Name: Ploidy Manipulation von Zebrafischembryonen mit Heat Shock 2 Behandlung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-16T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 19 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie mit Hitzeschockbehandlung die Ploidie in Zebrafischembryonen manipulieren und Diploidisierung induzieren. Diese einfache Methode ermöglicht genetische Studien und die Erzeugung inzuchtlinien.

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Diese Arbeit wurde durch die NIH-Zuschüsse R21 HD068949-01 und RO1 GM065303 unterstützt.

Alle Tierversuche wurden nach University of Wisconsin durchgeführt - Madison und Institutional Animal Care und Use Committee (IACUC) Richtlinien (University of Wisconsin - Madison Assurance Anzahl A3368-01). 1. Auswahl Frauen für Eiersammlung über Interrupted Mating HINWEIS: IVF-basierte Protokolle stützen sich auf die Extrusion von reifen Eizellen von Frauen durch manuellen Druck 9. Vorherige Protokolle haben Frauen direkt aus den Tanks oder in Paar Paarungen ohne die Weibchen unterziehen Ei Freisetzungsverhalten verwendet, aber nur ein kleiner Bruchteil dieser Frauen (etwa 20% oder weniger, abhängig von der Zebrabärbling Linie) ergeben extrudiert und kompetente Eier auf manuellen Druck. In einem verbesserten Verfahren, sind Frauen vorsortiert zur Eiablage durch direkte visuelle Beobachtung, durch sofortige Unterbrechung der Paarung gefolgt. Dieses Verfahren ist sehr effektiv, da fast alle Frauen dieser unterbrochenen Paarung Schritt Ausbeute extrudiert und kompetente Eier vorgewählten durchbei manueller Druck. <ol><li> Am Nachmittag vor dem Experiment, Paarung Paare des gewünschten Zebrabärbling-Stamm in Standard Zebrabärbling Paarungs Boxen eingerichtet. Halten Männchen in der gleichen Kammer wie Weibchen noch physisch von ihnen getrennt, entweder durch einen Gegenfeld Teilung oder durch das männliche unter einer Eiablage Einsatz platzieren und das weibliche Inneren des Einsatzes. </li><li> Der Morgen des Experiments, entfernen Sie die physischen Partition, sowohl die männlichen und weiblichen innerhalb der gleichen Eiablageeinsatz platzieren, so dass Paarung beginnt. </li><li> Sichtprüfung Tanks Paarung-Paaren Extrusion von Eiern während der natürlichen Paarung zu erkennen. Bei den ersten Anzeichen von Eier Extrusionen, getrennte männliche und weibliche unterbrochen Zucht. Nach der Trennung von Männern, halten die vorgewählten Weibchen entweder einzeln oder im gleichen Behälter gepoolt. Verwenden Sie mehrere Weibchen in Abhängigkeit von der Anzahl der Embryonen gewünscht (in der Regel 50 bis 150 Eier / weiblich). </li></ol> 2. Vorbereiten einer Sperma-Lösung HINWEIS: IVF rElies über die Exposition von reifen Eizellen zu einer Samen Lösung. Diese Lösung kann unbehandelt sein diploiden Zygoten zu erzeugen (was auf HS2 Behandlung werden tetraploiden Embryonen) oder UV-behandelt, haploid Zygoten zu erzeugen (die bei der HS2 Behandlung homozygot diploiden Embryonen werden). Vorherige Spermien Vorbereitungsprotokollen schlug die Verwendung von Kapillarrohren milt aus dem Analbereich von lebenden Männchen zu sammeln, aber dies war ein unwirksames Verfahren , da nur ein kleiner Bruchteil der Männchen milt 9 ergab. Das Protokoll unten dargestellt stützt sich stattdessen auf die Spermienvorbereitung von geschert seziert Hoden, die zuverlässigere Ergebnisse liefert. <ol><li> Bereiten Hank-Lösung vor der Zeit als Vormischung Lösung von Hank, umfassend alle Komponenten (Lösungen 1, 2, 4 und 5) mit Ausnahme des Natriumbicarbonat-Lösung (Lösung 6). Bereiten Lösung 6 frische und fügen Sie zu der Vormischung den Morgen des Experiments (Tabelle 1). Um Hanks &#39;Lösung (endgültige Lösung machen, bereiten Morgen desIVF-Verfahren), kombinieren 990 ul Hanks Premix und 10 ul der frisch 6 hergestellten Lösung. </li><li> Euthanize Männchen durch Überbelichtung als 0,016% ige Lösung in Wasser konditioniert zu Tricaine. <ol><li> Bereiten Sie Tricaine als 0,2% Stammlösung in Wasser (Puffer auf pH 7,0 mit 1 M Tris pH 9,0) und halten bei 4 ° C. In 8 ml Tricaine Stammlösung pro 100 ml Wasser in einem Becher, und ein Netz verwenden, um die Männer zu der Tricaine Lösung zu übertragen. </li><li> Verwenden das Äquivalent von Hoden für ein Männchen pro Gelege benötigt in einem Volumen von Hank-Lösung befruchtet werden entsprechend 100 &amp; mgr; l pro Männchen (zB Hoden von 10 Männern in 1 ml Hanks-Lösung gesammelt, 10 Kupplungen mit 100 ul / Kupplungs zu befruchten). </li><li> Bestätigen Sie die Euthanasie durch die Einstellung der Kiemenbewegungen für 15 Minuten. Nach Euthanasie, entfernen Sie die Männchen aus dem Becher mit einem Löffel. Spülen Sie die Männchen kurz mit klimatisiertem Wasser und trocknen Sie sie leicht, indem sie kurz an verschiedenen Standorten eines platzierenPapierhandtuch. </li></ol></li><li> Zum Entfernen der Hoden, erste decapitate eingeschläfert Männchen mit Dissektionsscheren oder einer Rasierklinge und einen Längsschnitt machen entlang der Bauch mit Sezieren scissors.Under ein Binokular mit einer reflektierten Lichtquelle, entfernen Sie die inneren Organe mit Pinzette. Ziehen Sie jede der Hoden Massen aus mit einer Pinzette und legen Sie sie in der Mikrozentrifugenröhrchen Hank-Lösung enthält. HINWEIS: Testes kann als jede der zwei länglichen Strukturen aus durchscheinendem Aussehen neben den Körperwänden und die in der Nähe der Kloake konvergieren gefunden identifiziert werden. Testes kann 2-3 min auf einer Petri-Plattenoberfläche nach der Sektion bleiben und vor ihnen in der Hank-Lösung setzt. </li><li> Lassen Sie die Spermien in die Lösung durch Scherung der Hoden mit einem schmalen Spachtel und / oder vorsichtiges Pipettieren nach oben und unten 5-6 mal die Hoden in Lösung mit einem 1000 ul-Spitze Mikro, während der Luftblasenbildung zu vermeiden. Lassen Sie die Hoden Trümmer siedeln. </li><li> Lagern Sie die Samenlösung in Eis, wo er seine Potenz für bis zu 2-3 Stunden zu halten. Wenn Sie fortfahren, um UV-Behandlung von Spermien Lösung wird die Lösung in eine saubere Mikrozentrifugenröhrchen hinter die Stücke von Hoden verlassen. </li></ol> 3. UV-Behandlung HINWEIS: UV-Behandlung wird verwendet, Sperma-DNA, um zu vernetzen sie inaktiv im Embryo zu machen. Dieser Schritt wird nur verwendet, wenn gynogenetischen haploid oder homozygot gynogenetischen diploiden Embryonen zu erzeugen. Sperm Lösung für UV-Behandlung sollte aus Stücken von Hoden (Schritt 2.4), als große Stücke können die Spermien von der UV-Behandlung getrennt werden abzuschirmen. <ol><li> Übertragen Sie die Spermienlösung auf eine saubere, trockene und einer Vertiefung Glasplatte auf einem Eis Bett sitzen (zB Eis in einer Petrischale). Verwenden Sie bis zu 1 ml Spermienlösung pro Glasplatte gut. </li><li> Setzen Sie die Samenlösung UV durch die Vertiefung Glasplatte unter einer UV-Lampe auf dem Eis Bett platzieren. Behandeln Sie die Samenlösung für 90 Sekunden mit einem 115 V (60 Hz, 0.68A) UV-Lampe bei einem 19 cm (7,5 Zoll) Abstand. Mit dem Ende einer Pipettenspitze, vorsichtig mischen die Lösung alle 30 Sekunden während der UV-Behandlung (eine saubere Pipettenspitze alle 30 sec verwenden). </li><li> Mit einem sauberen Pipettenspitze und Mikropipette, übertragen Sie die behandelten Samen Lösung auf ein neues Reaktionsgefäß. Lagern auf Eis, bis sie benötigt für die IVF (nicht mehr als 2-3 Stunden von der Extraktion). </li></ol> 4. Manuelle Extrusion von reifen Eizellen HINWEIS: Frauen durch Unterbrechung der natürlichen Paarungen erhalten werden leicht Eier unter Narkose und manuellen Druck nachgeben. Während dieses Verfahrens Tricaine Behandlung sorgfältig gesteuert werden sollte, Überbelichtungen zu vermeiden, die Wiederherstellung der Weibchen zu verhindern. <ol><li> Anesthetize Weibchen durch Lichteinwirkung zu Tricaine Lösung: Transfer Frauen mit einer Netto-Lösung in klimatisiertem Wasser zu Tricaine (hergestellt durch Zugabe von 8 ml Tricaine 0,2% Stammlösung zu 100 ml konditionierten Fischwasser) für ca. 2-5 min, bis der Fisch Anschlag Kiemenbewegung. </li> &lt;li&gt; Sobald eine weibliche Kiemenbewegung stoppt, verwenden Sie einen Löffel zu sammeln und sie kurz in klimatisiertem Wasser spülen. Immer noch mit dem Löffel, um den Fisch zu bewegen, trocknen Sie es leicht, indem sie es kurz und wiederholt an mehreren Stellen eines Papiertuch legen, ist es dann trocken mit 10 cm Durchmesser Petrischale auf einem sauberen, übertragen. Nähern Sie sich dem Fisch mit dem Löffel in der von vorne nach hinten Richtung, um zu verhindern möglicherweise die Kiemen operculum zu beschädigen. </li><li> Verwenden Labortücher oder Weichgewebe, um sanft weiter die Afterflosse Bereich trocknen, keine Freigabe Eier zu verhindern, vorzeitig durch Wasser aktiviert wird. Dämpfende die Finger leicht mit Wasser (zu vermeiden, dass sie zu Fischschuppen kleben), legen Sie einen Finger einer Hand auf dem Rücken des weiblichen als Unterstützung, und mit einem Finger der anderen Hand mit leichtem Druck entlang der Bauch der Frau, bis Eier extrudiert werden. </li><li> Verwenden Sie einen schmalen Spachtel, um die Eier weg von den weiblichen Körper. Legen Sie die Frauen zurück in einen Tank mit klimatisiertem Wasser für die Wiederherstellung. <br/&gt; Hinweis: Sobald Eier extrudiert werden, während das Weibchen auf einer Seite ihres Körpers liegen wird, kann sie zu erhalten zusätzliche Eier gewendet und der Prozess auf ihrer anderen Seite wiederholt werden. Um sicherzustellen, vollständige Genesung des weiblichen, gelten nur sanfte manuelle Druck auf den Bauch, und führen Sie den Vorgang von Kiemenbewegungsanschlag zurück zu Wasser in weniger als 2 min. </li><li> Aktivieren (mit Wasser Exposition) und befruchten (mit Sperma Lösung zusätzlich) Eier gleichzeitig und innerhalb von 90 Sekunden nach der Extrusion (siehe Abschnitt 5). </li></ol> 5. In - vitro - Fertilisation HINWEIS: Zebrabärbling Befruchtung in natürlichen Kreuze ist extern, abhängig von der gleichzeitigen Freisetzung und Aktivierung durch Wasser von Eizellen und Spermien während der Paarung. In-vitro-Fertilisation Mimetika dieser Prozess durch die Eier zu Spermienlösung in Anwesenheit von Wasser ausgesetzt wird. Wasservolumen ist ursprünglich klein (1 ml), um die effektive Spermienkonzentration zu erhöhen. Von Spermien Bindung erfolgt innerhalb von 15-20 sec 10 &lt;sup /&gt;, und Wassermenge kann dann erhöht werden. Chorion Heben trägt weiter dazu die enge Synchronisation der Kupplung durch das Fenster für die Kompetenzbegrenzung für die Spermien 11,12 Bindung. Die daraus resultierenden Embryonen weisen daher weitgehend gleichzeitige Zellteilung Zyklen während der frühen Furchungsstadien. <ol><li> 100 l Spermienlösung (entsprechend dem Äquivalent von Hoden von einem männlichen - siehe Teil 2) auf die Kupplung von extrudierten Eier auf einer Petrischale. Vorsichtig schwenken verwendet, um die Pipettenspitze die Spermien-Lösung unter die Eier hinzufügen zusammen, um die Spermien und Eier zu mischen, sicher die Spitze von der Oberfläche der Petrischale nicht heben sein Ei Schäden zu vermeiden. </li><li> Sofort die Eier aktivieren durch Zugabe von 1 ml embryonalen Medium (E3) Lösung (konditioniertes Wasser ist auch akzeptabel, als Ersatz für die E3 in Teile 5 bis 7) und wieder sanft Eier und Sperma mit der Pipettenspitze durch vorsichtiges Schwenken mischen. Starten Sie eine Timer-Timing in Bezug auf die Befruchtung zu initiieren. </li&gt; <li> Bei 1 MPF im Volumen von 1 ml, überfluten die Platte mit E3. Bevor wir fortfahren, lassen Sie ungestört bis 10-12 MPF Eiaktivierung zu ermöglichen, einschließlich der vollständigen Chorion Expansion. </li></ol> 6. Hitzeschockbehandlung HINWEIS: Ein Hitzeschock im frühen Embryo angewendet hemmt centriole Vervielfältigung, was zu einer unvollständigen Ergänzung Centriolen während der anschließenden Zellzyklus 2 Spindelbildung zu fahren. Das Fehlen von Spindel wiederum zu der fehlenden Bildung Furche 13. <ol><li> Nach der Expansion der Chorion (10-12 MPF), gießen Sie die Embryonen aus der Petrischale in ein Teesieb. Spülen Sie die Petrischale mit einer Waschflasche mit E3, um unter Verwendung irgendwelcher restlichen Embryonen im Teesieb zu sammeln. </li><li> Setzen Sie den Teesieb mit den Embryonen in einem Becherglas in einem vorgeheizten Bad mit E3 bei 28,5 ° C. Pre-äquilibrieren den Becher und E3 in das Wasserbad Temperatur, und stellen Sie sicher, dass genügend E3 ist, so dass alle Embryonen in den TeeSchmutzfänger werden dem Medium ausgesetzt. </li><li> Bei 22 MPF, entfernen Sie das Teesieb aus dem Wasserbad 28,5 ° C, es kurz auslöschen auf ein Papiertuch, um überschüssige Feuchtigkeit zu entfernen, und legen Sie sie in einem ähnlich vorgewärmte E3 Becherglas in einem Wärmebad bei 41.4 ° C. </li><li> Bei 24 MPF, übertragen Sie den Teesieb im Wasserbad auf der E3 zurück bei 28,5 ° C nach kurzer Blotting. Mit 29 MPF, eine Waschflasche mit E3 verwenden, um die Embryonen aus dem Teesieb auf einer 10 cm Petrischale zu übertragen. </li></ol> 7. Auswahl für Embryonen mit einem Ein-Zyklus Cytokinesis Stall <ol><li> Während der Zeitperiode 35-45 MPF, unter einem Binokular mit einer Lichtquelle übertragen, wählen Sie jene Embryonen, die symmetrische Spaltung in die 2-Zell-Stadium durchlaufen, und die daher befruchtet werden. Entfernen Embryonen, die keine Zellspaltung durchlaufen. </li><li> Weiterhin die befruchtete Embryonen beobachtet, für die normale Zellteilung während des ersten Zellzyklus ausgewählt und während der Sekundeond Zellzyklus (50-65 MPF). </li><li> Sortier Embryonen gemäß den folgenden Kategorien (2C): 4 - Zellen ( &quot;no Stall&quot;, in der 2: 2 - Standard - Anordnung für ein 4-Zellen - Embryo); 3-Zellen ( &quot;partial Stall&quot;, in einer abweichenden 2 kleinere Zellen: 1 große Zellenanordnung); und 2-Zellen ( &quot;blockiert&quot;, Embryonen zeigen eine Ein-Zellzyklus-Verzögerung in einer 1: 1-Anordnung identisch zu der eines 2-zellige Embryos). Sortieren Sie die ins Stocken geraten Embryonen in eine frische Petrischale. HINWEIS: In diesem Stadium Embryonen in der 2: 2-Anordnung entsprechen denen weder Blastomere dem während der zweiten Zellzyklus eine Zellteilung Stall unterzogen; Embryonen in aberranter 2 kleinere Zellen: 1 große Zellenanordnung entsprechen denjenigen in dem Hitzeschock eine Zellzyklus-Strömungsabriß während des zweiten Zellzyklus in einer Blastomere verursacht aber nicht die andere; und Embryonen &quot;ins Stocken geraten&quot; in einer 1: 1-Anordnung entsprechen denen, wo während des zweiten Zellzyklus beide Blastomeren die gewünschte Zellteilung unterzogStall. Stalled Embryonen Zellspaltung während der folgenden Zellzyklusperiode (65-80 MPF) wieder aufnehmen. Die Anordnung von Blastomeren kann variabel sein, aufgrund der unvollständigen Hinweise aus der vorherigen Zellzyklus der Spindel 2,14 zu stabilisieren, aber die meisten Embryonen wird ein relativ normales blastula bilden , die normale Entwicklung unterzogen werden kann. </li><li> Lassen Embryonen in der Petrischale, mit einem Limit von 80 Embryonen pro 10 cm Platte zu entwickeln. Bei 24 HPF, beachten Sie die Embryonen zu bestimmen , ob sie eine normale Morphologie charakteristisch für diploide oder homozygot diploiden Embryonen 6 (normale Ausmaß der Achse Verlängerung (3A, 3C)) haben, im Gegensatz zu reduzierten Achserweiterung und erhöhte Körperstärke charakteristisch für Haploiden (3B)), und / oder beurteilen Diploidisierung mit genetischen Markern Pigment bei 36 MPF, wie golden oder Albino und andere solche Assays (Abbildung 3 und siehe unten) 2,6,9. </li&gt; <li> Entfernen Sie alle Embryonen, die eine haploide Morphologie zu haben scheinen, oder dass lysiert haben oder andere grob abnormal Mängel aufweisen. HINWEIS: Falls gewünscht, lassen Embryonen bis 5 Tage nach der Befruchtung zu entwickeln, während sie weiterhin lysiert oder grob abnorme Embryonen auf einer täglichen Basis zu entfernen und Zugabe von frischem E3 das Medium zu aktualisieren. HINWEIS: Die überlebenden Embryonen können auch nach dem Schwimmblase Inflation auf 5 Tage gezüchtet werden, indem man zu einer Brüterei System übertragen und unter Standardbedingungen Fütterung. </li></ol>

<ol><li>Streisinger, G., Walker, C., Dower, N., Knauber, D., Singer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+clones+of+homozygous+diploid+zebra+fish+%28Brachydanio+rerio%29%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Production of clones of homozygous diploid zebra fish (Brachydanio rerio).</a> Nature. 291, 293-296 (1981).</li>
<li>Heier, J., Takle, K., Hasley, A., Pelegri, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ploidy+manipulation+and+induction+of+alternate+clevage+patterns+through+inhibition+of+centrosome+duplication+in+the+early+zebrafish+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Ploidy manipulation and induction of alternate clevage patterns through inhibition of centrosome duplication in the early zebrafish embryo.</a> Dev. Dyn. 244, 1300-1312 (2015).</li>
<li>Zhang, X., Onozato, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrostatic+pressure+treatment+during+the+first+mitosis+does+not+suppress+the+first+cleavage+but+the+second+one%5BTitle%5D)+AND+%22Aquaculture%22%5BJournal%5D)">Hydrostatic pressure treatment during the first mitosis does not suppress the first cleavage but the second one.</a> Aquaculture. 240, 101-113 (2004).</li>
<li>Zhu, X. P., You, F., Zhang, P. J., Xu, J. H., Sun, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+hydrostatic+pressure+on+microtubule+organization+and+cell+cycle+in+gynogenetically+activated+eggs+of+olive+flounder+%28Paralichthys+olivaceus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Theriogenology%22%5BJournal%5D)">Effects of hydrostatic pressure on microtubule organization and cell cycle in gynogenetically activated eggs of olive flounder (Paralichthys olivaceus).</a> Theriogenology. 68, 873-881 (2007).</li>
<li>Vertii, A., Zimmerman, W., Ivshina, M., Doxsey, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Centrosome-intrinsic+mechanisms+modulate+centrosome+integrity+during+fever%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biol.+Cell%22%5BJournal%5D)">Centrosome-intrinsic mechanisms modulate centrosome integrity during fever.</a> Mol. Biol. Cell. 26, 3451-3463 (2015).</li>
<li>Walker, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWalker%2C+C+%22The+zebrafish%3A+Genetics+and+genomics.+Vol.+60+Methods+in+Cell+Biology%22">The zebrafish: Genetics and genomics. Vol. 60 Methods in Cell Biology</a>. Detrich, W. H., Westerfield, M., Zon, L. I. , Academic Press. 43-70 (1999).</li>
<li>Blanco-Vives, B., Sánchez-Vázquez, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synchronisation+to+light+and+feeding+time+of+circadian+rhythms+of+spawning+and+locomotor+activity+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Behav%22%5BJournal%5D)">Synchronisation to light and feeding time of circadian rhythms of spawning and locomotor activity in zebrafish.</a> Physiol. Behav. 98, 268-275 (2009).</li>
<li>Dekens, M. P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+regulates+the+cell+cycle+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Light regulates the cell cycle in zebrafish.</a> Curr. Biol. 13, 2051-2057 (2003).</li>
<li>Pelegri, F., Schulte-Merker, S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPelegri%2C+F+%22The+Zebrafish%3A+Genetics+and+Genomics+Vol.+60+Methods+in+Cell+Biology%22">The Zebrafish: Genetics and Genomics Vol. 60 Methods in Cell Biology</a>. Detrich, W., Zon, L. I., Westerfield, M. , Academic Press. 1-20 (1999).</li>
<li>Hart, N. H., Becker, K. A., Wolenski, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+sperm+entry+site+during+fertilization+of+the+zebrafish+egg%3A+localization+of+actin%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Reprod.+Dev%22%5BJournal%5D)">The sperm entry site during fertilization of the zebrafish egg: localization of actin.</a> Mol. Reprod. Dev. 32, 217-228 (1992).</li>
<li>Tsaadon, A., Eliyahu, E., Shtraizent, N., Shalgi, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((When+a+sperm+meets+an+egg%3A+block+to+polyspermy%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell.+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">When a sperm meets an egg: block to polyspermy.</a> Mol. Cell. Endocrinol. 252, 107-114 (2006).</li>
<li>Wong, J. L., Wessel, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defending+the+zygote%3A+search+for+the+ancestral+animal+block+to+polyspermy%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Top.+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Defending the zygote: search for the ancestral animal block to polyspermy.</a> Curr. Top. Dev. Biol. 72, 1-151 (2006).</li>
<li>Rappaport, R., Rappaport, B. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+cleavage+furrows+by+the+mitotic+spindle%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Zool%22%5BJournal%5D)">Establishment of cleavage furrows by the mitotic spindle.</a> J. Exp. Zool. 189, 189-196 (1974).</li>
<li>Wühr, M., Tan, E. S., Parker, S. K., Detrich, H. W. I., Mitchinson, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+cleavage+plane+determination+in+early+amphibian+and+fish+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">A model for cleavage plane determination in early amphibian and fish embryos.</a> Curr. Biol. 20, 2040-2045 (2010).</li>
<li>Yabe, T., Ge, X., Pelegri, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+zebrafish+maternal-effect+gene+cellular+atoll+encodes+the+centriolar+component+Sas-6+and+defects+in+its+paternal+function+promote+whole+genome+duplication%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">The zebrafish maternal-effect gene cellular atoll encodes the centriolar component Sas-6 and defects in its paternal function promote whole genome duplication.</a> Dev. Biol. 312, 44-60 (2007).</li>
<li>Poss, K. D., Nechiporuk, A., Stringer, K. F., Lee, C., Keating, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Germ+cell+aneuploidy+in+zebrafish+with+mutations+in+the+mitotic+checkpoint+gene+mps1%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">Germ cell aneuploidy in zebrafish with mutations in the mitotic checkpoint gene mps1.</a> Genes Dev. 18, 1527-1532 (2004).</li>
<li>Sakai, N., Burgess, S., Hopkins, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delayed+in+vitro+fertilization+of+zebrafish+eggs+in+Hank%27s+saline+containing+bovine+serum+albumin%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Mar.+Biol.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Delayed in vitro fertilization of zebrafish eggs in Hank's saline containing bovine serum albumin.</a> Mol. Mar. Biol. Biotechnol. 6, 84-87 (1997).</li>
<li>Roco, A. S., Olmstead, A. W., Degitz, S. J., Amano, T., Zimmerman, L. B., Bullejos, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coexistence+of+Y%2C+W%2C+and+Z+sex+chromosomes+in+Xenopus+tropicalis%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Coexistence of Y, W, and Z sex chromosomes in Xenopus tropicalis.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 112, 4752-4761 (2015).</li>
<li>Streisinger, G., Singer, F., Walker, C., Knauber, D., Dower, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+analyses+and+gene-centromere+distances+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Segregation analyses and gene-centromere distances in zebrafish.</a> Genetics. 112, 311-319 (1986).</li>
<li>Dekens, M. P. S., Pelegri, F. J., Maischein, H. -M., Nüsslein-Volhard, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+maternal-effect+gene+futile+cycle.is+essential+for+pronuclear+congression+and+mitotic+spindle+assembly+in+the+zebrafish+zygote%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The maternal-effect gene futile cycle.is essential for pronuclear congression and mitotic spindle assembly in the zebrafish zygote.</a> Development. 130, 3907-3916 (2003).</li>
<li>Pelegri, F., Mullins, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPelegri%2C+F+%22Met.+Cell+Biol.+Vol.+104%22">Met. Cell Biol. Vol. 104</a>. Detrich, H. W., Westerfield, M., Zon, L. I. , 83-120 (2011).</li>
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Die Autoren haben keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Kritische Schritte Es ist wichtig, unter den Bedingungen einer wirksamen in-vitro-Fertilisation zu arbeiten. Um eine gute Versorgung mit reifen Eier (Schritt 1) ​​zu gewährleisten, Frauen setzen für die Paarung sollte nicht wurden in Paarungs Kreuze für mindestens 5 Tage festgelegt und sollte gravide erscheinen. Während Unterbrechung der Zucht, kann ein Beobachter 15-30 Tanks ausreichend für das erste Auftreten von natürlichen Ei Extrusion überwachen. Unterbrechung der Paarung sollte so schnell...

Dieses Protokoll ermöglicht die Manipulation von Ploidie in Zebrabärbling - Embryonen, beispielsweise bei der Erzeugung von homozygoten gynogenetischen Diploiden von gynogenetischen Haploiden (Abbildung 1) oder die Herstellung von tetraploiden. Dies wird durch Induzieren einer Verzögerung in Zytokinese erreicht genau einem Zellenzyklus entspricht (2A, 2B). Der Schlüssel von einem Zyklus Verzögerung in cytokinesis wird durch Behandlung mit Hitzeschock erreicht. Das Standardprotokoll von Hitzeschock (HS) , wie ursprünglich von Streisinger und Kollegen beteiligt einen Temperaturimpuls während des Zeitraums 13-15 MPF, was zu einer Ein-Zyklus der Zellteilung Strömungsabriß während des ersten Zellzyklus - 1. Die Effizienz dieses Protokolls wurde durch Scannen der frühen Zellzyklen mit einem gleitenden Zeitfenster von Hitzeschockbehandlung vor kurzem verbessert. Dieser Scan einen späteren Zeitpunkt für einen Wärmeschock, noch innerhalb des ersten Zellzyklus (22-24 MPF), die zu einer höheren Rate von embr identifiziertenYos mit einem Zellteilungsströmungsabriß one-Zyklus, der in diesem Fall 2 mit der zweiten Zellzyklus wirkt. Die Beobachtung , dass experimentelle Manipulationen während des ersten Zyklus Zelle mit der Zellteilung in der zweiten Zellzyklus stören und DNA - Gehalt Vervielfältigung verursachen wurde auch bei anderen Fischarten 3,4 berichtet worden. Wir bezeichnen diese modifizierten Protokoll als Heat Shock 2 (HS2 - der Begriff &quot;2&quot; anzeigt, dass der Wärmeimpuls zu einem späteren Zeitpunkt erfolgt als die Standard HS-Methode, und dass der Zellzyklus-Verzögerung durch HS2 tritt während der zweiten Zellzyklus ). Diese Studien zeigten, dass die Grundlage für die Cytokinese Verhaftung nach Hitzeschock ist die Hemmung der centriole Duplizierung während des Wärmeimpulses, der Spindelbildung und Furche Induktions in der folgenden Zellzyklus wirkt. HS2 Ergebnisse in Ausbeuten von Arrest des Zellzyklus 100% nähert, und die Sätze der Ploidie Vervielfältigung bis zu 4 - mal höher als Standard HS 2. Die Embryonen behandelt Witzha Hitzeschock während Blastomere Zellzyklus viele schädliche Wirkungen zeigen, was darauf hindeutet , dass die Hitzeschock wirkt sich für die Zellteilung 2 mehrere Prozesse erforderlich. Auf der anderen Seite, wenn die Hitzeschock vor der Einleitung des Zellzyklus (Zeitraum 0-30 MPF) angewendet wird, scheint es , Auswirkungen im Einklang mit spezifischen Störungen centriole Doppelarbeit zu haben und scheint nicht andere wesentliche Zellprozesse 2 zu beeinflussen . Diese Studien zeigten, dass die Zeit vor dem Beginn der Blastomere Teilung wird eine Entwicklungsperiode zugänglich Verwendung Heat Shock als Werkzeug zu sein, um spezifisch Ploidie durch centriole Hemmung manipulieren. Die zugrunde liegende Ursache der scheinbaren Selektivität für Hitzeschock auf centriole Vervielfältigung ist nicht bekannt, kann aber auf einen selektiven Abbau von Zentrosomen Substrukturen beobachtet unter Hitzestress in bestimmten Zelltypen, wie beispielsweise Leukozyten 5 bezogen werden. Die zeitliche Synchronisation der embryonalen dewicklung wird durch In-vitro-Fertilisation (IVF) erreicht. Verwendung von unbehandeltem Sperma bei der Befruchtung führt zu diploiden Embryonen, die auf einem Zyklus cytokinesis Stall werden tetraploiden HS2-induziert. Die Verwendung von UV-behandelten Spermien, die Vernetzungen trägt, die ihre DNA zu inaktivieren, die Ergebnisse in gynogenetischen haploiden Embryonen 6, die auf einem Zyklus cytokinesis Stall gynogenetischen diploiden 2 werden-HSII induziert. Aufgrund der daraus resultierenden ganze Genomduplikation sind die letzteren gynogenetischen diploiden über das Genom in jedem einzelnen Locus homozygot. Für Prägnanz verweisen wir haploiden Embryonen als &quot;Haploiden&quot;, und homozygote gynogenetischen diploiden Embryonen als &quot;homozygot diploiden&quot; zu gynogenetischen. Wenn lebensfähige und fruchtbare können homozygot diploiden verwendet werden steril und tödlich freien Linien zu initiieren. Direkte homozygosity induziert durch HS2 sollte auch leicht in die genetische Analyse oder genetischen Screens eingebaut werden, da homozygot diploiden von Weibchen, die heterozygote Träger von mut sindtionen zeigen Raten von Homozygotie bei hohen und festen (50%) -Verhältnisse 2. Das folgende Protokoll beschreibt Schritte HS2 auszuführen und Ploidie Vervielfältigung mit voller homozygosity induzieren. Für tetraploiden Produktion sollte Spermien Lösung unbehandelt sein. Für homozygote diploiden Produktion, Sperma sollte durch UV-Behandlung inaktiviert werden. Darüber hinaus können auch Identifizierung von homozygoten diploiden verwendet werden, wie in der Diskussion, sichtbaren Pigmentmarkern beschrieben zu erleichtern. Zebrabärbling Kumpel in erster Linie während der ersten 3 Stunden nach Einleitung ihrer Licht - Zyklus 7 und Erwachsene und Eier sind empfindlich auf zirkadianen Rhythmen 8, so dass für die besten Ergebnisse der IVF - Verfahren innerhalb dieser Frist erfolgen soll.

<table><tbody><tr><td>Zebrafisch-Gatkästen</td><td>Aqua Schwarz</td><td>SpawningBox1</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td><td>S5886</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>P5405</td><td></td></tr><tr><td>Na2HPO4</td><td>Sigma</td><td>S3264</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma</td><td>P9791</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma</td><td>C7902</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4-7H2O</td><td>Sigma</td><td>63138</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma</td><td>S5761</td><td></td></tr><tr><td>Tricain</td><td>Western Chemical</td><td>Tricaine-D (MS 222)</td><td>FDA-zugelassen (ANADA 200-226)</td></tr><tr><td>Tris-Base</td><td>Sigma</td><td>77-86-1</td><td>zur Herstellung von 1 M Tris pH 9,0</td></tr><tr><td>HCl</td><td>Sigma</td><td>920-1</td><td>zur Vorbereitung von 1 M Tris pH 9.0</td></tr><tr><td>Fischnetz (feinmaschig) (4-5 in)</td><td>PennPlax</td><td>(ThatFishThatPlace # 212370)</td><td>erhältlich in ThatFishThatPlace</td></tr><tr><td>Plastiklöffel</td><td></td><td></td><td>erhältlich in den meisten Standardgeschäften</td></tr><tr><td>Präparierschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14091-09</td><td></td></tr><tr><td>Präparierzange</td><td>Dumont</td><td>SS</td><td>erhältlich bei Fine Science Tools</td></tr><tr><td>Präparierstereoskop (mit Durchlichtquelle)</td><td>Nikon</td><td>SMZ645</td><td>oder gleichwertig</td></tr><tr><td>Reflektierende Lichtquelle (LED-Arme)</td><td>Fostec</td><td>KL1600 LED</td><td>oder gleichwertige</td></tr><tr><td>Petriplatten 10 cm Durchmesser</td><td></td><td></td><td>beliebiger Hersteller</td></tr><tr><td>Eppendorf Röhren 1,5 ml</td><td></td><td></td><td>beliebiger Hersteller</td></tr><tr><td>Eiskübel</td><td></td><td></td><td>beliebig Maker</td></tr><tr><td>Pipetteman P-1000</td><td></td><td></td><td>beliebiger Maker</td></tr><tr><td>Pipettenspitzen 1.000 &micro; l</td><td></td><td></td><td>beliebiger Hersteller</td></tr><tr><td>Schmaler Spachtel</td><td>Fisher</td><td>14-374</td><td></td></tr><tr><td>Depression Glasplatte</td><td>Corning Inc</td><td>722085 (Fisher Kat. Nr. 13-748B)</td><td>erhältlich bei Fisher Scientific</td></tr><tr><td>UV-Lampe</td><td></td><td>UVP Modell XX-15 (Kat.-Nr. UVP18006201)</td><td>erhältlich bei Fisher Scientific. Obwohl von uns bei diesem Modell nicht beobachtet, wurde bei einigen UV-Quellen beobachtet, dass sie im Laufe der Zeit eine Abnahme der Intensität erfahren (falls dies der Fall ist, siehe Modifikationen und Fehlerbehebung)</td></tr><tr><td>UV-Brillen</td><td></td><td></td><td>jeder Hersteller</td></tr><tr><td>Papierhandtücher</td><td></td><td></td><td>jeder Hersteller</td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark</td><td>06-666-11</td><td>erhältlich bei Fisher Scientific</td></tr><tr><td>Timer-Stoppuhr</td><td></td><td></td><td>jeder Hersteller</td></tr><tr><td>Waschflasche</td><td>Thermo Scientific</td><td>24020500</td><td>erhältlich von Fisher Scientific</td></tr><tr><td>Teesieb</td><td></td><td></td><td>erhältlich in Küchengeschäften</td></tr><tr><td>Becher, 250 ml (2)</td><td>Corning Inc.</td><td>1000250</td><td>erhältlich bei Fisher Scientific</td></tr><tr><td>Wasserbad (2)</td><td></td><td></td><td>jeder Maker, mit Genauigkeit bis 0,1 C (z.B. Shel Lab H2O Bath Series)</td></tr><tr><td>Hanks' Lösung 1</td><td>siehe oben</td>, <td>siehe oben</td><td>: 8,0 g NaCl, 0,4 g KCl in 100 ml ddH2O. Bei 4 μC lagern.</td></tr><tr><td>Hanks' Lösung 2</td><td>siehe oben</td><td>siehe oben</td><td>0,358 g wasserfreies Na2HPO4, 0,6 g KH2PO4 in 100 ml ddH2O. Bei 4 μC lagern.</td></tr><tr><td>Hanks' Lösung 4</td><td>siehe oben</td>, <td>siehe oben</td>: <td>0,72 g CaCl2 in 50 ml ddH2O. Bei 4 μC lagern.</td></tr><tr><td>Hank's Premix</td>, <td>siehe oben</td>, <td>siehe oben</td><td>, in der folgenden Reihenfolge hinzufügen: 10,0 ml Lösung 1; &nbsp; 1,0 ml Lösung 2; &nbsp; 1,0 ml Lösung 4; &nbsp; 86,0 ml ddH2O; &nbsp; 1,0 ml Lösung 5. Bei 4 Grad lagern; C</td></tr><tr><td>Hanks' Lösung 6</td><td>siehe oben</td>, <td>siehe oben</td><td>: 0,33 g NaHCO3 in 10 ml ddH2O. Bereiten Sie sich am Morgen des IVF-Eingriffs frisch vor.</td></tr><tr><td>Hank's Lösung ()</td><td>siehe oben</td><td>siehe oben</td><td>Kombinieren 990 &mu; l von Hank' s Premix und 10 &mu; l frisch hergestellte Lösung 6 (NaHCO3 Lösung)</td></tr></tbody></table>

ploidy manipulation von zebrafischembryonen mit heat shock 2 behandlung

Ploidy Manipulation of Zebrafish Embryos with Heat Shock 2 Treatment

Manipulation von Ploidie ermöglicht nützliche Umwandlungen, wie Diploide zu tetraploiden oder Haploiden zu diploiden. Im Zebrabärblingen, insbesondere die Erzeugung von homozygot gynogenetischen diploiden ist in der genetischen Analyse nützlich , weil sie die direkte Herstellung von Homozygoten aus einer einzigen heterozygot Mutter erlaubt. Dieser Artikel beschreibt ein modifiziertes Protokoll für die Duplizierung Ploidie basierend auf einem Wärmeimpuls während des ersten Zellzyklus, Heat Shock 2 (HS2). Durch Hemmung der centriole Vervielfältigung führt dieses Verfahren in einer präzisen Zellteilung Stand während des zweiten Zellzyklus. Die genaue Ein-Zyklus-Teilung Stall, gekoppelt unbeeinflusst DNA Vervielfältigung, ergibt sich ganze Genomduplikation. Protokolle mit diesem Verfahren verbunden sind Ei- und Samensammlung, UV - Behandlung von Spermien, in - vitro - Fertilisation und Wärmeimpuls eine Ein-Zellzyklus - Abteilung Verzögerung und Ploidie Doppelarbeit zu verursachen. Eine modifizierte Version dieses Protokolls könnte angewendet werdenPloidie Veränderungen in anderen Tierarten zu induzieren.

Trotz des Stalles ein Zellzyklus Zytokinese tritt die DNA - Replikation normalerweise in solchen Embryonen, die sich in der Vervielfältigung der DNA - Gehalt des Embryos (Abbildung 1). Das Streisinger Heat Shock - Protokoll (Standard HS) beinhaltet einen Wärmeimpuls während der Zeit von 13 bis 15 Minuten nach der Befruchtung (MPF) und induziert in erster Linie cytokinesis Verhaftung während der ersten embryonalen Zellteilung bei 35 MPF 1,2, während die abgelei...

Ein modifiziertes Protokoll zur Ploidie Manipulation verwendet einen Hitzeschock eine Ein-Zyklus-Stall in cytokinesis im frühen Embryo zu induzieren. Dieses Protokoll wird in dem Zebrafisch gezeigt, sondern kann auf andere Arten anwendbar.

Ploidy Manipulation von Zebrafischembryonen mit Heat Shock 2 Behandlung

Manipulation of ploidy allows for useful transformations, such as diploids to tetraploids, or haploids to diploids. In the zebrafish Danio rerio, ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Diploidisierung im frühen Zebrafischembryo durch Hemmung der Zytokinese, die einem embryonalen Zellzyklus entspricht, zu fördern. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen auf dem Gebiet der Genetik zu beantworten, beispielsweise durch die Identifizierung von Genen, die an erwachsenen oder Fortpflanzungseigenschaften beteiligt sind, die Erzeugung inzuchtlinien oder andere genetische Manipulationen. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie einfach und dennoch wirksam ist, um die Diploidisierung zu fördern, und dadurch die direkte Homozygotwerdung von Allelen ermöglicht, die in einem einzigen heterozygoten Individuum vorhanden sind.Am Nachmittag vor dem Experiment setzen Sie Paarungspaare des gewünschten Zebrafischohns in Standard-Zebrafisch-Paarungskästen mit Trennwänden zur Trennung von Männchen und Weibchen zusammen. Am Morgen des Experiments entfernen Sie die physische Trennwand, damit die Eiablage beginnen kann. Überprüfen Sie die Becken mit den Paarungspaaren visuell, um das Austreten von Eiern während der natürlichen Paarung festzustellen.Bei den ersten Anzeichen von Eiabgaben die Männchen und Weibchen t

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Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Dies ist ein Verfahren zur Erzeugung gynogenetic diploid Zebrafischembryonen (Embryonen, deren einzige genetische Beitrag kommt von der Mutter) durch die Blockierung der zweiten Reifeteilung unmittelbar nach der Befruchtung mit UV-Licht-inaktivierten Sperma. EP Embryonen sind nicht vollständig homozygot durch Rekombination während der ersten meiotischen Teilung, aber sie sind homozygot überhaupt loci, die nicht von ihrem Zentromer wurden durch Rekombination getrennt.

Machen Gynogenetic Diploid Zebrafisch von Anfang Druck

Hier berichten wir über ein Protokoll zur Messung von oxidativem Stress in lebenden Zebrafischembryonen. Dieses Verfahren ermöglicht den Nachweis von reaktiven Sauerstoffspezies (ROS) sowohl in ganzen Embryogeweben als auch in Einzelzellpopulationen. Mit diesem Protokoll werden sowohl qualitative als auch quantitative Analysen durchgeführt.

Analyse von oxidativem Stress in Zebrafischembryonen

Der Zebrafisch ist aufgrund seiner genetischen Ähnlichkeit mit höheren Wirbeltieren ein leistungsfähiges Modellsystem für die Entwicklungsbiologie und die Erforschung menschlicher Krankheiten. Dieses Protokoll beschreibt eine Methode zur Erzeugung haploider Zebrafischembryonen, die für Forward-Screening-Strategien verwendet werden können, um rezessive Mutationen in Genen zu identifizieren, die für die frühe Embryogenese essentiell sind.

Die Produktion von Haploid Zebrafischembryonen durch<em&gt; In-vitro-</em&gt; Düngung

Dieses Protokoll bietet eine Schritt-für-Schritt-Anleitung, wie man parabiotische Zebrafischembryonen mit unterschiedlichem genetischen Hintergrund erzeugt. In Kombination mit den beispiellosen Bildgebungsmöglichkeiten des Zebrafischembryos bietet diese Methode ein einzigartig leistungsfähiges Mittel, um zellautonome und nicht-zellautonome Funktionen für Kandidatengene von Interesse zu untersuchen.

Die Erzeugung von Parabiotic Zebrabärbling Embryonen, die durch chirurgische Fusion der Entwicklung Blastulae

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DNA-Replikation Timing mit Zebrafisch als ein In Vivo Modell-System-Profiling

In vivo Imaging ist ein leistungsfähiges Werkzeug, das verwendet werden kann, um die zellulären Mechanismen zugrunde liegenden Entwicklung des Nervensystems zu untersuchen. Hier beschreiben wir eine Technik zur Verwendung von Zeitraffer-Konfokalmikroskopie, um eine große Anzahl von mehrfarbigen Brainbow-markierten Zellen in Echtzeit innerhalb des sich entwickelnden Zebrafischnervensystems zu visualisieren.

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Effizientes PAM-loses Baseneditieren für die Zebrafisch-Modellierung menschlicher genetischer Erkrankungen mit zSpRY-ABE8e

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Erzeugung von maternalen Mutanten mit zpc:cas9 Knock-in-Zebrafisch

Erfahren Sie, wie Sie mit Hitzeschockbehandlung die Ploidie in Zebrafischembryonen manipulieren und Diploidisierung induzieren. Diese einfache Methode ermöglicht genetische Studien und die Erzeugung inzuchtlinien.

Ploidy Manipulation von Zebrafischembryonen mit Heat Shock 2 Behandlung

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