Name: Intrarenale Injektion von Escherichia coli In einem Rattenmodell der Pyelonephritis (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-18T12:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 9 s
Description: Erfahren Sie die intrarenale Injektion von Escherichia coli in einem Rattenmodell der Pyelonephritis. Diese Methode ermöglicht die direkte Anwendung von Bakterien auf die Niere, um Pathogenese, Entzündung und Fibrose zu untersuchen.

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Die Autoren möchten sich für die Unterstützung des NIH/NIDDK K12 DK100014 (Lan Lu), des Case Comprehensive Cancer Center (NIH/NCI P30 CA43703) und der Clinical and Translation Science Collaborative of Cleveland (NIH/NCATS UL1 TR000439) bedanken.

Alle Tierstudien wurden nach den genehmigten Protokollen des örtlichen Tierpflege- und -nutzungsausschusses (IACUC) an der Case Western Reserve University durchgeführt. Die Dauer des nachstehend beschriebenen chirurgischen Verfahrens beträgt ca. 45-60 min. Die MRT-Prozedur selbst beträgt ca. 15 min für jeden Zeitpunkt. 1. Anästhesie <ol><li> Anästhesieren Sie die Ratte in der Isoflurankammer, die auf 2% Isofluran eingestellt ist, um mit dem Tier gemischt zu werden, um die Tierbehandlung und die Zurückhaltung zu erleichtern, bevor die injizierbare Anästhesie intraperitoneal verabreicht wird. </li><li> Nach 3-5 min Exposition gegenüber Isofluran ist zu prüfen, ob das Tier anästhesiert ist und keine Reaktion auf Zehenknecht zeigt. </li><li> Weitere sedierte Ratte mit einer intraperitonealen Injektion einer Mischung aus Xylazin und Ketamin: 75 mg / kg Ketamin / 10 mg / kg Xylazin. Bei der Durchführung von intra-peritonealen Injektionen, ziehen Sie die Nadel zurück, um sicherzustellen, dass Teile des Darms oder anderer lebenswichtiger Organe nicht punktiert wurden. </li><li> ich2 mg / kg Bupivacain subkutan an der Stelle des Einschnitts injizieren, um eine topische Schmerzlinderung zu liefern. </li></ol> 2. Vorbereitung des chirurgischen Bereichs <ol><li> Sterilisieren Sie chirurgische Instrumente und Vorräte, bevor sie für die Chirurgie verwendet werden und legen Sie auf dem chirurgischen Pad für Sterilität. Die meisten Instrumente und Zubehör können autoklaviert und wiederverwendet werden. </li><li> Verwenden Sie sterile Handschuhe für alle chirurgischen Eingriffe. </li><li> Verwenden Sie ein elektrisches Rasiermesser, um das Fell von der rechten Seite des Tieres zu rasieren. Rasiere das Tier von der Unterseite des Brustkorbes bis zur Oberseite des Hinterbeins, was einen großen haarfreien Bereich für den Schnitt bietet. </li><li> Lege das Tier auf eine sterile chirurgische Auflage, um den desinfizierten Bereich von den umliegenden Gebieten zu isolieren. </li><li> Die Haut mit einem Desinfektionsmittel wie Povidonjod oder Betadin scheuern. Starten Sie das Schrubben in der Mitte des chirurgischen Geländes und bewegen Sie sich kreisförmig nach außen. Wiederholen Sie mindestens dreimal mit einem neuen Tuch von Povidon Jod oder Betadin. </Li&gt; <li> Schrubben Sie die chirurgische Stelle mit 70% Alkoholtupfern, bis die Haut klar ist, da Jod giftig ist, wenn es absorbiert wird. </li></ol> 3. Chirurgische Vorgehensweise <ol><li> Halten Sie diese Vorgehensweise unter aseptischen Bedingungen ein. </li><li> Das anästhesierte Tier auf ein warmes Heizbett in der linken seitlichen Dekubitusposition bringen, wobei die rechte Flanke nach oben zeigt. HINWEIS: Es ist darauf zu achten, dass die Kerntemperatur des Tieres bei 35-37 ° C gehalten wird, um eine Unterkühlung zu verhindern. Dieses Erwärmungsbett sollte auch nach Bedarf sterilisiert werden, um aseptische Bedingungen aufrechtzuerhalten. </li><li> Fühlen Sie sich für den Brustkorb und machen Sie einen kleinen 2-3 cm rechten dorsalen retroperitonealen Einschnitt mit einer sterilen Größe 10 Skalpell Klinge beginnend am unteren Rand des Brustkorbes. </li><li> Lege sterile Gaze in Längsrichtung auf beiden Seiten des Schnittes. </li><li> Das subkutane Gewebe, Fett und Muskeln zerlegen, um die Bauchhöhle zu visualisieren und zugänglich zu machen. Verwenden Sie eine gekrümmte Mayo-Schere, um tieferes Penet zuzulassenRation in Wunde und schneiden dicke Gewebe. </li><li> Sobald die Leber deutlich sichtbar und zugänglich ist, verwenden Sie stumpfe Pinzette, um die Leber nach oben zurückzuziehen. </li><li> Mit einem anderen Paar von stumpfen Pinzetten in der anderen Hand, stellen Sie die richtige Niere, so dass es sitzt gerade außerhalb der Bauchhöhle. </li><li> Benutze den Zeiger Finger und Daumen der linken Hand, um die Niere in Position zu halten. Mit der rechten Hand langsam und stetig 0,1 ml UTI89 E. coli- Lösung (Konzentration zwischen 1 x 10 8 -1 x 10 9 ) aus einer sterilen Spritze in das Nierenbecken (das als weiße Blase erscheint) einspritzen 15 . HINWEIS: Den Bakterientiter wie in Referenz 15 beschrieben vorbereiten. </li><li> Legen Sie einen Streifen absorbierbaren Hämostat über die Nadel, um den Ausfluss des Inokulums in das Peritoneum zu verhindern. Ziehen Sie langsam die Nadel aus dem Nierenbecken. HINWEIS: Es ist darauf zu achten, dass die umlaufenden Gewebe nicht durchbohrt oder infiziert werden, was zu einem Ziel-Infecti führtOns und / oder komplikationen. </li><li> Verwenden Sie eine größere Spritze, um die Niere gründlich mit normaler Kochsalzlösung zu spülen, bevor Sie sie wieder in die Bauchhöhle legen. </li></ol> 4. Nähte Anmerkung: Naht, die in Geweben begraben wird, sollte 4-0 nicht resorbierbare geflochtene Nähte sein. Für Körperoberflächen können absorbierbare oder monofile Nähte verwendet werden. <ol><li> Setzen Sie die Nähte gleichmäßig und so nah wie möglich an die Gewebekante, um eine Verstopfung des Blutflusses zu verhindern. Typischerweise ist nicht mehr als 0,3 cm von der Kante notwendig. </li><li> Fassen Sie die Haut an und verjüngen Sie sie leicht mit einem Paar feiner Zahnpinzette und drehen Sie den Nadelhalter in eine pronierte Position in Vorbereitung für das Durchstechen der Haut. </li><li> Führen Sie die Nadel durch die volle Dicke der Haut, indem Sie das Handgelenk anspannen, um die Nadel zu drehen und es durch die Haut zu führen. </li><li> Wiederholen Sie diesen Vorgang für die Hautkante, die dem Einzelnen am nächsten liegt. </li><li> SpannenDie Nähte genug, um den Gewebekanten entgegenzutreten. Je enger wird die Blutversorgung versperren, langsame Wundheilung und kann zu Dehiszenzen führen. </li><li> Binden Sie die Naht mit quadratischen Knoten, als ob es eine einfache unterbrochene Stich wäre, außer dass nur der kurze Strang geschnitten wird, so dass ein 3-4 mm Schwanz. </li><li> Nachdem die erste Masche abgebunden ist, bereite ich mich vor, um eine zweite Masche ca. 3 mm von der ersten weg zu setzen und die laufende Naht fortzusetzen. </li><li> Sobald das Ende des Einschnitts erreicht ist, ziehen Sie nicht die letzte Stich vollständig durch. Verwenden Sie stattdessen die Schlaufe, die mit dem Nadelhalter hier als Kurzstrang gehalten wird, um das distale Ende des Nahtverschlusses zu verkleben. </li><li> Mit Instrumentenbindungen, binden Sie die Naht mit quadratischen Knoten. Dies führt dazu, dass 3 Stränge aus dem fertigen Knoten am distalen Ende aufstehen. </li></ol> 5. Tierrückgewinnung <ol><li> Injizieren Sie 2,1 mg / kg Yohimbin intra-peritoneal nach der Operation, um die Anästhesie umzukehren. EINNimals wird erwartet, um vollständig von der chirurgischen Prozedur nach 3-5 Stunden zu erholen. </li><li> Halten Sie das Tier auf einem Heizkissen (um Hypothermie zu vermeiden) und saugfähige weiche Bettwäsche nach der Operation. </li><li> Rehydrierung mit oralen oder parenteralen Flüssigkeiten bereitstellen, bis es zur normalen Fütterung zurückkehren kann (innerhalb von 24 Stunden). Injektion von etwa 0,6 ml normaler Kochsalzlösung sofort nach der Operation, um die Dehydratationseffekte zu begrenzen. </li><li> Bereitstellung von Analgesie, wie im IACUC zugelassenen Tierpflege- und Verwendungsprotokoll beschrieben. 5 mg / kg Carprofen subkutan zur Schmerztherapie injizieren. </li><li> Überwachen Sie die Schnitte regelmäßig auf Schwellungen, Exsudate, Schmerzen oder Dehiszenzen. </li></ol> 6. Validierung mittels Magnetresonanztomographie <ol><li> Führen Sie i n vivo MRT-Experimente auf Hochfeld-Kleintier-MRT-Scannern durch. </li><li> Anästhesie mit 3% Isofluran in Sauerstoff induzieren und das Tier mit der rechten Niere bei Isocenter im MRT-Scanner positionieren und entsprechendeAte Hochfrequenzspule. Bereitstellung von Tieren mit 1-2% Isofluran-Anästhesie kontinuierlich während des Imaging-Verfahrens über einen Nosecone. HINWEIS: Für die in Fig. 1 gezeigten in vivo- MRI-Bilder wurde eine Rattenvolumenspule (Innendurchmesser = 72 mm) verwendet. </li><li> Verwenden Sie ein Tierüberwachungs- und Kontrollsystem, um die Atmungsrate jedes Tieres (40-60 Atemzüge / min) und die Kernkörpertemperatur (35 ± 1 ° C) aufrechtzuerhalten. </li><li> Verwenden Sie eine Multi-Slice-, Multi-Echo-Spin-Echo-MRT-Erfassung, um hochauflösende, axiale T2-gewichtete Bilder sowohl der infizierten als auch der Kontroll-Nieren zu erhalten. Typische MRT-Erfassungsparameter sind Wiederholungszeit = 5.000 ms, Echozeit = 40 ms, Scheibendicke = 2,0 mm, flache Raumauflösung = 200 μm, 3 Signaldurchschnitte und eine Erfassungszeit von 8 min. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben keine weiteren Angaben.

Aufsteigende akute Pyelonephritis bei Nagetieren (dh Mäusen und Ratten) kann durch transurethrale Katheterisierung hergestellt werden. 16 , 17 , 18 Diese transurethrale Infektionsmethode ist insofern vorteilhaft, als sie nicht invasiv ist und die menschliche Pathophysiologie der aufsteigenden Infektion nachahmt. 17 , 18 , 19 <...

Nagetier-Modelle wurden verwendet, um zahlreiche menschliche Erkrankungen Manifestationen, einschließlich Pyelonephritis und Harnwegsinfektionen (UTI) zu studieren. UTIs sind ein globales Gesundheitsproblem und können Kinder, Männer und Frauen aller Altersstufen beeinflussen. 1 , 2 , 3 Die anfängliche Manifestation von UTIs umfasst Zystitis, und wenn die Infektion entlang des Harnleiters steigt, kann eine Niereninfektion (Pyelonephritis) folgen. Gleichzeitig nähert sich die Prävalenz von Diabetes 400 Millionen Menschen weltweit. 4 , 5 Wichtig ist, dass die UTI-Inzidenz bei Patienten, die fettleibig sind oder einen Typ-2-Diabetes mellitus haben, bis zu 4-mal höher sein kann, was zu einem erhöhten Risiko einer rezidivierenden UTI-Infektion (RUTI), Sepsis, Nierenfibrose aus Pyelonephritis und Blasenfunktionsstörungen führt. 6 , 7 , 8 NagetierModelle sind wichtig für das Studium von UTIs, da aktuelle Antibiotika-Therapien eine nachhaltige, präventive Reaktion nur in einer Teilmenge von UTI-Patienten produzieren. Zur Verbesserung der klinischen UTI-Pflege sind die wichtigsten Schritte, um den Mechanismus von RUTI und seine pathophysiologischen Prozesse von akuten Infektionen bis hin zur Entzündung der Fibrose sowie die Auswirkungen von Typ-2-Diabetes mellitus zu verstehen. Das Ziel der Verbesserung der Tiermodelle ist die Entwicklung von Techniken, die eine genauere Bewertung der Krankheitsprogression und therapeutische Interventionen ermöglichen. Es wurden verschiedene Ansätze verwendet, um Pyelonephritis bei Ratten und / oder Mäusen zu induzieren, um die Pathophysiologie der Nierenschäden, die Wirkung der Antibiotika-Behandlung und andere Aspekte des natürlichen Verlaufs von UTIs zu untersuchen. Eine gemeinsame Herangehensweise, um retrograde UTI zu etablieren, ist die transurethrale Katheterisierung. 10 , 11 , 12 , 13 &lt;/ Sup&gt; Diese Methode führt Bakterien über die Harnröhre in die Harnblase der betäubten Tiere ein. Während diese Technik die menschliche Pyelonephritis genau simuliert, kann die tatsächliche Inzidenz und Größe der Pyelonephritis-Infektion sehr variabel sein, da mehrere Faktoren, einschließlich des Mangels an spontanem ureterischem Reflux oder Harnverhalten während oder unmittelbar nach der Inokulation. 11 Als Ergebnis kann die experimentelle Variabilität bei der Induktion einer aufsteigenden Pyelonephritis-Infektion den Nutzen dieses Modells einschränken, um Niereninfektionen sowie therapeutische Strategien zu untersuchen. Dieser Bericht beschreibt ein chirurgisches Pyelonephritis-Rattenmodell, bei dem E. coli direkt in die Rattenniere injiziert wird. Trotz dieses Rattenmodells, das invasiv ist, kann die Menge an E. coli, die an die Niere abgegeben wird, effektiv kontrolliert werden, was eine robuste Niereninfektion und eine Entzündung ermöglicht. 14 In diesem Verfahren beschreiben wir auchWie diese induzierten Niereninfektionen in Längsrichtung mit in vivo Magnetresonanztomographie (MRT) überwacht werden können.

<table><tbody><tr><td>Absorbierendes Pad</td><td>Fisher</td><td>14-127-47</td><td></td></tr><tr><td>Steriles Watte-Mull-Pad</td><td>Fisher</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Latex-OP-Handschuhe</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>21540</td><td></td></tr><tr><td>Gebogene Mayo-Schere</td><td>Fisher</td><td>S17341</td><td></td></tr><tr><td>Gerade stumpfe Foreceps</td><td>Fisher</td><td>08-895</td><td></td></tr><tr><td>Skalpellgriff</td><td>Fisher</td><td>08-913-5</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Skalpellklingen</td><td>Fisher</td><td>53220</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Luer-Lok Spritze</td><td>BD Biosciences</td><td>309628</td><td>Für bakterielle</td></tr><tr><td>Injektionen 20 ml Luer-Lok Spritze&nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>301031</td><td>Für die Salzwäsche</td></tr><tr><td>Hämostat</td><td>Seneca Medical</td><td>240267</td><td></td></tr><tr><td>23 G 3/4 in. Nadel&nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>305143</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 Zoll Nadel&nbsp;</td><td>BD Biosciences</td><td>305128</td><td></td></tr><tr><td>U-100 Insulinspritze</td><td>Exel International</td><td>25846</td><td>Für medikamentöse Injektionen</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>050033</td><td></td></tr><tr><td>Xylazin</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>33197</td><td>Injektion IP</td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Patterson Vetrinary&nbsp;</td><td>07-881-9413</td><td>Injektion von IP</td></tr><tr><td>Yohimbin (Atipamezol)</td><td>Patterson Vetrinary&nbsp;</td><td>07-867-7097</td><td>Injektion von IP nach der Operation</td></tr><tr><td>Bupivacain (Marcain)</td><td>Patterson Vetrinary&nbsp;</td><td>07-890-4584</td><td>SQ an der Stelle der Inzision injizieren&nbsp;</td></tr><tr><td>4-0 Chromische Darmnaht</td><td>Ethicon Inc.</td><td>U203H</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Geflochtenes Vicryl-Nahtmaterial</td><td>Ethicon Inc.</td><td>J304H</td><td></td></tr><tr><td>1 ml SubQ Spritze</td><td>BD Biosciences</td><td>309597</td><td></td></tr><tr><td>E. coli&nbsp; UTI89 oder CFT073</td><td>ATCC</td><td>700928</td><td></td></tr><tr><td>Surgicel Resorbierbares Hämostat</td><td>Ethicon Inc.</td><td>ETH1951CS&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Biospec 9.4T MRT&nbsp;</td><td>Bruker&nbsp;</td><td>94/20 USR</td><td></td></tr></tbody></table>

intrarenale injektion von escherichia coli in einem rattenmodell der pyelonephritis

Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis

Pyelonephritis ist eine bakterielle Infektion der Niere und wird am häufigsten durch Escherichia coli verursacht. Wiederkehrende Infektionen können zu erheblichen Nierenentzündungen und Fibrose führen, was letztendlich zu einer Verschlechterung der Nierenfunktion führt. Bevor ein verbessertes klinisches Management und eine verbesserte Prävention der Pyelonephritis eingeleitet werden können, muss ein zuverlässiges Tiermodell etabliert werden, um die Mechanismen des Fortschreitens, des Rezidivs und der therapeutischen Wirksamkeit zu untersuchen. Das transurethrale Infektionsmodell ahmt die menschliche Pyelonephritis sehr gut nach, weist jedoch erhebliche Unterschiede auf, da es auf den Harnröhren-Reflux angewiesen ist, um die Bakterien zur Niere zu transportieren. Darin wird ein detailliertes chirurgisches Protokoll für die Durchführung von bakteriellen Injektionen in das Nierenbecken der Ratte zur Verfügung gestellt und durch nicht-invasive Magnetresonanztomographie (MRT) bestätigt. Bei der Anwendung dieses Protokolls werden die Tiere einer gewünschten Konzentration von E. coli-Bakterien direkt ausgesetzt und können sich bei angemessener postoperativer Versorgung vollständig von dem chirurgischen Eingriff erholen. Dies ermöglicht die anschließende longitudinale MRT-Beurteilung der Versuchstiermodelle zum Vergleich mit Kochsalz-(Schein-)Kontrollen. Mit diesem direkten Verabreichungsansatz ist der Schweregrad der Infektion kontrollierbar und sowohl für mechanistische Studien der Progression als auch für die Entwicklung neuartiger Behandlungsstrategien anwendbar.

Medizinische Bildgebungsverfahren bieten die Möglichkeit, die UTI und die therapeutische Wirksamkeit nicht invasiv zu beurteilen. Daher wurde MRT verwendet, um die Induktion einer akuten Infektion nach der Injektion von 1-2 x 10 7 UTI89 E. coli zu validieren und die Veränderungen in der Niere vor und nach der Operation zu visualisieren. Abbildung 1a-b zeigt eine zunehmend zunehmende Region der Niereninfektion (gelbe Pfeile). MRT-Bilder, die für jedes ...

Dieses Manuskript beschreibt ein chirurgisches Modell der Pyelonephritis bei Ratten unter Verwendung einer direkten intrarenalen Infektion durch Escherichia coli in das Nierenbecken. Das experimentelle Verfahren kann genutzt werden, um die Pathogenese der Pyelonephritis sowie die damit einhergehende Entzündung und Fibrose zu untersuchen.

Intrarenale Injektion von Escherichia coli In einem Rattenmodell der Pyelonephritis

Pyelonephritis is a bacterial infection of the kidney and is most commonly caused by Escherichia coli. Recurrent infections can cause significant renal ...

Das übergeordnete Ziel dieses chirurgischen Rattenmodells der Peylonephritis ist es, eine Methode bereitzustellen, die keinen renalen Reflux erfordert, wie es in anderen Modellen verwendet wird. Diese Methode kann helfen, wichtige Fragen im medizinischen Bereich zu beantworten, z. B. wie eine Antibiotikatherapie am besten durchgeführt wird, wie wir die Auswirkungen von wiederkehrenden Infektionen oder Restinfektionen nach der Therapie, die zu einem Rezidiv führen können, überwachen können. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass dieses Modell Bakterien in einer einigermaßen zuverlässigen Menge direkt auf die Niere ausbringt, ohne dass ein renaler Reflux erforderlich ist, was zu einer gewissen Variabilität in Bezug auf die Infektion führen kann.Bereiten Sie vor Beginn dieses Verfahrens den bakteriellen Injektionsbolus vor, der zwischen einer Million und 10 Millionen Zellen enthält. Nachdem Sie die Ratte betäubt und ihre Haut für die Operation vorbereitet haben, tragen Sie Tierarzt-Augensalbe auf die Augen auf, um Trockenheit zu verhindern. Positionieren Sie die Ratte auf einer erwärmten Operationsplattform in einer linken Dekubitusposition mit der rechten Flanke nach oben.Schrubben Sie die Haut mit einem Desinfektionsmittel. Wiederholen Sie dies dreimal und schrubben Sie dann die Operationsstelle mit 70% Alkoholwechsel, bis die Haut klar ist. Um die Operation zu beginnen, machen Sie mit einem Skalpell Nummer 10 einen kleinen, zwei bis drei Zentimeter langen retroperitonealen Schnitt nach rechts, der am unteren Ende des Brustkorbs beginnt.Fahren Sie fort, indem Sie das Unterhautgewebe, das Fett und die Muskeln wegpräparieren, um schließlich die Bauchhöhle sichtbar zu machen und Zugang zu erhalten. Sobald die Leber deutlich sichtbar und zugänglich ist, ziehen Sie sie mit einer abgestumpften Pinzette nach oben zurück. Dann legen Sie mit einer zweiten abgestumpften Pinzette die rechte Niere frei, so dass sie knapp außerhalb der Bauchhöhle sitzt.Positionieren Sie nun die Niere für die Injektion in der nicht-dominanten Hand. Zielen Sie mit der dominanten Hand genau auf die Injektionsnadel auf das Nierenbecken. Injizieren Sie dann langsam und stetig 0,1 Milliliter Bakterien- oder Kochsalzlösung.Hier wird Kochsalzlösung injiziert. Der Bolus sieht aus wie eine weiße Blase im Gewebe. Legen Sie vor dem Zurückziehen der Nadel einen Streifen resorbierbares Hämostatum über die Injektionsstelle, um einen Abfluss des Inokulums in das Bauchfell zu verhindern.Ziehen Sie dann die Nadel langsam heraus. Spülen Sie nun die Niere mit einer großen Spritze gründlich mit normaler Kochsalzlösung aus. Bringen Sie dann die Niere wieder in die Bauchhöhle zurück.Verwenden Sie für den Verschluss der Operationsstelle resorbierbare oder monofile Nähte im Körpergewebe und 4-0 nicht resorbierbare geflochtene Nähte auf Körperoberflächen. Um Nähte zu legen, beginnen Sie an der Stelle, die am weitesten vom Bediener entfernt ist, und greifen Sie mit einer fein gezahnten Pinzette nach der Haut und wenden Sie sie leicht ab. Drehen Sie dann den Nadelhalter in eine pronierte Position und supinieren Sie das Handgelenk, um die Nadel zu drehen und durch die gesamte Dicke der Haut zu fahren.Ziehen Sie die Naht gerade so weit fest, dass die Geweberänder freiliegen. Jede Enge behindert die Blutversorgung und verlangsamt somit die Wundheilung und führt möglicherweise zu Dehiszenz. Binden Sie dann die Naht mit einem quadratischen Knoten ab, als wäre es ein einfacher unterbrochener Stich, nur dass nur der kurze Faden abgeschnitten wird und ein drei bis vier Millimeter langer Schwanz übrig bleibt.Platzieren Sie nun jeden weiteren Stich etwa drei Millimeter vom vorherigen entfernt und setzen Sie die laufende Naht fort. Sobald das Ende des Schnitts erreicht ist, ziehen Sie den letzten Stich nicht vollständig durch. Verwenden Sie stattdessen die Schlaufe, die vom Nadelhalter gehalten wird, als kurzen Strang und binden Sie das distale Ende des Nahtverschlusses ab.Binden Sie nun mit Instrumentenbindern die Naht mit quadratischen Knoten ab. Das Ergebnis sind drei Stränge, die aus einem abgeschlossenen Knoten herausragen. Beobachten Sie das Tier nach der Verabreichung von Schmerzmitteln und einer Peritonealinjektion von 0,6 Millilitern normaler Kochsalzlösung, während es sich auf einem Heizkissen mit saugfähiger, weicher Einstreu von der Narkose erholt.Rehydrieren Sie das Tier in den ersten 24 Stunden nach der Genesung mit oralen oder parenteralen Flüssigkeiten, bis es wieder normal füttern kann. Überwachen Sie danach regelmäßig den Schnitt auf Schwellungen, Exsudat oder Dehiszenz und geben Sie bei Bedarf Analgetika gegen Schmerzen. Eine akute Peylonephritis-Infektion wurde durch Injektion von einer Million und 10 Millionen UT189 E.coli-Zellen in das Nagetiermodell induziert.Die MRT der Niere zeigte eine fortschreitende Zunahme des Infektionsbereichs von einem bis vier Tagen nach der Injektion. Einmal gemeistert, kann diese Technik in 30 Minuten durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird. Wenn Sie dieses Verfahren versuchen, ist es wichtig, daran zu denken, die Tiere nach der Operation zu überprüfen, um auf Anzeichen einer E.Coli-Infektion außerhalb der Niere zu achten, insbesondere an den Schnittpunkten, um sicherzustellen, dass die Tiere nicht übermäßig septisch werden.Im Anschluss an dieses Verfahren können andere Methoden, wie z. B. MRT-Scans, durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zu beantworten, wie z. B.: Ist die Infektion lebensfähig, wie schnell wächst die Infektion und ist diese Therapie wirksam?

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Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

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Dieses Video zeigt die Etablierung einer uropathogenen Escherichia coli-Infektion in einer weiblichen Mausblase durch transurethrale Katheterinstillation. Die injizierten Bakterien etablieren erfolgreich eine Harnwegsinfektion in der Blase und bieten eine wertvolle Plattform für die Untersuchung von nosokomialen Erkrankungen im Zusammenhang mit den Harnwegen.

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Hier wird ein Verfahren für die Festlegung der systemischen Infektion in der neonatalen Ratten mit Kulturen von Escherichia coli K1 beschrieben. Diese nichtinvasive Vorgehensweise erlaubt Besiedlung des Magen-Darm-Trakt, die Translokation des Erregers in den systemischen Kreislauf, und das Eindringen des zentralen Nervensystems in den Plexus choroideus.

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Das etablierte Modell der transurethrale Katheterisierung von Mäusen ermöglicht die Untersuchung von Erkrankungen der Blase, einschließlich urinausscheidende Fläche Infektion, aber kann nur bei Frauen durchgeführt werden. Ein neues Modell der männlichen transurethrale Instillation, das hier vorgestellte wird Forschung in einem Gebiet, geprägt von starken klinischen und epidemiologischen Unterschiede zwischen den Geschlechtern zu ermöglichen.

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Intrarenale Injektion von Escherichia coli In einem Rattenmodell der Pyelonephritis

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