Name: Spin Sättigungstransfer-Differenz-NMR (SSTD NMR): Ein neues Werkzeug zu erhalten kinetischen Parameter der chemischen Austauschprozesse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 44 s
Description: Lernen Sie die SSTD NMR-Methode zur Bestimmung kinetischer Parameter chemischer Austauschprozesse in kleinen organischen und metallorganischen Molekülen. Diese Technik ermöglicht gleichzeitige Messung von Geschwindigkeitskonstanten und Relaxationszeiten.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Finanzierung durch die University of East Anglia, das EPSRC (EP/L012855/1) und die EU (H2020-MSCA-IF-2014-EF-ST-658172) wird dankbar gewürdigt (MTQ).

Achtung: Bitte konsultieren Sie alle relevanten Sicherheitsdatenblätter (MSDS) vor dem Gebrauch. 1. NMR-Probenvorbereitung <ol><li> Wiegen 5 mg N, N - Dimethylacetamid, in den ein NMR - Röhrchen geeignet für niedrige Temperaturen und lösen sich in 0,6 ml Toluol - d 8. </li></ol> 2. NMR Experimenteller Aufbau 25 <ol><li> NOE Spectra Acquisition <ol><li> Führen Sie eine eindimensionale NOE (Nuclear - Overhauser - Effekt) Experiment. 26 HINWEIS: NOE-Effekte bei jeder Temperatur passieren kann. Eine eindimensionale NOE-Spektrum das Signal Bestrahlen, die in der SSTD NMR Experiment bestrahlt wird, bei -40 ° C wurde aufgezeichnet, um sicherzustellen, dass die Rotation und die Magnetisierungstransfer in der Probe hier verwendet wurde, minimiert und somit die NOE, falls vorhanden, würde vorherrschen und in diesem Experiment gemessen werden. Idealer shoul, NOE-Effekte zwischen den beiden Austauschkerned nicht vorhanden sein, Interferenzen mit dem SSTD Verfahren zu vermeiden. </li></ol></li><li> SSTD NMR-Experimente-Setup <ol><li> Legen Sie die Probe im Magneten durch erste Typisierung ej in der Befehlszeile der Software auf den Luftstrom einzuschalten. Dann legen Sie die Probe auf der Oberseite des Magneten und dann ij geben. Warten Sie, bis die Probe innerhalb des Magneten ist. </li><li> Sobald die Probe im Magneten, Typ versehenes Werkzeug in der Befehlszeile. Ändern, um die Temperatur auf die erste ausgewählte Temperatur das Experiment durchzuführen (295,5 K in diesem Fall). Lassen Sie die Probe für mindestens 20 min bei der gewählten Temperatur zu stabilisieren. </li><li> Durchführen einer 1D - 1 H-NMR - Experiment an der Probe. <ol><li> Erstellen Sie einen neuen Datensatz einer 1 H-NMR - Experiment. Dazu klicken Sie auf Datei / Neu und nennen Sie das neue Experiment. </li><li> Geben Sie nacheinander und wartet auf den vorherigen Befehl zu beenden: lock, Atma, topshim, getprosol und RGA. </li><li> Geben Sie &lt;em&gt; zg das Proton Experiment zu erwerben. Sobald sie es verwandeln Typ EFP und apk Fourier beendet ist und die Phase einzustellen. </li></ol></li><li> Erstellen Sie einen neuen Datensatz von zum Beispiel ein 1 H - NMR - Experiment. Dazu klicken Sie auf Datei / Neu und nennen Sie das neue Experiment. </li><li> In diesem neuen Datensatz, geben Sie in der Befehlszeile rpar. Wählen Sie eine der &quot;STDDIFF&quot; Parametersätze aus der Liste, zum Beispiel STDDIFFESGP, und klicken Sie auf &quot;lesen&quot; und dann &quot;Alle&quot; (Abbildung 1). Alternativ dazu tun dies , indem alle rpar STDDIFFESGP eingeben. HINWEIS: Das Experiment kann mit dieser Impulsfolge durchgeführt werden. Jedoch verwendet das Impulsprogramm in unserem Experiment war STDDIFF. </li><li> Um die STDDIFF Pulssequenz auszuwählen, klicken Sie auf die Schaltfläche mit den drei Punkten in der PULPROG Linie (Abbildungen 2 und 3). </li><li> Bevor die SSTD NMR - Experiment durchgeführt wird , kalibrieren 1 H 90 ° hart pulse (p1). Zu diesem Zweck ist sicherzustellen, dass die Probe in dem Magneten ist, bei der gewünschten Temperatur (Schritt 2.2.2). Geben Sie pulsecal in der Befehlszeile und kopieren Sie den Wert des 90 ° Impulses bei der höheren Leistung (PL1 = -1 dB in diesem Fall), dh derjenige, der den kürzesten Impuls (Abbildung 4) ergibt. </li><li> Einzuführen, um die Werte für die kalibrierte Fest Impuls in dem Experiment. Typ getprosol 1H (Wert für p1 in Schritt 2.2.7) erhalten (Wert für PL1) (Abbildung 5). </li><li> Stellen Sie die Länge des geformten Pulses. Typ p13 und stellen einen Wert von 50.000 &amp; mgr; s (Abbildung 6). </li><li> Stellen Sie den selektiven Pulsform. Um dies zu tun, zur Macht gehen und klicken Sie auf den &quot;Bearbeiten ...&quot; , um SHAPE (Abbildung 7). Gehen Sie auf die geformten Puls 13 und wählen: Gaus 1,1000 (Abbildung 8). </li><li> Stellen Sie die selektive Impulsleistung (SP13). Setzen Sie ihn auf etwas angemessen, das heißt </em&gt;, Auf diesem System zwischen 40-60 dB (entsprechend einer Feldstärke von etwa 120 Hz) (Abbildung 8). Zu hohe Feldstärken können zu nicht akzeptablen Sättigungseffekten führen. 27-29 HINWEIS: 50 dB war optimal in unserem Fall. Berücksichtigen Sie, dass dies ein Dämpfungsskala, also je kleiner der Wert, desto höher die Leistung der Radiofrequenz. Wie es um die sättigenden Gaussian Kaskade entspricht, die für lange Zeit (mehrere Sekunden) angewendet wird, sollte SP13 nicht unter 40 dB gehen (falls nötig, konsultieren Sie die Gerätespezifikationen, so lange Pulse mit hoher Leistung die Probenkopf beschädigen könnte). Nach unserer Erfahrung 41-61 dB über die Abschwächung der harten 1 H 90 ° Impuls (-1 dB in dieser Arbeit) funktioniert gut. Versuchen Sie, immer die höchste Dämpfung auswählen möglich, die zu ähnlichen Sättigungsniveau. </li><li> Geben ns und setzen Sie ihn auf 8 und geben Sie ds und setzen Sie ihn auf 4. </li></ol></li></ol> 3. NMR-Datenerfassung eind Verarbeitung 25 <ol><li> SSTD NMR Experiment Acquisition <ol><li> Öffnen Sie die 1 H - NMR - Experiment durchgeführt , in Schritt 2.2.3 zu prüfen , wo das Signal , das ist bestrahlt wird. Dazu das Experiment in der Software-Browser suchen, klicken Sie rechts im Datensatz und klicken Sie auf &quot;Anzeige in einem neuen Fenster&quot;. </li><li> Bewegen Sie den Cursor-Linie in die Mitte des Signals zu bestrahlen und notieren Sie sich die chemische Verschiebung in ppm. Wählen Sie die spektrale Breite, die in dem Experiment verwendet. HINWEIS: In diesem Fall wird das Signal, welches bestrahlt wird, ist bei 2,17 ppm, und die spektrale Breite verwendet wurde, war 1,46 ppm. Stellen Sie sicher, dass keine chemische Verschiebung Korrektur verwendet wird, oder die Bestrahlungsfrequenz kann falsch eingestellt. </li><li> Gehen Sie auf die zuvor erstellte SSTD NMR-Experiment mit dem in Abschnitt 2.2 genannten Einrichtung. </li><li> Erstellen Sie eine Liste mit den Frequenzen der Bestrahlung. Dazu geben Sie in der Befehlszeile fq2list und eine bestehende Liste aus. </li><li> Bearbeiten Sie die ListeBestrahlungsfrequenzen einschließlich der folgenden Daten in den drei ersten Reihen (Abbildung 9): Zeile 1. P (zeigt an, dass die folgenden Daten in ppm); Row 2 Frequenz des Signals in ppm bestrahlt werden, wie in 3.1 gemessen.. 1; Reihe 3,40 ppm (eine Frequenz , die weit von den 1 H - Signale der Verbindung ist , so dass die Bestrahlung in dieser Frequenz nicht die Spektren nicht beeinträchtigt). </li><li> Speichern Sie die Liste mit einem neuen Namen und dann in der Befehlszeile eingeben fq2list und wählen Sie die Liste gerade erstellt haben . </li><li> Zur Zentrierung das Experiment auf die Signale untersuchten Typ O1P und wählen Sie als das Zentrum des Experiments die chemische Verschiebung des Signals , das bestrahlt wird. </li><li> Typ sw die spektrale Breite zu wählen (1,46 ppm in diesem Fall, aber auch jede andere spektrale Breite kann gewählt werden). HINWEIS: Wenn die Erfassungszeit erhalten, nachdem die spektrale Breite zu ändern ist zu lang (die mehr Rauschen in den Spektren einführen wird) es can eingestellt werden , AQ , indem Sie den gewünschten freien Induktionszerfalls (FID) Auflösung (FIDRES, 0,25 Hz in diesem Fall) zu liefern. </li><li> Wählen Sie den Wert für die Inter Relaxationsdelay D1. Sicherzustellen , dass sie mindestens 1 bis 5 - fachen Wert der T 1 des langsamsten entspannend Proton. HINWEIS: Wir setzen auf 40 sec auf, die die längste Sättigungszeit (D20) in dem Experiment ist. Auf diese Weise allen Versuchen halten die gleiche Gesamt &quot;pro Scan&quot; Zeit (Verzögerung + Sättigungszeit + Pulse + Erfassungszeit). </li><li> Typ D1 und setzen Sie ihn auf 40 sec. </li><li> Stellen Sie den ersten Wert für die Sättigungszeit von D20 eingeben und es bis zu 40 Sekunden einstellen. Bestimmen Sie die Empfängerverstärkung (rg) automatisch durch RGA eingeben. </li><li> Erstellen Sie das nächste Experiment , indem Sie iexpno. Typ D20 und eine Sättigungszeit von 20 sec in diesem Experiment aus. Typ RGA automatisch rg bestimmen. </li> &lt;li&gt; Wiederholen Sie den letzten Schritt für D20 = 10, 5, 2,5, 1,25, 0,625, 0,3 Sek. </li><li> Nachdem alle Versuche erstellt werden, öffnen Sie die erste und in der Art multizg Befehlszeile und geben Sie die Anzahl der Versuche, 8 in diesem Fall (dh multizg 8). </li></ol></li><li> SSTD NMR Experiment Verarbeitung <ol><li> Öffnen Sie die PROCNO 1 (Prozessnummer) von EXPNO 1 (Experiment Nummer) des Satzes (die mit der höheren Sättigungszeit). </li><li> In der Art lb Befehlszeile und den Wert auf 1,5 eingestellt. HINWEIS: Bei Spektren mit sehr hohem Signal-zu-Rausch-Verhältnisse dieser Wert verringert werden kann; Umgekehrt könnte es für noisy Experimente erhöht werden, wenn die spektrale Auflösung nicht schwerwiegend beeinträchtigt wird. </li><li> In der Befehlszeile Typ EFP und Prozess FID # = 1 ( &quot;on-Resonanz&quot; Spektrum) in PROCNO = 2 (Abbildung 10). </li><li> Korrigieren Sie die Phase des Experiments durch die interaktive Phasenkorrektur b klickenutton und sie als 2D-Experiment speichern. Speichern und Beenden (Abbildung 11). </li><li> Typ rep 1 in der Befehlszeile zu dem PROCNO 1 zu gehen. </li><li> In der Befehlszeile Typ EFP und Prozess FID # = 2 ( &quot;off-Resonanz&quot; Spektrum) in PROCNO = 3 (Abbildung 12). </li><li> In der Befehlszeile Typ .md und dann 2 rep ein mehrere Anzeigefenster mit beiden verarbeiteten Spektren zeigen: 2 (der mit dem Signal in der Mitte gesättigt) und 3 (demjenigen , in dem der sättigenden Impulsfolge bei 40 ppm angewandt wurde ) (Abbildung 13). </li><li> Klicken Sie auf die Schaltfläche mit einem Delta - Zeichen (Abbildung 13) , um den Differenzspektren zu berechnen und sie in PROCNO 4. Beenden Sie das mehrere Anzeigefenster speichern. </li><li> Wählen Sie eine Integrationsbereich für das Signal auf der linken Seite (das Signal, in dem die Übertragung der Sättigung aufgrund der chemischen Austauschprozess wird beobachtet werden). Immer integrieren, um die Region in PROCNO 3 und PROCNO 4. <br/&gt; Hinweis: Der Bereich Integration in diesem Experiment verwendet wurde, 2,55-2,67 ppm. </li><li> Einmal integriert, gehen Sie auf die &quot;Integrale&quot; Reiter in jedem der Experimente , und kopieren Sie den Wert von &quot;Integral [abs]&quot; (Abbildung 14). </li><li> Teilen Sie das Integral in PROCNO 4 durch das Integral in PROCNO 3. dass der Wert von η SSTD für eine Sättigungszeit von 40 sec (η SSTD = Spin Sättigungstransfer - Differenz - Parameter). 21 </li><li> Wiederholen des Verfahrens für den Rest der Versuche mit unterschiedlichen Sättigungszeiten. </li></ol></li></ol> 4. Datenanalyse 30 <ol><li> Die Analyse der Daten der kinetischen Parameter zu erhalten <ol><li> Zeichnen Sie die erhaltenen η SSTD Werte im Vergleich zum Sättigungszeit. 21 </li><li> Führen Sie eine exponentielle Anpassung der erhaltenen Kurven der Gleichung einzustellen <img alt="Gleichung 1" src="/files/ftp_upload/54499/54499eq1.jpg" /> <img alt = &quot;Gleichung 2&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 54499 / 54499eq2.jpg&quot; /&gt; <img alt="Gleichung 3" src="/files/ftp_upload/54499/54499eq3.jpg" /> = <img alt="Gleichung 4" src="/files/ftp_upload/54499/54499eq4.jpg" /> bei sehr langen Sättigungszeit t = Zeit </li><li> Berechnen der Werte von η SSTD MAX und δ und nutzen sie die Werte der Geschwindigkeitskonstanten (k) und Relaxationszeiten (T 1A) gemäß den folgenden Gleichungen zu berechnen: <img alt="Gleichung 5" src="/files/ftp_upload/54499/54499eq5.jpg" /> T1A = longitudinale Relaxationszeit Konstante von Spin A k = gegenseitigen Ort-Austausch-Konstante kinetische Geschwindigkeit <ol><li> Besorgen Sie sich die kinetische Geschwindigkeitskonstante von: <img alt="Gleichung 6" src="/files/ftp_upload/54499/54499eq6.jpg" /></li></ol></li></ol></li><li> Eyring Plot der thermodynamische Parameter zu erhalten <ol><li> Plot ln (k / T) gegen 1 / T (T = absolute Temperatur), die Werte des kine mit<html> tic Raten bei verschiedenen Temperaturen. </li><li> Führen Sie eine lineare Anpassung der Daten erhalten, um die Eyring-Gleichung anpassen: <img alt="Gleichung 7" src="/files/ftp_upload/54499/54499eq7.jpg" /> <img alt="Gleichung 8" src="/files/ftp_upload/54499/54499eq8.jpg" /> <img alt="Gleichung 9" src="/files/ftp_upload/54499/54499eq9.jpg" /> <img alt="Gleichung 10" src="/files/ftp_upload/54499/54499eq10.jpg" /> R = Gaskonstante k B = Boltzmann - Konstante T = absolute Temperatur </li><li> Berechnen Sie die thermodynamischen Parameter &amp; Delta; H ≠ und &amp; Delta; S ≠. </li><li> Berechnen Sie die Werte für E A (298) und &amp; Delta; G ≠ (298) unter Verwendung der folgenden Gleichungen: <img alt="Gleichung 11" src="/files/ftp_upload/54499/54499eq11.jpg" /> <img alt="Gleichung 12" src="/files/ftp_upload/54499/54499eq12.jpg" /> s / ftp_upload / 54499 / 54499eq13.jpg &quot;/&gt; <img alt="Gleichung 14" src="/files/ftp_upload/54499/54499eq14.jpg" /> </li></ol></li></ol>

<ol><li>Bain, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+Exchange+in+NMR%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Nuc.+Mag.+Res.+Spect%22%5BJournal%5D)">Chemical Exchange in NMR.</a> Prog. Nuc. Mag. Res. Spect. 43, 63-103 (2003).</li>
<li>Bain, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+Exchange%5BTitle%5D)+AND+%22Modern+Magnetic+Resonance%22%5BJournal%5D)">Chemical Exchange.</a> Modern Magnetic Resonance. , 421-427 (2006).</li>
<li>Bain, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chapter+2+-+Chemical+Exchange%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Rep.+NMR+Spect%22%5BJournal%5D)">Chapter 2 - Chemical Exchange.</a> Ann. Rep. NMR Spect. 63, 23-48 (2008).</li>
<li>Reeves, L., Shaddick, R., Shaw, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nuclear+Magnetic+Resonance+Studies+of+Multi-site+Chemical+Exchange.+III.+Hindered+Rotation+in+Dimethylacetamide%2C+Dimethyl+Trifluoro-acetamide%2C+and+Dimethyl+Benzamide%5BTitle%5D)+AND+%22Can.+J.+Chem%22%5BJournal%5D)">Nuclear Magnetic Resonance Studies of Multi-site Chemical Exchange. III. Hindered Rotation in Dimethylacetamide, Dimethyl Trifluoro-acetamide, and Dimethyl Benzamide.</a> Can. J. Chem. 49, 3683-3691 (1971).</li>
<li>Drakenberg, T., Dahlqvist, K., Forsen, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Barrier+to+Internal+Rotation+in+Amides.+IV.+N%2CN-Dimethylamides.+Substituent+and+Solvent+Effects%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Phys.+Chem%22%5BJournal%5D)">Barrier to Internal Rotation in Amides. IV. N,N-Dimethylamides. Substituent and Solvent Effects.</a> J. Phys. Chem. 76, 2178-2183 (1972).</li>
<li>Fujiwara, F., Airoldi, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carbon-13+NMR+Study+of+the+Barrier+to+Internal+Rotation+of+N%2CN-Dimethylacetamide+in+the+Adduct+with+Antimony%28III%29+Chloride%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Phys.+Chem%22%5BJournal%5D)">Carbon-13 NMR Study of the Barrier to Internal Rotation of N,N-Dimethylacetamide in the Adduct with Antimony(III) Chloride.</a> J. Phys. Chem. 88, 1640-1642 (1984).</li>
<li>Gutowsky, H. S., Holm, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rate+Processes+and+Nuclear+Magnetic+Resonance+Spectra.+II.+Hindered+Internal+Rotation+of+Amides%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Phys%22%5BJournal%5D)">Rate Processes and Nuclear Magnetic Resonance Spectra. II. Hindered Internal Rotation of Amides.</a> J. Chem. Phys. 25, 1228-1234 (1956).</li>
<li>Forsen, S., Hoffman, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+New+Method+for+the+Study+of+Moderately+Rapid+Chemical+Exchange+Rates+Employing+Nuclear+Magnetic+Double+Resonance%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Chem.+Scand%22%5BJournal%5D)">A New Method for the Study of Moderately Rapid Chemical Exchange Rates Employing Nuclear Magnetic Double Resonance.</a> Acta Chem. Scand. 17, 1787-1788 (1963).</li>
<li>Forsen, S., Hoffman, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Study+of+Moderately+Rapid+Chemical+Exchange+Reactions+by+Means+of+Nuclear+Magnetic+Double+Resonance%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Phys%22%5BJournal%5D)">Study of Moderately Rapid Chemical Exchange Reactions by Means of Nuclear Magnetic Double Resonance.</a> J. Chem. Phys. 39, 2892-2901 (1963).</li>
<li>Williams, T. J., Kershaw, A. D., Li, V., Wu, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Inversion+Recovery+NMR+Kinetics+Experiment%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Educ%22%5BJournal%5D)">An Inversion Recovery NMR Kinetics Experiment.</a> J. Chem. Educ. 88, 665-669 (2011).</li>
<li>Bain, A. D., Cramer, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+Chemical+Exchange+in+an+Eight-Coordinated+Bicentered+Ruthenium+Complex+Studied+by+One-Dimensional+Methods.+Data+Fitting+and+Error+Analysis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Res.%2C+Series+A%22%5BJournal%5D)">Slow Chemical Exchange in an Eight-Coordinated Bicentered Ruthenium Complex Studied by One-Dimensional Methods. Data Fitting and Error Analysis.</a> J. Magn. Res., Series A. 118, 21-27 (1996).</li>
<li>Sandstrom, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSandstrom%2C+J+%22Dynamic+NMR+Spectroscopy%22">Dynamic NMR Spectroscopy</a>. , Academic. New York. ISBN: 0126186200 9780126186208 (1982).</li>
<li>Castanar, L., Nolis, P., Virgili, A., Parella, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+T1%2FT2+Relaxation+Times+in+Overlapped+Regions+from+Homodecoupled+1H+Singlet+Signals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">Measurement of T1/T2 Relaxation Times in Overlapped Regions from Homodecoupled 1H Singlet Signals.</a> J. Magn. Reson. 244, 30-35 (2014).</li>
<li>Muñoz, M. P., de la Torre, M. C., Sierra, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+Platinum-Catalysed+Dihydroalkoxylation+of+Allenes%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Synth.+Catal%22%5BJournal%5D)">New Platinum-Catalysed Dihydroalkoxylation of Allenes.</a> Adv. Synth. Catal. 352, 2189-2194 (2010).</li>
<li>Muñoz, M. P., de la Torre, M. C., Sierra, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Platinum-Catalysed+Bisindolylation+of+Allenes%3A+A+Complementary+Alternative+to+Gold+Catalysis%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Eur.+J%22%5BJournal%5D)">Platinum-Catalysed Bisindolylation of Allenes: A Complementary Alternative to Gold Catalysis.</a> Chem. Eur. J. 18, 4499-4504 (2012).</li>
<li>Hurtado-Rodrigo, C., Hoehne, S., Muñoz, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+New+Gold-Catalysed+Azidation+of+Allenes%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Comm%22%5BJournal%5D)">A New Gold-Catalysed Azidation of Allenes.</a> Chem. Comm. 50, 1494-1496 (2014).</li>
<li>Vrieze, K., Volger, H. C., Gronert, M., Praat, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intramolecular+Rearrangements+in+Platinum--Tetramethylallene+Compounds+as+Influenced+by+Ligands+Trans+to+the+Allene+Group%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Organometal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Intramolecular Rearrangements in Platinum--Tetramethylallene Compounds as Influenced by Ligands Trans to the Allene Group.</a> J. Organometal. Chem. 16, 19-22 (1969).</li>
<li>Vrieze, K., Volger, H. C., Praat, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complexes+of+Allenes+with+Platinum+%28II%29+and+Rhodium+%28I%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Organometal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Complexes of Allenes with Platinum (II) and Rhodium (I).</a> J. Organometal. Chem. 21, 467-475 (1970).</li>
<li>Brown, T. J., Sugie, A., Leed, M. G. D., Widenhoefer, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structures+and+Dynamic+Solution+Behavior+of+Cationic%2C+Two-Coordinate+Gold%28I%29-%CF%80-Allene+Complexes%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Eur.+J%22%5BJournal%5D)">Structures and Dynamic Solution Behavior of Cationic, Two-Coordinate Gold(I)-π-Allene Complexes.</a> Chem. Eur. J. 18, 6959-6971 (2012).</li>
<li>Yang, W., Hashmi, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanistic+Insights+into+the+Gold+Chemistry+of+Allenes%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Soc.+Rev%22%5BJournal%5D)">Mechanistic Insights into the Gold Chemistry of Allenes.</a> Chem. Soc. Rev. 43, 2941-2955 (2014).</li>
<li>Quiros, M. T., Angulo, J., Munoz, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetics+of+Intramolecular+Chemical+Exchange+by+Initial+Growth+Rates+of+Spin+Saturation+Transfer+Difference+Experiments+%28SSTD+NMR%29%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Commun%22%5BJournal%5D)">Kinetics of Intramolecular Chemical Exchange by Initial Growth Rates of Spin Saturation Transfer Difference Experiments (SSTD NMR).</a> Chem. Commun. 51, 10222-10225 (2015).</li>
<li>Mayer, M., Meyer, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+Ligand+Binding+by+Saturation+Transfer+Difference+NMR+Spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Ang.+Chem.+Int.+Ed%22%5BJournal%5D)">Characterization of Ligand Binding by Saturation Transfer Difference NMR Spectroscopy.</a> Ang. Chem. Int. Ed. 38, 1784-1788 (1999).</li>
<li>Angulo, J., Nieto, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((STD-NMR%3A+Application+to+Transient+Interactions+Between+Biomolecules+-+A+Quantitative+Approach%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">STD-NMR: Application to Transient Interactions Between Biomolecules - A Quantitative Approach.</a> Eur. Biophys. J. 40, 1357-1369 (2011).</li>
<li>Kemper, S., Patel, M. K., Errey, J. C., Davis, B. G., Jones, J. A., Claridge, T. D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Group+Epitope+Mapping+Considering+Relaxation+of+the+Ligand+%28GEM-CRL%29%3A+Including+Longitudinal+Relaxation+Rates+in+the+Analysis+of+Saturation+Transfer+Difference+%28STD%29+Experiments%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">Group Epitope Mapping Considering Relaxation of the Ligand (GEM-CRL): Including Longitudinal Relaxation Rates in the Analysis of Saturation Transfer Difference (STD) Experiments.</a> J. Magn. Reson. 203, 1-10 (2010).</li>
<li>TopSpin program. , Bruker Corp. Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.bruker.com/products/mr/nmr/nmr-software/software/topspin/">http://www.bruker.com/products/mr/nmr/nmr-software/software/topspin/</a> (2015).</li>
<li>Berger, S., Braun, S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBerger%2C+S+%22200+and+More+NMR+Experiments%3A+A+Practical+Course%22">200 and More NMR Experiments: A Practical Course</a>. , Wiley. ISBN. ISBN: 978-3-527-31067-8 (2004).</li>
<li>Cutting, B., Shelke, S. V., Dragic, Z., Wagner, B., Gathje, H., Kelm, S., Ernst, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitivity+Enhancement+in+Saturation+Transfer+Difference+%28STD%29+Experiments+Through+Optimized+Excitation+Schemes%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Chem%22%5BJournal%5D)">Sensitivity Enhancement in Saturation Transfer Difference (STD) Experiments Through Optimized Excitation Schemes.</a> Magn Reson Chem. 45, 720-724 (2007).</li>
<li>Ley, N. B., Rowe, M. L., Williamson, R. A., Howard, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimising+Selective+Excitation+Pulses+To+Maximize+Saturation+Transfer+Difference+NMR+Spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22RSC+Adv%22%5BJournal%5D)">Optimising Selective Excitation Pulses To Maximize Saturation Transfer Difference NMR Spectroscopy.</a> RSC Adv. 4, 7347-7351 (2014).</li>
<li>Antanasijevic, A., Ramirez, B., Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+Sensitivities+of+WaterLOGSY+and+Saturation+Transfer+Difference+NMR+Experiments%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomol.+NMR%22%5BJournal%5D)">Comparison of the Sensitivities of WaterLOGSY and Saturation Transfer Difference NMR Experiments.</a> J. Biomol. NMR. 60 (1), 37-44 (2014).</li>
<li>Origin 6.0 software. , OriginLab Corp. Available from: 
 <a target="_blank" href="http://originlab.com">http://originlab.com</a> (2016).</li>
<li>Jarek, R. L., Flesher, R. J., Shin, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetics+of+Internal+Rotation+of+N%2CN-Dimethylacetamide%3A+A+Spin-Saturation+Transfer+Experiment%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Ed%22%5BJournal%5D)">Kinetics of Internal Rotation of N,N-Dimethylacetamide: A Spin-Saturation Transfer Experiment.</a> J. Chem. Ed. 74, 978-982 (1997).</li>
<li>Forsen, S., Hoffman, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exchange+Rates+by+Nuclear+Magnetic+Multiple+Resonance.+III.+Exchange+Reactions+in+Systems+with+Several+Nonequivalent+Sites%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Phys%22%5BJournal%5D)">Exchange Rates by Nuclear Magnetic Multiple Resonance. III. Exchange Reactions in Systems with Several Nonequivalent Sites.</a> J. Chem. Phys. 40, 1189-1196 (1964).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Einer der offensichtlichsten Vorteile dieser Methode besteht darin, dass die Geschwindigkeitskonstanten und die Relaxationszeit für eine gegebene Temperatur mit einer einzigen Reihe von Experimenten mit einer robusten Pulssequenz erhalten werden können (die gleiche, die für STD-Experimente zur Untersuchung von Protein-Liganden-Wechselwirkungen verwendet wird, die typischerweise in den verfügbaren Experimenten des Spektrometerherstellers zu finden ist). Dies vereinfacht den Versuchsaufbau, da es nicht notwendig ist, T1 zu messen oder eine stationäre Sättigung zu erreichen. Außerdem ist es bemerkenswert, dass diese Methode nicht von der Magnetstärke abhängt, wie es bei Koaleszenzverfahren der Fall ist. Auf der anderen Seite besteht die Haupteinschränkung darin, dass diese Technik nicht auf zu schnelle oder zu langsame chemische Austauschprozesse angewendet werden kann, was vom Temperaturbereich des NMR-Geräts oder den verwendeten Lösungsmitteln abhängen würde.
Diese neue Technik zur Berechnung kinetischer Parameter kann auf eine Vielzahl von Substraten angewendet werden und ihre Anwendbarkeit wurde bereits mit einigen interessanten Molekülen demonstriert. 21 Die kinetischen Parameter des 4-N,N-Dimethylamido[2.2]paracyclophan, eines anspruchsvollen Substrats, bei dem das Signal einer der interessierenden Methylgruppen mit anderen Signalen des Moleküls überlagert wird, wurden erfolgreich mit Hilfe der SSTD-NMR berechnet. Interessanterweise kann diese Methodik so lange angewendet werden, wie eines der Studiensignale isoliert ist. Die SSTD-NMR ist auch ein nützliches Protokoll für die Berechnung kinetischer Parameter in Molekülen, in denen die Koaleszenztemperatur so hoch ist, dass sich das Molekül zersetzt, bevor es diese erreicht. Dies ist der Fall bei PtCl2(Dimethylallene)(Pyridin), bei dem die Methodik erfolgreich angewendet wurde, ohne dass eine Koaleszenz erreicht werden musste. Die Wahl der Lösungsmittel und Temperaturen ist entscheidend, um gute Ergebnisse zu erzielen, da die chemischen Austauschraten mit diesen Parametern erheblich variieren können. Darüber hinaus sind neben den Kriterien eines normalen NMR-Experiments die Selektivität der Bestrahlung sowie die Temperaturkontrolle wichtige Schritte in einem SSTD-NMR-Experiment. Beide Faktoren müssen präzise sein, um den Erfolg des Experiments zu garantieren.
Die hier vorgestellten repräsentativen Ergebnisse beziehen sich auf die Kinetik des intramolekularen chemischen Austauschs, aber die Technik kann auch angewendet werden, um die Kinetik des intermolekularen chemischen Austauschs und auch des Ligandenaustauschs zu untersuchen, häufige Prozesse im dynamischen Verhalten von Übergangsmetallkomplexen. 
Schließlich könnte diese Methode unter der Voraussetzung, dass eine angemessene Modifikation der Gleichungen vorgenommen wird,32 erweitert werden, um den Austausch mehrerer Standorte und ungleiche Populationen zu behandeln, wie es in früheren Doppelresonanzexperimenten geschehen ist,8-9 wodurch die Nützlichkeit dieser Technik für die Untersuchung chemischer Austauschprozesse in schwierigen Verbindungen erhöht wird.

Chemische Austausch bezieht sich allgemein auf jede inter- oder intramolekularen Prozess, in dem ein Kern von einer Umgebung in eine andere bewegt, in der seine NMR-Parameter (chemische Verschiebung, skalare Kopplung, dipolaren Kopplung, Relaxationsrate) unterscheiden. Es gibt zahlreiche Beispiele von chemischen Austausch in der organischen und metallorganischen Moleküle (zB Rotationsbarrieren in Biarylen, Ring Spiegeln Barrieren und Konformationsgleichgewicht, Stickstoff Inversion, die Ligandenbindung, degenerierten Ligandenaustausch und Tautomerisierung). 1-3 Die chemische Wechselkurs wird im Zusammenhang mit die Thermodynamik der Barriere des Austauschprozesses und damit seine Studie ist von entscheidender Bedeutung, Molekulardynamik dieser Systeme zu verstehen. Das klassische Zeichen des dynamischen Austausch in der NMR ist eine dramatische Veränderung in der Linienform der NMR-Signale, wie sich die Temperatur ändert. Bei niedrigen Temperaturen ist das Verfahren langsam und zwei unterschiedliche chemische Verschiebungen sind Beobachved. Bei hohen Temperaturen verschmelzen die beiden Signale zu einem Signal, das als &quot;Koaleszenz&quot; bekannt ist. Bei mittleren Temperaturen, werden die Signale sehr breit. Diese Empfindlichkeit des NMR-Spektrums zu chemischen Austausch macht NMR eine sehr leistungsfähige Methode, um die Dynamik von Molekülen in Lösung zu untersuchen. Zwei Methoden wurden bei der Untersuchung von dynamischen Prozessen in Lösung , die hauptsächlich verwendet. Linienformanalyse, 4-7 und Spinsättigungstransfer Experimente 8-9 Außerdem ist es auch erwähnenswert ist die Umkehrung Übertragungsverfahren 10 und das CIFIT Programm 11 für die direkte Extraktion von Geschwindigkeitskonstanten, die eine relativ effizienten Ansatz für den Austausch Messungen in einfachen Systemen sind. Obwohl diese Verfahren in den meisten Fällen sehr gute Ergebnisse liefern, sie haben jedoch eine Reihe von Nachteilen. Der Hauptnachteil der Linienformanalyse sind die hohen Temperaturen in einigen Proben zu erreichen Verschmelzen benötigt wird . 12 Die wichtigsten Fragen , wenn ca zu berücksichtigenrrying out Spinsättigungstransferexperimente sind: die sehr lange Sättigungszeiten erforderlich , um den stationären Zustand Sättigungstransfer zwischen den Austauschstellen zu erreichen, und die Notwendigkeit , die longitudinale Relaxationszeit, T 1, um zu bestimmen , was schwierig sein kann , wenn es eine Überlappung der verschieden ist Signale im Bereich der Studie. 13 Im Rahmen unserer Untersuchungen in organometallische Mechanismen ist 14-16 unsere Gruppe das fluktuierende Verhalten von Platin-Allenkomplexe in Lösung zu studieren. Dies ist eine komplexe Aufgabe, die mindestens drei verschiedene Prozesse beinhaltet, von denen die π-face wobei Austausch oder Drehung des Metalls um einen der Allenachse. Wir stießen auf, dass normale VT Experimente und Linienformanalysetechniken , die zuvor in ähnlichen Systemen verwendet wurden, 17-19 in unserer Studie nicht geeignet waren, aufgrund einer sehr langsamen Drehung in unserem Platin-Allen - Komplex, der die Koaleszenz Temperatur des aus signals von Interesse höher als die Temperatur der Zersetzung des Komplexes. Um diese Einschränkung zu überwinden, die wir entwickelt und vor kurzem berichtet , ein neues NMR - Protokoll (SSTD NMR) Prozesse der gegenseitigen Ort chemischen Austausch zu studieren. 20 Wie der Name dieser Methode schlägt die Spin Sättigung Transfer - Methode für kleine Moleküle verwendet , kombiniert mit der Sattigungsubertragung Difference NMR - Methode für die Untersuchung von Protein-Ligand - Interaktionen eingesetzt, 21-24 durch transiente Spinsättigungstransfer Messung entlang Sättigungszeiten zu erhöhen (build-up - Kurven) in kleinen Molekülen chemische Austausch unterzogen. Mit dieser neuen Methode (SSTD NMR) haben wir gezeigt, dass wir die kinetischen Parameter der intramolekularen chemischen Austausch in kleinen organischen und organometallischen Molekülen einige zusätzliche Vorteile gegenüber herkömmlichen Ansätzen erhalten: Koaleszenz der Signale nicht erforderlich ist, so dass ein flexibler Temperaturbereich kann verwendet werdenin der Studie; Signalüberlappung nicht stört, obwohl mindestens eine der Austausch Resonanzen getrennt werden sollte; besteht keine Notwendigkeit , T 1 oder eingeschwungenen Zustand erreichen die Sättigung zu messen; Geschwindigkeitskonstante Werte werden direkt und T &amp; sub1 ; -Werte gemessen werden , in dem gleichen Experiment erhalten wurde , nur eine Reihe von Experimenten unter Verwendung von . Ein weiterer bemerkenswerter Vorteil der SSTD NMR Methodik ist, dass im Gegensatz zur Analyse Linienform, die Bestimmung der Kinetik Geschwindigkeitskonstanten nicht durch die Erhöhung der Koaleszenz Temperaturen mit hohen Magnetfeldern zugeordnet begrenzt. Somit ist unsere Methodik dann sehr gut für niedrige und hohe Magnetfelder angeeignet. Dieser Artikel soll neuen Benutzern zu helfen, diese neue Methode, um ihre eigenen Systeme unterziehen chemischen Austausch anzuwenden und beschreibt die Probenvorbereitung, Versuchsaufbau, Datenerfassung, und ein Beispiel für die Datenverarbeitung und Analyse in einem einfachen organischen Moleküls.

<table><tbody><tr><td>N,N-Dimethylacetamid</td><td>Aldrich</td><td>38840</td><td>Akute Toxizität</td></tr><tr><td>Toluol-d8</td><td>Fluorchem</td><td>D-005</td><td>Entzündliche und giftige</td></tr><tr><td>500 MHz 7" Select Series NMR-Röhren</td><td>GPE</td><td>LTD S-5-500-7</td><td></td></tr><tr><td>TopSpin 2.1</td><td>TopSpin Programm, Bruker Corp., http://www.bruker.com/products/mr/nmr/nmr-software/software/topspin/ (2015).</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Origin 6.0</td><td>Origin 6.0 Software, OriginLab Corp., http://originlab.com.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bruker Avance III 500 MHz ausgestattet mit 5 mm breitbandig beobachteter BBFOplus Z-Gradient SmartProbeTM Sonde</td><td>&nbsp; Bruker Corp., http://www.bruker.com</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bruker Avance I 500 MHz Inverse Triple Resonance NMR-Spektrometer, ausgestattet mit einer 5 mm TXI Z-Gradientensonde</td>&<td>nbsp; Bruker Corp., http://www.bruker.com</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ceramic Spinner Unterlegscheibensysteme mit Standardbohrung (5 mm)</td><td>&nbsp; Bruker Corp., http://www.bruker.com</td><td>H00804</td><td></td></tr></tbody></table>

spin sättigungstransfer-differenz-nmr (sstd nmr): ein neues werkzeug zu erhalten kinetischen parameter der chemischen austauschprozesse

Spin Saturation Transfer Difference NMR (SSTD NMR): A New Tool to Obtain Kinetic Parameters of Chemical Exchange Processes

Diese detaillierte Protokoll beschreibt die neue Spin Sättigungstransfer-Differenz Kernspinresonanz-Protokoll (SSTD NMR), die vor kurzem in unserer Gruppe entwickelten Verfahren der gegenseitigen Ort chemischen Austausch zu studieren, die schwer mit herkömmlichen Methoden zu analysieren. Wie der Name schon vermuten lässt, kombiniert diese Methode die Spin-Methode Sättigungstransfer für kleine Moleküle verwendet, mit dem Sättigungstransfer-Differenz (STD) NMR-Methode zur Untersuchung von Protein-Ligand-Interaktionen eingesetzt, durch transiente Spinsättigungstransfer Messung Sättigungszeiten entlang zunehmender (Build -up Kurven) in kleinen organischen und metallorganischen Moleküle chemischen Austausch unterzogen. Vorteile dieses Verfahrens gegenüber existierenden sind: es besteht keine Notwendigkeit Koaleszenz der Austausch von Signalen zu erreichen; kann das Verfahren solange ein Signal der Austausch von Websites isoliert angewendet werden; besteht keine Notwendigkeit , T 1 oder eingeschwungenen Zustand erreichen die Sättigung zu messen; Geschwindigkeitskonstante vaLues werden direkt gemessen, und T &amp; sub1 ; -Werte sind in dem gleichen Experiment unter Verwendung von nur einem Satz von Experimenten erhalten. Um das Verfahren zu testen, haben wir die Dynamik der gehinderten Rotation von N, N -dimethylamides untersucht, für die viele Daten zum Vergleich zur Verfügung steht. Die thermodynamischen Parameter mit SSTD erhalten werden, sind sehr ähnlich zu den berichteten diejenigen (Spin-Sättigungstransfertechniken und Linienformanalyse). Das Verfahren kann auf anspruchsvollere Substrate aufgebracht werden, die nicht von früheren Verfahren untersucht werden können. Wir sehen, dass die einfache experimentelle Aufbau und die breite Anwendbarkeit des Verfahrens auf eine große Vielfalt von Substraten wird dies eine übliche Technik unter ökologischen und Metallorganikern ohne umfangreiches Know-how in der NMR machen.

Die SSTD NMR - Technik zur Berechnung der kinetischen Parameter in der Rotation der Amidbindung von N, N - Dimethylacetamid angewendet wurde. 21 Dies ist ein einfaches Beispiel für die umfangreiche Vergleichsdaten können in der Literatur gefunden werden. 31 Die gehinderten Rotation um die Amidbindung, aufgrund der partiellen Doppelbindungscharakter in der Resonanzform unterscheidet beide Methylgruppen in zwei Signale in dem 1 H-NMR - Spektren (2,61 ppm und 2,17 bei 22,5 ° C). Spin Sättigung des Signals der Methylgruppe bei 2,17 ppm (Me B) führt zum Verschwinden seines Signals in den 1 H - NMR. Nach Sättigung der Me B, Übertragung der Sättigung zu der anderen Methylgruppe (Me A) aufgrund des Innendrehvorgang kann durch eine Abnahme der 1 H - Intensität in dem Signal bei 2,61 ppm beobachtet werden. Die magnitude dieser Abnahme hängt von der Sättigungszeit abhängen. Abbildung 15 das 1 H - NMR - Spektren des N, N - Dimethylacetamid bei 22,5 ° C zeigt, und die Dehnungen zeigen die Spektren ohne (a) und (b) eine Sättigung des Methyl Gruppe bei 2,17 ppm, sowie die Differenzspektrum (c), verwendet , um die Werte von η SSTD zu berechnen. Der η SSTD Faktor berechnet den Wert des Integral von Me A im SSTD NMR - Spektrum (c) durch den Wert des Integral der Me A in Spektren Teilen (a), wie im Protokoll erklärt. Die erhaltenen Werte von η SSTD für jede Sättigungszeit bei verschiedenen Temperaturen sind in Tabelle 1 gesammelt. Das Grundstück der erhaltenen Werte von η SSTD gegenüber dem Sättigungszeit gab exponentieller Kurven , in denen ein Plateau bei höheren Sättigungszeiten erreicht wurde. Für eine bestimmte Temperatur erlaubt die exponentielle Anpassung der Kurve auf die Berechnung der RateKonstante (k) und die Relaxationszeit des 1 H des gemessenen Signals (T 1A) (Abbildung 16). Abbildung 17 zeigt alle erhaltenen Kurven zusammen mit dem k und T 1A - Werte in den Passungen erhalten. Schließlich wurden die Auftragung von ln (k / T) gegen 1 / T und der Anpassung an die Eyring - Gleichung (18) verwendet , um die Enthalpie und Entropie - Aktivierung zu berechnen. Die ermittelten Aktivierungsparameter sind in Tabelle 2 zusammen mit den zuvor berichteten Parameter gezeigt unterschiedlichen Methoden berechnet. Wie die Werte der Aktivierungsparameter mit dem Spin Sättigungstransfer - Differenz - Technik (SSTD NMR) sind in ausgezeichneter Übereinstimmung mit den Daten , die zuvor erhalten in Tabelle 2 beobachtet werden , berichtet , andere Techniken, wie NMR oder SSTLinienformanalyse. Der breite Bereich von Werten für &amp; Delta; S ‡ gemeldet ist aufgrund der Schwierigkeit bei der Messung dieses Parameters mit NMR - Techniken. 31 Wie für den Rest der Aktivierungsparameter, die Werte mit unserem Verfahren erhalten werden , nicht nur sehr ähnlich denen , die bereits berichtet sondern auch genauer, da unsere Fehler (SD) kleiner sind in allen Fällen. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig1.jpg" /> Abbildung 1: Liste der Experimente nach rpar eingeben. Die Abbildung zeigt die verschiedenen Parametersätze unter denen STDDIFFESGP ausgewählt werden soll. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig2.jpg" /><br/&gt; Abbildung 2:.. Erfassungsparameter Die Schaltfläche in einem roten Quadrat , um eine Liste der verschiedenen Pulsprogramme führt hervorgehoben <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig3.jpg" /> Abbildung 3:.. Liste der Pulsprogramme Die Abbildung zeigt die gewählte Impulsprogramm im Experiment (STDDIFF) <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig4.jpg" /> Abbildung 4: Pop-up - Fenster erscheint nach dem 90º - Impuls Kalibrierung Die Figur , die die Werte der kalibrierten zeigt 90 &amp;.<html> # 176; Puls bei unterschiedlichen Leistungspegeln. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig4large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig5.jpg" /> Abbildung 5:.. Screenshot von der Kommandozeile Die Abbildung zeigt , wie der Wert für den kalibrierten harten Puls einzuführen <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig5large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 6" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig6.jpg" /> Abbildung 6:. Wert für die Länge des geformten Pulses Die Abbildung zeigt , wie der Wert für die Länge des geformten Pulses einzuführen.<html> g6large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Bitte hier klicken, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. <img alt="7" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig7.jpg" /> Abbildung 7:.. Acquisition Parameter Die Abbildung zeigt die Leistungsparameter <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig7large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig7large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 8" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig8.jpg" /> Abbildung 8:. Parameter für den geformten Puls Die Werte für die Form Impuls 13 in Leitung eingeführt werden <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig8large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig8large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <html> pload / 54499 / 54499fig9.jpg &quot;/&gt; . Abbildung 9: Liste der Bestrahlungsfrequenzen Die Abbildung enthält die folgenden Daten in den drei ersten Zeilen: Zeile 1. P (zeigt an, dass die folgenden Daten in ppm); Row 2 Frequenz des Signals in ppm bestrahlt werden, gemessen. in 3.1.1; Row 3,40 ppm (eine Frequenz , die weit von den 1 H - Signale der Verbindung ist , so dass die Bestrahlung in dieser Frequenz nicht die Spektren nicht beeinflusst). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig9large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig9large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="10" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig10.jpg" /> Abbildung 10:. Die Verarbeitung des ersten FID Die Abbildung zeigt die Pop - up - Fenster , das nach der Eingabe von efp erscheint.<html> nk &quot;&gt; Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. <img alt="11" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig11.jpg" /> Abb . 11:. Die Phasenkorrektur Screenshot das Fenster für die manuelle Phasenkorrektur zeigt <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig11large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig11large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="12" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig12.jpg" /> Abbildung 12:. Die Verarbeitung des zweiten FID Die Abbildung zeigt die Pop - up - Fenster , das efp nach der Eingabe angezeigt. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig12large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig12large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> 13 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 54499 / 54499fig13.jpg &quot;/&gt; Abbildung 13: Mehrfachdarstellung von Spektren 2 und 3. Die Taste in einem roten Quadrat markiert ist derjenige , der die Differenzspektren zu berechnen. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig13large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig13large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="14" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig14.jpg" /> Abb . 14:. Integralen Registerkarte Die Abbildung zeigt die Werte der absoluten und relativen Integrale <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig14large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig14large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 15" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig15.jpg" /> Abbildung 15: Aufbau und 1 </stron<html> g&gt; H NMR Spektren von N, N - Dimethylacetamid bei 22,5 ° C in Toluol-d 8 (a) 1 H NMR Erweiterung des Bereichs von 2,13 bis 2,66 ppm vor der Bestrahlung. (B) Expansion des gleichen Bereichs nach der Bestrahlung der Methylgruppe bei 2,17 ppm. (C) Differenzspektrum [(a) - (b)]. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig15large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig15large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="16" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig16.jpg" /> Abbildung 16: Beispiel für die Auftragung von η SSTD und seine Exponentialfit bei 278 K. Reproduziert von den Hintergrundinformationen von Referenz 21 mit Genehmigung der Royal Society of Chemistry.http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig16large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Bitte hier klicken, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. <img alt="17" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig17.jpg" /> Abbildung 17: Grund η SSTD vs. Sättigungszeit bei verschiedenen Temperaturen. Die Abbildung zeigt das Diagramm für N, N - Dimethylacetamid und der Tabelle mit den erhaltenen Raten Konstanten und Relaxationszeiten. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig17large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig17large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="18" src="/files/ftp_upload/54499/54499fig18.jpg" /> Abbildung 18:. Eyring Plot Die Abbildung zeigt das Diagramm für N, N - Dimethylacetamid. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig18large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54499/54499fig18large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td rowspan="2"> t saß (sec) </td><td> η SSTD </td><td> η SSTD </td><td> η SSTD </td><td> η SSTD </td><td> η SSTD </td><td> η SSTD </td><td> η SSTD </td></tr><tr><td> (T = 278 K) </td><td> (T = 283 K) </td><td> (T = 285,5 K) </td><td> (T = 288 K) </td><td> (T = 290,5 K) </td><td> (T = 293 K) </td><td> (T = 295,5 K) </td></tr><tr><td> 40 </td><td> 0,2526 </td><td> 0,3957 </td><td> 0,4671 </td><td> 0,5461 </td><td> 0,626 </td><td> 0,6969 </td><td> 0,7535 </td></tr><tr><td> 20 </td><td> 0,2526 </td><td> 0,3957 </td><td> 0,4671 </td><td> 0,5461 </td><td> 0,626 </td><td> 0,6969 </td><td> 0,7535 </td></tr><tr><td> 10 </td><td> 0,2383 </td><td> 0,3806 </td><td> 0,4537 </td><td> 0,5355 </td><td> 0,6199 </td><td> 0,6969 </td><td> 0,7535 </td></tr><tr><td> 5 </td><td> 0,1904 </td><td> 0,3193 </td><td> 0,3919 </td><td> 0,481 </td><td> 0,5734 </td><td> 0,6638 </td><td> 0,7318 </td></tr><tr><td> 2.5 </td><td> 0,1263 </td><td> 0,2204 </td><td> 0,2812 </td><td> 0,3589 </td><td> 0,4449 </td><td> 0,5461 </td><td> 0,626 </td></tr><tr><td> 1,25 </td><td> 0,0761 </td><td> 0,1353 </td><td> 0,171 </td><td> 0,2247 </td><td> 0,2868 </td><td> 0,3732 </td> &lt;td&gt; 0,4449 </td></tr><tr><td> 0,625 </td><td> 0,0467 </td><td> 0,0739 </td><td> 0,099 </td><td> 0,1327 </td><td> 0,171 </td><td> 0,2291 </td><td> 0,2758 </td></tr><tr><td> 0,3 </td><td> 0,0238 </td><td> 0,044 </td><td> 0,0472 </td><td> 0,0644 </td><td> 0,0847 </td><td> 0,1169 </td><td> 0,1463 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1:. Werte von η SSTD Die Tabelle zeigt die Werte bei verschiedenen Sättigungszeiten erhalten für N, N - Dimethylacetamid im Bereich von Temperaturen von 278 bis 295,5 K. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="585"><colgroup><col /><col span="5" /></colgroup><tbody><tr height="34"><td height="34" style="height:34px;width:145px;"> Methode </td><td style="width:88px;"> SSTD NMR </td><td rowspan="2" style="width:88px;"> SST NMR 31 </<html> td&gt; <td style="width:88px;"> Linienformanalyse </td><td style="width:88px;"> Linienformanalyse </td><td style="width:88px;"> Linienformanalyse </td></tr><tr height="22"><td height="22" style="height:22px;width:145px;"> Parameter </td><td style="width:88px;"> (Diese Arbeit) </td><td style="width:88px;"> (1 H NMR) 4 </td><td style="width:88px;"> (1 H NMR) 5 </td><td style="width:88px;"> (13 C NMR) 6 </td></tr><tr height="21"><td height="21" style="height:21px;width:145px;"> E a 298 (kJ mol -1) </td><td style="width:88px;"> 79,7 ± 0,1 </td><td style="width:88px;"> 73,1 ± 1,4 </td><td style="width:88px;"> 70,5 ± 1,7 </td><td style="width:88px;"> 82,0 ± 1,3 </td><td style="width:88px;"> 79,5 ± 0,4 </td></tr><tr height="21">21px; width: 145px; &quot;&gt; &amp; Delta; H ‡ (kJ mol -1) </td><td style="width:88px;"> 77,2 ± 0,1 </td><td style="width:88px;"> 70,6 ± 1,4 </td><td style="width:88px;"> 68 </td><td style="width:88px;"> 79,5 ± 0,4 </td><td style="width:88px;"> 76,6 ± 0,4 </td></tr><tr height="21"><td height="21" style="height:21px;width:145px;"> &amp; Delta; S ‡ (J mol -1 K -1) </td><td style="width:88px;"> 11,5 ± 0,4 </td><td style="width:88px;"> -10,5 ± 5,0 </td><td style="width:88px;"> -15,0 ± 5,1 </td><td style="width:88px;"> 13 ± 8 </td><td style="width:88px;"> 3 ± 4 </td></tr><tr height="21"><td height="21" style="height:21px;width:145px;"> &amp; Delta; G ‡ 298 (kJ mol -1) </td><td style="width:88px;"> 73,8 ± 0,1 </td><td style="width:88px;"> 73,7 ± 2,0 </td><td style="width:88px;"> 720,5 </td><td style="width:88px;"> 75,3 ± 0,4 </td><td style="width:88px;"> 75,7 ± 0,4 </td></tr><tr height="21"><td height="21" style="height:21px;width:145px;"> Lösungsmittel </td><td style="width:88px;"> Tol- d 8 </td><td style="width:88px;"> Tol- d 8 </td><td style="width:88px;"> CCl 4 </td><td style="width:88px;"> Aceton - d 6 </td><td style="width:88px;"> ordentlich </td></tr></tbody></table> Tabelle 2:. Aktivierungsparameter Die Tabelle zeigt die Aktivierungsparameter für die interne Rotation von N, N - Dimethylacetamid durch die SSTD NMR - Verfahren erhalten , verglichen mit den gleichen Parametern mit verschiedenen NMR - Methoden zur Analyse erhaltenen 4,5,6 Fehler in dieser Tabelle. beziehen sich auf die Standardabweichung Fehler (SD). (Wiedergabe aus Lit. 21 mit Genehmigung der Royal Society of Chemistry).

Ein detailliertes Protokoll, das die SSTD-NMR-Methode beschreibt, wird hier vorgestellt, um neuen Benutzern zu helfen, diese neue Methode anzuwenden, um die kinetischen Parameter ihrer eigenen Systeme zu erhalten, die einem chemischen Austausch unterzogen werden.

Spin Sättigungstransfer-Differenz-NMR (SSTD NMR): Ein neues Werkzeug zu erhalten kinetischen Parameter der chemischen Austauschprozesse

This detailed protocol describes the new Spin Saturation Transfer Difference Nuclear Magnetic Resonance protocol (SSTD NMR), recently developed in our ...

Das übergeordnete Ziel dieses Experiments besteht darin, die kinetischen Parameter und Prozesse eines gegenseitigen chemischen Austauschs in kleinen organischen und metallorganischen Molekülen zu ermitteln, die mit herkömmlichen Methoden nur schwer messbar sind. Diese Methode kann dazu beitragen, die Moleküldynamik organischer und metallorganischer Moleküle, die einem chemischen Austausch unterliegen, besser zu verstehen. Beispiele hierfür sind Rotationsisomerie, Konformationsgleichgewicht, Stickstoffinversion, Ligninaustausch und Tautomerisierung.Die Hauptvorteile dieser Technik bestehen darin, dass keine Koaleszenz der austauschenden Signale erforderlich ist und dass die Geschwindigkeitskonstante sowie die Relaxationszeit im selben Experiment erhalten werden. Die Idee zu dieser Methode entstand ursprünglich bei der Untersuchung des funktionellen Verhaltens von Platinionen-Komplexen in Lösung, wobei wir feststellten, dass die herkömmlichen Methoden der Temperaturabhängigen Ausrichtungsanalyse nicht geeignet waren. Aufgrund unserer Erfahrungen mit Protein-Lignin-Wechselwirkungen mittels NMR erkannten wir, dass ähnliche NMR-Ansätze tatsächlich auch zur Untersuchung von Austauschprozessen in organischen Molekülen angewendet werden könnten – was sich letztlich als zutreffend erwies.Geben Sie fünf Milligramm N,N-Dimethylamid in ein für niedrige Temperaturen geeignetes NMR-Röhrchen und lösen Sie es in null Komma sechs Millilitern deuteriertem Toluol auf. Um die SSTD-NMR-Experimente einzurichten, bringen Sie zunächst die Probe in das Magnetfeld ein. Einer der entscheidenden Schritte zur Unterstützung des NMR-Experiments ist die Temperaturkontrolle; stellen Sie daher sicher, dass die Probe mindestens 20 Minuten lang bei der gewählten Temperatur stabilisiert wird.Sobald die Probe im Magnet ist, EDTE in die Befehlszeile eingeben. Die Temperatur auf die erste ausgewählte Temperatur ändern, um das Experiment durchzuführen. Die Probe mindestens 20 Minuten lang bei der gewählten Temperatur stabilisieren lassen.Führen Sie ein eindimensionales Protonen-NMR-Experiment an der Probe wie im Textprotokoll beschrieben durch und erstellen Sie anschließend einen neuen Datensatz eines Protonen-NMR-Experiments, indem Sie auf Datei, Neu klicken und das neue Experiment benennen. Geben Sie im neuen Datensatz RPAR in der Befehlszeile ein. Wählen Sie einen der STDDIFF-Parametersätze aus der Liste aus.Um die STDDIFF-Pulssequenz auszuwählen, klicken Sie auf die Schaltfläche mit den drei Punkten in der Pulsprogrammzeile. Bevor Sie das SSTD-NMR-Experiment durchführen, kalibrieren Sie den Protonen-90-Grad-Hartpuls P1. Geben Sie pulsecal in der Befehlszeile ein und übernehmen Sie den Wert des 90-Grad-Pulses bei der höheren Leistung, also den kürzesten Puls.Geben Sie die Werte für den kalibrierten Hard-Puls im Experiment mit dem Befehl getprosol ein. Stellen Sie anschließend die Länge des Sättigungspulses ein, geben Sie P13 ein und wählen Sie einen Wert von 50.000 Mikrosekunden. Stellen Sie die Form des selektiven Pulses ein, indem Sie zu „Power“ gehen und auf die Schaltfläche „Edit“ neben „Shape“ klicken. Navigieren Sie dann zu „Shape Pulsed 13“ und wählen Sie den Gauß-Puls aus.Stellen Sie die Leistung des selektiven Pulses SP13 auf 50 Dezibel ein. Geben Sie NS ein und setzen Sie es auf acht, dann geben Sie DS ein und setzen Sie es auf vier. Um das SSTD-NMR-Experiment aufzunehmen, öffnen Sie das Protonen-NMR-Experiment, um zu überprüfen, wo sich das Signal befindet, das bestrahlt wird.Suchen Sie dazu das Experiment im Softwarebrowser, klicken Sie mit der rechten Maustaste auf den Datensatz und wählen Sie „In neuem Fenster anzeigen“. Die Selektivität der Bestrahlung muss präzise sein, um den Erfolg des Experiments zu gewährleisten. Stellen Sie sicher, dass keine chemischen Korrekturen verwendet werden, da sonst die Bestrahlungsfrequenz falsch eingestellt werden kann.Bewegen Sie die Cursorlinie in die Mitte des Signals, das bestrahlt werden soll, und notieren Sie die chemische Verschiebung in Teilen pro Million. Wählen Sie die spektrale Breite aus, die im Experiment verwendet wird. In diesem Fall befindet sich das zu bestrahlende Signal bei 2,17 Teilen pro Million und die verwendete spektrale Breite beträgt 1,46 Teile pro Million.Als Nächstes wechseln Sie zum zuvor erstellten SSTD-NMR-Experiment und erstellen eine Liste mit den Anregungsfrequenzen, indem Sie FQ2LIST in der Befehlszeile eingeben und eine vorhandene Liste auswählen. Bearbeiten Sie die Liste der Anregungsfrequenzen gemäß der schriftlichen Anleitung. Speichern Sie die Liste unter einem neuen Namen.Dann geben Sie FQ2LIST in der Befehlszeile ein und wählen die zuvor erstellte Liste aus. Um das Experiment auf das zu untersuchende Signal zu zentrieren, geben Sie O1P ein und wählen die chemische Verschiebung des Signals, das als Zentrum des Experiments bestrahlt wird. Geben Sie SW ein, um die spektrale Breite auszuwählen.Wählen Sie den Wert für die inter-scan Relaxationsverzögerung D1. Stellen Sie sicher, dass dieser mindestens das ein- bis fünffache des T1-Werts des am langsamsten relaxierenden Protons beträgt. Geben Sie D1 ein und setzen Sie es auf 40 Sekunden. Legen Sie den ersten Wert für die Sättigungszeit fest, indem Sie D20 eingeben und auf 40 Sekunden setzen.Bestimmen Sie die Empfängerempfindlichkeit automatisch, indem Sie RGA eingeben. Erstellen Sie das nächste Experiment, indem Sie IEXPNO eingeben. Geben Sie D20 ein und wählen Sie eine Sättigungszeit von 20 Sekunden.Dann geben Sie RGA ein, um RG automatisch zu bestimmen. Wiederholen Sie den letzten Schritt für D20 gleich 10, fünf, 2,5, 1,25, 0,625 und 0,3 Sekunden. Sobald alle Experimente erstellt wurden, öffnen Sie das erste Experiment und geben in der Befehlszeile multizg ein, wobei Sie die Anzahl der Experimente angeben. Um die Daten zu verarbeiten, öffnen Sie die Prozessnummer eins aus dem Satz von Experimenten mit der längeren Sättigungszeit.Geben Sie in der Befehlszeile LB ein und stellen Sie den Wert auf 1,5. Geben Sie in der Befehlszeile EFP ein und verarbeiten Sie die FID-Nummer gleich eins, Prozessnummer gleich zwei. Korrigieren Sie die Phase des Experiments, indem Sie den interaktiven Phasenkorrekturknopf anklicken, und speichern Sie es als Zwei-G-Experiment, anschließend speichern und beenden.Geben Sie in der Befehlszeile REP 1 ein, um zum Prozess Nummer eins zu wechseln. Geben Sie in der Befehlszeile EFP und Prozess-FID-Nummer gleich zwei, In-Prozess-Nummer gleich drei ein. Geben Sie anschließend in der Befehlszeile Punkt MD und dann REP 2 ein, um ein Mehrfachanzeigefenster mit den Spektren der Prozesse zwei und drei anzuzeigen.Klicken Sie auf die Schaltfläche mit dem Delta-Zeichen, um die Differenzspektren zu berechnen und sie im Verfahrensschritt vier zu speichern. Schließen Sie danach das Mehrfach-Anzeigefenster. Wählen Sie einen Integrationsbereich vom Signal auf der linken Seite aus.Integrieren Sie immer denselben Bereich im Prozess Nummer drei und Prozess Nummer vier. Gehen Sie nach der Integration in jedem Experiment zur Registerkarte „Integrale“ und kopieren Sie den absoluten Wert des Integrals. Wiederholen Sie den Vorgang für die übrigen Experimente mit verschiedenen Sättigungstypen.Um die kinetischen Parameter zu erhalten, tragen Sie zunächst die erhaltenen SSTD-Parameterwerte gegen die Sättigungszeit auf. Setzen Sie die Datenanalyse wie im Textprotokoll beschrieben fort. Die behinderte Rotation um die Amidbindung differenziert beide Methylgruppen in zwei Signale in den Protonen-NMR-Spektren. Die Spin-Sättigung der Methylgruppe bei 2,17 Teilen pro Million führt zum Verschwinden ihres Signals in der Protonen-NMR. Durch die Sättigung der Methylgruppe B bei 2,17 Teilen pro Million kann die Übertragung der Sättigung auf die Methylgruppe A bei 2,16 Teilen pro Million aufgrund der internen Rotation beobachtet werden, und zwar durch eine Abnahme der Protonenintensität im Signal bei 2,61 Teilen pro Million. Der SSTD-Parameterfaktor wird berechnet, indem der Wert des Integrals der Methylgruppe A im Differenzspektrum durch den Wert des Integrals der Methylgruppe A im ursprünglichen Spektrum dividiert wird.Für eine bestimmte Temperatur ergaben die Auftragungen der Werte des SSTD-Parameters gegen die Sättigungszeit exponentielle Kurven. Die Anpassung der Kurven liefert die Geschwindigkeitskonstante und die Relaxationszeit des Protons des gemessenen Signals. Auftragungen des SSTD-Parameters gegen die Sättigungszeit bei verschiedenen Temperaturen ergaben entsprechende Geschwindigkeitskonstanten und Relaxationszeiten.Die Eyring-Gleichung wurde verwendet, um die thermodynamischen Parameter zu berechnen. Die mit der SSTD-NMR erhaltenen Werte stehen in ausgezeichneter Übereinstimmung mit Daten, die mithilfe anderer Methoden berichtet wurden. Sobald ein Satz von Experimenten bei einer bestimmten Temperatur beherrscht ist, kann die Bestimmung einer Geschwindigkeitskonstanten und einer Relaxationszeit in etwa drei Stunden durchgeführt werden, sofern dies ordnungsgemäß durchgeführt wird.Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig zu beachten, dass die Wahl der Lösungsmittel und Temperaturen entscheidend ist, um gute Ergebnisse zu erzielen, da sich die chemischen Austauschraten signifikant mit diesen Parametern ändern können. Mithilfe dieses Verfahrens können auch andere Prozesse wie der kinetische weiche intermolekulare chemische Austausch und der Ligninaustausch untersucht werden, und darüber hinaus könnte die Methode auf Mehrstellen-Austausch und ungleiche Populationen erweitert werden, sofern eine geeignete Anpassung der Gleichung vorgenommen wird.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Spin-Sättigungs-Transfer-Differenz-Experimente durchführt und wie man Magnetisierungstransfer verwendet, um kinetische und thermodynamische Parameter bei Molekülen zu erhalten, die chemischem Austausch unterliegen. Vergessen Sie nicht, dass das Arbeiten mit Chemikalien äußerst gefährlich sein kann und Vorsichtsmaßnahmen wie Sicherheitsbrille und Handschuhe stets getroffen werden sollten, während die Probenzubereitung in diesem Verfahren durchgeführt wird.

spin-saturation-transfer-difference-nmr-sstd-nmr-new-tool-to-obtain

Research

Forschung

JoVE Journal

Chemistry

Chemie

Dieses Video beschreibt die Kernspinresonanzspektroskopie-Technik zur Untersuchung von Protein-Protein-Wechselwirkungen zwischen 15N-markierten Wildtyp- und mutierten Envoplakin-Proteinen und dem unmarkierten Vimentin-Protein. Die erfolgreiche Interaktion zwischen Wildtyp-Envoplakin und Vimentin führt zu einer großflächigen Linienverbreiterung und zum Verschwinden von Peaks in den NMR-Spektren, während das Fehlen einer Wechselwirkung zwischen dem mutierten Envoplakin und Vimentin zu gut...

Kernspinresonanz zur Untersuchung von Protein-Protein-Wechselwirkungen auf atomarer Ebene

Schlüsselschritte der Proteinfunktion, insbesondere Änderungen der Stützknochenkonformation und Protonentransferreaktionen, finden oft auf der Zeitskala von Mikrosekunden bis Millisekunden statt. Diese dynamischen Prozesse können mit der zeitaufgelösten Fourier-Transformations-Infrarotspektroskopie untersucht werden, insbesondere für Proteine, deren Funktion durch Licht ausgelöst wird.

Protonen-Transfer und Protein-Zustände Dynamics in Lichtempfindliche Proteine, die durch zeitaufgelöste Step-Scan Fourier-Transformations-Infrarot-Spektroskopie

Dieser Artikel beschreibt Methoden zur ortsgerichteten Spinmarkierung und Rekonstitution von pentameren ligandengesteuerten Kanälen für Elektronen-Paramagnetische Resonanzstudien. Dieses Protokoll kann für jedes Membranprotein angepasst werden. Die hier beschriebene Rekonstitutionsmethode kann auch für Patch-Clamp-Messungen von makroskopischen und einkanaligen Strömen in einem definierten Lipidsystem verwendet werden.

Site-Directed Spin Labeling und EPR-spektroskopischen Untersuchungen von pentamerem liganden-gesteuerten Ionenkanäle

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll für die Herstellung und Reinigung von Proteinen, die gekennzeichnet sind mit stabilen Isotopen und anschließende Charakterisierung von Protein-Protein-Wechselwirkungen mit Spektroskopie der Kernspinresonanz (NMR) und MicroScale Thermophorese (MST) Experimente.

Messung der Interaktionen von Kugelsternhaufen und filamentösen Proteinen Kernresonanzspektroskopie (NMR) und Microscale Thermophorese (MST)

Ein Protokoll, das eine erweiterte QM/MM-Methode verwendet, um die isotopenische Wirkung auf den doppelten Protonentransferprozess bei Porphycen zu untersuchen, wird hier vorgestellt.

Isotopische Wirkung im doppelten Protonentransferprozess von Porphycen nach verbesserter QM/MM-Methode untersucht

Hier wird eine detaillierte Beschreibung des im Labor implementierten Protokolls zur Erfassung und Analyse von 15 NRelaxationsdispersionsprofilen mittels Lösungs-NMR-Spektroskopie bereitgestellt.

15 N CPMG Relaxation Dispersion zur Untersuchung der Proteinkonformationsdynamik auf der μs-ms Zeitskala

Wir präsentieren ein Protokoll zur Messung der Mikro- bis Millisekundendynamik auf 13C/15N-markierter und unmarkierter RNA mit 1H R1ρ  Relaxationsdispersion Kernspinresonanzspektroskopie (NMR). Der Fokus dieses Protokolls liegt in der hochreinen Probenvorbereitung und dem Aufbau von NMR-Experimenten.

Praktische Aspekte der Probenvorbereitung und des Aufbaus von 1H R1ρ Relaxationsdispersionsexperimenten von RNA

Hier stellen wir ein Protokoll vor, das die Erfassung, Verarbeitung und Analyse einer Reihe von NMR-Experimenten zur Charakterisierung von Protein-Glykan-Wechselwirkungen in Lösung beschreibt. Es werden die gängigsten ligandenbasierten und proteinbasierten Methoden skizziert, die zweifellos zu den Bereichen der strukturellen Glykobiologie und der molekularen Erkennungsstudien beitragen.

Glykan-Protein-Wechselwirkungen entwirren: Kernspinresonanz (NMR) als Rettung

Dieses NMR-basierte Protokoll untersucht schwache Protein-Glykan-Wechselwirkungen unter Verwendung von Cyanovirin-N und D-Mannose. Durch die Kombination von Liganden- und Proteindetektionsmethoden kartiert es Bindungsstellen, detektiert allosterische Effekte und identifiziert Begegnungskomplexe. Der Ansatz umreißt die Probenvorbereitung und Datenanalyse und bietet strukturelle und dynamische Einblicke, die für glykanspezifische Diagnose- und Erkennungsmechanismen wertvoll sind.

Erforschung von Protein-Glykan-Wechselwirkungen: Fortschritte in der Kernspinresonanz

Hier präsentieren wir Protokolle für NMR-Methoden, REstricted DIFfusion von INvisible-Species (REDIFINE) und CONdensate DEtectioN mittels SEmi-solid Magnetization Transfer (CONDENSE-MT), die eine labelfreie, quantitative Charakterisierung biomolekularer Kondensate unter biphasischen Bedingungen ermöglichen, wodurch molekulare Partitionierung, Austauschdynamik, Kondensathydration und Tröpfchenstruktur ohne Sedimentation oder Markierung offenbart werden.

Verwendung von Lösungs-NMR zur Charakterisierung biomolekularer Kondensate unter biphasischen Bedingungen

Lernen Sie die SSTD NMR-Methode zur Bestimmung kinetischer Parameter chemischer Austauschprozesse in kleinen organischen und metallorganischen Molekülen. Diese Technik ermöglicht gleichzeitige Messung von Geschwindigkeitskonstanten und Relaxationszeiten.

Spin Sättigungstransfer-Differenz-NMR (SSTD NMR): Ein neues Werkzeug zu erhalten kinetischen Parameter der chemischen Austauschprozesse (Video) | JoVE Journal

Spin Sättigungstransfer-Differenz-NMR (SSTD NMR): Ein neues Werkzeug zu erhalten kinetischen Parameter der chemischen Austauschprozesse

Weitere Videos entdecken