Name: Die Verwendung eines Low-Flow-Digital-Anästhesiesystem für Mäuse und Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
Description: Erfahren Sie die Anwendung eines digitalen Low-Flow-Anästhesiesystems mit spritzengetriebenem Direktinjektionsverdampfer für Mäuse und Ratten. Diese Methode ermöglicht präzise, sichere Narkose bei minimalen Durchflussraten.

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Die Autoren haben keine Danksagungen.

Alle Untersuchungen wurden in Übereinstimmung mit den regulatorischen und institutionellen Richtlinien abgeschlossen. Die Tier Aspekte dieser Studie wurden von der Kent Scientific Corporation Tier Use Program ausgewertet, von der Purdue Animal Care und Use Committee (PACUC) genehmigt, und in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren 22 durchgeführt. Hinweis: Das Low-Flow-Anästhesie digitale System in diesem Protokoll verwendet wird, mit einem integrierten Pulsoximeter ausgestattet. 1. Bis Stellen Sie den Low-Flow-Anästhesie-System mit integrierten Pulsoximeter <ol><li> Für Isofluran Lieferung <ol><li> Wählen Sie eine Trägergasquelle. Um die interne Luftpumpe verwenden, schrauben Inlet Anschluss auf der Rückseite, so dass die interne Pumpe Einlassraumluft. </li><li> Verbinden Kohlebehälter Port zu erschöpfen. </li><li> Schließen Sie Y-Adapter vor dem Low-Flow, digitale Anästhesiesystem. Verwenden Sie die farbcodierten Clips die weißen Zweige verbinden zu ter Bugnase und blau Zweige auf die Induktionskammer. </li><li> Schließen weißen Clip Schellen und offenen blauen Clip klemmt Luftstrom in die Kammer zu leiten. </li><li> Wählen Sie 2-ml-Spritze. </li></ol></li><li> Für Physiologische Überwachung, Verwendung des Pulse Oximeter Integrated <ol><li> Schließen Sie das Pulsoximeter paw Sensor-Anschluss auf der Rückseite des Low-Flow-Anästhesie-System, die mit &quot;AUX&quot;. </li></ol></li></ol> 2. Konfigurieren Sie die Einstellungen <ol><li> Für Anästhesie <ol><li> Schalten Sie das Anästhesiesystem, und rufen Sie das Einstellungsmenü. Drücken Sie Set Up für den Zugriff auf Hauptmenü&gt; Anästhesie&gt; Setup in rot. </li><li> Wählen Sie das Narkosemittel. Drücken Sie Set Up Typ Anest in rot zu markieren. Verwenden Sie die Aufwärts- und Abwärtspfeile Isofluran auszuwählen. </li><li> Stellen Sie die Spritzengröße. Drücken Sie Set Up Syr Größe zu markieren. Verwenden Sie die Auf- und Ab-Pfeile, um eine 2-ml-Spritze zu wählen. </li><li> Stellen Sie die Leerposition. Drücken Sie Set Bis highlight leeren Satz in rot. Sicherung leer, voll gedrückten Glasspritze in die Spritzenhalteblock, indem die Spritze platziert, so dass die Spritze Clamp auf dem Metallring der Spritze sitzt. Drücken Sie die Auf- oder Ab-Pfeile, um den Schubblock zu bewegen, so dass der Pusher-Block mit der Spitze des Spritzenkolben Licht in Berührung kommt. Drücken Sie wählen leere Position zu setzen. </li><li> Drücken Sie Set in rot entfernen zu markieren Up. Entfernen Sie die Spritze und füllen Sie die Spritze mit Isofluran die Flasche oben Adapter verwenden. </li><li> Schließen Sie die Spritze mit dem Anästhesiesystem. </li><li> Prime das Anästhetikum Förderschlauch. Drücken Sie Set Up Prime Rohr in rot zu markieren. Drücken Sie, bis die Betäubung bewegt sich durch die Spritze und in den schwarzen Anschluss an der Verdampferblock. </li><li> Aktivieren Anästhesie. Drücken Sie Set in rot aktivieren zu markieren Up. Verwenden Sie die Auf- und Ab - Pfeile , um Ja auszuwählen. Drücken Sie Run / Zurück zum Hauptmenü zurückzukehren. </li><li> Wählen Sie das einir Versorgung und Minutenvolumen. Drücken Sie Set Up Luftversorgung in rot zu markieren. Verwenden Sie die Aufwärts- und Abwärtspfeile Interne Pumpe zu wählen. Drücken Sie Set Up zu Minute Vol in rot markieren. Durchflussrate einstellen auf 250 ml / min. </li></ol></li><li> Für Physiologische Überwachung <ol><li> Stellen Sie die minimale erfassten Herzfrequenz-Maus (240). Drücken Sie auf Hauptmenü auf&gt; MouseStat. Verwenden Sie nach oben und unten Pfeile Mindestherzfrequenz einzustellen. </li></ol></li></ol> 3. Beginnen Sie Anästhesie-Versorgung <ol><li> Induzieren die Maus <ol><li> Drücken Sie Run / Back zweimal Run-Modus zu wechseln und den Luftstrom zu beginnen. </li><li> Platzieren Sie die Maus in der Induktionskammer, den Deckel schließen fest. Stellen Sie die Narkosemittelkonzentration Knopf bis 3%. </li><li> Überwachen Sie bis der Maus auf die gewünschte Ebene der Anästhesie erreicht, bestimmt durch den Verlust der Reflex aufrichtenden. Stellen Sie die Narkosemittelkonzentration nach Bedarf. </li><li> Sobald das Tier verliert eine seiner aufrichtenden Reflexnd ausreichend betäubt ist, schalten Sie die Anesthesia Konzentration Wahl auf 0%. Die Autoren haben zuvor festgestellt , dass der Luftstrom so dass die Induktionskammer zu spülen 30-60 sec ausreicht, um die Kammer zu reinigen , ohne die Narkosetiefe 1 umgekehrt wird . </li><li> Schnell öffnen Sie die weißen Klammern die Luft zum facemask zu lenken, und schließen Sie die blauen Klemmen der Induktionskammer führt. </li><li> Öffnen Sie die Kammer vom Forscher, entfernen Sie die Maus, und sofort passen die Bugspitze. </li><li> Zentrieren Sie das Tier auf einer Infrarot-Wärmekissen, auf Körpertemperatur bei 37 ° C über eine rektale Sonde auf einer Rückkopplungsschleife aufrechtzuerhalten. </li><li> Wenn die Maus auf dem Nasenkonus stabil ist, auf 1,5%, die Konzentration von Isofluran einzustellen oder als für die Wartung benötigt, indem die Anästhetikum-Konzentration Drehen. </li><li> Reduzieren Sie das Minutenvolumen für die Wartung. Die Mindestdurchflussrate, das Tier zu unterstützen, ist gleich 1,5 bis 2,2-fache des Minutenvolumens des Tieres (für eine 30 g-Maus,ein Minimum von 52 ml / min). Wenden Sie sich an die Anweisungen des Herstellers für einen empfohlenen Durchflussrate auf die Bugnase Stil Festlegung spezifischer und ggf. einstellen. Drücken Sie Einrichten des Hauptmenü zu gelangen, und drücken Sie dann, bis die Einstellung Minute Vol rot markiert ist. Verwenden Sie die Aufwärts- und Abwärtspfeile Zielfluss anzupassen. Drücken Sie Run / Zurück zum Hauptbildschirm zurückzukehren. </li><li> Bestätigen Narkosetiefe durch einen Mangel an Rückzugsreflex während einer interdigitalen Prise bestimmt. Anwenden Augensalbe für die Augen Trockenheit während der Anästhesie zu verhindern. </li></ol></li></ol> 4. Beginnen Sie Physiologische Überwachung <ol><li> Sensor wieder über Pad Hinterpfote. Positionieren Sie den Sensor so, dass das rote Licht unter der Pfote ist und beleuchtet die Pfote. Mit den Auf- und Ab-Pfeile auf dem Bildschirm, um die oxiwave anzuzeigen. Das Tier wird nun anästhesiert sicher einen geringen Strömungs, Spritze gesteuerte, digitale Verdampfer verwendet wird. </li></ol> 5. Nehmen Sie das Tier <ol><li> AusschaltenAnästhesie-Versorgung. <ol><li> Um die Lieferung von Narkose stoppen, drehen Konzentration Betäubungsmittel-Agent Regler auf Min (oder 0%) und entfernen Tier aus facemask. </li><li> Überwachen Sie die Maus während der Narkose Erholung. Sobald die Maus vollständig ambulante geworden ist, schicken Sie es an den Käfig. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Dieses Projekt wurde mit Ausrüstung und Finanzierung von Kent Scientific Corporation, der American Heart Association zu CJ Goergen (SDG18220010) und der Purdue University unterstützt. Die Autoren Krista Bigiarelli und Irina Toore sind Mitarbeiter von Kent Scientific Corporation, die Ausrüstung in diesem Artikel verwendet produziert. Open Access Veröffentlichung dieses Artikels wird von Kent Scientific Corporation gesponsert.

Der digitale Low-Flow-Anästhesie-System ermöglicht es dem Benutzer effektiv Mäuse anästhesieren bei sehr niedrigen Strömungsgeschwindigkeiten ohne die Verwendung irgendeines komprimiertes Gas. Dies unterscheidet sich stark von der Standard passive Verdampfern, von denen die meisten von etwa 500 ml / min bei minimalen Strömungsgeschwindigkeiten eine Druckgasquelle erforderlich ist. Standard-Verdampfern verwenden wählt, die Präzision zwischen Abstufungen fehlt, und sie müssen jährlich die Genauigkeit zu erhalten gewartet werden. Eine Spritze getrieben Narkosesystem kann bei der eingestellten Strömungsgeschwindigkeit eine bestimmte Konzentration des Anästhetikums liefern die genaue notwendige Geschwindigkeit der Spritzenpumpe zu berechnen. Routine-Kalibrierungen sind nicht erforderlich, was zu zusätzlichen Kosten und Zeitersparnis. Die empfohlene Mindestdurchflussmenge ein Tier auf einem Nicht-Rückatmungskreislauf aufrecht zu erhalten ist 1,5-2,2 mal das Minutenvolumen des Tieres. Die Strömungsgeschwindigkeit von 100 ml / min in dieser Studie verwendet Überschreiten dieser Mindest ausreichend Anästhetikum an die Tiere zu liefern. Die Strömungsgeschwindigkeit settings sind für dieses Anästhetikum Abgabetechnik kritisch, da die Strömungsrate direkt mit der Menge von Isofluran für einen bestimmten Zeitraum verwendet zusammenhängt. Bei niedrigen Strömungsgeschwindigkeiten verwendet wird , kann diese Technik stark die Menge des während des Gebrauchs erforderlich Isofluran zu reduzieren, während das Tier noch wirkungs 1,19-21 anästhesiert wird. Neue Ausrüstungskosten zwischen traditionellen Verdampfern und Low-Flow-digital Verdampfern sind vergleichbar. Jedoch hat das digitale Low-Flow-Anästhesie System die Fähigkeit entweder Isofluran oder Sevofluran zu liefern. Dadurch entfällt die Notwendigkeit für bestimmte Isofluran und Sevofluran Präzision Verdampfern, die Verringerung der Erstausrüstung Kosten für Gruppen beide Anästhetika verwenden. Kürzlich veröffentlichte Vergleiche zwischen Verdampfer Technologien haben Kosteneinsparungen im Laufe der Zeit vorgeschlagen , wenn ein Low-Flow - Digital - Verdampfer 1,19,20 verwenden. Die Ergebnisse dieser Vergleiche verwendet werden könnten potentielle Kosteneinsparungen im Laufe eines Jahres zu approximieren. WieSuming ausgeführt typische Nutzungseinstellungen in 2 Stunden-Schritten, 5 Tage pro Woche für 52 Wochen ein traditionelles Verdampfer Isofluran wird 3,8 l von Isofluran oder zwölf 250-ml-Flaschen verbrauchen. Ein Low-Flow-digital Verdampfer bei der gleichen Frequenz verwendet würde nur 0,32 L, oder zwei 250 ml-Flaschen verbrauchen. Kohlebehälter Verbrauch wird ebenfalls reduziert. Unter der Annahme, dass jeder Kanister 50 g gespülten Abgas hält, wird eine traditionelle Verdampfer etwa 21 Kohlekanister im Laufe eines Jahres zu füllen. Im Vergleich dazu wird ein Low-Flow-Digital-Verdampfer 6 oder weniger benötigen. Ein traditionelles Verdampfer etwa 5 große Gasflaschen pro Jahr erfordern würde, die jeweils mit einer Kapazität von 9.500 L. Die interne Luftpumpe, bei einigen Modellen verfügbar digitaler Low-Flow-Verdampfern, entfällt die Notwendigkeit für komprimiertes Gas. Wenn komprimiertes Gas verwendet werden, so würde das System nur ein Zylinder pro Jahr 1 verwenden. Die Technik kann je nach Bedarf modifiziert werden. Low-Flow digital vaporizers ermöglichen es dem Benutzer Narkosetiefe schnell und präzise einzustellen. Wenn der Narkosetiefe erhöht werden muss, oder verringert wird, kann der Benutzer die Anästhetikum-Konzentration in Schritten von 0,1% erhöhen die Wählscheibe auf der Oberseite des Systems verwendet wird. Die Strömungsgeschwindigkeit kann auch während des Verfahrens je nach Bedarf eingestellt werden. Dieses Protokoll verwendet eine 2-ml-Spritze, obwohl größere Spritzengrößen für längere Verfahren zur Verfügung stehen. Die interne Luftpumpe bietet dem Anwender die Möglichkeit, Tiere zu betäuben, ohne eine Druckgasquelle erforderlich ist. Verfahren für komprimiertes Gas oder zusätzlichen Sauerstoff erfordern, hat der Benutzer die Möglichkeit, eine Gasquelle an den Low-Flow-System zu verbinden, anstatt Umgebungsluft. Der Benutzer kann weiterhin die ausgewählte Luftquelle während des gesamten Verfahrens zu liefern oder zwischen der internen Pumpe und einer Druckgasquelle wie benötigt umschalten kann. Zum Beispiel kann der Benutzer das System so einstellen Raumluft über die interne Pumpe während der Induktion und Wartung zu liefern, sondern liefern zusätzliche Oxygen während der Genesung. Zwar gibt es auch viele Vorteile sind ein Low-Flow-Digital-Verdampfer, dort mit Einschränkungen. Da ein Spülventil nicht enthalten ist, manuell in die Kammer mit sauberer Luft vor dem Öffnen Spülung ist der einzige Weg, um die Induktionskammer zu spülen. Dieses System ist nur bei niedrigen Strömungsgeschwindigkeiten zu betreiben und liefert keine Anästhesie über Flussraten von 800 ml / min, in denen traditionelle Vaporizer kann bis zu 10 l / min mit Flussraten verwendet werden. Dieses spezielle System eignet sich daher nur für kleine Tierarten. Darüber hinaus hält das System weniger Anästhetikum im Vergleich zu einem herkömmlichen Verdampfer. Es kann Situationen geben, in denen die Spritze während eines Verfahrens nachgefüllt werden muss. Um jedoch die leere Spritze zu ersetzen Verzögerungen beim Nachfüllen können in der Nähe von Vorfüllung eine zweite Spritze reduziert werden. Spritzengrößen von bis zu 10 ml sind verfügbar, um die Notwendigkeit zu reduzieren Spritzen Mitte Verfahren zum Nachfüllen. Schließlich, im Gegensatz zu einem herkömmlichen Verdampfer der Nieder flow digitalen Verdampfer erfordert Strom. Batterien sind für die Verwendung in Fällen verfügbar, wo elektrische Leistung nicht verfügbar ist oder für den Fall eines Stromausfalls. Frühere Studien haben gezeigt , dass Low-Flow - Digitalsysteme verbrauchen weniger Isofluran, Trägergas und Kohle - Kanister im Vergleich zu einem herkömmlichen Anästhesiesystem 1,19,20. Die Reduktion der gespülten Narkosegas auch eine Verringerung der Abfallnarkosegas identifizieren konnte, obwohl die weitere Arbeit in diesen Bereichen erforderlich ist. Infrarot-Gasspektroskopie kann verwendet werden, um Abfall Isofluran Produktion überwachen und Dosimeter Abzeichen kann verwendet werden, Isofluran Exposition für das Laborpersonal in Zukunft Vergleiche zu quantifizieren. Zusammengefasst wird diese Technik für Betäubungsmittel Lieferung an Gruppen, die in Nagetieren Anästhesie durch verbesserte Sicherheit, Wirksamkeit und Präzision gegenüber herkömmlichen Systemen von Vorteil sein.

Es gibt viele Präzision Verdampfern für veterinärmedizinische Zwecke zur Verfügung , die 2 zwischen Flussraten von 0,5 bis 10 l / min betrieben werden . Diese Flussraten sind nicht ideal für Nager, da der Bereich hoch ist im Vergleich zu ihren kleinen Atemminutenvolumen. Hohe Strömungsgeschwindigkeiten sind nicht in der veterinärmedizinischen Praxis aufgrund ihrer Förderung der Hypothermie und Trocknen des Respirationstraktes 3,4 empfohlen. viele gemeinsame Veterinär Verdampfer Hersteller Handbücher warnen, dass hohe Durchflussraten führen kann eine Erhöhung des Auftretens von Rückstauschwankungen Ferner. Es hat sich auch gezeigt , dass viele Standard - Verdampfern unter Flussraten von 500 ml / min ungenau werden, und diese Rate als Mindestdurchflussmenge im Veterinärbereich 5-7 angesehen wird. Ein Tier kann auf einem T-Stück Schaltung oder modifizierte bain Schaltung mit einer Flussrate so günstig wie 1,5-2,2 mal das Minutenvolumen 8-10 des Tieres gehalten werden. Diese Strömungsraten gelten als sufficient Rückatmungs abgelaufener Gasen zu verhindern , und eine Erhöhung des Blutkohlendioxidkonzentrationen 8 verhindern. Mit dieser Flussrate Empfehlung, eine 30 g-Maus mit einer Fließgeschwindigkeit so günstig wie 52 ml / min, fast zehnmal kleiner als die angenommen 500 ml / min mindestens einem traditionellen Verdampfer aufrecht erhalten werden konnte. Während einer traditionellen Verdampfer auf Gasstrom und Atmosphärendruck für passive Anästhetikum Verdampfung abhängt, misst eine direkte Injektion Verdampfer den gesamten Frischgasstrom und spritzt den Dampf direkt in den Gasstrom 2. Einige direkte Injektion Verdampfern verwenden eine Spritzenpumpe Anästhetikums in den Gasstrom zu verabreichen. Computerized Kontrollen erlauben diese Systeme automatisch die Spritzenpumpe Geschwindigkeit justieren das Volumen der flüssigen Mittel zu injizieren erforderlich, um die gewünschte Konzentration des Anästhetikums zu erreichen. Spritze angetrieben Verdampfern zur Verfügung stehen und für die klinische und pädiatrische Verwendung zugelassen und viele ähnliche Konfigurationen werden als angesehenästhetischen Konservierungsanlagen in der klinischen Praxis 16.11. Kurz nach ihrer Genehmigung Betäubungsmittel erhaltend Geräte mit Spritzenpumpe Verdampfern wurden 8,17,18 zur Verwendung in Tierstudien angepasst. Im Gegensatz zu einem herkömmlichen Verdampfer, ein Direkteinspritzsystem einer Spritzenpumpe verwendet wird durch eine Mindestdurchflussmenge, um die Genauigkeit zu erhalten beschränkt. Aus diesem Grund ist diese Technologie ideal für den Einsatz in rodent Anästhesie und andere Fälle, in denen geringe Strömungsgeschwindigkeiten notwendig sind. Die Vorteile und das Potenzial mit diesem Verdampfer Design damit verbundenen Kosteneinsparungen inspiriert die Entwicklung neuer Anästhesiesysteme speziell für Nager 1,19,20. Dieses neue System enthält auch einen eingebauten Luftpumpe, sodass der Benutzer Anästhesie zu verabreichen, ohne eine Druckgasquelle erforderlich ist. Als zusätzlicher Vorteil ist das System vorkalibriert zur Verwendung sowohl mit Isofluran und Sevofluran. Mit der Einführung dieser Verdampfertechnologie im Labortier Feld it ist jetzt möglich, kleine Labortiere bei Durchflussraten näher empfohlenen Werte für komprimiertes Gas ohne die Notwendigkeit zu betäuben.

<table><tbody><tr><td>Anästhesiegerät</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite Digitales Anästhesiesystem mit niedrigem Durchfluss</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO</td><td>Enthält einen Anti-Auslauf- und Anti-Dampf-Flaschenaufsatzadapter; Y-Adapter-Schlauch; Aktivkohle-Spülfilter</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulsoximeter & Herzfrequenzmesser</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-MSTAT-Modul</td><td>integriert in SomnoSuite</td></tr><tr><td>MouseSTAT Maus Pfotensensor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>MSTAT-</td><td></td></tr><tr><td>2 ml Glasspritze</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-2ML</td><td></td></tr><tr><td>Low-Cost Induktionskammer, 0,5 L</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0705</td><td></td></tr><tr><td>Low Profile Gesichtsmaske, x-small</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0304</td><td></td></tr><tr><td>Animal Warming</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite Physiologisches Überwachungssystem mit RightTemp Homöotherme Erwärmung</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>PS-RT</td><td>Enthält Infrarot-Wärmekissen, Rektumsonde und Pad-Temperatursonde</td></tr><tr><td>Anästhetika und Medikamente</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isofluran (250 ml Flasche)</td><td>Piramal Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Puralube Augensalbe</td><td>Perrigo</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

die verwendung eines low-flow-digital-anästhesiesystem für mäuse und ratten

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Ein herkömmlicher Verdampfer ist für die passive Anästhesieverdampfung auf strömendes Gas und Atmosphärendruck angewiesen. Neu entwickelte Verdampfer mit Direktinjektion verwenden eine Spritzenpumpe, um flüchtige Anästhetika direkt in einen Gasstrom zu verabreichen. Im Gegensatz zu einem herkömmlichen Verdampfer kann er mit sehr niedrigen Durchflussraten verwendet werden, was ihn ideal für den Einsatz bei Mäusen und Ratten macht. 
Die Fähigkeit des Geräts, niedrige Durchflussraten zu verwenden, könnte zu erheblichen Kosteneinsparungen führen, da weniger Anästhetika, komprimiertes Gas und Aktivkohlefilter benötigtwerden 1. Eine niedrigere Durchflussrate bedeutet weniger Verschwendung von Anästhesiegas und verringert wahrscheinlich das Risiko einer Anästhesieexposition für das Laborpersonal. Daher ist das hohe Maß an Präzision und Sicherheit, das mit Direktinjektionsverdampfern verbunden ist, zusammen mit einem reduzierten Bedarf an Anästhetika, Druckgas und Aktivkohlefiltern von Vorteil für die Forschung, die eine Anästhesie bei kleinen Tieren erfordert. 
Das Ziel dieses Protokolls ist es, die Verwendung eines spritzenbetriebenen Direktinjektions-Verdampfers als Teil eines digitalen Anästhesiesystems mit niedrigem Durchfluss zu demonstrieren. Der Direktinjektions-Verdampfer ist in der Lage, eine genaue Anästhesie bei sehr niedrigen Durchflussraten im Vergleich zu einem herkömmlichen Verdampfer abzugeben, was ihn zu einer vielversprechenden Alternative für die kontrollierte Gasanästhesieabgabe an Nagetiere macht.

Tiere 3 erwachsenen C57 / BL6NTac weibliche Mäuse (Taconic, Alter 6-7 Wochen, Gewicht 15 +/- 1 g) wurden betäubt und mit 1,3-1,5% Isofluran während Herzfrequenz, Sauerstoffsättigung und Atemfrequenz überwacht wurden beibehalten. Alle Mäuse waren Murine Pathogen Frei wie durch Routine Anbieter Tests vor der Ankunft in der Anlage bestimmt. Die Tiere waren in Gruppen gehalten in microisolation Caging und Frei Zugang zu Standard-Nagetierfutter und Wasser-Flasche zur Verfügung gestellt. Isofluran Usage Das Low-Flow-Anästhesie System misst die Menge an Anästhetikum restlichen in der Spritze während des Gebrauchs. Das Volumen in der Spritze, wie sie in der Anästhesiesystem gemessen, wurde festgestellt, als das Tier auf den Nasenkonus übertragen wurde, und wieder am Ende des Wartungszeitraums. Das Endvolumen wwie aus dem Anfangsvolumen abgezogen , um die Menge des Anästhetikums während der Wartungsperiode (Abbildung 1) verbraucht wird, zu quantifizieren. Physiologische Parameter Herzfrequenz, SpO 2 und Atemfrequenz wurden während der Wartung über die Pulsoximetrie (- 4 Figuren 2) überwacht. Die Körpertemperatur wurde bei 37,5 ° C über eine Infrarot-Erwärmung pad gehalten. Jede Maus wurde erfolgreich bei niedrigen Strömungsraten von 100 ml / min von Raumluft unter einem Operationsebene Anästhesie gehalten für 60 min, wie durch einen Mangel an Entzugs reflex aus einer interdigitalen pinch bestimmt. Die Maus erwachte nicht oder zu interdigitalen kneift intermittierend während der Wartungsperiode angewendet reagieren. Das Tierherzfrequenz (Abbildung 2), Blut Sauerstoff (Abbildung 3) und Atemfrequenz (Abbildung 4) blieb relathungsweise stabil während der gesamten Studie. Auf Grund der Tier und Sensorpositionierung wurde die Atemfrequenz-Signal von Maus 1 und Maus 3 war intermittierend und die Messung unterbrochen. Wenn die Positionierung des Tieres angepasst wurde, verbessert das Signal und die gemessene Atemfrequenz zu ähnlichen Zeitpunkten zu anderen vergleichbar. Das Low-Flow - Anästhesie digitalen System verwendet , um einen Durchschnitt von 0,63 ml Isofluran während der 60 min der Wartungsperiode (Abbildung 1). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" /> Abbildung 1:.. Isofluran Verwendung Die Menge von Isofluran in ml verwendet für drei verschiedene Mäuse über 1 h Anästhesie Wartung des digitalen Low-Flow - Anästhesie - System <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Abbildung 2:.. Herzfrequenz Die Herzfrequenz von drei Mäusen in Schlägen pro Minute (bpm) 5-60 Minuten nach der anfänglichen Narkoseeinleitung mit dem digitalen Low-Flow - Anästhesie - System <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" /> Abbildung 3:.. Sauerstoffsättigung des Blutsauerstoffsättigungswerte (%) von drei Mäusen 5-60 min nach dem anfänglichen Narkoseeinleitung mit dem digitalen Low-Flow - Anästhesie - System <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Abbildung 4:.. Respiration Rate Die Atmungsrate von drei Mäusen in Atemzügen pro Minute (bpm) 5-60 Minuten nach der anfänglichen Narkoseeinleitung mit dem digitalen Low-Flow - Anästhesie - System <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur sichereren und effizienteren Verabreichung von Anästhesiegas an Mäuse mit einem digitalen Anästhesiesystem mit niedrigem Durchfluss, das einen spritzenbetriebenen Direktinjektionsverdampfer verwendet.

Die Verwendung eines Low-Flow-Digital-Anästhesiesystem für Mäuse und Ratten

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

Dieses Protokoll demonstriert die Verwendung eines spritzenbetriebenen Direkteinjektionsverdampfers als Bestandteil eines digitalen Niedrigfluss-Anästhesiesystems. Der Direkteinjektionsverdampfer liefert im Vergleich zu einem herkömmlichen Verdampfer präzise Anästhetika bei sehr niedrigen Flussraten und stellt somit eine vielversprechende Alternative für die kontrollierte Anästhetikagabe bei Nagetieren dar. Es sind zahlreiche Präzisionsverdampfer für den tierärztlichen Einsatz erhältlich, die zwischen 5 und 10 Litern pro Minute arbeiten.Diese Durchflussraten sind für Nagetiere nicht ideal, da der Bereich deutlich über ihrem geringen Atem-Minutenvolumen liegt. Der Hauptvorteil dieses Verdampfers besteht darin, dass ein Tier mit einer Nasenkappe bei einer Durchflussrate, die nur das 1,5-Fache des Minutenvolumens des Tieres beträgt, versorgt werden kann. Ein 30 Gramm schweres Maus kann somit bei einer Durchflussrate von nur 52 Millilitern pro Minute versorgt werden.Wählen Sie zuerst eine Trägergasquelle aus. Um die interne Luftpumpe zu nutzen, schrauben Sie den hinteren Einlasshahn ab, sodass die interne Pumpe Raumluft ansaugen kann. Anschließend schließen Sie eine Aktivkohlepatrone an den Abluftanschluss an.Als Nächstes schließen Sie den Zuleitungsschlauch an das Anästhesiesystem an. Verwenden Sie die farbkodierten Klammern, um die Zweige für die Nasenkappe und die Induktionskammer zu kennzeichnen. Öffnen Sie die Absperrhähne, um die Luftzufuhr zur Kammer zu leiten.Verbinden Sie für die physiologische Überwachung den Pfotensensor des Pulsoxymeters mit der Rückseite des Niedrigfluss-Anästhesiesystems. Schalten Sie das Niedrigfluss-Anästhesiesystem ein, um die Einstellungen vorzunehmen. Navigieren Sie zum Menü Anästhesie-Setup und wählen Sie Isofluran.Als Nächstes stellen Sie die Spritzengröße ein, indem Sie Setup drücken, um „Syringe Size“ (Spritzengröße) hervorzuheben. Wählen Sie mithilfe der Richtungstasten eine 2-ml-Spritze aus. Es ist wichtig, die jeweils passende Spritzengröße entsprechend dem Tier und der Dauer des Verfahrens zu verwenden.Dieses System ist mit 2-, 5- und 10-mL-Spritzen kompatibel, um eine Vielzahl von Anwendungen zu ermöglichen. Nach der Auswahl der Spritzengröße stellen Sie die leere Position der Spritze ein. Befestigen Sie nun die leere, vollständig zusammengedrückte Glasspritze in der Spritzenhaltevorrichtung.Platzieren Sie die Spritze so, dass die Halteklemme auf dem Metallkragen der Spritze sitzt. Justieren Sie den Druckblock so, dass er leicht mit der Oberseite des Spritzenstempels in Kontakt steht. Speichern Sie die leere Position.Entfernen Sie die Spritze. Füllen Sie sie anschließend mit Isofluran unter Verwendung des Flaschenadapteraufsatzes. Setzen Sie die Spritze nach dem Befüllen wieder in den Halteblock ein und verbinden Sie das Zufuhrrohr.Als Nächstes die Anästhetikum-Zuführleitung durch Drücken der Richtungstasten entlüften. Das System drückt die Spritze so lange herunter, bis das Anästhetikum in den Verdampferblock gelangt. Es ist wichtig, die Spritze nicht überzufüllen.Nachdem alle Einstellungen vorgenommen wurden, aktivieren Sie die Anästhesiezufuhr. Wählen Sie nun die Luftzufuhr auf Raumluft und das Atemminutenvolumen auf 250 Milliliter pro Minute. Stellen Sie für die physiologische Überwachung die minimal erfasste Herzfrequenz auf Maus ein.Beginnen Sie mit der Luftzufuhr, um die Anästhesie bei der Maus einzuleiten. Stellen Sie die Maus in die Induktionskammer, schließen Sie den Deckel fest und stellen Sie den Regler für die Anästhetikakonzentration so ein, dass 3 % erreicht werden. Überwachen Sie die Maus, bis die gewünschte Anästhesietiefe erreicht ist, die durch den Verlust des Aufrechterhaltereflexes bestimmt wird. Sobald das Tier ausreichend anästhesiert ist, stellen Sie den Regler für die Anästhetikakonzentration auf 0 %. Öffnen Sie dann die Klemmen, um die Luftströmung zur Nasenkappe zu leiten, und schließen Sie die Klemmen, die zur Induktionskammer führen.Entfernen Sie die Maus aus der Kammer und platzieren Sie sie sofort auf dem Nasenkegel. Zentrieren Sie das Tier anschließend auf einer Infrarot-Wärmematte, die so eingestellt ist, dass die Körpertemperatur über eine rektale Sonde in einer Rückkopplungsschleife bei 37 Grad Celsius gehalten wird. Wenn die Maus auf dem Nasenkegel positioniert ist, stellen Sie die Konzentration von Isofluran auf 1,5 % ein. Verringern Sie nun das Atemminutenvolumen, um die Aufrechterhaltung der Anästhesie zu unterstützen.Überprüfen Sie die Anästhesietiefe anhand des Fehlens eines Withdrawal-Reflexes während eines interdigitalen Kneifens. Tragen Sie einen Augensalbe auf die Augen auf, um Austrocknung während der Anästhesie zu verhindern. Beginnen Sie die physiologische Überwachung, indem Sie den Sensor auf das Polster der Hinterpfote legen.Platzieren Sie den Sensor so, dass das rote Licht die Pfote beleuchtet. Zeigen Sie das Oxiwave an, um das Sensorsignal zu visualisieren. Drehen Sie den Regler für die Anästhetikakonzentration auf Minimum, um 0 % zu liefern, und nehmen Sie das Tier von der Nasenkappe ab.Beobachten Sie die Maus während der Narkoseaufwachphase sorgfältig. Sobald die Maus vollständig beweglich ist, bringen Sie sie in den Käfig zurück. Diese Abbildung zeigt die Menge an verwendeten Isofluran in Milliliter für drei verschiedene weibliche C57 Black 6-Mäuse im Alter von sechs bis sieben Wochen über eine Stunde Narkoseerhaltung mithilfe des digitalen Niedrigfluss-Narkosesystems.Aufgrund der geringen Durchflussraten verbrauchte der digitale Dampfverdampfer mit Niedrigdurchfluss-Spritze weniger als ein Milliliter Isofluran innerhalb einer Stunde. Die Herzfrequenz der drei Mäuse, gemessen in Schlägen pro Minute mittels Pulsoxymetrie fünf bis 60 Minuten nach der Einleitung, ist hier dargestellt. Die Herzfrequenzen der Tiere blieben während der Erhaltungsphase relativ stabil und konstant.Diese Abbildung zeigt die Sauerstoffsättigungswerte der drei Mäuse über denselben Zeitraum. Schließlich ist hier die Atemfrequenz der Mäuse in Atemzügen pro Minute zwischen fünf und 60 Minuten nach Einleitung der Narkose mit dem digitalen Niedrigfluss-Narkosesystem dargestellt. Die integrierte Luftpumpe bietet den Benutzern die Möglichkeit, Tiere zu narkotisieren, ohne dass eine Druckgasquelle erforderlich ist.Für Verfahren, die Druckgas oder zusätzlichen Sauerstoff erfordern, hat der Anwender die Möglichkeit, eine Gasquelle an den Niedrigflussverdampfer anzuschließen, anstatt Luft zu verwenden. Niedrigfluss-Spritzenverdampfer ermöglichen Flussraten von bis zu 10 Milliliter pro Minute und liefern dabei genaue anästhetische Konzentrationen. Daher wird diese Technik Gruppen, die bei Nagetieren Anästhesien durchführen, aufgrund verbesserter Sicherheit, Wirksamkeit und Präzision gegenüber herkömmlichen Systemen von Vorteil sein.

use-of-a-low-flow-digital-anesthesia-system-for-mice-and-rats

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Wir beschreiben ein Verfahren, um Medikamente mit dem zentralen Nervensystem Ziel entweder durch Einsetzen eines Katheters oder Durchführen einer Bolus-Injektion in die rechte laterale Ventrikel in Mäusen. Wir konzentrieren uns speziell auf den Transport von Antisense-Oligonukleotiden. Diese Technik ist leicht an andere Medikamente und Ratten.

Direkt Intraventrikuläre Abgabe von Arzneimitteln an die Nager Central Nervous System

EEG Radiotelemetrie Nichteinschränkungs ist eine wertvolle methodische Ansatz zur Aufzeichnung in vivo Langzeit Elektroenzephalogrammen von sich frei bewegenden Nagetiere. Diese detaillierte Protokoll beschreibt stereotaxische epidurale und tiefe intrazerebrale Elektrodenplatzierung in verschiedenen Hirnregionen, um eine zuverlässige Aufnahmen von ZNS-Rhythmik und ZNS im Zusammenhang mit Verhaltensstufen zu erhalten.

Nicht beschränkende EEG Radiotelemetrie: epidurale und Deep Intrazerebrale Stereotaktische EEG Elektrodenplatzierung

Dieses Papier weist Benutzer in Vivo Mikro-Computertomographie (µCT) Scanner wie betäuben, richtig positionieren und zurückhalten der Hind Gliedmaßen einer Ratte für minimale Bewegung während der hochauflösenden Bildgebung des Schienbeins. Das Ergebnis sind qualitativ hochwertige Bilder, die bearbeitet werden können, um genau zu quantifizieren, Knochen-Mikroarchitektur.

Die richtige Positionierung und Zurückhaltung einer Ratte Hind Extremität für fokussierte hochauflösende Bildgebung von Knochen-Mikroarchitektur mit In Vivo Mikro-Computertomographie

Diese Studie beschreibt eine vereinfachte chirurgische Verfahren und Technik für die Durchführung von höhlenartigen Nervenstimulation mit der Isolation der Nerven-Elektrode Komplex mit Silikonkleber und intrakavernose Druckmessung.

Cavernosus Nervenstimulation und Aufzeichnung der Intrakavernose Druck in eine Ratte

Dieses Protokoll beschreibt die Implantation eines Glasfensters auf das Rückenmark einer Maus, um die Visualisierung durch intravitale Mikroskopie zu erleichtern.

Laminektomie und Rückenmarksfenster-Implantation in der Maus

Die intratracheale (IT) Verabreichung von Versuchsmitteln bei Mäusen führt oft zu einer asymmetrischen Abgabe in die distale Lunge.  In diesem Bericht beschreiben wir einen direkten intrabronchialen (IB) Ansatz, um jede Lunge bei lebenden Mäusen nicht operativ zu nulaten.  Dieser Ansatz kann verwendet werden, um Wirkstoffe selektiv in eine Lunge zu verabreichen, oder kann angepasst werden, um die symmetrische Wirkstoffabgabe in beide Lungen zu verbessern.

Direkte intrabronchiale Verabreichung zur Verbesserung der selektiven Agentenablagerung innerhalb der Mauslunge

Hier stellen wir ein Protokoll zur sicheren und effektiven Verabreichung von Anästhetikum gasanmäusen mithilfe eines digitalen, strömungsarmen Anästhesiesystems mit integriertem Beatmungsgerät und physiologischen Überwachungsmodulen vor.

Einsatz eines integrierten Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator und Physiologisches Überwachungssystem für Nagetiere

Hier stellen wir ein Protokoll vor, das die Technik und die notwendigen Kontrollen für die Laser Doppler-Perfusionsbildgebung demonstriert, um den Blutfluss im Maushinterglied zu messen.

Laser Doppler Perfusion Imaging in der Maus Hindlimb

Wir präsentieren ein Protokoll, um das Hirnstamm der erwachsenen Maus von der ventralen Seite zu entlarven. Durch die Verwendung einer Gradienten-Refraktiven Indexlinse mit einem Miniaturmikroskop kann die Kalzium-Bildgebung verwendet werden, um die Aktivität von minderwertigen oliv-neuralen Somata nin vivo zu untersuchen.

In vivo Calcium Imaging in Maus Inferior Olive

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode zur Gewinnung stabiler Ruhezustandsdaten der funktionellen Magnetresonanztomographie (rs-fMRT) von einer Ratte, die niedrig dosiertes Isofluran in Kombination mit niedrig dosiertem Dexmedetomidin verwendet.

Erfassung von funktionellen Magnetresonanztomographiedaten im Ruhezustand bei ratten

Erfahren Sie die Anwendung eines digitalen Low-Flow-Anästhesiesystems mit spritzengetriebenem Direktinjektionsverdampfer für Mäuse und Ratten. Diese Methode ermöglicht präzise, sichere Narkose bei minimalen Durchflussraten.

Die Verwendung eines Low-Flow-Digital-Anästhesiesystem für Mäuse und Ratten

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