Name: Chirurgische Ansatz für Arteria cerebri media Occlusion und Reperfusion fokaler zerebraler Ischämie bei Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 30 s
Description: Erfahren Sie die Longa-Methode zur Induktion fokaler zerebraler Ischämie bei Mäusen mittels Arteria cerebri media Okklusion. Dieses Verfahren ermöglicht Schlaganfallforschung mit hoher Überlebensrate und reproduzierbaren Infarktvolumina.

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Diese Arbeit wurde vom National Institute of Health, dem National Heart Lung and Blood Institute (NIH und NHLBI; HL125572-01A1) und dem LSUHSC-S Start-up-Fonds an F.N.E. Gavins.

Dieses Protokoll und die im Video gezeigten Experimenten wurden von der LSUHSC-S Institutional Animal Care und Use Committee und sind in Übereinstimmung mit den Richtlinien der NIH genehmigt. HINWEIS: Männliche C57BL / 6-Mäuse mit einem Gewicht von 25 bis 29 g wurden in dieser Studie verwendet. Die Mäuse wurden auf einem Standardfutter Pellet Ernährung mit freiem Zugang zu Wasser gehalten wird, unter einem 12 Stunden Licht / Dunkel-Zyklus in einzeln belüfteten Käfigen. Das Verfahren wird unter sterilen Bedingungen mit sterilen Techniken durchgeführt werden (zB sterile Handschuhe, sterile Instrumente). 1. Präoperative Vorbereitungen <ol><li> Induzieren Anästhesie unter Verwendung einer Kombination von Ketamin (150 mg / kg) und Xylazin (10 mg / kg) intraperitoneal injiziert (ip). Überwachung der Narkosetiefe zu Fuß Prise zunächst alle 3 - 5 Minuten und alle 10 Minuten einmal Anästhesie erreicht wird. Während das Tier unter Narkose ist, verabreichen eine sterile Augensalbe Trockenheit zu verhindern. Die Anfangsdosis von Ketamin / Xylazin dauert in der Regel about 30-40 Minuten. Eine zusätzliche Dosis kann verabreicht werden, falls erforderlich, die durch das Tier als Reaktion auf einen Fuß pinch prüft wird. </li><li> Legen Mäuse in Rückenlage auf einer Temperatur Heizmatte geregelt und halten die Körpertemperatur bei 36,5 ± 0,1 ° C, die eine rektale Sonde verified verwendet. </li><li> Rasieren Sie den Hals und desinfizieren die Haut mit 70% igem Alkohol. </li></ol> 2. Occlusion der MCA (Abbildung 1) <ol><li> Machen Sie eine Mittellinie Halsschnitt mit Iris gerade Schere und einfahren (mit Retraktoren) die Weichteile der Gefäße zu belichten. </li><li> Präparieren Sie die CCA und die ECA vom umgebenden Gewebe Dumont Pinzette, ohne den Vagusnerv zu beschädigen. </li><li> Machen Sie eine temporäre Naht durch einen losen Knoten um die CCA binden mit 6-0 Seide. </li><li> Machen Sie eine permanente Naht um den Rechnungshof und die kleineren Schiffe von ihm erstreckt, durch dicht die Gefäße Ligatur (distal der Bifurkation der CCA). </li><li> Machen Sie eine Naht around die ECA proximal der CCA Gabelung. </li><li> Legen Sie eine microvessel Clip um die Arteria carotis interna (ICA) und pterygopalatinum Arterie (PPA). </li><li> Machen Sie einen kleinen Schnitt in der ECA mit Mikro Sezieren Frühjahr Schere und legen Sie eine 180 um Silizium-bestückte Monofilament. Machen der Schnitt möglichst nahe an der Naht permanent wie möglich für eine einfachere Manipulation des Filaments. </li><li> Ziehen Sie die temporären Naht um die ECA mit dem Faden eingeführt und die microvessel Clip zu entfernen. </li><li> Schneiden Sie die ECA zwischen dem Permanent, distalen Naht und dem Eintrittspunkt des Filaments Mikro Sezieren Frühjahr Schere. </li><li> Führen Sie den Faden durch die ICA, bis Widerstand zu spüren ist (ca. 9 -. 10 &amp; mgr; m über der Gabelung der CCA) in der MCA. HINWEIS: Bei zu viel Widerstand zu spüren ist, während die Mehrheit des Filaments noch sichtbar ist, haben das Filament kann die PPA eingetragen. Wenn dies der Fall ist, ziehen Sie an der Gabelung den Faden zurück, sanft Eiterh vorwärts in die ICA mit Dumont Pinzetten, und den Faden vor, bis es in der ICA sichtbar gemacht werden kann. </li></ol> 3. Reperfusion <ol><li> Nach einer 30-minütigen Okklusion Zeit, entfernen Sie den Faden durch sanft wieder mit Dumont Pinzette ziehen und den Faden um das offene Ende des ECA sichern. </li><li> Entfernen Sie die temporären Naht um die CCA durch sorgfältig die Ligatur Lockerung mit Dumont Pinzette und den Blutfluss durch die CCA wieder aufgenommen. </li><li> Schließen der Inzision mit einer kontinuierlichen chirurgisches Naht. Schließung der Haut kann durch entweder kontinuierlich oder unterbrochen Nähte erreicht werden. Hautklammern sind auch eine akzeptable Methode. </li><li> Injizieren Mäuse mit 1 ml Kochsalzlösung subkutan als Volumen Nachschub und mit den analgetischen Carprofen (5 mg / kg, sc) zur Linderung von Schmerzen und Beschwerden aus dem chirurgischen Eingriff, Zeichen, die zusätzliche Schmerzlinderung anzuzeigen, umfassen krumm erforderlich zurück, unpräparierten Mantel, verminderte Aktivität, abnormePosieren und verminderter Appetit. </li><li> Beachten Sie Mäuse in der gesamten Erholung von der Anästhesie in einem beheizten 30 ° C Käfig eine Wärmelampe geregelt einen Temperaturregler mit und legen püriert Chow in einer Petrischale auf dem Boden des Käfigs zu essen zu fördern. Die Mäuse wird ein pro Käfig während der Reperfusionszeitraums untergebracht werden. </li></ol> 4. Sham Surgery <ol><li> Gegenstand Mäuse dem gleichen Verfahren ohne die Monofilament-Insertion. </li></ol> 5. Postoperative Neurologische Ergebnisse (Tabelle 1; Abbildung 2) <ol><li> Neurologisch bewerten Mäuse nach der entsprechenden Reperfusionszeitraums einen 18-Punkte-Scoring-System unter Verwendung der allgemeinen Beurteilung; Motor; Sensorische; Propriozeption. Eine höhere neurologische Punktzahl entspricht neurologische Funktion verringert. HINWEIS: Die Mäuse, die nicht mehr reagiert und nicht in der Lage beurteilt werden, werden zu Fuß eingeschläfert werden. Weitere Kriterien für die humane Sterbehilfe beinhaltet einen Gewichtsverlust von mehr als 20%, Atmungs diStress und Infektionen rund um den OP-Bereich. Eine CO 2 Kammer wird für die Euthanasie und die physikalische Methode verwendet werden , den Tod zu bestätigen Genickbruch oder Thorakotomie sein. </li></ol> 6. Messung der Gehirninfarktvolumen (Abbildung 3) <ol><li> Induce Anästhesie eine Kombination von Ketamin mit (150 mg / kg) und Xylazin (10 mg / kg) ip-Monitor Narkosetiefe zu Fuß Prise injiziert zunächst alle 3 - 5 Minuten und alle 10 Minuten einmal Anästhesie erreicht wird. </li><li> Legen Mäuse in Rückenlage und schneiden Sie die Haut vom Bauch bis zum Hals durch das Peritoneum gefolgt Iris gerade Schere. </li><li> Heben Sie das Brustbein mit Dumont Pinzette und schneiden Sie die Rippen, um das Herz aussetzen. </li><li> Öffnen der linken und der rechten Seite der Brust unter Verwendung von zwei Paaren von Hämostatika, Belichten des Herzens. </li><li> Legen Sie eine 26 G-Nadel in einen 5-ml-Spritze in den linken Ventrikel und schneiden Sie den rechten Vorhof angebracht. Perfuse mit Raumtemperatur normaler Kochsalzlösung oder Phosphate Kochsalzlösung (PBS), bis die Flüssigkeit klar wird (in der Regel 3 bis 5 min). </li><li> Entfernen Sie den Schädel vorsichtig aus dem Gehirn entfernt Iris gerade Schere und Pinzette Dumont. </li><li> Schneiden Sie die Riechkolben und das Kleinhirn mit einer Rasierklinge aus, so dass das Gehirn in der Matrix passen. Verwenden Sie diese Matrix das Gehirn in sogar Segmente zu schneiden. Kühlen Sie die Matrix vor dem Gebrauch zu halten das Gewebe cool. Legen Sie das Gehirn in die Matrix und legen Sie es auf Eis. </li><li> Schneiden Sie das Gehirn in 2 mm koronalen Segmente mit zwei Rasierklingen. Machen Sie den ersten Schnitt mit einer Rasierklinge beginnend 2 mm von der Spitze mit und lassen Sie dieses Rasierklinge an Ort und Stelle. Machen Sie noch 2 mm hinter dem ersten Schnitt. Entfernen Sie die erste Rasierklinge mit dem Gewebe angebracht. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis alle Gewebe geschnitten worden ist. HINWEIS: Es sollte 4 - 5 Segmente, wenn Sie fertig. </li><li> Platzieren Sie die Segmente in 24-Well-Platte mit 2% 2,3,5-triphenyltetrazalium chlorid (TTC), die dann in einem flachen Wasserbad a platziertt 37 ° C für 20 min. Platzieren jedes Segment zu einem individuellen und hilft ihnen in der Reihenfolge zu halten, in der sie geschnitten wurden. Stellen Sie sicher, dass die TTC-Lösung die Gewebesegmente vollständig bedeckt. Nach 10 min drehen alle Scheiben auf. </li><li> Legen Sie eine kleine Menge von 10% Formalin in die Vertiefungen einer neuen Platte mit 24 Vertiefungen und übertragen Sie die Segmente auf diese Platte in der Reihenfolge, in der sie geschnitten wurden. </li><li> Scannen der Segmente in den Computer und analysieren die Infarktgröße als Prozentsatz des gesamten Gehirns Scheibe 6 mit ImageJ Analyse - Software (NIH 1.57 Bild Software) 6. <ol><li> Skizzieren Sie die Infarktbereich einen Bereich Messung zu erzeugen. messen Nächstes die gesamte kontralateralen Hemisphäre um den Bereich zu bestimmen. Unterteilen den Infarktbereich durch den Bereich der kontralateralen Hemisphäre und mit 100 multipliziert das Infarktvolumen zu bestimmen. </li></ol></li></ol>

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Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Seit der Gründung vor 20 Jahren, Einfügung eines Filaments der MCAo Modell für den menschlichen Schlaganfall beteiligt hat in einer großen Anzahl von Studien verwendet worden. Dies ist hauptsächlich auf die Tatsache zurückzuführen, dass es nachahmt , was klinisch in der häufigsten Form von Schlaganfall geschieht ( das heißt, ischämischer Schlaganfall). Das Striatum ist empfindlicher gegenüber Ischämie als der Großhirnrinde und als solches wird die Länge von ischämischen Zeit übersetzen in ob sowohl das Striatum...

Der Schlaganfall ist die fünfthäufigste Todesursache weltweit, mit einer Person, alle 4 Minuten von der Krankheit sterben. Über 800.000 Amerikaner erleiden einen Schlaganfall jedes Jahr, was für den Patienten nicht nur verheerend, sondern auch für ihre Familien. Der Schlaganfall ist die Hauptursache für die Erwachsenen Behinderung und die jährlichen Ausgaben geschätzt wird , in der Größenordnung von $ 36500000000 1 trotz nur sehr wenige Behandlungsmöglichkeiten werden zur Verfügung stehen. Gewebe-Plasminogen-Aktivator (tPA) ist die einzige Food and Drug Administration (FDA) Medikament für einen ischämischen Schlaganfall lizenziert. Es ist jedoch nur wirksam , wenn sie innerhalb von 3-6 Stunden nach Beginn des Hubes an Patienten verabreicht, und in diesen Fällen ist es profitiert nur 4% der Patienten 2. Daher ist es zwingend notwendig, dass reproduzierbare, klinisch relevanten Tiermodellen von Schlaganfall eingesetzt werden bei der Entwicklung von potentiellen therapeutischen Strategien und Behandlungsmöglichkeiten für diese Krankheit zu unterstützen. Es ist wichtig , dass in vitro zu beachten </em&gt; Modelle, während nützlich bei der Modellierung bestimmter Aspekte der Hirnfunktionsstörung, sind nicht in der Lage, die komplexen physiologischen Wechselwirkungen zu rekapitulieren, die im Gehirn und Peripherie nach einem Schlaganfall auftreten. Folglich sind in - vivo - Modellen wesentlich. Die häufigste Form des Schlaganfalls ist ischämischen Ursprungs, für 87% der gesamten Hübe ausmacht. Andere Hübe sind intrazerebrale Blutung (9%) und Subarachnoidalblutung (4%), und veranlasst werden am häufigsten durch einen Emboli in die Arteria cerebri media (MCA). Zurückzuführen ist dies auf die prominente Kurve an der Wurzel des MCA, die laminare Blutfluss führt in das Gehirn gestört zu werden. Der MCA ergibt sich aus der Arteria carotis interna (ICA) und Routen entlang der lateralen Sulcus, wo es Äste und Projekte zu den Basalganglien und die Seitenflächen des frontalen, parietalen und Temporallappen, einschließlich der primären motorischen und sensorischen Kortex. Der Kreis von Willis durch hinteren Hirnarterien geschaffen wirdzu den Hirnarterien und den hinteren kommuniziere Arterien verbunden. Der intraluminale Faden oder Nahtmodell MCAo ist eines der am weitesten in der Schlaganfall-Forschung eingesetzt. Allerdings gibt es ein paar verschiedene Variationen dieses Modells sind, und diese sind abhängig davon , ob die microfilament in die A. carotis externa eingeführt wird (ECA, bezeichnet die Longa Methode) 3, oder ob sie in die ICA eingeführt wird ( der so genannten Koizumi Verfahren) 4. In Koizumi Methode, die Arteria carotis communis (CCA) an der Seite der Operation verbunden werden müssen dauerhaft , wenn der Faden in der CCA zu verhindern , entfernt wird , aus dem Einschnitt Blutungen, während in Longa Methode es das ECA ist , die permanent 5 gebunden werden müssen . Hier ist die Longa Verfahren verwendet werden, wie wir denken, dass dies ein weit überlegen ist und eine klinisch relevante chirurgische Modell des ischämischen Schlaganfalls. Weiterhin ist die Verwendung eines Silizium-tipped Monofilament, insbesondere mit dem Longa Verfahren erzeugt sehrreproduzierbare MCAo zu den flamm abgestumpft Monofilamente gegenüber , die oft unvollständig Okklusion und / oder Subarachnoidalblutung 6 erzeugen. Der intraluminale Filament - Methode kann als ein Modell der permanenten oder vorübergehenden Okklusion 4,6 verwendet werden. Um die transiente Modell durchzuführen, der Faden nach einer Periode der Ischämie entfernt wird (beispielsweise 30 min, 60 min oder 2 h) und Reperfusion erlaubt zu passieren. Dieses Modell, das zu einem gewissen Grad, simuliert die Wiederherstellung des Blutflusses nach dem spontanen oder therapeutischen Intervention (zB tPA Verabreichung) einer thromboembolischen Gerinnsel in Menschen zu lysieren. Für den Dauermodell wird das Filament nur für einen bestimmten Zeitraum an Ort und Stelle gelassen (zB 24 h), so kommt es zu keiner Reperfusion. Ein weiterer Vorteil der intraluminalen Filaments Verfahrens ist die Tatsache, dass eine Kraniotomie nicht durchgeführt werden muss, so dass der Schädel intakt gelassen werden und Änderungen des intrakranialen Drucks und der Temperatur zu vermeiden. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; In diesem Video zeigen wir, wie die Longa intraluminale Glühfaden Verfahren auszuführen MCAo und Reperfusion zu induzieren. Wir zeigen auch, wie die 18-Punkte neurologischen Score durchzuführen und das Infarktvolumen unter Verwendung von 2,3,5-triphenyltetrazalium Chlorid (TTC) Färbung bestimmen.

<table><tbody><tr><td>Männliche C57BL/6 Mäuse</td><td>Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME</td><td>#000664</td><td></td></tr><tr><td>Ketaminhydrochlorid</td><td>Morris & Dickson, Shreveport, LA</td><td>67457-108-10</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Akorn, Inc, Lake Forest, IL</td><td>NADA # 139-236</td><td></td></tr><tr><td>DC Temperaturregelsystem</td><td>FHC, Bowdoin, ME</td><td>40-90-8D</td><td></td></tr><tr><td>Mini-Rektalthermistorsonde</td><td>FHC, Bowdoin, ME</td><td>40-80-5D-02</td><td></td></tr><tr><td>Heizkissen</td><td>FHC, Bowdoin, ME</td><td>40-90-2-06</td><td></td></tr><tr><td>Clippers</td><td>Amazon, Bellevue, WA</td><td>#64800</td><td></td></tr><tr><td>70%</td><td>Ethanol Worldwide Medical Products, Bristol, PA</td><td>#51011023</td><td></td></tr><tr><td>Präpariermikroskop</td><td>Olympus, Center Valley, PA</td><td>SZ40</td><td></td></tr><tr><td>Irisschere (gerade)</td><td>Fine Science Tools, Foster City, CA</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont Pinzette (45° gebogene Spitze)</td><td>Fine Science Tools, Foster City, CA</td><td>11297-00</td><td></td></tr><tr><td>Mikrogefäßclip</td><td>Fine Science Tools, Foster City, CA</td><td>18055-05</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Präparierfederschere (gerade)</td><td>Fine Science Tools, Foster City, CA</td><td>14088-10</td><td></td></tr><tr><td>Retraktoren (stumpf)</td><td>Fine Science Tools, Foster City, CA</td><td>18200-11 (Helen benutzte 17022-13)</td><td></td></tr><tr><td>Applikatoren mit Wattespitze</td><td>Fisher Scientific, Waltham, MA</td><td>23-400-100</td><td></td></tr><tr><td>Mullschwämme</td><td>Covidien, Mansfield, MA</td><td>#9023</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Seide geflochtenes chirurgisches Nahtmaterial</td><td>Braintree Scientific, Braintree, MA</td><td>SUT-S103</td><td></td></tr><tr><td>0,9% Natriumchlorid</td><td>Morris & Dickson, Lake Forest, IL</td><td>0409-4888-20</td><td></td></tr><tr><td>6-0 mittleres MCAO-Nahtmaterial (silikonkautschukbeschichtetes Monofilament)</td><td>Doccol Corporation, Sharon, MA</td><td>6023PKRe</td><td></td></tr><tr><td>Sofsilk 6-0 silikonbeschichtete geflochtene Seide</td><td>Covidien, Mansfield, MA</td><td>SUT-14-1</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Pfizer, New York, NY</td><td>NADA# 141-199</td><td></td></tr><tr><td>Puralube</td><td>Dechra, Norwich, UK</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Physitemp-Temperaturregler</td><td>Harvard Apparatus, Holliston, MA</td><td>TCAT-2AC</td><td></td></tr><tr><td>Wärmelampe</td><td>Harvard Apparatus, Holliston, MA</td><td>HL-1</td><td></td></tr><tr><td>Laser-Doppler-Sonde</td><td>AD Instruments, Colorado Springs, CO</td><td>MSP100XP</td><td></td></tr><tr><td>24-Well-Platten</td><td>Fisher Scientific, Waltham, MA</td><td>#353226</td><td></td></tr><tr><td>Phosphat gepuffert Kochsalzlösung (PBS)</td><td>Life Technologies, Carlsbad, CA</td><td>20012-050</td><td></td></tr><tr><td>Einschneidige Rasierklingen</td><td>Fisher Scientific, Waltham, MA</td><td>12-640</td><td></td></tr><tr><td>2,3,5-Triphenyltetrazaliumchlorid (TTC)</td><td>Sigma Aldrich, St. Louis, MO</td><td>T8877-50G</td><td></td></tr><tr><td>Maus-Hirn-Matrixschneider</td><td>Braintree Scientific, Braintree, MA</td><td>BS-A 5000C</td><td></td></tr><tr><td>Wasserbad</td><td>VWR, Radnor, PA</td><td>#182</td><td></td></tr><tr><td>10% Formalin</td><td>Sigma Aldrich, St. Louis, MO</td><td>HT501128-4L</td><td></td></tr><tr><td>ImageJ Analysesoftware</td><td>NIH, Bethesda, MD</td><td>kostenloser Download</td><td></td></tr><tr><td>Retractor</td><td>Medical Device Purchase, Newcastle, CA</td><td>MP-740</td><td></td></tr></tbody></table>

chirurgische ansatz für arteria cerebri media occlusion und reperfusion fokaler zerebraler ischämie bei mäusen

Surgical Approach for Middle Cerebral Artery Occlusion and Reperfusion Induced Stroke in Mice

Der Schlaganfall ist eine der häufigsten Todesursachen weltweit und ist weiterhin einer der wichtigsten Ursachen der langfristigen Erwachsenen Behinderungen zu sein. Über 87% aller Schlaganfälle sind ischämischer Ursprungs und kommen in das Gebiet der Arteria cerebri media (MCA). Derzeit ist die einzige Food and Drug Administration (FDA) zugelassene Medikament zur Behandlung dieser verheerenden Krankheit ist Gewebe-Plasminogen-Aktivator (tPA). Jedoch hat tPA ein kleines therapeutisches Fenster für die Verabreichung (3 bis 6 h) und ist nur wirksam, in 4% der Patienten, die sie tatsächlich empfangen. Aktuelle Forschungsschwerpunkte sind die Pathophysiologie des Schlaganfalls um potentielle therapeutische Targets auf das Verständnis zu finden. Somit sind zuverlässige Modelle von entscheidender Bedeutung, und die MCA-Okklusion (MCAo) Modell (auch bezeichnet als die intraluminale Faden oder Nahtmodell) gilt als die meisten klinisch relevanten chirurgischen Modell des ischämischen Schlaganfalls zu sein, und ist ziemlich nicht-invasive und leicht reproduzierbar. Typischerweise wird das MCAo Modell mit Nagetieren eingesetzt, vor allem bei Mäusen durchauf alle genetischen für diese Art verfügbaren Varianten. Hier beschreiben wir (und in dem Video), wie man erfolgreich das MCAo Modell durchführen (mit Reperfusion) in Mäusen zuverlässige und reproduzierbare Daten zu generieren.

Mäuse unterzog 30 min MCAo induzierte Hirnischämie (Abbildung 1) , gefolgt von einem Zeitraum der Reperfusion (24 h und 1 wk werden hier dargestellt, aber die Länge der Reperfusion kann variiert werden). Die Sterblichkeit bei MCAo war minimal (ca. 2%). Beitrag Ischämie, die Mortalitätsrate (innerhalb der ersten 24 Stunden) wurde um 26%. Laser - Doppler - Flußmessung wurde verwendet , um den Blutfluss Perfusion...

Um die Pathophysiologie des Schlaganfalls zu verstehen, ist es wichtig, zuverlässige Modelle zu verwenden. Dieses Papier wird eine der am häufigsten verwendeten Taktmodelle bei Mäusen beschreiben, die Arteria cerebri media Okklusion (MCAo) Modell genannt (auch bezeichnet als die intraluminale Faden oder Naht Modell) mit Reperfusion.

Chirurgische Ansatz für Arteria cerebri media Occlusion und Reperfusion fokaler zerebraler Ischämie bei Mäusen

Stroke is a leading cause of death worldwide and continues to be one of the major causes of long-term adult disabilities. About 87% of strokes are ...

Das übergeordnete Ziel der Longa-Methode besteht darin, eine Ischämie an der Wurzel der Arteria cerebri media, oder MCA, nachzubilden, da ischämische Schlaganfälle beim Menschen am häufigsten durch eine Okklusion der MCA verursacht werden. Diese Methode kann uns helfen, zentrale Fragen im Schlaganfallbereich zu beantworten, beispielsweise, wie man ein geeignetes therapeutisches Ziel für die Behandlung dieser Erkrankung finden kann. Der Hauptvorteil der Longa-Methode im Vergleich zu alternativen Techniken liegt in der Überlebensrate.Es kommt außerdem zu einer Zunahme der Interaktionen zwischen Leukozyten und endothelialen Zellen sowie des Infarktvolumens bei dieser Technik. Diese Prozedur wird Shantel Vital demonstrieren, die Leiterin meines Labors. Nach der Einleitung der Anästhesie bei einer männlichen C57 Black Six Maus gemäß dem Textprotokoll überwachen Sie die Tiefe der Anästhesie durch einen Zehenquetschtest und tragen eine sterile Augensalbe auf, um Austrocknung zu verhindern.Dann rasieren Sie den Nacken des Tieres. Legen Sie die Maus in Rückenlage auf eine temperaturgeregelte Unterlage und führen Sie eine rektale Sonde ein, um die Körpertemperatur bei 36,5 ± 0,1 Grad Celsius zu überwachen und aufrechtzuerhalten. Desinfizieren Sie anschließend die Haut mit 70 %igem Ethylalkohol.Danach mit Iris-Scheren gerade einen medianen Einschnitt machen und die Weichteile zurückklappen, um die Gefäße freizulegen. Mit Dumont-Stopfbügeln die Arteria carotis communis, oder CCA, und die Arteria carotis externa, oder ECA, vorsichtig von dem umgebenden Gewebe lösen, ohne den Nervus vagus zu verletzen. Mit 7-0-Seide eine vorübergehende Naht anlegen, indem ein loser Knoten um die CCA gelegt wird.Dann legen Sie eine dauerhafte Naht um die A. carotis externa und die davon abzweigenden kleineren Gefäße an, indem Sie die Gefäße fest abbinden. Legen Sie nun eine Naht um die A. carotis externa proximal zur Bifurkation der A. carotis communis. Platzieren Sie anschließend einen Mikrogefässclip um die Arteria carotis interna (ICA) und die Arteria pterygopalatina (PPA).Unter Verwendung von mikrodissezierenden Feder-Scheren einen kleinen Einschnitt in die A. carotis externa (ECA) so nahe wie möglich an der dauerhaften Naht vornehmen und einen 180-Mikrometer-Monofilament mit Silikonspitze einführen. Nach dem Einführen des Filaments die temporäre Naht um die ECA festziehen und die Mikrogefässklemme entfernen. Mit den mikrodissezierenden Feder-Scheren die ECA zwischen der distalen dauerhaften Naht und dem Eintrittspunkt des Filaments durchtrennen.Führen Sie das Filament durch die A. carotis interna, bis ein Widerstand in der A. cerebri media spürbar ist. Weitere Einzelheiten finden Sie im Textprotokoll. Nach einer Okklusionszeit von 30 Minuten entfernen Sie das Filament, indem Sie es vorsichtig mit Dumont-Forceps zurückziehen, und sichern die Naht um das offene Ende der A. carotis externa.Entfernen Sie die temporäre Naht um die A. carotis communis, indem Sie die Ligatur vorsichtig lösen, um die Wiederaufnahme des Blutflusses durch die A. carotis communis zu ermöglichen. Entfernen Sie die Retraktoren und schließen Sie dann die Inzision mit einer kontinuierlichen chirurgischen Naht. Injizieren Sie der Maus subkutan ein Milliliter Kochsalzlösung zur Volumenersatztherapie sowie das Analgetikum Carprofen zur Linderung von Schmerzen und Beschwerden infolge des chirurgischen Eingriffs.Beobachten Sie die Maus während der gesamten Erholungsphase von der Anästhesie in einem separaten Käfig, der auf 30 Grad Celsius beheizt ist, und stellen Sie zerkleinertes Futter in einer Petrischale auf den Käfigboden, um das Fressverhalten zu fördern. Bewerten Sie nach der entsprechenden Reperfusionszeit das neurologische Zustandbild der Mäuse mithilfe eines 18-Punkte-Bewertungssystems, bei dem die allgemeinen, motorischen, sensorischen und Propriozeptionswerte erfasst werden. Ein höherer neurologischer Wert entspricht einer verminderten neurologischen Funktion.Um das Infarctvolumen des Gehirns zu messen, nachdem die Anästhesie eingeleitet und die Narkosetiefe gemäß dem Textprotokoll überwacht wurde, platzieren Sie die Maus in Rückenlage und verwenden Sie gerade Iris-Scheren, um die Haut vom Bauch bis zum Hals zu schneiden, bevor Sie durch das Peritoneum schneiden. Heben Sie mit Dumont-Zangen das Brustbein an und durchtrennen Sie die Rippen. Öffnen Sie dann mit zwei Paar Hämorrhagieklemmen die linke und rechte Seite der Brust, um das Herz freizulegen.Führen Sie eine mit einer Fünf-Milliliter-Spritze verbundene 26-Gauge-Nadel in den linken Ventrikel ein und durchtrennen Sie das rechte Atrium. Spülen Sie dann das Herz mit Normalphysiologischer Lösung oder PBS bei Raumtemperatur, bis die Flüssigkeit klar wird. Entfernen Sie mit Iris-Scheren und Pinzette den Kopf des Tieres und entnehmen Sie das Gehirn vorsichtig aus dem Schädel.Verwenden Sie dann eine Rasierklinge, um den Riechkolben und das Kleinhirn abzuschneiden, damit das Gehirn in die Matrix passt. Nachdem die Matrix gekühlt wurde, legen Sie das Gehirn hinein und stellen es auf Eis. Machen Sie dann mit einer Rasierklinge einen ersten Schnitt im Gehirn zwei Millimeter von der Oberseite entfernt und lassen Sie die Klinge an Ort und Stelle.Mit einem zweiten Rasierklinge einen weiteren zwei Millimeter langen Schnitt hinter dem ersten durchführen. Anschließend die erste Rasierklinge zusammen mit dem daran befestigten Gewebe entfernen. Diesen Vorgang wiederholen, bis das gesamte Gewebe geschnitten ist.Platzieren Sie jedes Segment in der Reihenfolge, in der es geschnitten wurde, in eine Vertiefung einer 24-Loch-Platte, die 2 % Two, Three, Five-Triphenyltetrazoliumchlorid oder TTC enthält, und stellen Sie die Platte für 20 Minuten in ein flaches Wasserbad bei 37 Grad Celsius. Nach einer Inkubation von 10 Minuten drehen Sie die Schnitte um. Geben Sie anschließend eine kleine Menge 10 % Formalin in die Vertiefungen einer neuen 24-Loch-Platte und überführen Sie die Segmente in die Formalin-Vertiefungen, und zwar in der Reihenfolge, in der sie geschnitten wurden.Nachdem die Segmente in den Computer gescannt wurden, verwenden Sie die Bildanalyse-Software ImageJ, um die Infarktgröße als Prozentsatz des gesamten Gehirnschnitts zu analysieren, indem Sie den infarzierten Bereich umreißen, um eine Flächenmessung zu erhalten. Messen Sie anschließend die gesamte kontralaterale Hemisphäre, um deren Fläche zu bestimmen. Teilen Sie abschließend die Infarktfläche durch die Fläche der kontralateralen Hemisphäre und multiplizieren Sie das Ergebnis mit 100, um das Infarctvolumen zu ermitteln.Wie hier gezeigt, wurde die Laser-Doppler-Flussmessung verwendet, um die Durchblutung in der A. cerebri media (MCA)-Versorgungsregion vor und nach der MCA-Reperfusion zu bestätigen. Wenn die vorübergehende Ligatur der A. carotis communis nach 30 Minuten Ischämie gelöst wird, um die Entfernung des Filaments und die Reperfusion zu ermöglichen, kommt es zu einem Anstieg der Perfusion, der fünf Minuten nach Beginn der Reperfusion knapp unter 100 % der Basisperfusion lag. In dieser Tabelle sind die neurologischen Scores aufgeführt, die der Beurteilung allgemeiner, sensibler, motorischer und propriozeptiver Defizite dienen.Dieses Diagramm zeigt, dass der Wert bei 27 Mäusen nach 24 Stunden bei 12,56 ± 0,7 lag und eine Woche später mit 11,50 ± 1,5 weiterhin hoch blieb. Ein höherer neurologischer Wert steht für eine verminderte neurologische Funktion. Die Infarktvolumina wiesen nach 24 Stunden ein ähnliches Muster wie der neurologische Wert auf.Wie hier dargestellt, wiesen die Mäuse 24 Stunden nach der MCAo große Infarktvolumina auf, die sich eine Woche nach dem Schlaganfall verstärkten. Sobald die Technik beherrscht ist, kann sie bei korrekter Durchführung innerhalb von 15 Minuten durchgeführt werden. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, die Temperatur bei 36,5 Grad Celsius zu halten.Nach diesem Verfahren können auch andere Methoden durchgeführt werden, wie beispielsweise die Zäkumligatur und -punktion. Dies ermöglicht es uns, zusätzliche Fragen zu beantworten, etwa bezüglich der Auswirkungen einer Sepsis vor und nach einem Schlaganfall. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie eine Ischämie durch Einführen eines Monofilaments in die Arteria cerebri media induziert und durch dessen Entfernung eine Reperfusion ermöglicht wird.Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit Instrumenten wie Iris-Scheren und Pinzetten gefährlich sein kann, und ergreifen Sie stets entsprechende Vorsichtsmaßnahmen.

surgical-approach-for-middle-cerebral-artery-occlusion-reperfusion

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Filamentous Verschluss der mittleren Hirnarterie ist ein gemeinsames Modell für die Untersuchung einen ischämischen Schlaganfall bei Mäusen.

Modeling Stroke in Mice - Middle Zerebralarterie mit dem Filament-Modell

Wir zeigen in dem Video ein Verfahren zur Herstellung einer mittleren Zerebralarterie in erwachsenen Mäusen mit einem intraluminalen Monofilament. Wir zeigen auch, wie man das Ausmaß der Hirninfarkt von 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) Färbung zu bewerten.

Mouse Model of Middle Zerebralarterie

Der intraluminale cerebri Okklusion in Mäusen wird hier vorgestellt. Das Ausmaß der Hirninfarkt wird durch eine neurologische Partitur und Cresylviolett Färbung, eine alternative Färbung zur TTC bietet den großen Vorteil, dass sie parallel viele interessante Marker testen ausgewertet.

Maus-Modell der Intraluminal MCAO: Hirninfarkt Evaluation durch Cresylviolett Staining

Wir beschreiben ein Mausmodell für einen Schlaganfall, der durch den Verschluss der mittleren Hirnarterie mit einer silikonbeschichteten Naht induziert wird. Das Protokoll kann angewendet werden, um einen dauerhaften Verschluss oder eine vorübergehende Ischämie mit anschließender Reperfusion zu induzieren.

Die Induktion von ischämischem Schlaganfall und Ischämie-Reperfusion bei Mäusen die Mittel Artery Occlusion Technik und Visualisierung von Infarktbereich verwenden

Intraluminal Filament Okklusion der mittleren zerebralen Arterie ist das am häufigsten verwendete in Vivo Modell der experimentellen Schlaganfall bei Nagetieren. Ein alternativer chirurgischer Ansatz ermöglichen gemeinsame Halsschlagader Reparatur erfolgt hier, wodurch der Reperfusion der gemeinsame Halsschlagader und eine vollständige Reperfusion auf das mittlere zerebrale Arterie-Gebiet.

Mittlere zerebrale Arterie Okklusion so dass Reperfusion über gemeinsame Halsschlagader Reparatur bei Mäusen

Ein Maus-Modell der zerebralen Ischämie-Reperfusion wird gegründet, um die Pathophysiologie des Schlaganfalls zu untersuchen. Wir nach distal verbinden rechts mittlere zerebrale Arterie und rechts gemeinsame Halsschlagader und Blutfluss nach 10 oder 40 min der Ischämie wiederherstellen.

Zwei-Schiff Okklusion Mausmodell der zerebralen Ischämie-reperfusion

Das Protokoll zielt darauf ab, Methoden für die Enzephalomomyosynangiose - Transplantation eines vaskulären Temporalis-Muskellappens auf der Pialoberfläche des ischämischen Hirngewebes - zur Behandlung des akuten ischämischen Schlaganfalls ohne Moyamoya bereitzustellen. Die Wirksamkeit des Ansatzes bei der Steigerung der Angiogenese wird anhand eines vorübergehenden Verschlussmodells der mittleren Hirnarterien bei Mäusen bewertet.

Ein Modell für die Enzephalomyosynangiose-Behandlung nach einem durch Verschluss der mittleren Hirnarterie induzierten Schlaganfall bei Mäusen

Dieses Protokoll demonstriert ein einzigartiges Mausschlagmodell mit einem mittelgroßen Infarkt und einer ausgezeichneten Überlebensrate. Dieses Modell ermöglicht es präklinischen Schlaganfallforschern, die Dauer der Ischämie zu verlängern, gealterte Mäuse zu verwenden und langfristige funktionelle Ergebnisse zu bewerten.

Ein modifiziertes transkranielles Modell für den Verschluss der mittleren Hirnarterie zur Untersuchung von Schlaganfallergebnissen bei gealterten Mäusen

In dieser Arbeit stellen wir ein Protokoll zur Etablierung eines distalen Modells für einen Verschluss der mittleren Hirnarterie (dMCAO) durch transkranielle Elektrokoagulation bei C57BL/6J-Mäusen vor und bewerten das anschließende neurologische Verhalten und die histopathologischen Merkmale.

Induktion eines akuten ischämischen Schlaganfalls bei Mäusen mit der Technik des distalen Mittelarterienverschlusses

Dieses Protokoll beschreibt den Prozess der Vorbereitung auf die Reperfusion des Verschlusses der mittleren Hirnarterie über die Arteria carotis communis.

Eine modifizierte Modellpräparation für die Reperfusion des Verschlusses der mittleren Hirnarterie

Erfahren Sie die Longa-Methode zur Induktion fokaler zerebraler Ischämie bei Mäusen mittels Arteria cerebri media Okklusion. Dieses Verfahren ermöglicht Schlaganfallforschung mit hoher Überlebensrate und reproduzierbaren Infarktvolumina.

Chirurgische Ansatz für Arteria cerebri media Occlusion und Reperfusion fokaler zerebraler Ischämie bei Mäusen

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