluorescent Microbeads in die neonatale Gehirn

Weitere Videos entdecken