Name: Reinigung von nativem Komplexe für die Strukturstudie ein Tandem Affinity Tag-Methode unter Einsatz (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 36 s
Description: Erfahren Sie die Tandem Affinity Purification zur Isolierung nativer Makromolekülkomplexe aus S. cerevisiae für strukturbiologische Studien. Diese Methode ermöglicht schnelle Aufreinigung unter physiologischen Bedingungen mit Bewertung der Strukturqualität.

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Die Autoren danken Nikolaus Grigorieff für die Unterstützung und den Rat. Wir danken Anna Loveland, Axel Brilot, Chen Xu und Mike Rigney für hilfreiche Diskussionen und EM-Anleitungen. Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation, Award No. 1157892, finanziert. Die Brandeis EM-Einrichtung wird durch den Zuschuss P01 GM62580 der National Institutes of Health unterstützt.

Hinweis: Das folgende Protokoll zur Reinigung eines Komplexes von 4 l Zellkultur entwickelt wurde, etwa 40 g Nassgewicht der Zellen. Nach der Vorbereitung sollten alle Puffer bei 4 ° C gelagert und innerhalb eines Monats nach ihrer Herstellung verwendet. Reduktionsmittel und Proteaseinhibitoren werden nur Puffer zugesetzt unmittelbar vor der Verwendung. 1. Herstellung von Gesamtzellextrakt für Tandem Affinity Purification <ol><li> Das Wachstum von S. cerevisiae - Zellen <ol><li> Streak die gewünschte TAP markiert S. cerevisiae - Stamm aus dem Speicher (-80 ° C) auf eine Hefe - Pepton Dextrose (YPD) Platte. Inkubieren für 3 - 5 Tage (30 ° C), bis Hefezellen weiß und flauschig erscheinen. </li><li> Beimpfen einen Streifen von etwa 2 mm 2 der frische Zellen von der Platte in 10 ml YPD - Medium in einem 50 ml konischen Zentrifugenröhrchen aus Polypropylen. Das Röhrchen wird bei 180 Umdrehungen pro min (UpM) über Nacht (30 m ° C). </li><li> Impfen 2 ml der überNachtkultur pro Liter YPD Medium in einem 2-L Erlenmeyer oder Erlenmeyerkolben. Schütteln bei 180 rpm (30 ° C). Überwachen Zellwachstum bei einer optischen Dichte von 600 nm (OD 600) bis zum späten logarithmischen Phase, OD 600 von 1,8 bis 2, typischerweise von 20 bis 24 Stunden. </li></ol></li><li> Ernten S. cerevisiae - Zellen <ol><li> Ernte die Zellen durch Zentrifugation bei 5.400 xg für 15 Minuten (4 ° C). </li><li> Schnell den Überstand dekantieren und halten Zellen bei 4 ° C oder auf Eis. </li><li> Suspend jeden Liter Zellpellet mit 2 ml gekühlt Lysis-Puffer (10 mM Tris-HCl, pH 8,0; 300 mM NaCl; 10 mM KCl; 0,2 mM EDTA, pH 8,0; 5 mM Imidazol, pH 8,0; 10% Glycerin; 0,1% v / v NP-40). Suspend-Zellen durch Verwirbelung und / oder Wiederholungs Pipettieren 10 ml serologische Pipette. Hinweis: Die Bedeutung von NP-40, wie es komplexe Qualität und Nachreinigung Analyse bezieht sich auf unten diskutiert wird. </li><li> Übertragen Sie die Zellsuspension in eine leere 50 ml konischen Polypropylen-Zentrifugenröhrchen kept auf Eis. Waschen Sie jeden Zentrifugenflasche mit weiteren 2 ml gekühlt Lysepuffer und fügen Sie in der 50-ml-Röhrchen zur Zellsuspension. </li><li> Bestimmen das Naßgewicht Zellpellet durch das Rohr mit einem Gewicht und das Gewicht des leeren Rohrs sowie die hinzugefügte Lysis Buffer subtrahieren. Hinweis: Ein Liter Zellkultur eine OD 600 von 1,8 mit ca. 10 g. </li><li> Erstellen eines Bad aus flüssigem Stickstoff in einem 50 ml konischen Polypropylen-Zentrifugenröhrchen. Zeichne suspendierten Zellen in eine 5 ml Spritze. Schließen Sie eine 16 G-Nadel an der Spritze. Einfrieren der Zellsuspension, indem sie durch die Spritze / Nadel vorbei Zelle zu erzeugen, &quot;Tröpfchen&quot;. Gefriergeschwindigkeit sollte etwa 1 min / ml betragen. </li><li> Lagerung tiefgefroren Zell Tröpfchen (-80 ° C) oder zur Lyse stattfindet. </li></ol></li><li> Lyse von Zellen und Lysate Klärung <ol><li> Lyse der Hefezellen mit einer Kaffeemühle. Lyse Zellen acht bis neun Mal mit 25 sec platzt Schleifen, während die C Schüttelnoffee Mahlwerk. Vor der Verwendung vorge kühlen Sie die Kaffeemühle mit flüssigem Stickstoff. Alle zwei Runden von Schleifen, eine flache Schicht aus flüssigem Stickstoff zu der Mühle hinzufügen und verdampfen lassen. </li><li> Rühren Sie mit einem flüssigen Stickstoff gekühlt Spatel nach Bedarf Zellen von Verklumpung zu halten. Vorsicht geboten Auftauen von Zellen zu verhindern, die in Zell Verklumpung führen kann. Die Zellen sollten als feines weißes Pulver nach Lyse erscheinen. Eine maximale Zellpellet von 4 l Hefekultur (~ 40 g) geschliffen zu einer Zeit sein. Hinweis: Beobachtungen in Bezug auf Verfahren der Lyse werden im Folgenden erörtert. </li><li> Beurteilen Sie den Grad der Zell-Lyse einer Zählkammer oder alternative Zelle Zählmethode verwendet. Um eine angemessene Analyse liefern, nehmen Sie die folgenden Beispiele: (1) vor der Lyse; (2) nach vier Runden der Lyse; und (3) nach Lyse. Um diese Proben zu überprüfen, nehmen Sie eine kleine Menge an Zellen mit einem flüssigen Stickstoff gekühlt Spachtel und in ein 1,5-ml-Röhrchen. </li><li> Sobald Zellen aufgetaut werden, Pipette 5 ul Zellenund mit 495 &amp; mgr; l Wasser mischen. Wenn 40-60% Lyse von Zellen beobachtet wird, mit dem nächsten Schritt im Protokoll verfahren. Hinweis: Anmerkungen hinsichtlich Wirkung von langen Perioden der Lyse werden im Folgenden erörtert. </li><li> Sobald eine angemessene Lyse beobachtet wird, zu speichern lysierten Zellen (-80 ° C) oder mit dem nächsten Schritt fortfahren. </li><li> Bereiten zwei 50 ml konischen Polypropylen-Zentrifugenröhrchen mit jeweils 15 ml Lysis-Puffer, bestehend aus 1 mM Phenylmethansulfonylfluorid (PMSF), 1 mM Dithiothreitol (DTT) und eines handelsüblichen Cocktail von Proteaseinhibitoren. Hinweis: Wenn signifikante Proteolyse beobachtet wird, die Verwendung eines Protease-defiziente Stamm betrachten. </li><li> Verwenden Sie ein mit flüssigem Stickstoff gekühlt Spachtel das gefrorene lysierte Zell Pulver in die vorbereiteten 50-ml-Röhrchen zu schöpfen. Fügen Sie die Zelle Pulver / Feststoff schrittweise zu dem Lysepuffer, sowohl ein Reduktionsmittel und Protease-Inhibitor (en) enthält. </li><li> Drehen Sie die 50-ml-Röhrchen vorsichtig bei RT, um aufzutauen / die Zellen aufzulösen, sondern auch Blasen Bildung zu verhindern. EINs die Zelle Pulver / Feststoff löst, zusätzliche Zelle fest / Pulver hinzufügen. </li><li> Füllen Sie jede der beiden 50-ml-Röhrchen, bis jeweils etwa 20 g Zellen hat oder alle hinzugefügten Zellen. Weiter Auftauen / Auflösung, bis es keine gefrorenen Zellklumpen in den 50-ml-Röhrchen beobachtet werden. Dies sollte etwa 50 Minuten dauern. </li><li> Zentrifugieren des suspendierten Zelllysat für 20 Minuten bei 25.000 × g (4 ° C). Gut lysierten Zellen kann eine kleine Menge von schwarzem Niederschlag aufweisen. </li><li> Übertragen Sie die 50 ml Überstand Ultrazentrifugenröhrchen auf Polycarbonat (26,3 ml-Röhrchen verwendet wird) und dann werden 10 &amp; mgr; l 200 mM PMSF zu jeder vollen Rohr. </li><li> Zentrifuge für 1 Stunde bei 100.000 × g (4 ° C). Vier Schichten sollte sichtbar sein, von unten nach oben: (1) eine harte klare Pellet, ribosomale Komplexe enthält; (2) eine weiche lipidreichen Pellet; (3) eine große, klare gelb-gefärbten Schicht die meisten der Zelle lösliche Proteine ​​und Komplexe enthalten; und (4) eine &quot;schuppig&quot; Deckschicht, bestehend aus Lipiden. </li><li> Führen Sie alle subsequent Schritte in einem kalten Raum (4 ° C). Entfernen Sie so viel von der Spitze &quot;schuppig&quot; Lipidschicht wie möglich eine 1 ml-Pipette und entsorgen. Verwenden Sie eine 10 ml serologische Pipette die meisten der gelbe, klare Schicht zu erholen. </li><li> Recover die letzten paar ml dieser Schicht mit einer 1 ml Pipette stören die beiden unteren Schichten zu vermeiden. 40 g Nasszellpellet wird in etwa 48 ml der mittleren Schicht typischerweise gewonnen und 8 ml der Lipidschicht entfernt / verworfen. Hinweis: Säulenreinigung Fluss stark durch die Anwesenheit von Lipiden behindert wird, die auch die Qualität des Komplexes verringern kann, wie unten diskutiert. </li></ol></li></ol> 2. Spalte Reinigungsschritt 1: IgG-Chromatographie <ol><li> Resin Equilibrierung und Bindung <ol><li> Bereiten Sie eine 300 ul IgG Sepharose Aufschlämmung 40 g Zellpellet. Schneiden Sie das Ende einer 1 ml Pipettenspitze Pipettieren der Aufschlämmung zu erleichtern. Wash / äquilibrieren die IgG-Harz drei Mal, jedes Mal mit 5 ml IgGD150 BuffeR (10 mM Tris-HCl, pH 8,0; 150 mM NaCl; 150 mM KCl; 1 mM MgCl 2; 5 mM Imidazol, pH 8, 0,1% v / v NP-40, 1 mM DTT, ein Protease - Inhibitor - Tablette pro 50 ml Volumen). <ol><li> Spin bei 160 xg (4 ° C) zwischen den Wäschen zu pelletieren und zu entfernen Überstand. </li></ol></li><li> Drehen, um die IgG-Harz mit der mittleren Phasenüberstand und zwei Mini Protease-Inhibitor Tabletten pro 40 g der Zellen, einen entsprechenden Rotator, 2 Stunden (4 ° C) verwendet wird. Dies ist die IgG-Batch-Lösung. </li><li> Bereiten Sie zwei 10 ml Poly-Prep-Säulen für die Verwendung durch das Ende der Säule Schneiden eines flachen Schnitt zu erzeugen. Um die Verpackung und Waschen der Säule durch Schwerkraftfluss zu beschleunigen, laden ein Maximum von 200 ul gepackten IgG-Harz oder ~ 25 ml der IgG-Batch-Lösung pro 10 ml-Säule. </li><li> Gießen Sie die IgG batch-Lösung in die Säule gegeben und durch die Schwerkraft zu sedimentieren. Wenn Sedimentation länger dauert als 30 min, da die meisten wahrscheinlich Lipid Kontamination, wenn die mittlere Phase aus der Zentrifuge t erholtUBEs. </li><li> Waschen Sie die gepackten Säule mit vier aufeinanderfolgenden 10 ml-Volumina von IgGD150 Buffer. </li></ol></li><li> Auf Spalte TEV - Spaltung <ol><li> Verschließen Sie den Boden der Säule und 1 ml IgGD150 Puffer und 100 ul TEV-Protease (0,6 mg / ml Lager, mutierten Variante S219V von TEV produziert in-house). Verschließen Sie den Kopf der Kolonne und mischen für 20 min (18 ° C) mit einem Thermomischer bei 750 Umdrehungen pro Minute schütteln. Resuspendieren Harz und 20 min wieder mischen, noch einmal wiederholen für insgesamt 1 Stunde Inkubation. Hinweis: Es ist wichtig, auf ein Minimum Zeit der Inkubation zu halten. </li><li> Liefert die Säule auf 4 ° C und Eluieren des Protein / Komplex durch die Schwerkraft. Eluieren der Totraumvorrichtung mit zusätzlichen 200 ul IgGD150 Buffer. </li></ol></li></ol> 3. Spalte Reinigung Schritt 2: Calmodulin-Affinitätschromatographie <ol><li> Resin Equilibrierung und Bindung <ol><li> Bereiten 200 ul Calmodulin-Affinitätsharz pro 40 g Zellpelletieren. Das Harz wird dreimal, jedes Mal mit 5 ml Calmodulin Bindungspuffer (10 mM Tris-HCl, pH 8,0; 150 mM NaCl; 10 mM KCl; 1 mM MgCl 2; 5 mM Imidazol, pH 8; 2 mM CaCl 2; 0,1 % v / v NP-40; 10 mM β-Mercaptoethanol) bei 160 xg (4ºC) zentrifugiert für jede Wäsche zu pelletieren. </li><li> Zu je 1 ml IgG-Eluat, fügen Sie 3 Volumen Calmodulin Bindungspuffer. Um die Calciumspiegel konstant zu halten, fügen CaCl 2 und β-Mercaptoethanol für das Fehlen dieser Bestandteile in der IgG - Elution zu berücksichtigen. Endkonzentrationen sollte 2 mM CaCl 2 und 10 mM β-Mercaptoethanol sein. </li><li> Fügen Sie die Probe auf das Harz und Calmodulin binden, für 1 Stunde (4 ° C) unter Verwendung eines Rohr-Rotator. </li></ol></li><li> Verpackung und Eluieren von Calmodulin Harz <ol><li> Bereiten Sie eine 2 ml Poly-Prep-Säule pro 100 ul Calmodulin Aufschlämmung durch das Ende der Säule Schneiden einer flachen Öffnung zu schaffen. Legen Sie nicht mehr als 100 &amp; mgr; l Calmodulin Slurry pro column die Menge des Harzes, die Probe in Kontakt mit während der Elution kommt, zu minimieren. </li><li> Packen Sie die Spalte durch die Schwerkraft und waschen das Harz in der Säule dreimal mit 5 ml Calmodulin Bindungspuffer. </li><li> Eluieren Protein unter Zugabe von 200 ul Calmodulin Elutionspuffer (10 mM Tris-HCl, pH 8,0; 150 mM NaCl; 10 mM KCl; 1 mM MgCl 2; 5 mM Imidazol, pH 8,0, 4 mM EGTA, pH 8,0; 0,08% v / v NP-40; 10 mM β-Mercaptoethanol). Wiederholen sechsmal die Zugabe von 200 ul Calmodulin Elutionspuffer. </li><li> Für Elutionen 1 bis 3, um das Volumen auf die Säule übernehmen und das Eluat sofort sammeln. Zur Elution 4 dichten den Boden der Säule und Inkubation mit Elutionspuffer für 2,5 min und dann entsiegeln und ermöglichen es durch die Schwerkraft zu eluieren. Zur Elution 5, 5 min inkubieren und dann entsiegeln und ausströmen. Zur Elution 6, 10 min inkubieren und dann entsiegeln und ausströmen. Hinweis: Die Integrität des Komplexes kann variieren zwischen Eluierungen / Fraktionen (siehe repräsentative Ergebnisse Abschnitt) &lt;./ Li&gt; <li> Dialysiere Eluierungen 2 bis 6 einzeln über Nacht eine geeignete Mikrodialyseverfahren. Dialysieren um die Fraktionen gegen Dialysepuffer (10 mM Tris-HCl, pH 8,0; 150 mM NaCl; 10 mM KCl; 1 mM MgCl 2; 5 mM Imidazol, pH 8; 10 mM β-Mercaptoethanol). Hinweis: NP-40 nicht nennenswert weitergeben, wenn überhaupt, durch die Dialysemembran. </li></ol></li></ol> 4. Nachreinigung Analysen Komplexe Qualität beurteilen <ol><li> Nativen Gel und Silberfärbung <ol><li> Bereiten Sie ein 4 - 16% Fertig nativen Gel zur Analyse des Komplexes gemäß den Anweisungen des Herstellers. Verwenden eines geeigneten Molekulargewicht-Proteinstandards und Last 15 ul von jedem der dialysierten Calmodulin Elution / Fraktionen auf das Gel. </li><li> Elektrophorese, das Gel bei 150 V für etwa 3 Stunden (4 ° C). </li><li> Silberfärbung des Gels, die Qualität von jedem der sechs Elutionen zu beurteilen. Alternativ dazu können Sie ebenso sensible GeschäftsFluoreszenzfarbstoff (en). In diesem Stadium ist die Konzentration des Komplexes wahrscheinlich unterhalb der Nachweisgrenze für die Coomassie-Blau-Färbung. </li></ol></li><li> Zusätzliche Gel - Analyse - Methoden <ol><li> Um Protein durch Western Blot erkennen, zu lösen des Komplexes durch SDS oder native PAGE und die Sonde dann das Gel für die Calmodulin-Bindungspeptid (CBP) Epitop ein TAP-Tag Antikörper gemäß den Anweisungen des Herstellers verwendet wird. </li><li> Verwendung eines spezifischen Fluoreszenzfarbstoff (e), bestätigen das Vorhandensein und die Integrität des Proteins und / oder Nukleinsäure in einer TAP gereinigten Komplexes. Achten Sie darauf, dass keine spektrale Überlappung zwischen diesen Flecken festgestellt wird. </li></ol></li><li> Negative Stain Elektronenmikroskopie Visualisierung <ol><li> Verwenden Sie kontinuierliche Kohlenstoff Gitter glow-entladen bei -15 mA für 30 Sekunden, innerhalb von 30 Minuten von komplexen Anwendung. </li><li> Bewerben 3 ul TAP gereinigt Komplex (typischerweise bei einer Konzentration von 1 nM) auf Gitter. Inkubieren für eine Minute. Blot fROM mit der Seite des Gitters überschüssigen Puffer zu entfernen. </li><li> Wasche zweimal mit 20 &amp; mgr; l Tropfen entionisiertes Wasser. Side-Blot zwischen Wäschen. </li><li> Bewerben Gitter auf eine 50 &amp; mgr; l Negativfärbung Tropfen und Inkubation für eine min. Färbung mit Uranylacetat (2%) oder Uranyl-formiat (0,75%) empfohlen. Achtung: Uranylsalzen und Lösungen sind schwach radioaktiv und enthalten Schwermetall. Diese sollten mit Sorgfalt und alle Materialien bearbeitet werden, die mit diesen Lösungen in Kontakt kommt, sollte der folgenden institutionellen empfohlen Abfallrichtlinien entsorgt werden. </li><li> Wenden Sie Gitter in ein frisches 50 ul negativen Fleck Tropfen, ohne Blotting. Inkubieren für eine min, dann Seite Blot, und schließlich an der Luft trocknen und zu visualisieren. </li></ol></li><li> Cryo - Elektronenmikroskopie (Kryo-EM) Visualisierung <ol><li> Führen Kryo-EM mit TAP gereinigten Komplex, obwohl Optimierung erforderlich sein kann, gemäß dem Protokoll des Herstellers. Hinweis: Das Vorhandensein von Reinigungsmittel in hohen Konzentrationen may behindern Fortschritt und wird unten diskutiert. </li></ol></li></ol> 5. Komplexe Speicher <ol><li> Vorbereiten Complex für Storage <ol><li> Konzentriere das komplexe, falls erforderlich, unter Verwendung eines zentrifugalen Filters ein geeignetes Molekulargewicht cut-off für den Komplex ist. Spin bei 14.000 × g für 1 min-Schritten, bis die gewünschte Konzentration erreicht ist. Hinweis: NP-40-Konzentration wird in Konzentration erhöhen während die Konzentration, da es nicht durch den Filter noch Dialysemembran nicht passieren. </li><li> Blitzeis der Komplex in 30 ul Aliquots in flüssigem Stickstoff oder Trockeneis gekühlt Ethanol-Bad und dann bei -80 ° C. </li></ol></li><li> Optional Nachreinigung Entfernung von Waschmittel </li></ol> Hinweis: Die Anwesenheit eines Detergens, wie NP-40 und in einer Konzentration über der von seiner kritischen Mizellenkonzentration behindern oder inhibieren Fortschritt für einige Anwendungen. Die Folgen der Entnahme aus dem Protocol sowie Austausch mit anderen Additiven oder Cosolventien werden im Folgenden erörtert. Wenn kein NP-40 erwünscht ist, ist eine Option für die Entfernung einer kommerziellen Anwendung zu verwenden, beispielsweise Bio-beads. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Pre-Equilibrat im Handel erhältlichen Waschmittel absorbierenden Perlen in Dialysepuffer. Mischen Sie fünf Perlen pro 30 ul-Komplex (in der Regel bei 10 nM Konzentration). </li><li> Inkubieren ins Gleichgewicht gebracht Perlen aus Schritt 5.2.1 mit TAP gereinigt Komplex für 15 Minuten auf Eis. Verwenden Komplex innerhalb weniger Stunden nach dem Entfernen des Waschmittels. </li></ol>

<ol><li>Gavin, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+organization+of+the+yeast+proteome+by+systematic+analysis+of+protein+complexes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Functional organization of the yeast proteome by systematic analysis of protein complexes.</a> Nature. 415 (6868), 141-147 (2002).</li>
<li>Rigaut, G., Shevchenko, A., Rutz, B., Wilm, M., Mann, M., Seraphin, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+generic+protein+purification+method+for+protein+complex+characterization+and+proteome+exploration%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">A generic protein purification method for protein complex characterization and proteome exploration.</a> Nature Biotechnology. 17 (10), 1030-1032 (1999).</li>
<li>Puig, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+tandem+affinity+purification+%28TAP%29+method%3A+A+general+procedure+of+protein+complex+purification%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">The tandem affinity purification (TAP) method: A general procedure of protein complex purification.</a> Methods. 24 (3), 218-229 (2001).</li>
<li>Vaillancourt, P., Zheng, C. F., Hoang, D. Q., Breister, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Affinity+purification+of+recombinant+proteins+fused+to+calmodulin+or+to+calmodulin-binding+peptides%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Affinity purification of recombinant proteins fused to calmodulin or to calmodulin-binding peptides.</a> Methods Enzymol. 326, 340-362 (2000).</li>
<li>Braisted, A. C., Wells, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimizing+a+binding+domain+from+protein+A%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Minimizing a binding domain from protein A.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 93 (12), 5688-5692 (1996).</li>
<li>Kapust, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tobacco+etch+virus+protease%3A+mechanism+of+autolysis+and+rational+design+of+stable+mutants+with+wild-type+catalytic+proficiency%5BTitle%5D)+AND+%22Protein+Eng%22%5BJournal%5D)">Tobacco etch virus protease: mechanism of autolysis and rational design of stable mutants with wild-type catalytic proficiency.</a> Protein Eng. 14 (12), 993-1000 (2001).</li>
<li>Nallamsetty, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+site-specific+processing+of+fusion+proteins+by+tobacco+vein+mottling+virus+protease+in+vivo+and+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Protein+Expr+Purif%22%5BJournal%5D)">Efficient site-specific processing of fusion proteins by tobacco vein mottling virus protease in vivo and in vitro.</a> Protein Expr Purif. 38 (1), 108-115 (2004).</li>
<li>Ghaemmaghami, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+analysis+of+protein+expression+in+yeast%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Global analysis of protein expression in yeast.</a> Nature. 425 (6959), 737-741 (2003).</li>
<li>Howson, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Construction%2C+verification+and+experimental+use+of+two+epitope-tagged+collections+of+budding+yeast+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Comp+Funct+Genomics%22%5BJournal%5D)">Construction, verification and experimental use of two epitope-tagged collections of budding yeast strains.</a> Comp Funct Genomics. 6 (1-2), 2-16 (2005).</li>
<li>Cox, D. M., Du, M., Guo, X., Siu, K. W., McDermott, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tandem+affinity+purification+of+protein+complexes+from+mammalian+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechniques%22%5BJournal%5D)">Tandem affinity purification of protein complexes from mammalian cells.</a> Biotechniques. 33 (2), 267-268 (2002).</li>
<li>Gully, D., Moinier, D., Loiseau, L., Bouveret, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+partners+of+acyl+carrier+protein+detected+in+Escherichia+coli+by+tandem+affinity+purification%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">New partners of acyl carrier protein detected in Escherichia coli by tandem affinity purification.</a> FEBS Lett. 548 (1-3), 90-96 (2003).</li>
<li>Tharun, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Purification+and+analysis+of+the+decapping+activator+Lsm1p-7p-Pat1p+complex+from+yeast%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Purification and analysis of the decapping activator Lsm1p-7p-Pat1p complex from yeast.</a> Methods Enzymol. 448, 41-55 (2008).</li>
<li>Xu, X., Song, Y., Li, Y., Chang, J., Zhang, H., An, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+tandem+affinity+purification+method%3A+an+efficient+system+for+protein+complex+purification+and+protein+interaction+identification%5BTitle%5D)+AND+%22Protein+Expr+Purif%22%5BJournal%5D)">The tandem affinity purification method: an efficient system for protein complex purification and protein interaction identification.</a> Protein Expr Purif. 72 (2), 149-156 (2010).</li>
<li>Cheng, Y., Grigorieff, N., Penczek, P. A., Walz, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Primer+to+Single-Particle+Cryo-Electron+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A Primer to Single-Particle Cryo-Electron Microscopy.</a> Cell. 161 (3), 438-449 (2015).</li>
<li>Gottschalk, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comprehensive+biochemical+and+genetic+analysis+of+the+yeast+U1+snRNP+reveals+five+novel+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22RNA%22%5BJournal%5D)">A comprehensive biochemical and genetic analysis of the yeast U1 snRNP reveals five novel proteins.</a> RNA. 4 (4), 374-393 (1998).</li>
<li>Neubauer, G., Gottschalk, A., Fabrizio, P., Seraphin, B., Luhrmann, R., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+the+proteins+of+the+yeast+U1+small+nuclear+ribonucleoprotein+complex+by+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Identification of the proteins of the yeast U1 small nuclear ribonucleoprotein complex by mass spectrometry.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 94 (2), 385-390 (1997).</li>
<li>Lucast, L. J., Batey, R. T., Doudna, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+purification+of+a+stable+form+of+recombinant+tobacco+etch+virus+protease%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechniques%22%5BJournal%5D)">Large-scale purification of a stable form of recombinant tobacco etch virus protease.</a> Biotechniques. 30 (3), 544-546 (2001).</li>
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Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die TAP-Methode verwendet zwei Tags, die eine Notwendigkeit für strenge und selektive Bindung an ein Affinitätsharz mit dem Wunsch, in der Nähe von physiologischen Lösung Bedingungen aufrechtzuerhalten leichen. Diese Balance dient, mit zusammenwirkenden Faktor (en) für die Nachreinigung Charakterisierung stabile Wechselwirkung (en) des markierten Proteins zu bewahren. Darüber hinaus markiert einzelne TAP ORFs von einer kommerziellen Quelle erhältlich sind, so dass man jeden Hefestamm mit einem markierten Proteins für je...

Viele wichtige zelluläre Prozesse werden 1 von großen Protein- und Protein-RNA - Komplexen durchgeführt. Ein wesentlicher Engpass biophysikalische und strukturelle Untersuchungen solcher Komplexe zur Durchführung wird sie in geeigneter Qualität (dh Homogenität) und in einer geeigneten Konzentration zu erhalten. Isolieren eines Komplexes aus einer natürlichen Quelle hat viele Vorteile, einschließlich der Beibehaltung relevanten posttranskriptionales und / oder translationale Modifikationen von Untereinheiten und die richtige komplexe Montage sicherstellt. Jedoch sind große Zellkomplexe oft in einer Zelle bei einer niedrigen Kopienzahl und die Reinigung müssen unter nahezu physiologischen Bedingungen sehr leistungsfähig und treten komplex Integrität sicherzustellen aufrechterhalten wird. Reinigung eines Komplexes aus einer eukaryotischen Quelle ist eine besondere Herausforderung und kann finanziell untragbar sein. So Strategien oder Methoden, die eine homogene komplexe effiziente und ergeben sind sehr erwünscht. Eine Strategie, die warerfolgreiche einheimische Komplexe aus eukaryotischen Zellen für ihre anfängliche Charakterisierung bei der Reinigung ist die Tandem Affinity Purification (TAP) Methode 2,3. Die TAP - Methode wurde zunächst mit zusammenwirkenden Faktor (en) 2 ein natives Protein aus der Bäckerhefe (S. cerevisiae) in Komplex zu reinigen , erdacht. Die TAP-Methode zwei Tags verwendet, jedes Tag in tandem mit dem gleichen Protein-kodierenden Gensequenz fusioniert. Die Tags wurden so ausgewählt, dass eine Notwendigkeit für enge und selektive Bindung an ein Affinitätsharz mit dem Wunsch, in der Nähe von physiologischen Lösung Bedingungen aufrechtzuerhalten auszubalancieren. Diese Balance dient, mit zusammenwirkenden Faktor (en) für die Nachreinigung Charakterisierung stabile Wechselwirkung (en) des markierten Proteins zu bewahren. Die genomisch integriert TAP-Tag am Ende (C-terminal) einer Protein-kodierenden Gens plaziert wurde, und bestand aus einer Sequenz, codierend für ein Calmodulin bindendes Peptid (CBP), gefolgt von einer Protein - ein Zusatz von etwas mehr als 20 kDa zu dem markierten Eiweiß. CBP ist kurz, 26 Aminosäuren und durch die ~ 17 kDa Protein Calmodulin (CaM) in Gegenwart von Calcium mit einem K D in der Größenordnung von 10 -9 M 4 erfasst. Das Protein A-Tag größer ist, bestehend aus zwei Wiederholungen von 58 Resten mit einer kurzen Linker zwischen den Wiederholungen. Jeweils 58 Aminosäure repeat wird durch Immunglobulin G (IgG) mit einer K D ~ 10 -8 M 5 erfasst. Zwischen diesen beiden Tags wurde eine Erkennungsstelle für TEV - Protease eingebaut, eine Endopeptidase aus dem Tabakätzvirus 6,7. Wie in Figur 1 dargestellt ist , in der ersten Affinitätsschritt des Verfahrens wird die TAP - Protein markiert ist mit einem IgG - Harz über das Protein A gebunden Das markierte Protein , das durch Spaltung an der Säule bei der Zugabe von TEV - Protease eluiert, ortsspezifisch zu spalten zwischen die beiden Tags. Dies ist ein notwendiger Schritt, da die Interaktion von IgG und Protein A ist sehr stark und nur hinreichend unter denaturierenden Lösungsbedingungen gestört werden kann. In Ermangelung eines Protein : Tag wird das Protein zu CaM Harz in Gegenwart von Calcium gebunden und aus diesem Harz unter Zugabe des Metallionenchelator EGTA (Ethylenglykoltetrasäure) (Abbildung 1) eluiert. Bald nach der Einführung des TAP - Methode, es in einer groß angelegten Studie verwendet wurde , eine &quot;Karte&quot; der komplexen Wechselwirkungen in S. zu erzeugen cerevisiae 8. Wichtig ist markiert, als Folge dieser Bemühungen eine ganze Hefe-TAP Tagged Open Reading Frame (ORF) Bibliothek sowie einzelne TAP ORFs 9 von einer kommerziellen Quelle erhältlich sind. Somit kann man jede Hefestamm mit einem markierten Proteins für jede Hefe-Komplex erhalten. Die TAP - Verfahren angetrieben auch Modifikationen oder Variationen des TAP - Tag, einschließlich: seine Verwendung zur Reinigung von Komplexen aus anderen eukaryotischen als auch Bakterienzellen 10,11; der Entwurf eines &quot;Split - Tag&quot;, bei dem das Protein A und CBP auf verschiedene Proteine ​​12 platziert sind; und tags verändert, um so die Notwendigkeit des Prüfers, wie Empfindlichkeit des Komplexes zu Ca 2+ oder EGTA 13 aufzunehmen. Jüngste Fortschritte in sowohl Instrumentierung und Methodik haben zu erheblichen Fortschritten bei der Anwendung der Elektronenmikroskopie (EM) führte zur Strukturbestimmung, die zu hohen, in der Nähe von atomarer Auflösung Bilder von makromolekularen Komplexen 14 geführt. Die erreichbare Auflösung eines Komplexes von EM bleibt jedoch, die von der Qualität des Komplexes untersucht. Diese Studie hat die TAP - Tag Ansatz genutzt von S. zu reinigen cerevisiae die U1 snRNP, ein 18-Untereinheit (~ 0,8 MDA) geringer Kopienzahl Ribonukleoproteinkomplex , die Teil des Spliceosoms 15,16 ist. Eine Reihe von Schritten wurden unternommen, um diesen Komplex zu reinigen, so daß sie homogen und einer ausreichenden Konzentration vorliegt. Potenzielle Probleme in verschiedenen Stadien der Reinigung begegnet werden beschrieben und Strategien chall zu überwinden ergriffenEnges hervorgehoben. Durch die sorgfältige Bewertung und Schritte bei der Reinigung zu optimieren, gereinigt das U1 snRNP ist von einer Qualität und einer Menge geeignet für negative Färbung und Elektronen Kryo (Kryo-EM) Studien. Eine optimierte TAP Methode Protokoll für die Reinigung von nativen Komplexe für Strukturuntersuchungen wird hier beschrieben.

<table><tbody><tr><td>S. cerevisiae TAP-getaggter Stamm</td><td>Open Biosystems</td><td>YSC1177</td><td>Dies ist der primäre Hefestamm, der zur Entwicklung des TAP-Protokolls verwendet wurde. Sein Hintergrund ist S288C: ATCC 201388: MATa, his3&Delta; 1, leu2&Delta; 0, met15&Delta; 0, ura3&Delta; 0, SNU71::TAP::HIS3MX6</td></tr><tr><td>Kaffeemühle</td><td>Mr. Coffee</td><td>IDS77</td><td>Wird für die Zelllyse</td></tr><tr><td>verwendet Hämozytometer, Bright Line</td><td>Hausser Scientific</td><td>3120</td><td>Wird verwendet, um die Zelllyse</td></tr><tr><td>zu beurteilen JA 9.100 Zentrifugenrotor&nbsp;</td><td>Beckman Coulter, Inc.</td><td></td><td>Wird zur Ernte der Hefezellen</td></tr><tr><td>JA 20 Festwinkel-Zentrifugenrotor</td><td>Beckman Coulter, Inc. verwendet.</td><td></td><td>Wird verwendet, um den Zellextrakt von unlöslichem Zellmaterial</td></tr><tr><td>zu reinigen Ti 60 Festwinkelzentrifugenrotor</td><td>Beckman Coulter, Inc.</td><td></td><td>Wird verwendet, um den löslichen Zellextrakt weiter zu reinigen</td></tr><tr><td>Thermomixer</td><td>Eppendorf</td><td>R5355</td><td>Temperaturgesteuerter Schüttler</td></tr><tr><td>Novex Gelsystem</td><td>Thermo Fisher Scientific&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>IgG-Harz</td><td>GE Healthcare</td><td>17-0969-01</td><td>Sepharose 6 schnell fließendes</td></tr><tr><td>Calmodulin-Harz</td><td>Agilent Technologies, Inc.</td><td>214303</td><td>Affinitätsharz</td></tr><tr><td>Proteasehemmer Cocktail, Mini-Tabletten</td><td>Sigma Aldrich</td><td>589297</td><td>Mini cOmplete ultra EDTA-freie Tabletten</td></tr><tr><td>Protease-Inhibitor-Cocktail, große</td><td>Tabletten Sigma Aldrich</td><td>5892953</td><td>cOmplete ultra EDTA-freie Tabletten</td></tr><tr><td>Phenylmethansulfonylfluorid (PMSF)</td><td></td><td></td><td>Gelöst in Isopropanol</td></tr><tr><td>2 ml Bio-Spin-Säule</td><td>Bio-Rad Laboratorien, Inc.</td><td>7326008</td><td>Wird zum Verpacken und Waschen der Calmodulin-Säule</td></tr><tr><td>10 ml Poly-Prep-Säule</td><td>Bio-Rad Laboratories, Inc. verwendet.</td><td>7311550</td><td>Wird zum Verpacken und Waschen des IgG-Harzes verwendet</td></tr> Precast <tr><td>native PAGE Bis-Tris Gele</td><td>Life Technologies</td><td>BN1002</td><td>Novex NativePAGE Bis-Tris 4 - 16% vorgefertigte Polyacrylamid-Gele NativeMark</td></tr><tr><td>Proteinstandard</td><td>Thermo Fisher</td><td>Scientific LC0725</td><td>Ungefärbter Proteinstandard für native PAGE. Belastung 7,5 &mu; L für ein silberbeflecktes Gel und 5 &mu; l für ein SYPRO Rubin gefärbtes Gel</td></tr><tr><td>Precast SDS PAGE Bis-Tris Gele</td><td>Life Technologies</td><td>NP0321</td><td>Novex Nu-PAGE Bis-Tris 4 - 12% vorgefertigte Polyacrylamid-Gele&nbsp;</td></tr><tr><td>PageRuler Proteinstandard</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>26614</td><td>Ungefärbter Proteinstandard für Western Blotting</td></tr><tr><td>SDS Laufpuffer</td><td>Life Technologies</td><td>NP0001</td><td>1x NuPAGE MOPS SDS Buffer</td></tr><tr><td>TAP Antikörper</td><td>Thermo Fisher Scientific</td> CAB1001 <td>Primärer Antikörper gegen CBP-Tag</td><td></td></tr><tr><td>Sekundärer Antikörper</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>31341</td><td>Ziegen-Anti-Kaninchen-Phosphatase, konjugiert BCIP</td></tr><tr><td>/NBT</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>34042</td><td>5-Brom-4-chlor-3-indolyl-phosphat/nitroblaues Tetrazolium&nbsp;</td></tr><tr><td>Dialaysis-Einheiten</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>88401</td><td>Slide-A-Lyzer Mini-Dialyseeinheiten</td></tr><tr><td>Zentrifugalfiltereinheiten, 100 kDa MWCO</td><td>EMD Millipore</td><td>UFC5100008</td><td>Amicon Ultra-0.5 Zentrifugalfiltereinheit mit Ultracel-100-Membran</td></tr><tr><td>Reinigungsmittelabsorbierende Kügelchen</td><td>Bio-Rad Laboratories, Inc.</td><td>1523920</td><td>Bio-bead SM-2 Absorptionsmittel</td></tr><tr><td>SYBR Green II</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>S-7564</td><td>Fluoreszenzfarbstoff für die Nukleinsäurefärbung, bei der Detektion mit vorhandenem SYPRO Ruby eine Anregungswellenlänge von 488 nm und eine Emissionswellenlänge von 532 nm verwenden</td></tr><tr><td>SYPRO Ruby</td><td>Molekulare Sonden</td><td>S-12000</td><td>Fluoreszenzfarbstoff für die Proteinfärbung, bei der Detektion mit SYBR Green II wird eine Anregungswellenlänge von 457 nm und eine Emissionswellenlänge von 670 nm verwendet</td></tr>. <tr><td>Kupfergitter</td><td>Elektronenmikroskopie</td><td>Wissenschaften G400-CP</td><td></td></tr></tbody></table>

reinigung von nativem komplexe für die strukturstudie ein tandem affinity tag-methode unter einsatz

Purification of Native Complexes for Structural Study Using a Tandem Affinity Tag Method

Affinitätsreinigung Ansätze wurden erfolgreich für Proteomik Charakterisierung zu isolieren nativen Komplexe. Strukturelle Heterogenität und ein gewisses Maß an Heterogenität der Zusammensetzung eines Komplexes nicht behindern in der Regel Fortschritte in solchen Studien durch. Im Gegensatz dazu ist ein Komplex für die strukturelle Charakterisierung bestimmt sind, sollten in einem Zustand gereinigt werden, die sowohl kompositionell und strukturell homogener als auch in einer höheren Konzentration als für die Proteomik erforderlich ist. Seit kurzem gibt es für die Strukturbestimmung großer makromolekularer Komplexe in der Anwendung von Elektronenmikroskopie signifikante Fortschritte. Dies hat das Interesse an Ansätzen erhöhte auf native Komplexe von ausreichender Qualität und Quantität für die Strukturbestimmung mittels Elektronenmikroskopie zu reinigen. Die Tandem Affinity Purification (TAP) Verfahren optimiert wurde , um eine 18-Untereinheit, ~ 0,8 MDa ribonucleoprotein Montage von Bäckerhefe (Saccharomyces cerevisiae) zu extrahieren und zu reinigen </em&gt; geeignet für negative Färbung und Elektronen Kryo-Mikroskopie. Hierbei wird detailliert die an die TAP-Methode vorgenommenen Änderungen, die Gründe für diese Änderungen vorgenommen haben, und die Ansätze für eine kompositorisch und strukturell homogenen Komplex Assay genommen.

Eine modifizierte TAP Methode wurde verwendet , von S. zu reinigen cerevisiae die U1 snRNP, einen 18-Untereinheit Ribonukleoproteinkomplex. Eine anfängliche TAP Reinigung des Komplexes nach dem veröffentlichten Protokoll 2,3 ergab einen Komplex, der heterogene erschienen, die Migration als drei Bänder auf einem silbergefärbten nativen Polyacrylamidgel (2A). Mehrere Runden der Optimierung des TAP - Methode ergab einen Komplex, der in erster Li...

Die Methode der Tandem-Affinitätsreinigung (TAP) wurde ausgiebig verwendet, um native Komplexe aus zellulärem Extrakt, hauptsächlich eukaryotisch, für die Proteomik zu isolieren. Hier stellen wir ein TAP-Methodenprotokoll vor, das für die Aufreinigung von nativen Komplexen für Strukturstudien optimiert ist.

Reinigung von nativem Komplexe für die Strukturstudie ein Tandem Affinity Tag-Methode unter Einsatz

Affinity purification approaches have been successful in isolating native complexes for proteomic characterization. Structural heterogeneity and a degree ...

Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls besteht darin, einen nativen makromolekularen Komplex in geeigneter Qualität für biophysikalische Untersuchungen zu reinigen. Dieses Protokoll dient nicht nur als Methode zur Reinigung eines Komplexes, sondern auch als detaillierte Anleitung zur Beurteilung der strukturellen Qualität der Probe während der Reinigung. Der Hauptvorteil dieses Protokolls liegt darin, dass es möglich ist, eine native Assemblierung unter nahezu physiologischen Pufferbedingungen einfach und schnell zu reinigen, um so eine homogene Zusammensetzung sicherzustellen.Nach der Zentrifugation von S.cerevisiae-Zellen und dem Absaugen des Überstands gemäß dem Textprotokoll zwei Milliliter gekühlten Lysepuffer hinzufügen und den Pellet durch Schwenken und/oder unter Verwendung einer 10-Milliliter-Serologischen Pipette suspendieren. Die Zellsuspension in ein leeres 50-Milliliter-Kegel-Polypropylen-Zentrifugenröhrchen, das auf Eis steht, überführen. Anschließend jedes Zentrifugenglas mit weiteren zwei Millilitern gekühltem Lysepuffer ausspülen und die Lösung dem 50-Milliliter-Röhrchen hinzufügen.Nach der Bestimmung der Feuchtemasse des Zellpellets ein Flüssigstickstoffbad in und um einen 50-Milliliter-Kegel-Polypropylen-Zentrifugenröhrchen anlegen. Anschließend die suspendierten Zellen in eine 5-Milliliter-Spritze aufziehen und eine Kanüle mit 16 Gauge an die Spritze anschließen. Danach die Zellsuspension einfrieren, indem sie mit einer Geschwindigkeit von etwa einem Milliliter pro Minute durch die Spritze und die Kanüle in das Bad gegeben wird, um Tröpfchen zu erzeugen.Um die Hefe-Zellen zu lysieren, kühlen Sie zunächst eine Kaffeemühle mit flüssigem Stickstoff vor. Geben Sie anschließend bis zu 40 Gramm Hefe-Zellen hinzu und mahlen Sie 25 Sekunden lang, wobei der Vorgang acht bis neun Mal wiederholt wird. Es wird empfohlen, nicht mehr als 10 Liter Zellkultur gleichzeitig aufzubereiten.Dies verkürzt die Reinigungszeit und gewährleistet, dass die strukturelle Integrität des Komplexes erhalten bleibt. Nach jeweils zwei Zerkleinerungszyklen eine dünne Schicht flüssigen Stickstoffs zum Zerkleinerer hinzufügen und verdunsten lassen. Um Zellagglomeration zu vermeiden, verhindern Sie das Auftauen der Zellen, indem Sie die Zellen mit einem mit flüssigem Stickstoff gekühlten Spatel umrühren.Nach der Lyse sollten die Zellen wie ein feines weißes Pulver erscheinen. Nach Überprüfung der Zelllyse und Vorbereitung des Pufferlösungsansatzes mit PMSF, DTT und Proteaseinhibitoren gemäß dem schriftlichen Protokoll, verwenden Sie einen mit flüssigem Stickstoff gekühlten Spatel, um das gefrorene, lysierte Zellpulver schrittweise in die vorbereiteten 50-Milliliter-Röhrchen mit Puffer zu überführen. Bei jeder Zugabe drehen Sie die 50-Milliliter-Röhrchen vorsichtig bei Raumtemperatur, um das Zellmaterial langsam aufzutauen und aufzulösen sowie die Bildung von Blasen zu vermeiden.Während die Zellen auflösen, weiteres Zellpulver hinzufügen. Nachdem alle Zellen zugegeben wurden, das Auftauen und Auflösen der Zellen fortführen, bis keine gefrorenen Zellklumpen mehr in den Röhrchen sichtbar sind. Dies sollte ungefähr 50 Minuten dauern.Zentrifugieren Sie anschließend das Zelllysat bei 25.000 × g und vier Grad Celsius für 20 Minuten. Nach dem Lysevorgang der Zellen und der Zentrifugation können Sie eine kleine dunkle Schicht im unlöslichen Pellet beobachten. Überführen Sie den Überstand in Polycarbonat-Ultrazentrifugenröhrchen und geben Sie 10 µL 200 mM PMSF zu jedem vollen Röhrchen hinzu.Zentrifugieren Sie die Proben bei 100.000 × g und vier Grad Celsius für eine Stunde. Am Ende des Zentrifugierens sollten vier Schichten sichtbar sein: Ein hartes, klares Pellet, das hauptsächlich ribosomale Komplexe enthält; ein weiches, lipidreiches Pellet; eine große, klare, gelblich gefärbte Schicht, die den Großteil der löslichen Proteine und Komplexe der Zelle enthält; sowie eine schuppige oberste Schicht, die aus Lipiden besteht.Entfernen Sie in einem kalten Raum bei vier Grad Celsius mit einer Ein-Milliliter-Pipette so viel wie möglich von der oberen, schuppigen Lipidschicht und entsorgen Sie diese. Mit einer 10-Milliliter-Serologischen Pipette heben Sie den größten Teil der klaren, gelben Schicht ab. Anschließend heben Sie mit einer Ein-Milliliter-Pipette, um die unteren beiden Schichten nicht zu stören, die letzten Milliliter dieser Schicht ab.Aus 40 Gramm feuchtem Zellpellet werden typischerweise etwa 48 Milliliter der mittleren Schicht gewonnen. Nach der Herstellung von IgG-Sepharose gemäß dem Textprotokoll wird das IgG-Harz mit dem mittleren Phasenüberstand und zwei Mini-Proteaseinhibitor-Tabletten pro 40 Gramm Zellen vermischt. Anschließend wird die Mischung zwei Stunden bei vier Grad Celsius auf einem Rotator inkubiert.Dies ist die IgG-Batch-Lösung. Bereiten Sie zwei 10-Milliliter-Polyprep-Säulen vor, indem Sie die Enden der Säulen abschneiden, um eine ebene Öffnung zu erzeugen. Gießen Sie 24 Milliliter der suspendierten IgG-Harzschlämme oder Batch-Lösung in jede Säule und lassen Sie diese durch Schwerkraft sedimentieren. Dies entspricht 200 Mikroliter gepacktem IgG-Harz. Wenn die Sedimentation länger als 30 Minuten dauert, könnte die mittlere Phase durch Lipide kontaminiert worden sein. Sobald die Sedimentation abgeschlossen ist, spülen Sie die gepackte Säule mit vier aufeinanderfolgenden 10-Milliliter-Mengen IgG-D150-Puffer.Um die Spaltung durch das Tobacco Etch Virus (TEV)-Protease auf der Säule durchzuführen, verschließen Sie das untere Ende der Säule und geben ein Milliliter IgG-D150-Puffer und 100 Mikroliter TEV-Protease hinzu. Verschließen Sie das obere Ende der Säule und mischen Sie 20 Minuten lang in einem Thermomischer bei 750 U/min und 18 Grad Celsius. Lösen Sie das Harz erneut auf und mischen Sie weitere 20 Minuten lang.Anschießend erneut aufnehmen und die 20-minütige Mischung ein drittes Mal wiederholen. Die Säule anschließend bei vier Grad Celsius platzieren und den Proteinkomplex durch Schwerkraft eluieren. Danach 200 Mikroliter IgG D150 hinzufügen, um das Totvolumen zu eluieren.Nach der Herstellung des Calmodulin-Affinitätsharzes gemäß dem Textprotokoll das Calmodulin-Bindungspuffer und die Probe zum Harz geben und mit einem Röhrchenrotator bei vier Grad Celsius eine Stunde lang inkubieren. Pro 100 Mikroliter Calmodulin-Suspension eine zweimilliliter-Polyprep-Säule vorbereiten, indem das Ende der Säule abgeschnitten wird, um eine ebene Öffnung zu erzeugen. Das Protokoll beschreibt spezifische Puffer- und Säulenvolumina, die so gewählt sind, dass der Komplex konzentriert bleibt und seine Verweilzeit auf dem Harz minimiert wird.Wenn das Kulturvolumen geändert wird, empfiehlt es sich, die Harz- und Puffermengen der Schwerkraftsäulen entsprechend anzupassen. Packen Sie die Säule mit nicht mehr als 100 Mikrolitern Calmodulin-Suspension und waschen Sie das Harz dreimal mit jeweils 5 Millilitern Calmodulin-Bindungspuffer durch Schwerkraft. Eluieren Sie das Protein dreimal mit jeweils 200 Mikrolitern Calmodulin-Elutionspuffer.Danach verschließen Sie das untere Ende der Säule, geben 20 Mikroliter Elutionspuffer hinzu und inkubieren für 2,5 Minuten, bevor Sie den Verschluss öffnen und das Protein durch Schwerkraft eluieren lassen. Verschließen Sie das untere Ende der Säule erneut und geben 200 Mikroliter Elutionspuffer hinzu, bevor Sie fünf Minuten lang inkubieren. Anschließend öffnen Sie das untere Ende der Säule und eluieren die Lösung.Bei der sechsten und letzten Elution wird das untere Ende der Säule verschlossen und 10 Minuten mit Elutionspuffer inkubiert. Anschließend wird die Säule geöffnet und eluiert. Führen Sie die Analyse nach der Reinigung durch und lagern Sie die Proben gemäß dem Textprotokoll. Wie hier gezeigt, ergab eine anfängliche TAP-Reinigung des Komplexes nach einem veröffentlichten Protokoll ein Komplex, der als drei Banden in einem silbergefärbten Gel wanderte. Mehrere Optimierungsrunden der TAP-Methode liefern uns einen Komplex, der als einzelne Bande in einem nativen Gel wanderte, was auf eine homogenere Zusammensetzung hinweist. In Übereinstimmung mit dem Ergebnis des nativen Gels detektierte die Westernblot-Analyse unter Verwendung eines TAP-Antikörpers gegen den Komplex, der gemäß dem veröffentlichten Protokoll gereinigt wurde, eine Proteolyse des TAP-markierten Proteins SNU-71.Modifikationen der TAP-Methode reduzierten die Menge an Proteolyse deutlich, da nahezu alle 17 Proteine im U1-snRNP-Komplex mittels SDS-PAGE aufgetrennt und durch Multimassenspektrometrie eindeutig identifiziert wurden. Die Elektronenmikroskopie mit negativer Färbung zeigt monodisperse Partikel nach einer erfolgreichen Aufreinigung nach dem ersten und zweiten Schritt der TAP-Methode. Im Gegensatz dazu werden keine Partikel der korrekten Größe beobachtet, wenn die Aufreinigung nicht erfolgreich ist.Die endgültige Qualität des Komplexes wurde anhand eines Rasens gereinigter Partikel beurteilt, der hier dargestellt ist und im rohen Negativkontrast-EM-Bild monodispers erscheint. Zusätzlich zeigen Klassenmittelwerte der Partikel deutliche Merkmale, was darauf hindeutet, dass die Probe möglicherweise für eine strukturelle Untersuchung geeignet ist. Nach Beherrschung der Methode kann dieses Protokoll innerhalb von 10 bis 12 Stunden nach dem Auftauen des gefrorenen lysierten Zellpulvers abgeschlossen werden.Während der Durchführung dieses Protokolls ist es wichtig sicherzustellen, dass alle Lösungen frei von Proteasen und Nukleasen sind, und zudem schnell zu arbeiten, um eine Aggregation oder Dissoziation des Komplexes zu verhindern. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie verstehen, wie man einen nativen Komplex in geeigneter Qualität für strukturelle Untersuchungen reinigt, sowie wie man überprüft, ob dies erfolgreich erreicht wurde.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

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Protein-Komplexe katalysieren wichtige zelluläre Funktionen. Detaillierte funktionelle und strukturelle Charakterisierung von vielen wesentlichen Komplexe erfordert rekombinante Herstellung. MultiBac ein Baculovirus / Insektenzellen-System insbesondere zur Expression von eukaryontischen Proteinen und ihren Komplexen zugeschnitten. MultiBac wurde als Open-Access-Plattform, und Standard Operating Procedures entwickelt, um seinen Nutzen zu maximieren implementiert.

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Es wird ein Verfahren zur effizienten Reinigung von Doppel Strep-tag-Fusionsproteine ​​und deren Komplexe spezifisch auf modifizierte Streptavidin beschrieben (Strep-Tactin)-Harz kovalent mit Bis (sulfosuccinimidyl) suberat (BS3) vernetzt. Das Verfahren hat die Vorteile der schnellen Geschwindigkeit, gute Zielprotein Recovery und hohe Reinheit und ist mit nachfolgender Analyse durch Massenspektrometrie kompatibel.

Ein-Schritt-Reinigung von Twin-Strep-markierten Proteine ​​und ihre Komplexe auf Mit Bis (Sulfosuccinimidyl) Strep-Tactin Resin Vernetzte suberat (BS3)

Hier beschreiben wir Protokolle Säugerzellen durch Solid-State-Fräsen bei einer kryogenen Temperatur zu stören, um einen Zellextrakt aus der resultierenden Zelle Pulver produzieren, und Proteinkomplexe von Interesse durch Affinitätseinfangen auf Antikörper-gekoppelten Mikrometer-Maßstab paramagnetischen Perlen zu isolieren.

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Wir beschreiben hier eine neuartige, robuste und effiziente Methode zur Tandem-Affinitätsreinigung (TAP) zur Expression, Isolierung und Charakterisierung von Proteinkomplexen aus eukaryotischen Zellen. Dieses Protokoll könnte sowohl für die biochemische Charakterisierung diskreter Komplexe als auch für die Identifizierung neuartiger Interaktoren und posttranslationaler Modifikationen verwendet werden, die ihre Funktion regulieren.

Tandem Affinity Purification von Proteinkomplexen aus eukaryotischen Zellen

Verfahren zur Stabilisierung und Trenn nativen Proteinkomplexe aus unmodifizierten Gewebelysat gekoppelt, um ein Amin-reaktives Protein Vernetzers unter Verwendung von auf eine neuartige zweidimensionale Polyacrylamid-Gelelektrophorese (PAGE) -System dargestellt.

Multimer-PAGE: Ein Verfahren zum Erfassen und Auflösen von Proteinkomplexen in biologischen Proben

Hier stellen wir Protokolle für die Affinitätsreinigung von Proteinkomplexen und deren Trennung durch blaue native PAGE, gefolgt von Proteinkorrelationsprofilierungs freie quantitative Massenspektrometrie Label. Diese Methode ist nützlich Interaktom in verschiedene Proteinkomplexe zu lösen.

Auflösen von Affinity Purified Protein-Komplexen von Blue native PAGE und Protein Correlation Profilieren

Wir stellen Ihnen hier eine bewährte und getestete Protokoll für die Reinigung der Chloroplasten Import Proteinkomplexe (TOC-TIC-Komplex) mit der TAP-Tag. Das einstufige Affinität-Isolierung-Protokoll kann potenziell auf jedem Protein angewendet werden und verwendet werden, um neue Interaktionspartner identifizieren durch Massenspektrometrie.

Affinitätsreinigung der Chloroplasten Translocon Proteinkomplexe mit dem TAP-Tag

Dieser Artikel stellt ein Verfahren zur Affinitätsreinigung eines humanen rekombinanten Proteins, der Lappen-Endonuklease 1 (FEN1), vor, das mit einem 6X-Histidin-Tag markiert wurde. Das Protokoll beinhaltet die Verwendung von zwei unterschiedlichen immobilisierten Metallionensäulen für die Aufreinigung des markierten Proteins.

Affinitätsreinigung eines 6X-His-markierten Proteins mit einem schnellen Protein-Flüssigchromatographie-System 

Erfahren Sie die Tandem Affinity Purification zur Isolierung nativer Makromolekülkomplexe aus S. cerevisiae für strukturbiologische Studien. Diese Methode ermöglicht schnelle Aufreinigung unter physiologischen Bedingungen mit Bewertung der Strukturqualität.

Reinigung von nativem Komplexe für die Strukturstudie ein Tandem Affinity Tag-Methode unter Einsatz

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