Bewertung von Labile organischer Kohlenstoff im Boden Mit Sequential Begasung Incubation Procedures

Das übergeordnete Ziel dieses sequentiellen Begasungsinkubationsverfahrens ist es, den labilen Kohlenstoff und die potenzielle Kohlenstoffumsatzrate im Boden abzuschätzen. Diese Methode kann wichtige Fragen im Bereich der Bodenmikrobiologie beantworten, wie z. B. die Menge an Substrat, die Bodenmikroben zur Umwandlung von Nährstoffen im Boden verwenden. Einer der Hauptvorteile dieser Technik ist, dass sie relativ einfach zu bedienen und kostengünstig ist.

Identifizieren Sie vor der Entnahme Unterschiede in den Bodeneigenschaften und der Vegetation innerhalb des Sammelortes. Bestimmen Sie unter Verwendung der entsprechenden Variationskoeffizienten die Anzahl der benötigten Stichproben und den Abstand der Variabilität. Für heterogene Bodenbedingungen ist ein Gittermuster zu bestimmen, bei dem der Abstand zwischen den Probenpunkten auf jedem Transekt kleiner ist als der Abstand der Variabilität innerhalb einer Versuchseinheit.

Beseitigen Sie organische Substanz von der Bodenoberfläche an den Probenahmestellen. Entnehmen Sie mit einer Schnecke jede Bodenprobe. Mischen Sie die Proben für jedes Transekt des Gitters in einem einzigen Behälter.

Legen Sie jede Mischprobe unmittelbar nach der Entnahme in einen Kühler mit Eisbeuteln. Sobald die Feldarbeit abgeschlossen ist, sieben Sie die Bodenproben. Reinigen Sie das Netz nach dem Sieben jeder Probe mit Wasser.

Für jede Mischbodenprobe werden drei einzelne 100-Gramm-Proben in Becher gegeben. Decken Sie die Becher mit Laborfolie ab und inkubieren Sie die Becher 10 Tage lang bei 25 Grad Celsius vor. Entfernen Sie dann für jede Probe die Folie und geben Sie ein Gramm Erde in ein vorgewogenes Aluminium-Wägeschiffchen.

Notieren Sie das Gesamtgewicht des feuchten Bodens und des Wiegeschiffs. Trocknen Sie jede Probe in den Waagschalen bei 105 Grad Celsius für 48 Stunden. Überprüfen Sie das Gewicht in den ersten 24 Stunden alle acht Stunden und dann alle sechs Stunden, bis kein Gewicht mehr verloren geht.

Bestimmen Sie anhand der bekannten Gewichte der Wägeschiffchen das Gewicht des trockenen Bodens. Berechnen Sie das Verhältnis von trockenem zu feuchtem Boden. Um mit der Begasung zu beginnen, legen Sie jeweils ein feuchtes Papiertuch auf den Boden von zwei Glas-Vakuumexsikkatoren mit Porzellanplatten.

Bestimmen Sie einen Exsikkator für die Begasung. Bereiten Sie für jede Probe drei schmale Glasfläschchen mit jeweils 30 Gramm Erde vor. Beschriften Sie jedes Fläschchen mit Bleistift auf Laborklebeband.

Legen Sie für jedes Set zwei Durchstechflaschen in den Exsikkator für die Begasung und das dritte Fläschchen in den anderen Exsikkator. Platzieren Sie den Begasungsexsikkator in einem Abzug. Den Boden eines 100-Milliliter-Bechers mit kochenden Steinen bedecken.

Gießen Sie in den Abzug 50 Milliliter ethanolfreies Chloroform in das Becherglas. Stellen Sie das Becherglas in die Mitte des Begasungsexsikkators und schließen Sie den Exsikkator. Schließen Sie den Begasungsexsikkator an eine Vakuumpumpe an.

Schalten Sie die Vakuumpumpe ein und lassen Sie das Chloroform 30 Sekunden lang kochen. Schalten Sie dann die Pumpe aus und trennen Sie sie, um Luft in den Exsikkator zu lassen. Wiederholen Sie diesen Schritt noch zweimal.

Kochen Sie das Chloroform ein viertes Mal für zwei Minuten. Schließen Sie dann den Exsikkator, um das Vakuum aufrechtzuerhalten. Schalten Sie die Vakuumpumpe aus und trennen Sie sie.

Verschließen und verschließen Sie den anderen Exsikkator. Lagern Sie beide Exsikkatoren 24 Stunden lang an einem dunklen Ort bei Raumtemperatur. Platzieren Sie anschließend den Begasungsexsikkator in einem Abzug.

Entlüften Sie den Exsikkator und entfernen Sie das Papiertuch. Setzen Sie Fläschchen mit Erde in den Exsikkator ein, schließen Sie den Exsikkator, schließen Sie die Vakuumpumpe an und öffnen Sie das Vakuum, um das Chloroformgas aus den Bodenproben zu entfernen. Lassen Sie das Vakuum fünf Minuten lang laufen und entlüften Sie dann den Exsikkator.

Führen Sie diesen Schritt noch viermal durch und nehmen Sie dann die mit Erde gefüllten Fläschchen aus dem Exsikkator, um sie für die Inkubation vorzubereiten. Zur Vorbereitung von Inkubationsbehältern sind Weithalsflaschen aus Polypropylen für die begasten und nicht begasten Teilproben zu etikettieren. Etikettieren Sie drei weitere Flaschen, da keine Bodenkontrollen für eine spätere Titration erforderlich sind.

Bohren Sie für jede etikettierte Flasche ein Loch in die Mitte eines Gummistopfens der Größe 10 und führen Sie einen 15 Zentimeter langen Glasstab in das Loch ein. Befestigen Sie ein 40-Milliliter-Glasfläschchen mit einem Gummiband an der Glasstange. Fügen Sie dann ein Gramm Erde aus der ursprünglichen vorinkubierten Bodenprobe zu jeder der drei Unterproben hinzu.

Geben Sie einen Milliliter entionisiertes Wasser in eine der Flaschen, die für begaste Erde gekennzeichnet sind. Legen Sie ein Fläschchen mit begaster Erde in die Flasche. Pipettieren Sie einen Milliliter zweimolares Natriumhydroxid in das Glasfläschchen der Stopfenbaugruppe.

Verschließen Sie die Flasche vorsichtig und verschließen Sie die Flasche mit Laborfolie. Wiederholen Sie diesen Vorgang für die restlichen Bodenproben. Bereiten Sie die Behälter ohne Erde auf die gleiche Weise vor, jedoch ohne Bodenproben.

Lagern Sie die Inkubationskammern 10 Tage lang an einem dunklen Ort bei Raumtemperatur. Nehmen Sie nach der Inkubation die Durchstechflasche mit Natriumhydroxid vorsichtig aus einem Inkubationsbehälter. Pipettieren Sie zwei Milliliter eines molaren Bariumchlorids in die Durchstechflasche.

Geben Sie einen Tropfen Phenolphthalein in die Durchstechflasche. Geben Sie einen magnetischen Rührstab in das Fläschchen und beginnen Sie, die Mischung auf einer Rührplatte zu rühren. Mit einer Bürette langsam 0,1 normale Salzsäure hinzufügen, bis sich das Aussehen der Lösung von rot zu farblos ändert.

Notieren Sie die Menge der zugesetzten Salzsäure. Wiederholen Sie die Titration für alle Inkubationskammern und notieren Sie die Werte ohne Boden separat. Berechnen Sie anhand der Titrationsdaten und des Gewichtsverhältnisses zwischen trockenem und feuchtem Boden das während der Inkubation der Bodenproben mineralisierte Kohlendioxid.

Berechnen Sie daraus den mikrobiellen Biomassekohlenstoff für jeden Probensatz. Führen Sie sieben weitere Begasungs- und Inkubationsrunden an den begasten Proben durch und berechnen Sie das mineralisierte Kohlendioxid nach jedem Zyklus. Anhand dieser Daten bestimmen Sie die Menge an labilem organischem Kohlenstoff und die potenzielle Umsatzzeit für jede begaste Probe durch nichtlineare Regression.

Die sequentielle Bodenbegasungs- und Inkubationsmethode identifiziert Unterschiede in labilem organischem Kohlenstoff (LOC) und potenziellen Kohlenstoffumsatzraten zwischen verschiedenen Vegetationsbedingungen. Die Bedingungen für Sojabohnen weisen die höchsten LOC-Werte auf, was mit der Ablagerung von Biomasse während der Sojabohnenernte in Verbindung gebracht wurde. Loblolly-Kiefernplantagen wiesen die höchsten potenziellen Kohlenstoffumsatzraten auf, was damit zusammenhing, dass saurer Kiefernstreu die dominierende Quelle für organische Substanz im Boden war.

Das Anbausystem der Loblolly-Kiefer und des Rutenhirse-Allee wies das breiteste Spektrum an Bedingungen an den Probenahmestellen auf, und die Rutenhirse-Weide wies die größten Unterschiede in den Bodentexturen zwischen den Probenahmestellen auf. Beide Bedingungen wiesen eine große Bandbreite sowohl der LOC-Werte als auch der potenziellen Kohlenstoffumsatzraten auf. Sobald diese Technik beherrscht ist, dauert sie etwa 30 Minuten pro Probe über einen Zeitraum von 80 Tagen, den es dauert, jede Probe durchzuführen.

Um dieses Verfahren genau durchzuführen, sollten Sie unter anderem darauf achten, dass die Exsikkatoren sowie die Inkubationskammern dicht verschlossen sind und nicht zu eng an die Fläschchen heranatmen, die Natriumhydroxid enthalten. Parallel zu diesem Verfahren oder nach diesem Verfahren gibt es verschiedene Enzymassays, die im Boden durchgeführt werden können, um die mikrobielle Funktion des Bodens besser zu verstehen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie die labile Kohlenstoffanalyse mit dem sequentiellen Begasungsinkubationsverfahren durchführen.

Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit Chloroform äußerst gefährlich sein kann. Sie benötigen eine persönliche Schutzausrüstung und einen Abzug, um diese Verfahren sicher durchführen zu können.