Name: Nicht beschränkende EEG Radiotelemetrie: epidurale und Deep Intrazerebrale Stereotaktische EEG Elektrodenplatzierung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 58 s
Description: Lernen Sie die nicht beschränkende EEG-Radiotelemetrie zur Langzeitaufzeichnung von Elektroenzephalogrammen bei frei beweglichen Nagetieren. Diese Methode ermöglicht epidurale und tiefe intrazerebrale Ableitungen für neurologische Forschung.

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Die Autoren danken Dr. Christina Ginkel (Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen, DZNE), Dr. Michaela Möhring (DZNE) und Dr. Robert Stark (DZNE) für ihre Unterstützung in der Tierzucht und Tiergesundheit. Diese Arbeit wurde finanziell unterstützt vom Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte (BfArM) Bonn, Deutschland.

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Implantierbare EEG Radiotelemetrie ist von zentraler Bedeutung , da sie eine nicht beschränkende Technik ermöglicht Versuchstiere ist ihr volles Repertoire an Verhaltens 1,3 auszuführen. Dies ist von besonderem Interesse, wie die telemetrisch Ansatz nicht nur spontane EEG-Aufzeichnungen ermöglicht, sondern auch Aufnahmen unter kognitiven Aufgaben und circadian analytische Setups, wie T-Labyrinth, radial Labyrinth, Wasserlabyrinth, Schlafentzug Aufgaben oder wenn ein EEG-Aufzeichnung ist erforderlich oder hilf...

Radiotelemetrie ist eine äußerst wertvolle methodische Ansatz für eine Vielzahl von verhaltensmäßigen und physiologischen Parameter in der bewussten, hemmungslos Tiere verschiedener Größen zu messen, insbesondere im Rahmen des EEG, EKG, EMG, Blutdruck, Körpertemperatur oder Aktivitätsmessungen 1-7. Theoretisch kann jede Spezies 3,8 unter Verwendung von implantierbaren EEG Radiotelemetrie von Labor Nagetiere wie Mäuse und Ratten zu Katzen, Hunde, Schweine und Primaten werden analysiert. Auch Fische, Reptilien und Amphibien unterliegen radiotelemetric Untersuchung 9. In den letzten zwei Jahrzehnten hat implantierbare EEG Radiotelemetrie erwiesen bei der Charakterisierung der verschiedenen transgenen Tiermodellen von menschlichen Erkrankungen wertvoll sein, wie Epilepsien, Schlafstörungen, neurodegenerative und neuropsychiatrische Störungen 7,10-12. In der Vergangenheit wurden zahlreiche methodische Ansätze physiologischen Daten einschließlich Biopotentiale von Mäusen und Ratten zu sammeln war abribed. Getragen in der Jacke Recorder Systeme, körperlichen Zwanges Methoden, nicht implantierten radiotransmitters und angebundene Systeme haben die Hauptaufmerksamkeit in der Vergangenheit 13,14 erhalten. Heutzutage sind verschiedene Systeme für radiotelemetric Implantation im Handel erhältlich. Allerdings ist eine Literatur Bildschirm zeigte auch , 29 Publikationen, die die Entwicklung von selbstgemachten radiotelemetric Systeme 15-40 beschreiben. Während hausgemachte Systeme geeignet sind, weniger teuer und mehr Nutzer angepasst, im Handel erhältliche Systeme sind geradlinig, relativ einfach zu installieren und schnell eingerichtet werden können. Implantierbare EEG hat Radiotelemetrie eine Reihe von Vorteilen im Vergleich zu konkurrierenden Techniken wie körperlichen Zwanges Methoden, getragen in der Jacke Systeme oder Fessel Ansätze. Letztere werden durch Definition zurückzuhalten, dh., Ist das Tier nicht in der Lage sich zu bewegen oder ist sein normales Verhalten beeinträchtigt. Es könnte sogar notwendig sein, das Tier für den Erwerb von Re zu betäubenhaftbar Daten. Moderne angebundenen Systeme sind jedoch wahrscheinlich weniger Halte zu sein, aber dies muss wissenschaftlich validiert werden. Radiotelemetrie auf der anderen Seite erlaubt Tiere ihr volles Repertoire an Verhaltens ohne räumlich - zeitliche Beschränkungen aufweisen , und somit wird angenommen , überlegen sind Ansätze zur Eindämmung und prädiktive der Ergebnisse, die beim Menschen 1,3 erworben werden. Es ist bekannt , für eine ganze Weile , dass die Rückhalteansätze dramatisch grundlegende physiologische Parameter verändern können, z. B. Nahrungsaufnahme, Körperkerntemperatur, Blutdruck und Herzfrequenz und körperliche Aktivität zum Beispiel 3. Tethered - Systeme stellen eine immer noch weit verbreitet klassischen Halte Ansatz 13,14. Die Elektroden, die entweder epidural oder Tief Elektroden werden im allgemeinen mit einem Miniatur-Buchse verbunden, die mit dem Schädel verankert wird. Die Buchse selbst ist für die Befestigung eines Kabels ausgesetzt, die eine relativ freie Bewegung des Tieres gestattet. Although heutzutage tethered Systeme extrem filigrane werden und hochflexibel, eine ihrer wichtigsten Nachteile ist, dass es immer noch halbRückHalte ist. Außerdem könnte es ein Risiko einer Infektion an der Elektrodenimplantationsstelle sein, da die Tiere aus ihrem Körper (Kopf) mit Ursprung alle externen Geräte zu manipulieren neigen. Obwohl drahtlose Radiotelemetrie - Technologie in verschiedenen Arten ist bereits seit Jahrzehnten in den späten 60er Jahren und hat somit existiert beschrieben worden ist , hat es erst vor kurzem eine erschwingliche, zuverlässige geworden, und relativ einfach zu bedien 10,41,42, vor allem in kleinen Labornagern solche wie Mäuse und Ratten. Kleine, implantierbare Miniatur EEG Sender sind jetzt im Handel erhältlich und können in Mäusen von mehr als 20 g (~ 10 Wochen) implantiert werden. So hat die elektro Charakterisierung von transgenen Mausmodellen insbesondere in diesen Tagen ein überwiegender Anwendungsgebiet von implantierbaren EEG Radiotelemetrie werden. Tiergröße ist nicht mehr eine absolute experimentelle schränkungention, während die Lebensdauer der Batterie Sender in der Tat ist. Trotz begrenzter Lebensdauer, sind implantierbare Sender Systeme, die die meisten Nachteile zu minimieren, um potenzielle Aufnahme assoziierten Stress durch Systeme eingeschränkt wird. Nagetiere können ihre komplette Rüstzeug der physiologischen Verhalten einschließlich Ruhe, Bewegungsaktivität (Exploration) und Schlaf (REM, Slow-Wave - Schlaf) 43,44 präsentieren. Wichtig ist , dass implantierbare Radiotelemetrie stark Tierversuche 3 zu reduzieren. Derzeit gibt es eine intensive Diskussion darüber, wie die Zahl der Versuchstiere in der Wissenschaft zu begrenzen und ihr Leiden zu verringern. Offensichtlich Tierversuche und Tiermodellen von menschlichen und tierischen Krankheiten sind von wesentlicher Bedeutung für unser Verständnis der Bottom-Line Pathophysiologie und anschließender Fortschritt in der Therapie. Darüber hinaus sind kritische Tierversuche in der Arzneimittelforschung und Entwicklung. Sie tragen wesentlich zur präklinischen / toxikologischen Untersuchungen in Arzneimittelzulassungso begehen zu Mensch und Tier Pflege. Es ist bemerkenswert, dass derzeit noch keine Alternative zur Verfügung stehen Tierforschung die komplexen pathophysiologischen Mechanismen zu verstehen, die sonst unmöglich wäre, hervorgerufen werden. Zur gleichen Zeit, das 3R, dh., Ersatz, Verringerung und Verfeinerung Strategie in der EU und den USA ermutigt die Erforschung komplementäre und alternative Methoden. Radiotelemetrie ist ein wichtiges Beispiel für eine erfolgreiche 3R-Strategie, wie es die Anzahl der Versuchstiere und ihr Leiden im Vergleich zu anderen Techniken reduzieren. Hier bieten wir eine detaillierte und zusammenhängende Schritt-für-Schritt-Ansatz eine subkutane Tasche Implantation eines Hochfrequenzsender in beiden Mäusen und Ratten durchzuführen. Diese erste Sequenz wird durch eine Beschreibung der stereotaxische epidural und tiefe intrazerebrale EEG Elektrodenpositionierung gefolgt. Besonderes Augenmerk wird auf die Wohnverhältnisse bezahlt, Anästhesie, peri- und postoperativen SchmerzenManagement und mögliche antiinfektiöse Behandlung. Der Fokus liegt auf der elektronischen 3D-Stereotaxie Ansatz zuverlässig epidurale und tiefe intrazerebrale Strukturen zielen. Wir kommentieren auch auf häufige experimentelle Tücken in EEG Elektrodenimplantation und Strategien zur Verringerung von Traumata und Optimierung der Schmerztherapie während der postoperativen Erholung. Schließlich Beispiele für Oberflächen- und Tiefen EEG-Aufzeichnungen werden vorgestellt.

<table><tbody><tr><td>Carprofen (Rimadyl VET - InjektionA2:D43sl&ouml; </td><td>Pfizer</td><td>PZN 0110208</td><td>20 ml</td></tr><tr><td>Binokulares Mikroskop mit chirurgischer Vergrößerung&nbsp;</td><td>Zeiss Stemi 2000</td><td>0000001003877, 435540000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000</td><td></td></tr><tr><td>Bulldog serrefine</td><td>F.S.T.18051-28</td><td></td> <td>28 mm</td></tr><tr><td>Cages (Macrolon)</td><td>Techniplast</td><td>1264C, 1290D</td><td></td></tr><tr><td>Kaltlichtquelle</td><td>Schott KL2500 LCD</td><td>9.705&nbsp; 202</td><td>bestellt bei Th.Geyer</td></tr><tr><td>Wattestäbchen-Applikatoren (steril)</td><td>Carl Roth&nbsp;</td><td>EH12.1</td><td></td></tr><tr><td>Dexpanthenole (Bepanthen Wund- und Heilsalbe)</td><td>Bayer</td><td>PZN: 1578818</td><td></td></tr><tr><td>Tücher (steril)</td><td>Hartmann</td><td>PZN 0366787</td><td></td></tr><tr><td>70% Ethanol</td><td>Carl Roth&nbsp;</td><td>9065.5</td><td></td></tr><tr><td>0,3%/3%ige Wasserstoffperoxid-Lösung</td><td>Sigma</td><td>95321</td><td>30%ige Stammlösung&nbsp;</td></tr><tr><td>Handschuhe (steril)</td><td>Unigloves</td><td>1570</td><td></td></tr><tr><td>Dentalglas Ionomer Zement</td><td>KentDental /NORDENTA</td><td>957 321</td><td></td></tr><tr><td>2%ige Glutaraldehydlösung</td><td>Sigma</td><td>G6257</td><td></td></tr><tr><td>Graefe Pinzettengekrümmt, gezahnt</td><td>F.S.T.</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Halsey Micro Nadelhalter-Wolframkarbid</td><td>F.S.T.12500-12</td><td></td> <td>12,5 cm</td></tr><tr><td>Sterilisator für chirurgische Instrumente auf Wärmebasis</td><td>F.S.T.</td><td>18000-50</td><td></td></tr><tr><td>Heizkissen</td><td>AEG HK5510</td><td>520010</td><td>bestellt bei myToolStore</td></tr><tr><td>Hochgeschwindigkeits-Dentalbohrer</td><td>Adeor</td><td>SI-1708</td><td></td></tr><tr><td>Irisschere extra dünn&nbsp;</td><td>F.S.T.14058-09</td><td></td> <td>9 cm</td></tr><tr><td>Betäubungsmittelsystem zur Inhalation (Isofluran)</td><td>Harvard Apparatus GmbH</td><td>34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Baxter 250 ml</td><td>PZN 6497131</td><td></td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Pfizer</td><td>PZN 07506004</td><td></td></tr><tr><td>Laktated Ringer" s Lösung (steril)</td><td>Braun</td><td>L7502</td><td></td></tr><tr><td>Lexar-Baby Schere-gerade, 10 cm</td><td>F.S.T.14078-10</td><td></td> <td>10 cm</td></tr><tr><td>Nissl Färbelösung</td><td>Armin Baack</td><td>BAA31712159</td><td></td></tr><tr><td>Nicht resorbierbares Nahtmaterial 5-0/6-0 (steril)</td><td>SABANA (Sabafil)</td><td>N-63123-45</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Covidien (Sofsilk)</td><td>S1172, S1173</td><td></td></tr><tr><td>Halsey Nadelhalter</td><td>F.S.T.12001-13</td><td></td> <td>13</td></tr><tr><td>cm Pads (steril)</td><td>ReWa Krankenhausbedarf</td><td>2003/01</td><td></td></tr><tr><td>0,9% Kochsalzlösung (NaCl, steril)</td><td>Braun</td><td>PZN:8609255</td><td></td></tr><tr><td>Skalpellklingen mit Griff (steril)</td><td>propraxis</td><td>2029/10</td><td></td></tr><tr><td>Standardmuster Pinzetten</td><td>F.S.T.11000-12</td><td>, 11000-14</td><td>12 cm und 14,5 cm Länge</td></tr><tr><td>Stahl- und Wolframelektroden parylenbeschichtet</td><td>FHC Inc., USA)</td><td>UEWLGESEANND</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktischer Rahmen</td><td>Neurostar</td><td>51730M</td><td>bestellt bei Stoelting</td></tr><tr><td>(Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tapes (steril)</td><td>BSN medical GmbH & Co. KG</td><td>626225</td><td></td></tr><tr><td>TA10ETA-F20&nbsp;</td><td>DSI</td><td>270-0042-001X</td><td>Hochfrequenz-Sender 3,9 g,&nbsp; 3,9 g, 1,9 ml, Eingangsspannungsbereich &plusMN; 2,5 mV, Kanalbandbreite (B) 1 - 200 Hz,&nbsp; Nennabtastrate (f) 1.000 Hz (f = 5B) Betriebstemperaturbereich 34 - 41 &deg; C garantierte Batterielebensdauer 4 Monate</td></tr><tr><td>TL11M2-F20EET&nbsp;</td><td>DSI</td><td>270-0124-001X</td><td>Hochfrequenz-Sender&nbsp; 3,9 g, 1,9 ml, Eingangsspannungsbereich &plusMN; 1,25 mV, Kanalbandbreite (B) 1 - 50 Hz,&nbsp; Nennabtastrate (f) 250 Hz (f = 5B) Betriebstemperaturbereich 34 - 41 &deg; C garantierte Batterielebensdauer 1,5 Monate</td></tr><tr><td>Gewebezange - 1x2 Zähne 12 cm</td><td>F.S.T.11021-12</td> <td>12</td><td>cm Länge</td></tr><tr><td>Wolframkarbid-Irisschere</td><td>F.S.T.14558-11</td><td></td> <td>11,5 cm</td></tr><tr><td>Vibroslicer 5000 MZ</td><td>Elektronenmikroskopie</td><td>Sciences 5000-005</td><td></td></tr><tr><td>Xylazin (Rompun)</td><td>Bayer</td><td>PZN: 1320422</td><td></td></tr></tbody></table>

nicht beschränkende eeg radiotelemetrie: epidurale und deep intrazerebrale stereotaktische eeg elektrodenplatzierung

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantierbare EEG Radiotelemetrie ist von zentraler Bedeutung in der neurologischen Charakterisierung von transgenen Mausmodellen von neuropsychiatrischen und neurodegenerativen Erkrankungen sowie Epilepsien. Diese leistungsfähige Technik sorgt nicht nur für wertvolle Einblicke in die zugrunde liegenden pathophysiologischen Mechanismen, dh., Der Ätiopathogenese von ZNS - bedingten Krankheiten, es erleichtert auch die Entwicklung neuer translationale, dh., Therapeutische Ansätze. Die konkurrierenden Techniken, die Verwendung von Recorder Systemen in Jacken oder angebundenen Systeme leiden an ihren unphysiologische Haltehalbhalte Charakter, radiotelemetric EEG-Aufzeichnungen überwinden diese Nachteile zu machen. Technisch ermöglicht, implantierbare EEG Radiotelemetrie für präzise und hochempfindliche Messung von epidurale und tief, intrazerebrale EEGs unter verschiedenen physiologischen und pathophysiologischen Bedingungen. Zunächst stellen wir ein detailliertes Protokoll eines gerade nach vorne, erfolgreich,schnelle und effiziente Technik für die epidurale (Oberfläche) EEG-Aufzeichnungen in hoher Qualität electrocorticograms führt. Zweitens zeigen wir , wie tief, intrazerebrale EEG - Elektroden zu implantieren, beispielsweise in dem Hippocampus (electrohippocampogram). Bei beiden Ansätzen wird ein computerisiertes 3D stereotaxische Elektrodenimplantationssystem verwendet. Der Hochfrequenzsender ist selbst in eine subkutane Tasche in beiden Mäusen und Ratten implantiert. Besonderes Augenmerk muss auch prä-, peri- und postoperativen Behandlung der Versuchstiere zu bezahlen. Die präoperative Vorbereitung von Mäusen und Ratten, geeignete Anästhesie sowie die postoperative Behandlung und Schmerzbehandlung werden im Detail beschrieben.

Dieser Abschnitt zeigt Beispiele von Oberfläche und Tiefe, intrazerebrale EEG-Aufzeichnungen erhalten. Zunächst ist festzustellen , dass Basis Aufnahmen unter physiologischen Bedingungen obligatorisch sind vor der nachfolgenden Aufnahmen folgenden zB pharmakologische Behandlung. Eine solche Basis Aufnahmen wertvolle Informationen über funktionale Interdependenz von Gehirn Rhythmik mit unterschiedlichen Verhaltenszustände oder Schlaf / zirkadianen Rhythmik bereitstellen. Hier zei...

EEG Radiotelemetrie Nichteinschränkungs ist eine wertvolle methodische Ansatz zur Aufzeichnung in vivo Langzeit Elektroenzephalogrammen von sich frei bewegenden Nagetiere. Diese detaillierte Protokoll beschreibt stereotaxische epidurale und tiefe intrazerebrale Elektrodenplatzierung in verschiedenen Hirnregionen, um eine zuverlässige Aufnahmen von ZNS-Rhythmik und ZNS im Zusammenhang mit Verhaltensstufen zu erhalten.

Nicht beschränkende EEG Radiotelemetrie: epidurale und Deep Intrazerebrale Stereotaktische EEG Elektrodenplatzierung

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Das übergeordnete Ziel dieses experimentellen Verfahrens besteht darin, Langzeitelektroenzephalogramme mit stereotaktischer epiduraler und intrazerebraler Elektrodenplatzierung in verschiedenen Hirnregionen frei beweglicher Nagetiere mittels nicht-restringierender EEG-Radiotelemetrie aufzuzeichnen. Diese Methode konnte zentrale Fragen im Bereich der systemischen Integration und Translation in der Neurowissenschaft beantworten, beispielsweise bezüglich Dysrhythmien sowie neurologischer und neuropsychiatrischer Erkrankungen, einschließlich Epilepsie. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie epidurale und tiefe intrazerebrale EEG-Aufzeichnungen von frei beweglichen Nagetieren ermöglicht, die als Tiermodelle menschlicher Erkrankungen dienen.Julien Soos, ein Doktorand aus unserem Labor, wird die Technik demonstrieren. Um die Epidural-Elektrode vorzubereiten, ziehen Sie mit der Pinzette die Spitze der Sendeleitung aus der Silikonisolierung heraus, sodass sie in einem Winkel von 90 Grad gebogen wird. Verkürzen Sie die Spitze der Leitung.Um die Tiefenelektrode vorzubereiten, ziehen Sie die Edelstahlspirale der Sendeerleitung aus der Silikonisolierung heraus, um sie freizulegen. Setzen Sie die Tiefenelektrode mechanisch in die Leitung des Senders ein. Verlöten Sie die Sendeerleitung erneut mit der Tiefenelektrode, um eine stabile Verbindung sicherzustellen.Biegen Sie die Elektrode dann um 90 Grad und kürzen Sie sie auf die erforderliche Länge. Beginnen Sie das Verfahren, indem Sie den Kopf einer vollständig anästhesierten Maus rasieren. Desinfizieren Sie anschließend die rasierte Stelle mit 70 % Ethanol und einem Jod-haltigen Abreibemittel.Platzieren Sie das Tier in Bauchlage auf einer Heizdecke, um während der Anästhesie seine Körpertemperatur aufrechtzuerhalten. Führen Sie mit einem Skalpell einen medianen Hautschnitt am Kopf von der Stirn bis zum Nacken durch. Öffnen Sie anschließend durch stumpfe Dissektion mit einer chirurgischen Schere einen subkutanen Hautsack, der am Hinterhauptschnitt beginnt und sich entlang der Seitenflanke des Tieres erstreckt.Injizieren Sie anschließend ein Milliliter 0,9 % Natriumchlorid in die subkutane Tasche. Danach bringen Sie einen Sender mit den sensorischen Elektroden, die kranial ausgerichtet sind, in die subkutane Tasche an der Flanke nahe dem ventralen Bauchbereich unter. Legen Sie das anästhetisierte Tier für diesen Eingriff auf den stereotaktischen Halterahmen.Positionieren Sie vorsichtig den Kopf mit Ohrstangen und einer Nasenklammer, sodass die kranialen metrischen Markierungspunkte Brahma und Lambda des Schädels auf gleicher Höhe liegen. Reinigen Sie danach das Periost mit Wattestäbchen, ohne die Schläfen- und Hinterhauptsmuskulatur zu beschädigen. Tragen Sie anschließend Wasserstoffperoxid auf den Schädel auf, um die kraniale Naht, Brahma und Lambda sichtbar zu machen.Bereiten Sie das 3D-stereotaktische System für die Zielkoordinaten vor. Bohren Sie die Zielöffnungen mit maximaler Geschwindigkeit und ohne Druckanwendung. Platzieren Sie die Ableitelektrode auf der Oberfläche des motorischen Kortex zur EEG-Ableitung.Danach die Elektroden mit Zahnzement fixieren, um eine starke Haftung an der zugrunde liegenden Neurokraniumschicht zu gewährleisten, und den Zement fünf Minuten lang trocknen lassen. Die epidurale Referenzelektrode auf dem Kleinhirnkortex platzieren, da dieser elektroenzephalographisch stille Bereich ist, und sie ebenfalls mit Zement fixieren. Nachdem die Bohrlöcher an den gewünschten Koordinaten gebohrt wurden, mithilfe des stereotaktischen Systems die Tiefenelektrode am vertikalen Arm der stereotaktischen Vorrichtung befestigen.Platzieren Sie die Tiefenelektrode im CA1-Bereich. Befestigen Sie die Elektrode anschließend mit Zahnzement, um eine starke Haftung an der darunterliegenden Neurokraniumschicht zu gewährleisten. Bringen Sie die epidurale Referenzelektrode auf der Kleinhirnrinde an und fixieren Sie sie ebenfalls mit Zahnzement.Lassen Sie den Zement fünf Minuten lang zum Trocknen, bevor die Inzision mit Nähten verschlossen wird. Dieses Schema zeigt, dass eine epidurale Differenzelektrode auf dem motorischen Kortex platziert wird. Eine zusätzliche intrahippocampale Differenzelektrode wird in der CA1-Region des Hippocampus platziert.Beide Pseudo-Referenzelektroden befinden sich am Kleinhirn. Dieser koronale Schnitt veranschaulicht die Lokalisation der tief intrakraniellen Elektrode zur Ableitung des Elektrohippocampagramms. Hier gezeigt ist eine vergrößerte Darstellung der tiefen EEG-Elektrode, der Sensierleitung des Hochfrequenz-Senders sowie deren Anordnung auf dem spiegelnden Schädelknochen.Diese intrahippocampalen CA1-Ableitungen stammen von Mäusen nach akuter Behandlung mit Kainsäure am ersten, dritten und fünften Tag nach der Injektion. Diese Abbildung zeigt Beispiele simultaner epiduraler und tiefer EEG-Ableitungen im Pilocarpin-Modell der mediale Temporallappenepilepsie bei Ratten. Sobald die Technik beherrscht ist, kann sie innerhalb von 30 bis 45 Minuten durchgeführt werden, abhängig von der Anzahl der zu implantierenden Elektroden und den Zielregionen, sofern sie ordnungsgemäß ausgeführt wird.Bei der Durchführung dieses Verfahrens muss besonders auf die Vitalzeichen der anästhesierten Tiere geachtet werden, da transgene und pharmakologische Maus- und Rattenmodelle menschlicher Krankheiten Unterschiede in der Anästhesieempfindlichkeit aufweisen können. Nach diesem Verfahren können weitere Verhaltens-, kognitiven und elektrophysiologischen Untersuchungen, wie beispielsweise T-Maze-, Standard-Maze-Tests oder evozierte Potenzialaufzeichnungen, durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zu beantworten, etwa wie die Rhythmik von verschiedenen funktionellen Zuständen abhängt oder sich bei wiederholter Reizexposition verändert.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man eine genaue Oberflächen- und Tiefen-EEG-Elektrodenplatzierung bei Mäusen und Ratten unter Verwendung eines dreidimensionalen stereotaktischen Geräts und implantierbarer EEG-Radiotelemetrie durchführt.

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Gleichzeitige elektroenzephalographische und lokale Feldpotentialaufzeichnungen bei einer anästhesierten Ratte

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