Name: Organische Substanzen Biogeochemie Gelöster Verständnis durch In Situ Nährstoff Manipulations in Stream-Ecosystems (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-29T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 38 s
Description: Erfahren Sie die Nährstoff-Puls-Methode zur Manipulation gelöster organischer Substanz in Fließgewässern. Diese Technik ermöglicht die Untersuchung von Biogeochemie und Nährstoffkreisläufen in Ökosystemen vor Ort.

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Die Autoren danken dem Water Quality Analysis Laboratory an der University of New Hampshire für die Unterstützung bei der Probenanalyse. Die Autoren danken auch zwei anonymen Gutachtern, deren Kommentare dazu beigetragen haben, das Manuskript zu verbessern. Diese Arbeit wird von der National Science Foundation (DEB-1556603) gefördert. Eine Teilfinanzierung erfolgte auch durch das EPSCoR Ecosystems and Society Project (NSF EPS-1101245), die New Hampshire Agricultural Experiment Station (Scientific Contribution #2662), das USDA National Institute of Food and Agriculture (McIntire-Stennis) Project (1006760), die University of New Hampshire Graduate School und das New Hampshire Water Resources Research Center.

1. Identifizierung und Charakterisierung der Ideal Experimental Bachabschnitt <ol><li> Stellen Sie sicher , dass die experimentellen Strom erreicht lang genug sind , um eine vollständige Durchmischung von gelösten Stoffen 11 und lange genug , um zu fördern , in denen biologische Aufnahme auftreten können. Reach-Längen können unter Bächen und Experimenten variieren. In kleinen Quellflüsse erster Ordnung, erreichen Länge von 20 bis 150 m variieren kann (oder länger, wenn das System es erfordert), je nach Entladung und anderen physikalischen Eigenschaften des Stroms. <ol><li> Ausschließen große Pools von experimentellen erreicht, da sie die Downstream-Bewegung von gelösten Stoffen, minimale Strömungsabschnitte zu verzögern, und Zuflüsse, die die zugegebene Lösung verdünnen. Zeiten geringer Entladung kann es erforderlich, die Reichweite Länge zu verkürzen, während höhere Entladung kann eine längere Reichweite erfordern. </li><li> Identifizieren Sie eine Stelle, an der Spitze des experimentellen Flussabschnitt oberhalb einer Riffel Mischen der zusätzlichen gelösten Stoffe zu erleichtern. Dies wird der Additionsstelle sein. An der Unterseite des Versuchsstromerreichen, zu identifizieren ist ein Ort , an dem Fluss verengt und Vertreter von etwa 90% des Gesamtstroms (Abbildung 1). Dies wird die Probe Sammelstelle sein. </li></ol></li></ol><img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54704/54704fig1.jpg" /> Abb . 1: Beispiel für Downstream Sampling - Site Eine ideale Probenahmestelle ist , wo die Mehrheit der Strömung eingeengt ist und leicht zugänglich , ohne Störung des Strömungskanal und Benthos. Hier ein gefallener Stück Holz Trümmer dieses Probenahmestelle in einem kleinen erster Ordnung Quellgebiet Stream erstellt hat. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54704/54704fig1large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54704/54704fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <ol start="2"><li> Erhalten Entladungsmessung und Hintergrund Nährstoffkonzentrationen der gelösten Stoffe von Interesse vor den Experimenten, um die Masse der gelösten Stoffe für die manip benötigt berechnenulations. Bitte beachten Sie Berechnungen in Schritt 2.2.1. <ol><li> Erhalten Sie Hintergrundkonzentration Daten für das Ziel gelösten Stoffes von Manipulation (zB NO 3 -) und Chlorid (Cl -) , die oft als die konservative Tracer verwendet wird. Verwenden, um die konservative Tracers im Rahmen dieser Experimente Leitfähigkeitsänderungen zu verfolgen, die die Ankunft des Nährstoffs Impulses an der Entnahmestation und die Rate angeben, in welchem ​​der Impuls durchlaufen. Leitfähigkeit oder spezifische Leitfähigkeit, ist ein Ersatz für die in-situ Konzentrationsänderungen des konservativen Tracers. </li><li> Charakterisieren Sie die physio-chemischen Eigenschaften der experimentellen Reichweite von Zusatzdaten zu sammeln, wie Reichweite Breite und Tiefe, Temperatur, pH und gelösten Sauerstoff. <ol><li> Messungen durchzuführen , die jede benthic o minimieren kann nicht mit der Verwendung einer Umgebungssonde (beispielsweise Breite und Tiefe), am Tag vor oder unmittelbar nach dem Versuch gemacht werden , umr chemische Störung im Strömungskanal. Teilen Sie die experimentelle Reichweite in gleichem Abstand transects (zB alle 10 m) , wo Breite und mindestens 3 Tiefenmessungen bewertet werden können (zB rechten Ufer, Talweg und linkes Ufer). Diese Daten sind wertvoll , die physikalischen Eigenschaften eines Stroms zu biogeochemische Messungen zu verbinden und wenn die Forscher interessieren sich auch für die Berechnung der Nährstoffaufnahme Kinetik und Parameter 6. </li></ol></li></ol></li></ol> 2. Vorbereitung für Experiment <ol><li> Bestimmen Sie die Masse (kg) des gelösten Stoffes für die Manipulation erforderlich unter den skizzierten Gleichungen. Hinweis: Das Beispiel gilt nachfolgend auf einen Nitratbasis Experiment mit NO 3 - in Form von Natriumnitrat (NaNO 3) und nimmt eine gezielte Erhöhung der 3x über dem Hintergrund (Gleichungen basieren auf denen von Kilpatrick und Cobb 12). In diesem Beispiel wurden die folgenden Annahmen wurden mit res gemachtpekt zu Hintergrundbedingungen: Entladung = 10 l / sec; [Cl] = 10 mg / L; [NO 3 -] = 50 &amp; mgr; g N / l. Durch Variation unter den Experimenten einzustellen erforderlichen Eingangsdaten. <ol><li> Berechnen Sie die gezielte Erhöhung (Gleichung 1): Gezielte [NO 3 - ug N / L] Anstieg = erwartete Hintergrund [NO 3 - ug N / L] * gezielte Steigerung 150 ug N / L = 50 &amp; mgr; g N / L * 3 </li><li> Berechnen Sie die gesamte Atommassenfluss (Gleichung 2): Insgesamt atomaren Massenstrom (NO 3 - ug N) = 30 min * 60 sec * Q (L / s) * gezielte [NO 3 - ug N / L] Erhöhung Wo 30 Minuten die angenommene Dauer des gelösten Stoffes Spitze 12 und Q Entladung 2 700 000 ug N = 30 min * 60 sec * 10 l / s * 150 ug N / L </li><li> Berechne den Gesamtmolekularmassenfluss (Gleichung 3): Gesamtmolekularmassenstrom (NO 3 - ug N) = Gesamtatommassenstrom (NO 3 - ug N) / Atommasse (14) * Molekular wiright (85) Wo Atommasse bezieht sich auf N und Molekulargewicht bezieht sich auf NaNO 3. 16,392,857.14 ug N = 2700000 &amp; mgr; g N / (14 * 85) </li><li> Berechnen Sie die Masse zu addieren (Gleichung 4): Gewicht (g) = Gesamtmolekularmassenfluss hinzufügen (NO 3 - ug N) / 1.000.000 g / ug 16,39 g NaNO 3 = 16,392,857.14 ug N / 1.000.000 g / ug Hinweis: Folgen Sie den obigen Berechnungen für andere gelöste Stoffe , einschließlich der konservativen Tracer (zB Natriumchlorid). Stellen Sie sicher, die atomaren und molekularen Massen für den gelösten Stoff von Interesse anzupassen. </li></ol></li><li> Bereiten Sie alle gelösten Stoffe einen Tag vor der Feldversuche. Abwiegen genug Solute die Umgebungskonzentration sowohl der biologischen Indikator und der konservativen Tracer dreimal (oder gewünschte Menge) über dem Hintergrund zu erhöhen. Es ist wichtig, dass die Menge des zugegebenen gelösten Stoffe über dem Hintergrundkonzentration eine meßbare Veränderung verursacht, die ausreichend ist aw zu erstellenide Dynamikbereich in der Nachspielnährstoffkonzentration. <ol><li> Wiegen Solute mit analytischen Waage und Speicherung anschließend in Reinsäuregewaschenen hochdichten Polyethylenflaschen mit entsprechenden Etiketten. Beispiele für biologische Indikatoren umfassen: NO 3 -: Natriumnitrat (NaNO 3); NH 4 +: Ammoniumchlorid (NH 4 Cl); PO 4 -3: Kaliumphosphat (K 2 HPO 4). Allerdings wird die Wahl der biologischen Indikator eine Funktion der biogeochemischen Frage gestellt zu werden. Optionen für konservative Tracer umfassen Natriumchlorid (NaCl) und Natriumbromid (NaBr). </li></ol></li><li> Sammeln restlichen Materialien: Feldbuch, Etikettenband und Stift, Feld Maßband, Kühler, Leitfähigkeitsmessgerät, ~ 20 L Eimer und große Rührstab (zB Bier Paddel, Betonstahl, große Stick), ca. 50 sauber und säuregewaschen 125 ml Hoch -Dichte PET-Flaschen. Beschriften Sie die 125-ml-Flaschen # 1-50. Anmerkung: Less als 50 Proben können in den insgesamt 50 Flaschen pro Versuch und Hintergrund Proben enthalten genommen werden. </li><li> Optional: Je nach der Anzahl der Außendienstmitarbeiter, Probe-Filterung vor Ort durchführen (siehe Abschnitt # 5). Wenn diese Option gewählt wird, bringen 50 sauber, voretikettierten und säuregewaschen 60 ml Polyethylen hoher Dichte Flaschen in das Feld. Beschriften Sie die 60-ml-Flaschen # 1-50 entsprechen die 125-ml-Collection-Flaschen. </li></ol> 3. Tag der Set Up <ol><li> Stellen Sie das Feld Leitfähigkeitsmessgerät an der Sammelstelle. Stellen Sie das Gerät stromaufwärts (ca. 0,5 bis 1,0 m) von wo Proben werden so Probenentnahme entnommen werden nicht mit Instrumentenanzeigen stören. Das Messgerät wird während des gesamten Versuchs an Ort und Stelle bleiben. Ein Feld Leitfähigkeitsmessgerät ist am besten, wie es in Echtzeit Leitfähigkeitswerte liefert, die erforderlich sind, um die Abtastrate zu bestimmen (siehe Schritt 5.2) und Filtration und Analyse, um (Schritte 5.3 und 6.1). </li><li> Sammeln Sie 125 ml Hintergrund samples in dreifacher Ausfertigung an der Additionsstelle und am Sammelort des experimentellen Reichweite vor der Zugabe der Lösung. Diese Daten werden verwendet, Tag der Umgebungskonzentration zu überprüfen und entlang des Stroms zu erreichen Variation in Konzentration an gelösten Stoffen zu bestimmen. Diese Daten sind auch wertvolle Umgebungsstrom Chemie zu verbinden: - zu den biogeochemischen Messungen von Interesse (zB DOC NO 3 Verhältnisse . 13). </li><li> Notieren Sie sich die Zeit und die Leitfähigkeit von Hintergrundproben gesammelt. </li><li> Notieren Sie sich die Hintergrundleitfähigkeit von Strom vor der Zugabe von Lösungen. </li></ol> 4. Hinzufügen Gelöste Stoffe <ol><li> Gießen Sie alle Reagenzien (16,39 g NaNO 3 und 1.483 g NaCl) in einen großen Behälter (zB 20 L Eimer) und Wasser hinzufügen , genug Strom , um vollständig die gelösten Stoffe aufzulösen. Spülreagens Gefäße dreimal mit zusätzlichem Strom Wasser und spülen Sie gießen in Lösungsbehälter. Verfolgen Menge Wasser zugesetzt. <ol><li>Verwenden Sie zum Beispiel einen 500-ml-Flasche Strom Wasser in den Behälter zu gießen. Stir-Lösung, bis alle Reagenzien vollständig gelöst wurden. </li></ol></li><li> Sammle 60 ml Aliquot der Additionslösung. Bewahren Sie diese hochkonzentrierte Probe getrennt (zB Zip-Lock - Beutel) von allen anderen Proben eine Kreuzkontamination zu minimieren. Solche Proben sind wichtig , wenn die Berechnung der Nährstoffaufnahme Kinetik 6 ein weiteres Ziel des Forschungsprojektes ist es, da diese Proben verwendet werden können , die genaue Masse der gelösten Stoffe zu bestimmen , hinzugefügt. </li><li> Gießen Lösung in -Additionsstelle. Tun Sie dies, indem man die Lösung in einer reibungslosen und schnellen Bewegung Gießen Reisezeitverzögerung und Spritzwasser zu minimieren, die die Menge an Reagenzien hinzugefügt reduzieren könnte. Spülen der Behälter und der Rührstab dreimal im Strom unmittelbar nach der Zugabe alle Reagenzien zu gewährleisten haben in den Stream hinzugefügt. <ol><li> Notieren Sie sich die Zeit, die Lösung wurde hinzugefügt: hr: min: sek. </li><li> Notieren Sie sich die Massen von Tracern hinzugefügt(ZB NaNO 3 und NaCl). </li><li> Nachdem die Lösung hinzugefügt wurde, nicht stören den Strom. Stellen Sie sicher, dass alle Reise entlang des Stroms am Ufer tritt, um sicherzustellen, dass der Strom Benthos und die Lösung selbst nicht gestört werden. </li></ol></li></ol> 5. Feld Sampling <ol><li> Auftrag Auftrag Probenflaschen in aufsteigend, während für Lösung wartet an der Messstelle zu gelangen. Reisezeit ist eine Funktion der Entlastung und der Länge erreichen und kann vor der Zeit bestimmt werden (ein Tag vor) entweder mit einer NaCl-only - Injektion oder Rhodamin - Farbstoff (die verwendet werden können , um Fahrzeit 14 herzustellen). Hinweis: Wenn auf einem DON-Themen-Projekt arbeiten, vermeiden Rhodamin-Farbstoff verwendet, da es eine Art von DON ist und wird daher die Umgebungs DON Pool, wenn alle Reste in der Studie zu erreichen ändern. </li></ol><img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54704/54704fig2.jpg" /> Figur 2:Beispiel Schematische Darstellung der Solute Durchbruch Curve (BTC). Eine BTC stellt Änderungen in Konzentration gelöster Stoffe im Laufe der Zeit und kann dazu verwendet werden , um den Transit und biogeochemischen Kreisläufe eines Tracers in einem Strom zu erklären. Schürfproben sollten mit einer Frequenz über die BTC genommen werden, die gleich Darstellung gibt sowohl in der auf- und absteigenden Schenkel der BTC. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54704/54704fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54704/54704fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <ol start="2"><li> Beispielsammlung Hinweis: Das übergeordnete Ziel der Probensammlung, ausreichend Veränderungen in Konzentration an gelösten Stoffen zu repräsentieren sowohl entlang der steigenden und fallenden Glieder der Durchbruchkurve (BTC) (Abbildung 2). <ol><li> Bei der Ankunft der Lösung (über eine Erhöhung in der Leitfähigkeit detektiert), Proben werden in 125 ml-Flaschen im gesamten BTC durch eine 125 ml-Flasche in die Hauptströmung des Wassers an der Entnahmestelle halten. Schnellly die Flasche mit Strom Wasser abspülen und nachgelagerte spülen verwerfen und dann Probe nehmen. Cap Probe und Platz in den Kühler. </li><li> Notieren Sie sich die Zeit (h: min: sec) und Leitfähigkeit jedes entlang der BTC in ein Feldbuch (Tabelle 1) entnommenen Probe. </li><li> Die Proben werden basierend auf Zeit (zB 1 min - Takt) oder auf der Basis der Geschwindigkeit , mit der Leitfähigkeit ändert. Zum Beispiel, wenn Leitfähigkeit schnell, kosten alle 30-60 sec, bis Änderungen in der Leitfähigkeit langsam, zu welcher Zeit Proben entnommen werden alle 5-10 min kann verändert. Für Intervalle auf Leitfähigkeit basiert, nehmen Proben alle 15-30 Einheiten in Abhängigkeit von der Geschwindigkeit, mit der Leitfähigkeit ändert. </li><li> Probe bis Leitfähigkeit kehrt zum Hintergrund oder innerhalb von 5 &amp; mgr; S / cm von Hintergrundbedingungen. Die Intervalle der Probenentnahme kann während des Experimentes so lange eingestellt werden, wie die BTC gut in den Schürfproben dargestellt. </li></ol></li></ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page = &quot;always&quot;&gt; <tbody><tr><td> Flasche # </td><td> spezifische Leitwert </td><td> Zeit </td><td> Notizen </td></tr><tr><td> 1 </td><td></td><td> hr: min: sec </td><td> zB Hintergrund (Downstream) </td></tr><tr><td> 2 </td><td></td><td></td><td> zB Hintergrund (Downstream) </td></tr><tr><td> 3 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5 </td><td></td><td></td><td> zB Probe bei Spitzen Leitfähigkeit </td></tr><tr><td> . </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> . </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> . </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Höchste Flasche # </td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table> Tabelle 1PFieldBuch: Beispiel Page von Lab Buch und erforderliche Informationen <ol start="3"><li> Beispiel Filtering Anmerkung: Filterung von Proben entweder im Feld auftreten können oder bei der an das Labor zurückkehrt. <ol><li> Filterproben aus dem ansteigenden Glied, um in spezifischen Leitfähigkeit, bis die Spitze spezifische Leitfähigkeit von aufsteigend. Warten Sie auf das Experiment über und Filterproben aus dem Fall Glied in ansteigender Reihenfolge der spezifischen Leitfähigkeit zu sein (dh mit der letzten Probe zu beginnen und nach hinten in Richtung Spitze spezifische Leitfähigkeit). Anmerkung: Diese Reihenfolge der Proben minimiert Kreuzkontamination zwischen Proben und ermöglicht die gleichen Filter, Spritze, und Filterhalter zu werden, solange das Filter, Spritze und Filterhalter verwendet werden, Schritte in geeigneter Weise gespült zwischen jeder Probe (siehe 5.3.2- 5.3.4). </li><li> Entfernen Kolben aus einer 60-ml-Spritze und schließen Sie dann Stop-Hahn. Gießen ~ 10 ml der Probe in die Spritze und das Rück Kolben Spritze. Schütteln Sie Spritze, so dass die ProbeSpülungen Innenwände der Spritze. Befestigt Spritze Filterhalter und offen Absperrhahn. Push-Probe durch Filterhalter und entsorgen spülen. </li><li> Entfernen Sie Kolben und engen Stop-Hahn. Gießen ~ 30 ml der Probe in die Spritze und das Rück Kolben Spritze. Offene Aktien Hahn und vertreiben ~ 10 ml durch Filterhalter und in 60 ml Probenflasche. Verschließen Sie die Flasche, wirbeln mit Filtrat und entsorgen. Wiederholen Sie diesen Schritt für insgesamt 3 Spülgänge. Dadurch wird sichergestellt, irgendwelche Verunreinigungen aus dem 60 ml-Probenflasche entfernt worden sind, und dass die Wände sind mit Probe beschichtet. </li><li> Entfernen Sie Kolben und engen Stop-Hahn. Gießen ~ 60 ml der Probe in die Spritze und das Rück Kolben Spritze. Schieben Sie die Probe durch den Filterhalter und in die 60 ml Probenflasche. Füllen Sie die Flaschen auf die Schulter zu verhindern Flaschen einzureißen, wenn sie gefroren. Cap-Flasche und Platz in den Kühler. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 5.3.2-5.3.4 für alle übrigen Proben. Filter ändern zwischen steigenden und fallenden Gliedmaßen Proben eine Kontamination zu minimieren. </li&gt; <li> Transport Proben zurück ins Labor am selben Tag und auf dem Eis. </li></ol></li></ol> 6. Vorbereitung für die Laboranalyse <ol><li> Wenn Filterung von Proben im Labor stattfinden soll, folgen Protokoll, wie in Abschnitt 5.3.1 beschrieben. Filterproben sowohl von der auf- und absteigenden Schenkel der BTC, um die Leitfähigkeit zu erhöhen. Ändern Sie den Filter zwischen steigenden und fallenden Glied Glied Proben. </li><li> Gefriert filtrierten Proben bei -20 ° C bis zur Analyse. </li><li> Stellen Sie sicher, dass analytische Einrichtungen sind hochkonzentrierte Proben zu handhaben ausgestattet. Hinweis: Einige Labors sind nicht ausgerüstet hoch konzentrierten Proben zu laufen und so sollte darauf geachtet werden. Integrieren Sie bereit Standards, die Erfassung, dass eine höhere Ende der erwarteten Konzentrationen an gelösten Stoffen. Hohe Konzentration Standards wird dazu beitragen, eine Standardkurve zu gewährleisten, die den erwarteten Bereich von manipulierten Konzentrationen an gelösten Stoffen erfasst. </li><li> analysieren Sie die Probenvon niedrigen zu hohen Leitfähigkeit auf allen analytischen Instrumenten. Bestellung Proben von niedrigen zu hohen spezifischen Leitfähigkeit verhindert die Kontamination von geringen Salz / Nährstoffproben durch hohe Salz / Nährstoffproben. Dies bedeutet, Proben aus den steigenden und fallenden Glieder wird in Bezug auf Sequenz gemischt werden. <ol><li> Analysieren Sie die Proben für insgesamt gelösten organischen Kohlenstoff, insgesamt gelöstem Stickstoff, Nitrat und Ammonium, obwohl die genaue Kombination der gelösten Analyse wird eine Funktion der Forschungsfrage (siehe Wymore et al. 10 zum Beispiel). </li></ol></li></ol> 7. Datenanalyse <ol><li> Analysieren Sie die Daten mit Hilfe der einfachen linearen Regression. Die unabhängige Variable ist, die Konzentrationen der zugesetzten Nährstoff und die abhängige Variable ist DOM-Konzentration entweder als DOC oder DON. Jeder Punkt auf der Figur stellt eine Schürfprobe von der Durchbruchskurve und dass die Probe des Nährstoff- und DOC / DON-Konzentration. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Das Ziel des Nährstoffs Impulsverfahren, wie hier dargestellt, ist die Antwort des sehr unterschiedlichen Pool von Umgebungsfließgewässer DOM über einen Dynamikbereich eines zugegebenen anorganischen Nährstoff zu charakterisieren und zu quantifizieren. Wenn die zugegebene gelöste Stoff in ausreichendem Maße die Konzentration des reaktiven gelösten Stoffs zunimmt, kann eine große folgernd Raum geschaffen werden, um zu verstehen, wie die biogeochemischen Kreisläufe von DOM zu Nährstoffkonzentrationen verknüpft ist. Dieser...

Gelöste organische Stoffe (DOM) ist eine wichtige Energie- und Nährstoffquelle Ökosysteme Süßwasser und ist als organische Substanz definiert, die ein 0,7-um-Filter durchläuft. Innerhalb von aquatischen Ökosystemen kann DOM auch Lichtdämpfung und Metallkomplexbildung beeinflussen. DOM ist ein sehr vielfältig und heterogene Mischung von organischen Verbindungen mit verschiedenen funktionellen Gruppen, sowie essentielle Nährstoffe wie Stickstoff (N) und Phosphor (P). Während der Begriff &quot;DOM&quot; beschreibt den gesamten Pool einschließlich ihrer C, N und P-Komponenten, wird seine Konzentration gelöster organischer Kohlenstoff (DOC) gemessen. Die inhärente molekulare Komplexität des DOM-Pool jedoch schafft Herausforderungen zu seiner Studie. Beispielsweise gibt es keinen direkten Weg, um den Bruchteil der gesamten DOM Pool von organischen Nährstoffen wie gelösten organischen Stickstoff (DON) und des gelösten organischen Phosphor (DOP) umfaßte zu messen. Stattdessen muss die Konzentration an organischen Nährstoffen durch Differenz bestimmt werden ( <em&gt; zB [DON] = [gesamte gelöste Stickstoff] - [gelösten anorganischen Stickstoff]). eine realistische DOM Änderung in einen Stream hinzuzufügen ist aufgrund der Vielfalt der Umgebungs DOM Pool schwierig. Frühere Studien haben einzelne Kohlenstoffquellen hinzugefügt (zB Glucose, Harnstoff 1) oder eine bestimmte Quelle wie Blattsänfte Sickerwasser 2 bis Konzentrationen im Bereich manipulieren. Jedoch sind diese Quellen nicht besonders repräsentativ für die Umgebungs DOM-Pool. Der Versuch , zu verfeinern oder Umgebungs DOM für nachfolgende Experimente konzentrieren auch mit Schwierigkeiten , einschließlich der Verlust bestimmter Fraktionen (zB hochlabile Komponenten) während der Verarbeitung eingewirkt ist. Als Ergebnis ist es schwierig, die Bedienelemente auf der Umgebungs DOM Pool zu verstehen, wie wir derzeit keine Methode besitzen, um direkt die Umgebungs DOM Pool manipulieren. Da jedoch die Biogeochemie von DOM ist mit Nährstoffen üblicherweise in der Umwelt (z nitrate [NO 3 -] 3), können wir andere gelöste Stoffe hinzufügen Ökosysteme zu streamen und die Reaktion des DOM - Pool zu diesen Manipulationen zu messen. Durch die Untersuchung, wie die DOM Pool reagiert auf eine breite Palette von experimentell verhängten Nährstoffkonzentrationen wir hoffen, einen besseren Einblick in zu gewinnen, wie DOM reagiert Umweltbedingungen fluktuiert. Ein Verfahren, das üblicherweise in Strom Biogeochemie verwendet wird, ist der Nährstoffzugabe Methode. Nährstoffzugabe Experimente haben traditionell verwendet worden , Aufnahmekinetik oder das Schicksal des zusätzlichen gelösten Stoff 4,5,6,7 zu verstehen. Nährstoff Additionen können kurzfristige auf dem hr 6 bis Tag Skala 4 oder längerfristigen Manipulationen im Laufe mehrerer Jahre 8 sein. Nährstoff Additionen kann auch das isotopisch markierte Nährstoffe ( zum Beispiel 15 N-NO 3 -) durch biogeochemischen Reaktionen hinzugefügt Nährstoff zu verfolgen. Allerdings isotopenbasierten Studien sind oft Expensive und erfordern anspruchsvolle Analysen (zB Verdaus) der mehreren Kammern benthic wo isotopisch markierte Nährstoffe zurückgehalten werden kann. Kürzliche Versuche haben den Nutzen der kurzfristigen Nährstoffimpulse ergeben , die Steuerelemente auf nicht hinzugefügt und Umgebungs Solute wie DOM 9,10, offenbart einen neuen Weg zu erläutern , durch die Echtzeit - in - situ - biogeochemischen Reaktionen zu untersuchen. Hier beschreiben wir und zeigen die wichtigsten methodischen Schritte zur Durchführung von kurzfristigen Nährstoff Impulse mit dem Ziel, das Verständnis der gekoppelten biogeochemischen von C und N und insbesondere die Kontrollen auf der sehr unterschiedlichen DOM-Pool. Dies leicht reproduzierbares Verfahren beinhaltet die Zugabe eines Nährstoffs Impuls zu einem experimentellen Strom erreichen und Veränderungen in der Konzentration von sowohl der Stell gelöstem Stoff und der Antwortvariablen von Interesse (zB DOC, DON, DOP) zu messen. Durch die direkte Nährstoffkonzentrationen in situ Manipulation wir sind in der Lage , um indirekt die DOM verändernPool und untersuchen , wie DOM Konzentrationsänderungen über einen Dynamikbereich von Nährstoffkonzentrationen 10.

<table><tbody><tr><td>Natriumnitrat</td><td>Alle</td><td>Alle Alle Natriumchlorid</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Alle</td><td></td> Im <td>Laden gekauftes Speisesalz kann ebenfalls verwendet werden, enthält jedoch Spuren von Verunreinigungen</td></tr><tr><td>Whatman GFF Glasfaserfilter</td><td>Alle</td><td>Alle Alle</td> BD <td></td></tr><tr><td>Filterspritze</td><td>Alle</td><td>Alle</td><td></td></tr><tr><td>EMD Millipore Swinnex Filterhalter</td><td>Alle</td><td>Alle</td> <td>Alle</td></tr><tr><td>Spritzenabsperrhahn</td><td>Beliebig</td><td>Beliebig</td><td></td></tr><tr><td>YSI Multiparameter-Sonde</td><td>Yellow Springs International</td><td>556-01</td><td></td></tr><tr><td>Weithalsflaschen HDPE 125 ml Flaschen</td><td>Beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>60 ml HDPE-Flaschen</td><td>Beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>20 L Eimer</td><td>Beliebig</td><td>Beliebig</td><td></td></tr><tr><td>Feldmaßband</td><td>Beliebig Beliebig beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Labor-Beschriftungsband</td><td>beliebig beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rührstäbchen</td><td>beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>beliebig Kühler</td><td>beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Edding-Stifte</td><td>beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Feldnotizbuch</td><td>beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinzetten</td><td>beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zip-Lock-Beutel</td><td>beliebig</td><td>beliebig</td><td></td></tr></tbody></table>

organische substanzen biogeochemie gelöster verständnis durch<em&gt; in situ</em&gt; nährstoff manipulations in stream-ecosystems

Understanding Dissolved Organic Matter Biogeochemistry Through In Situ Nutrient Manipulations in Stream Ecosystems

Gelöste organische Substanz (DOM) ist eine sehr vielfältige Mischung von Molekülen, die eine der größten Energie- und Nährstoffquellen für Ökosysteme darstellt. Die In-situ-Untersuchung von DOM ist jedoch schwierig, da die molekulare Komplexität des DOM-Pools für experimentelle Zwecke nicht einfach reproduzierbar ist. Es hat sich jedoch gezeigt, dass Nährstoffzugaben zu Bächen wiederholt den in situ und in der Umgebung vorhandenen DOM-Pool verändern. Hier demonstrieren wir eine leicht replizierbare feldbasierte Methode zur Manipulation des Umgebungspools von DOM auf der Ebene des Ökosystems. Bei Nährstoffpulsexperimenten können Änderungen der Konzentration sowohl von gelöstem organischem Kohlenstoff als auch von gelöstem organischem Stickstoff über einen weiten Bereich von Nährstoffkonzentrationen untersucht werden. Diese Methode ermöglicht es Forschern, die Kontrolle über den DOM-Pool zu untersuchen und Rückschlüsse auf die Rolle und Funktion zu ziehen, die bestimmte Teile des DOM-Pools innerhalb von Ökosystemen spielen. Wir befürworten den Einsatz dieser Methode als Technik, um ein tieferes Verständnis der DOM-Biogeochemie und ihrer Wechselwirkung mit Nährstoffen zu entwickeln. Mit der weiteren Entwicklung kann diese Methode dazu beitragen, die Dynamik von DOM in anderen Ökosystemen aufzuklären.

<img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/54704/54704fig3.jpg" /> Abbildung 3:. Beispiel Ergebnisse von Nitrat (NO 3 -) Zugänge mit Gelöster organischer Stickstoff (DON) als Reaktionsvariable Analysen sind lineare Regressionen. Sternchen stellen statistische Signifikanz bei α = 0,05. Beachten Sie den Dynamikbereich in NO 3 - Konzentration , die mit dem Nährstoff Pulsverfah...

Gelöste organische Materie stellt eine wichtige Quelle von Energie und Nährstoffen Ökosysteme zu streamen. Hier zeigen wir eine feldbasierte Methode , um die Umgebungs Pool von gelösten organischen Stoffen in situ durch leicht replizierbar Nährstoffimpulse zu manipulieren.

Organische Substanzen Biogeochemie Gelöster Verständnis durch<em&gt; In Situ</em&gt; Nährstoff Manipulations in Stream-Ecosystems

Dissolved organic matter (DOM) is a highly diverse mixture of molecules providing one of the largest sources of energy and nutrients to stream ecosystems. ...

Das übergeordnete Ziel dieser Nährstoff-Puls-Methode besteht darin, den vorhandenen Pool an gelöchter organischer Substanz indirekt zu beeinflussen, um zu verstehen, wie dieser Pool organischer Substanz auf Veränderungen der Nährstoffkonzentration reagiert. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Fluss-Biogeochemie zu beantworten, beispielsweise wie der Stoffwechsel organischer Substanz und der Nährstoffkreislauf miteinander verknüpft sind. Der Hauptvorteil dieser Methode liegt darin, dass sie eine Manipulation des gesamten Ökosystems darstellt und leicht repliziert werden kann.Die Auswirkungen dieser Technik erstrecken sich auf den Eintrag von Kohlenstoff und Stickstoff in Einzugsgebieten, da die Wechselwirkung dieser Elemente bestimmt, wie sie im Gewässer zurückgehalten werden. Die Idee zu dieser Methode entstand, als wir erkannten, dass der Nährstoff-Pulse-Ansatz einen dynamischen Bereich an Nährstoffkonzentrationen erzeugt und dass die Konzentrationen gelönter organischer Substanz auf diese Veränderungen empfindlich reagieren. Zunächst wird das tragbare Leitfähigkeitsmessgerät aufgestellt, wobei ein Ort etwa 0,5 bis 1,0 Meter stromaufwärts der Probenahmestelle gewählt wird.Das Messgerät verbleibt während des gesamten Experiments an seinem Platz. Spülen Sie säuregewaschene, aus Polyethylen hoher Dichte bestehende Flaschen anschließend dreimal aus und verwenden Sie sie, um 125 Milliliter Hintergrund-Stichproben in dreifacher Ausführung am Zugabestandort und danach am Sammelstandort des experimentellen Abschnitts zu entnehmen. Diese dienen dazu, die Ausgangskonzentrationen vor der Zugabe der Lösung zu bestimmen.Notieren Sie die Hintergrundleitfähigkeit im Fließgewässer vor der Zugabe von gelösten Stoffen. Danach erfassen Sie den Zeitpunkt der Probenahme sowie die Leitfähigkeit der gesammelten Hintergrundproben. Sammeln Sie zunächst Flusswasser mit einem großen Behälter. Gegeben Sie anschließend alle Reagenzien hinzu und stellen Sie sicher, dass die gelösten Stoffe vollständig aufgelöst sind. Verfolgen Sie die Menge des zugegebenen Wassers. Spülen Sie die Reagenzgefäße dreimal mit zusätzlichem Flusswasser aus und geben Sie die Spülflüssigkeit in den Lösungsbehälter.Rühren Sie die Lösung mit einem sauberen Rührstab um, bis alle Reagenzien gelöst sind. Kennzeichnen Sie eine 60-Milliliter-Flasche aus Polyethylen mit hoher Dichte entsprechend und füllen Sie das 60-Milliliter-Aliquot der Zusatzlösung hinein. Lagern Sie sie getrennt von anderen Proben, um Kontaminationen zu vermeiden.Geben Sie die Probe anschließend in einer gleichmäßigen und schnellen Bewegung in die Zugabestelle, um die Durchlaufverzögerung zu minimieren und Spritzen zu vermeiden. Spülen Sie den Behälter sofort ab und rühren Sie dreimal im Strom, um alle Reagenzien freizusetzen. Notieren Sie die Zeit in Stunden, Minuten und Sekunden. Notieren Sie die Massen der hinzugefügten Tracer zusammen mit dem Freisetzungszeitpunkt und achten Sie darauf, das Strombett oder die Lösung nicht zu stören, bis das Experiment abgeschlossen ist. Am Probennahmeort beschriften Sie die Sammelflaschen in aufsteigender Reihenfolge, während Sie auf die Lösung warten. Verwenden Sie das tragbare Leitfähigkeitsmessgerät, um am Probennahmeort Messwerte aufzunehmen.Das Eintreffen der Lösung wird durch eine Zunahme der Leitfähigkeit erkannt. Sobald das Eintreffen der Lösung detektiert wurde, nehmen Sie eine saubere 125-Milliliter-Flasche und spülen Sie sie mit dem Fließwasser aus. Entsorgen Sie die Spülflüssigkeit stromabwärts der Probenahmestelle und sammeln Sie dann die Probe, indem Sie die Flasche in den Hauptstrom des Wassers am Probenahmepunkt halten.Wiederholen Sie diesen Sammelvorgang, wobei jeweils eine neue Flasche verwendet wird, während die Lösung weiterfließt, und notieren Sie die Sammelzeit und die Leitfähigkeit jeder Probe. Setzen Sie die Probenahme fort, bis die Leitfähigkeit wieder innerhalb von fünf Mikrosiemens pro Zentimeter des Hintergrundwerts liegt. Verschließen Sie die Proben und lagern Sie sie in einem Kühler.Ordnen Sie zunächst die Proben für die Filtration so an, dass die aufsteigende Lim-Probe in aufsteigender Reihenfolge der spezifischen Leitfähigkeit bis zum Peak filtriert wird. Danach ordnen Sie die absteigenden Lim-Proben so an, dass sie in aufsteigender Reihenfolge der spezifischen Leitfähigkeit filtriert werden. Zum Filtrieren der Proben nehmen Sie eine 60-Milliliter-Spritze, entfernen den Kolben und schließen dann den Hahn.Geben Sie etwa 10 Milliliter der Probe in die Spritze und setzen Sie den Kolben wieder ein. Schütteln Sie die Spritze, damit die Probe die inneren Wände spült. Befestigen Sie anschließend einen Filterhalter an der Spritze und öffnen Sie den Hahn.Drücken Sie die Probe durch den Filter, indem Sie den Kolben nach unten drücken, und entsorgen Sie die Spülflüssigkeit. Entfernen Sie den Kolben und schließen Sie den Hahn. Gießen Sie diesmal 30 Milliliter derselben Probe in die Spritze und setzen Sie den Kolben wieder ein.Wenn sich die Spritze in Position befindet, um in eine saubere 60-Milliliter-Probenflasche abzulassen, öffnen Sie den Hahn und drücken Sie etwa 10 Milliliter durch den Filter. Verschließen Sie die Flasche, schwenken Sie sie und entsorgen Sie das Filtrat. Wiederholen Sie diesen Vorgang dreimal, um sicherzustellen, dass Verunreinigungen aus der Flasche entfernt werden und die Wände mit der Probe benetzt sind.Entfernen Sie den Kolben erneut und schließen Sie den Hahn. Gießen Sie etwa eine 60-Milliliter-Probe in die Spritze und setzen Sie den Kolben wieder ein. Drücken Sie die Probe durch den Filterhalter in die 60-Milliliter-Probenflasche.Flaschen nicht höher als bis zur Schulter füllen, verschließen und die Proben in einen Kühler legen. Abschließend analysieren Sie die Proben hinsichtlich gelöstem organischem Kohlenstoff und Stickstoff sowie weiterer interessierender Parameter in der Reihenfolge von niedriger zu hoher Leitfähigkeit. Diese Diagramme zeigen lineare Regressionen von Messungen der Konzentrationen an gelöstem organischen Stickstoff (DON) nach Zugabe von Nitrat mittels der Puls-Methode.Die Ergebnisse zeigen, dass sich die Konzentrationen von gelöstem organischem Stickstoff als Reaktion auf die Zugabe von Nitrat ändern. Unterschiede in der Reaktion des gelösten organischen Stickstoffs wurden zudem innerhalb von Standorten zu verschiedenen Zeitpunkten der Probenahme beobachtet, was darauf hindeutet, dass aquatische mikrobielle Gemeinschaften zu unterschiedlichen Zeitpunkten der Wachstumsperiode verschiedene Bestandteile der gelösten organischen Substanz nutzen könnten. Positive Korrelationen werden so interpretiert, dass sie die Rolle des gelösten organischen Stickstoffs als Nährstoffquelle widerspiegeln, während negative Korrelationen darauf hinweisen, dass der gelöste organische Stickstoff als Energiequelle fungiert.Experimente, die keine signifikanten Zusammenhänge zeigten, spiegeln einen nicht ansprechbaren DON-Pool wider oder einen Pool, bei dem die nährstoffbasierten Prozesse und die energiebasierten Prozesse sich gegenseitig ausgleichen. Hier zeigen die Diagramme lineare Regressionen des gelösten organischen Kohlenstoffs, oder DOC, nach Zugabe von Nitrat. Im Gegensatz zu den DON-Diagrammen zeigen diese nur wenige Fälle signifikanter Änderungen der DOC-Konzentration aufgrund der Nitratzugabe.Dies könnte darauf hindeuten, dass die stickstoffreichen und kohlenstoffreichen Fraktionen des Pools an gelöchter organischer Substanz jeweils über einen eigenen spezifischen Satz ökologischer und biogeochemischer Steuerfaktoren verfügen und dass der vorhandene Pool an DOC äußerst recalcitrant ist. Nach Beherrschung der Technik kann diese je nach System zwischen drei und sechs Stunden in Anspruch nehmen. Während der Durchführung dieser Methode ist es wichtig, eine Kontamination von Proben mit niedriger Leitfähigkeit durch Proben mit hoher Leitfähigkeit zu vermeiden.Nach dieser Methode können andere Verfahren, wie beispielsweise die Kinetik der Nährstoffaufnahme, berechnet werden, um zu bestimmen, wie Geschwindigkeit und Fluss der Nährstoffaufnahme die Konzentrationen von gelöstem organischem Kohlenstoff und gelöstem organischen Stickstoff beeinflussen. Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik Forschern auf dem Gebiet der aquatischen Biogeochemie den Weg, um die Steuerung der Nährstoffrückhaltung in Fließgewässerökosystemen zu untersuchen. Obwohl diese Methode Einblicke in den Nährstoffkreislauf von Bächen ermöglicht, könnte sie potenziell auch auf andere Umgebungen angewandt werden, wie zum Beispiel Grundwasser- und Ästuarsysteme.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Nährstoffzusatzexperimente in Kopfstrom-Ökosystemen durchführt.

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