Name: Mit hoher Dichte Elektroenzephalographische Acquisition in einem Nagetiermodell unter Verwendung von Low-Cost-und Open-Source-Ressourcen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 39 s
Description: Lernen Sie eine kostengünstige Methode zur hochdichten EEG-Aufnahme in Mäusen. Dieses Protokoll ermöglicht reproduzierbare chronische Implantationen für Studien in der Anästhesiologie, Epilepsie und Schlafneurobiologie.

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Diese Arbeit wurde unterstützt durch das Foundation for Anesthesia Education and Research Mentored Research Training Grant (ARM), durch die National Institutes of Health Grants GM107117 (MBK) und GM088156 (MBK) und durch die Abteilung für Anästhesiologie und Intensivmedizin an der Universität von Pennsylvania, Perelman School of Medicine.

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Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die Low-Cost-Konstruktion und chirurgische Schritte notwendig, um einen 26-Kanal-High-Density-EEG-Montage in einer Maus richtig erreichen beschrieben. Die richtige epidurale Elektrodenkontakt ist entscheidend Qualität EEG-Signale in diesem System zu erwerben. Zwei Schritte innerhalb der Protokolladresse dieser Ausgabe: Stift Trimmen Gehirn Kontur entsprechen, und Kopfstück Implantation vor Acryl Verstärkung. Es ist wichtig, nicht einen Stift zu kurz während der Bauphase zu schneiden. Wenn die Kopfbedeckungen implantieren, ist es zwingend notwendig, Stift Platzierung vor dem endgültigen Acryl Verstärkung zu überprüfen. Eine Möglichkeit, die richtige Elektrodenkontakt zu bestätigen ist durch Impedanzprüfung. Vordergründig Impedanzen von 5-10 kOhm vorschlagen richtige epidurale Platzierung. 26 &#160; Impedanzmessungen zeigen die Haltbarkeit der Kopfbedeckungen, als Elektrodenimpedanzwerte stabil sind innerhalb dieses 5-10 kOhm Bereich für mindestens 4 Monate nach der Implantation. Das anderewesentlicher Schritt beinhaltet mit den beiden hinteren äußersten Reihen der 2 x 7 EEG Ziegel die EMG Stifte ausrichten. Dies ist entscheidend für Adapteranschluss, wie falsch ausgerichtet EMG und EEG-Stifte in einer Unfähigkeit führen, den Adapter oder gebogen Adapterstifte zu verbinden. Ein wesentlicher Vorteil dieses Erfassungssystem ist die Leichtigkeit der die Form der Elektrodenanordnung, um Modifizierung variiert experimentellen Anforderungen zu optimieren. Customized Elektrodenanordnungen, die optimal geeignet für spezielle Experimente werden kann leicht erstellt. Anpassung für spezielle Experimente könnten möglicherweise EEG kombinieren mit Kanüle zur gezielten Arzneimittelabgabe für die kombinierte pharmakologische, electroencephalographic und Verhaltensstudien. 27 Kopfbedeckungen, Adapter und chirurgische Eingriffe sind leicht auf eine große Anzahl von Studien zugeschnitten , wenn im Anschluss an die im Protokoll oben beschriebenen Verfahren . Ein zweiter großer Vorteil dieses Erfassungssystems ist seine niedrigen Kosten. Derzeit kann dieses ErfassungssystemRekord 128 Eingangskanäle auf bis zu 4 separate Kabel, ermöglicht die gleichzeitige Aufnahmen von 4 Mäusen oder wenn mit höherer Dichte Gittern gewünscht, Ratten. Eine solche Erweiterung würde zusätzliche Kabel und Adapter nur benötigen. Dieser Ansatz zur High-Density-EEG Erwerb Adressen Nachteile anderer hoher Dichte EEG Erfassungsmethoden bei Mäusen. Das System in dieser Arbeit beschrieben ist handlich mit einfachen Materialien hergestellt und verwendet Open-Source-Hardware und Software, die kostengünstig und stabil ist, kann für wiederholte Messungen im gleichen Tier über Monate, erlaubt eine freie Bewegung während eines Experiments, und nicht Mäuse erfordern zu sein narkotisiert für die Aufnahme. Beschränkungen dieses Systems sind, dass es bisher nur in den Mäusen bestätigt worden, die 20 g oder mehr wiegen, und die älter als 12 Wochen. Kleinere oder jüngere Mäuse haben Schwierigkeiten mit dem Kopfstück der Implantation kann. Eine zweite Einschränkung dieser Methode ist die Unfähigkeit, präzise Elektrodentiefe zu steuern, nachdem headpIECE Fertigung. Allerdings gilt diese gleiche Einschränkung zu herkömmlichen Schrauben EEG-Elektroden, da es keine Möglichkeit gibt gerade die Pre-mortem Einschraubtiefe relativ zu der kortikalen Oberfläche zu kennen. Fehlerbehebung für dieses Verfahren beinhaltet typischerweise richtig Störsignal von der Maus Abschirmung, wenn um gefesselte rauschfreies Signal zu erhalten. High-Density-EEG-Arrays sind von wesentlicher Bedeutung für die komplexen Raum-Zeit-Analyse von EEG-Daten, die die neue Normalität in der modernen EEG Interpretation sind. Während die räumliche Verteilung eines visuell evozierten Potential dargestellt ist, dieses System erfassten Daten verwenden, können unter Verwendung von elektrischen Quelle Bildgebungstechniken analysiert und neuronale Vernetzungsmaßnahmen. A 60% bis 70% Reduktion der Kontaktfläche zwischen diesen Elektrodenstifte gegenüber herkömmlichen Schrauben Kontakte ermöglicht eine präzisere Signallokalisierung, wie in Figur 4 gezeigt. Hoher Dichte analytische Techniken in genetisch veränderten Mäusen verwendet wird , folgende Pharmacollogische Intervention oder bei Tieren mit intrinsischer Pathologie wie Anfallsleiden helfen, die Mechanismen zu erzeugen spezifischen kortikalen Schwingungen erkennen können, lokalisieren Quellen von ERPs und EPs und zeigen groß angelegte Netzwerk-Eigenschaften. Durch die bessere Parallelisierung menschlichen Systemen wird dieser Ansatz kleine Tiermodelle der menschlichen Neurophysiologie verbessern und Neuropathologie, die Bereitstellung einfacher Übersetzung von Entdeckungen in Nagetiermodellen für die wissenschaftliche und klinische Relevanz beim Menschen.

Neuronale Aktivität kann mit verschiedenen Ebenen der Granularität von mikroskopischen (individuelle Aktionspotentiale) aufgezeichnet extrazellulär werden, um mesoskopischen (lokale Feldpotentiale) bis hin zu makroskopischen (Elektroenzephalogramm). Diese Gehirnwellen-Spuren sind klassisch im Frequenzbereich analysiert, um Verhaltens-, neurophysiologischen oder elektro Zustände charakterisieren. Dies kann mit einem einzigen Biopotential, 4 aber sparse Dichte EEG - Aufzeichnungen durchgeführt werden kann die räumliche Komponente neuronaler Aktivität lösen. Moderne Elektroenzephalogramm Analyse stützt sich auf mehrere Elektroden detaillierte Karten von räumlich - zeitlichen Verteilung der kortikalen Aktivität zu produzieren , um diese Tätigkeit mit bestimmten psychologischen Bedingungen und physiologischen Prozesse zu korrelieren. 5-7 Zwei der häufigsten verwendeten Analysekategorien , die hohe Dichte EEG - Montagen sind elektrische Quelle Bildgebung und neuronale Netzwerk - Konnektivität Maßnahmen. 8-11 <p class="jove_content"&gt; Elektrische Quelle Bildgebung umfasst die Lokalisierung von funktionell aktiven Hirnregionen. Topographische Aufnahme der Elektrodenanordnung kann innerhalb des Gehirns während der evozierten Potenziale (EKP) und evozierte Potentiale (EP), um die Stromquellendichte der elektrischen Aktivität zu visualisieren. Elektrische Quellenlokalisierung in beiden Anfalls Studien sowie in der Energieverteilung analysiert häufig verwendet. 12-15 Da EEG hohe zeitliche Auflösung hat, EEG - Studien Echtzeitauswertung von ERPs erlauben und EPs sowie zeitlich präzise Post - hoc - Analyse. 3,11 12 Verknüpfen von kognitiven Zuständen und Funktionen mit dem Zusammenspiel von Schwingungen auf das Elektroenzephalogramm gesehen ist das ultimative Ziel der verschiedenen Maßnahmen der neuronalen Netzwerk-Konnektivität. Zahlreiche Studien haben die Synchronisierung und Phasenverriegelung von Schwingungen zwischen verschiedenen Gehirnregionen mit bestimmten Zuständen der Erregung, Aufmerksamkeit und Aktion zugeordnet werden angezeigt. 6,13,14,16-19 </sup&gt; Solche Signal Assoziationen zwischen Hirnregionen Demonstrieren erfordert Arrays mit hoher Dichte, die Beurteilung der Netzwerkverbindung ermöglichen. Quelle Lokalisierung und Netzwerkanalysen von EEG-Signalen mit Studien am Menschen stammen, aber Untersuchungen über die neuronalen Grundlagen für diese Signale notwendigerweise Tiermodelle einzubinden, da sie invasive Techniken erfordern, die sonst unmöglich sind beim Menschen. Um diese Analysen in Nagetiermodellen wird ein Verfahren zur Erfassung hoher Dichte EEG-Signale in ein Nagetier Gehirn zu replizieren benötigt. Während andere Gruppen hochdichte Mikroelektroden-Arrays für die in Mäusen Gebrauch konstruiert haben, sind solche Ansätze der begrenzten Verfügbarkeit der Forscher ohne Zugang zu nanofabrication Einrichtungen sind nicht robust genug für wiederholte Versuche über einen längeren Zeitraum oder in anästhesierten verwenden begrenzt Mäuse. 1-3,7 Eine kostengünstige Alternative Protokoll für chronische hoher Dichte Konstruktion, transkranielle Elektrode array ist hier gezeigt. Die Signalerfassung hier beschriebene Ansatz ist nicht auf EEG beschränkt, sondern umfasst elektromyographische (EMG) Signale. Erwerb von EMG-Signale kann ein komplementärer Ansatz für die Definition Verhaltenszustand und ist besonders nützlich für Schlafstudien. Dieser Ansatz bietet eine Zwischen zwischen teuren, ultra-hoher Dichte intrakraniellen Gitter und die begrenzten Bleizahlen möglich mit herkömmlichen Schraubenelektroden, die für erweiterte Analyseansätze unzureichend sind. Das Kopfstück-Design ist einfach aufgebaut und erschwinglich für Hochdurchsatz-Studien. Die Nutzung dieser Erfassungssystem in Verbindung mit verschiedenen genetischen oder pharmakologischen Manipulationstechniken in Nagetiermodellen helfen, die Mechanismen der kortikalen Schwingungserzeugung, Verhaltens Abweichungen von der wahren genotypische Unterschiede erkannt werden kann, Quellenlokalisierung von ERPs und EPs, und groß angelegte Netzwerk-Kommunikation.

<table><tbody><tr><td>32 Kanal RHD2132 Verstärker Kopfstufe</td><td>Intan Technologies</td><td>C3314</td><td></td></tr><tr><td>Akquistion Board</td><td>Open Ephys</td><td>v2.2</td><td></td></tr><tr><td>100 Positionen Aufnahmestecker</td><td>Digi-Key</td><td>ED85100-ND</td><td>Kopfstück</td></tr><tr><td>Aceton (1 L)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>179973-1L</td><td></td></tr><tr><td>Rasierklinge (100er Pack)</td><td>McMaster Carr</td><td>3962A4</td><td></td></tr><tr><td>Drahtschneidezange</td><td>MSC Industrial</td><td>321786</td><td></td></tr><tr><td>2-teiliges Epoxidharz</td><td>McMaster Carr</td><td>7605A18</td><td></td></tr><tr><td>PFA beschichteter Silberdraht (25 ft)</td><td>A-M Systems</td><td>787000</td><td>EMG Draht</td></tr><tr><td>CircuitWriter Pen</td><td>MCM Electronics</td><td>200-175</td><td>Silberapplikator für Elektrodenspitzen</td></tr><tr><td>36 Positionen zweireihiger männlicher Nano-Miniatur-Steckverbinder</td><td>Omnetics-Steckverbinder Corporation</td><td>A79028-001</td><td>Kopfstück auf Verstärker Adapter</td></tr><tr><td>Conn Strip Header 2 x 50</td><td>Digi-Key</td><td>ED83100-ND</td><td>Kopfstück auf Verstärker Adapter</td></tr><tr><td>Clidox Basis und Acitvator</td><td>Pharmacal</td><td>95120F & 96120F</td><td>Sterilisationsmittel</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Priamal Enterprises Ltd</td><td>66794-019-10</td><td></td></tr><tr><td>Sauerstoff</td><td>Airgas</td><td>OX USP300</td><td></td></tr><tr><td>Temperaturregler mit geschlossenem Regelkreis</td><td>CWE Inc.&nbsp;</td><td>08-130000</td><td></td></tr><tr><td>Gebogene Schere</td><td>FST</td><td>14085-09</td><td></td></tr><tr><td>0,25% Bupivicainhydrochlorid</td><td>Hospira</td><td>0409-1159-02</td><td>Lokalanästhetikum</td></tr><tr><td>Meloxicam 5mg/ml</td><td>Henry Schein</td><td>6451602845</td><td>Schmerz-/Entzündungslinderung</td></tr><tr><td>0,9% Natriumchlorid</td><td>Hospira</td><td>0409-4888-20</td><td>Flüssigkeiten</td></tr><tr><td>Cefazolin</td><td>Hospira</td><td>0409-0806-01</td><td>Antibakterieller</td></tr><tr><td>Einweg-Scapel Nr. 11 (20 Stück)</td><td>Feather</td><td>2975#11</td><td></td></tr><tr><td>Micro Serrefines</td><td>FST</td><td>18052-3</td><td></td></tr><tr><td>Wattestäbchen (1.000 Stück)</td><td>MSC Industrial</td><td>8749574</td><td></td></tr><tr><td>0,5 mm Mikrobohrer</td><td>FST</td><td>19007-05</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktischer</td><td>Bohrkopf</td><td>Modell 1471</td><td></td></tr><tr><td>gebogen Pinzette</td><td>Roboz</td><td>RS-5136</td><td></td></tr><tr><td>Methylmethacrylat</td><td>A-M Systems</td><td>525000</td><td>Zement für Kopfstück</td></tr><tr><td>Methylmethacrylat Vernetzungsmasse</td><td>A-M Systems</td><td>526000</td><td></td></tr><tr><td>Gebogene Hämostaten</td><td>FST</td><td>13003-10</td><td>Aide in Adapter Anschluss</td></tr><tr><td>RHD2000 Standard-SPI-Schnittstellenkabel (3ft)</td><td>Intan Technologies</td><td>C3203</td><td></td></tr><tr><td>Cantilever-Arm</td><td>Instech</td><td>MCLA</td><td></td></tr><tr><td>Mikrospatel (12 Stück)</td><td>Fischer Scientific</td><td>S50822</td><td></td></tr><tr><td>Digitale Lötstation</td><td>MCM Electronics</td><td>21-10115</td><td></td></tr><tr><td>Kolophonium-Kernlötmittel 60/40 Zinn/Blei</td><td>MCM Electronics</td><td>21-1045</td><td></td></tr><tr><td>Color Craze Nagellack mit Härtern (auf Nitrozellulosebasis)</td><td>L.A. Farben</td><td>CNP508</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktisches Kleintiergerät mit digitaler Anzeigekonsole</td><td>Kopf</td><td>Modell 940</td><td></td></tr></tbody></table>

mit hoher dichte elektroenzephalographische acquisition in einem nagetiermodell unter verwendung von low-cost-und open-source-ressourcen

High-density Electroencephalographic Acquisition in a Rodent Model Using Low-cost and Open-source Resources

Erweiterte electroencephalographic Analysetechniken, die hohe räumliche Auflösung, einschließlich der elektrischen Quelle Bildgebung und Maßnahmen der Netzwerkkonnektivität, sind für eine wachsende Vielfalt von Fragen in den Neurowissenschaften. Die Durchführung dieser Arten von Analysen in einem Nagetiermodell erfordert eine höhere Elektrodendichte als herkömmliche Schrauben Elektroden erreichen können. Während höhere Dichte electroencephalographic montages für Nagetiere existieren, sind sie nur begrenzt verfügbar , um die meisten Forscher sind für wiederholte Versuche nicht robust genug , um über einen längeren Zeitraum oder in narkotisierten Nagetiere. 1-3 A vorgeschlagen Low-Cost zu verwenden begrenzt Verfahren zur Herstellung eines dauerhaften, High-count, transkranielle Elektrodenanordnung der Konstruktion von bilateral implantierbaren Kopfbedeckungen aus als Mittel untersucht fortgeschrittene Elektroenzephalogramm bei Mäusen oder Ratten-Analysen durchführen. Verfahren zur Herstellung Kopfbedeckung und der chirurgischen Implantation necessary hohes Signal-Rausch, niederohmigen electroencephalographic und elektromyographische Signale dargestellt werden zu produzieren. Während die Methodik in beiden Ratten und Mäusen nützlich ist, konzentriert sich dieses Manuskript auf die anspruchsvollere Implementierung für die kleineren Maus Schädel. Frei bewegliche Mäuse werden nur über einen gemeinsamen Adapter während der Aufnahme zu Kabel gebunden. Eine Version dieses Elektrodensystem, das 26 elektroenzephalographischen Kanäle und 4 elektromyographischen Kanäle enthält, ist unten beschrieben.

Beispieldaten in einer frei beweglichen Maus mit hoher Dichte EEG Kopfstück ist in Abbildung 3 gezeigt , implantiert aufgezeichnet. Individual EEG - Wellenformen an den Kanal-Zuordnungsschema in Abbildung 2 entsprechen. Beispiele für Hals- und Brust EMG sind ebenfalls in Abbildung 3 dargestellt. Beachten Sie, dass die Brust-EMG-Aufzeichnung auch eingebettete elektrische Aktivität enthält in die Maus des Herzens stammen, die, wenn ein Differenzsignal zwischen den beiden Brust-EMG Drähte (T) berechnet wird ohne weiteres ersichtlich wird. Mit dieser Aufnahme der Maus um die Herzfrequenz zu berechnen , indem die Zeit zwischen Elektrokardiographie QRS Spikes Messung 23-24 Ebenso ist es auch möglich ist., Es ist möglich , die Maus des Atmungsrate durch die Berechnung phasic Variabilität des QRS - Spitze zu messen , wie die Brusthöhle erweitert und Verträge mit jedem Atemzug. 25 Daher ist diese Einrichtung Genehmigungen für Erwerb of murine Polysomnographie. Darüber hinaus ermöglicht die Einrichtung kortikalen Abbildung visuell evozierten Potentiale (Abbildung 4). Wenn ein 10 msec Puls von Licht geliefert wird, nur das linke Auge des Maus, sind klassische Reaktionen in der kontralateralen aufgezeichnet (jedoch nicht ipsilateral) primären visuellen Kortex, die durch eine verzögerte Reaktion in kontralateralen sekundären visuellen Kortex folgt. Der Film eingebettet in Figur 4 zeigt die Zeit , über die gesamte kortikalen Oberfläche variierende elektrische Potentiale zusammen mit graphischen Darstellungen der Aktivität in kontralateralen V1 und V2. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> AP </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 3.3 </td><td></td><td></td><td> 0 </td><td> 0 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2 </td><td></td><td> 0,4 </td><td> 0,6 </td><td> 0,6 </td><td> 0,4 </td><td></td&gt; </tr><tr><td> 0,7 </td><td></td><td> 0,6 </td><td> 0,9 </td><td> 0,9 </td><td> 0,6 </td><td></td></tr><tr><td> -0,6 </td><td></td><td> 0,9 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 0,9 </td><td></td></tr><tr><td> -1,9 </td><td></td><td> 1 </td><td> 1.1 </td><td> 1.1 </td><td> 1 </td><td></td></tr><tr><td> -3,2 </td><td> 3 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 3 </td></tr><tr><td> -4,5 </td><td> 3 </td><td> 0,7 </td><td> 0,7 </td><td> 0,7 </td><td> 0,7 </td><td> 3 </td></tr><tr><td> ML </td><td></td><td> -2,3 </td><td> -1 </td><td> 1 </td><td> 2.3 </td><td></td></tr></tbody></table> Tabelle 1:. Pin Schnittlängen Diese Abbildung zeigt die erforderlichen Schnittlängen in mm pro Pin für den Kopfschmuck. Längen für Stift Trimmen wurden aus einer Maus Gehirnatlas erworben. After Trimmen Stifte, passt das Kopfstück , das Oberflächenprofil des Gehirns. 20 EMG Pins sind als die Drähte zur Aufzeichnung vollständig abgeschnitten EMG - Signal auf den Stiftstummel verlötet sind. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54908/54908fig1.jpg" /> Abb . 1: Überträger - Komponenten, Intermediate Konstruktionsschritte und richtige Verbindung für die Aufnahme Diese Abbildung zeigt den Rohstoff Kopfbedeckungen zu erstellen. Beginnend mit einer 100-Aufnahmeverbindungsstück, kleiner 2 x 7 und 2 x 1-Komponenten erstellt werden. Beachten Sie, dass in der 2 x 1 - Komponente, die ursprüngliche Kante der 2 x 50 intakt ist, die konsistent Kopfstück Konstruktion erlaubt und ermöglicht einen Adapter zu vielen implantierten Mäusen. 1B zu verbinden und die Rohstoffe 1C stellen notwendig , den Adapter zu schaffen , aus dem Kopfstück an den Verstärker. 1B zeigt das Kopfstück Endeder Adapter, der mit dem Kopfstück verbinden, wird abgehauen, in ähnlicher Weise. Beachten Sie, dass , dass 2 x 1 erneut eine ursprüngliche Kante aus dem Roh - Komponente hat, die richtige Verbindung zwischen dem Adapter zu gewährleisten und dem Kopfstück. 1C das Ende des Adapters zeigt, der mit dem Verstärker verbindet. 1D stellt die epoxiert 2 x 7 und 2 x 1 - Komponenten zusammen mit vorbereiteten EMG Drähte für die Signalaufzeichnung. 1E zeigt einen fertigen Kopfbedeckung. 1F zeigt einen fertigen Adapter. 1G zeigt eine richtige Verbindung zwischen den Kopfbedeckungen und den Adapter. Schließlich zeigt Figur 1H einen implantierten Maus mit angeschlossenem Adapter und Verstärker. Der Verstärkerchip an ein Schnittstellenkabel angeschlossen ist, der an die Erfassungskarte läuft (nicht dargestellt). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54908/54908fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54908/54908fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <pclass = &quot;jove_content&quot; fo: keep-together.within-page = &quot;1&quot;&gt; <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54908/54908fig2.jpg" /> Abbildung 2:. Die Elektrode Montage und Voll Konstruiert Kopfstück Diese Abbildung zeigt die Elektrodenplatzierung in Bezug auf Maushirn. Elektrodenstellen basieren auf stereotaxische Koordinaten Bregma. Koordinaten für jede Elektrode kann in Schritt 4.8 des Protokolls zu finden. Elektroden Farbe entspricht den zugrunde liegenden Hirnregionen für jede Elektrode. Weiß = frontalen Assoziationskortex (FRA), Orange = primären motorischen Kortex (M1), Rosa = Sekundär motorischen Kortex (M2), Dunkelgrün = primären somatosensorischen Kortex, forelimb Region (S1FL), Grün = primären somatosensorischen Kortex, dysgranular Zone (S1DZ ), Hellgrün = primären somatosensorischen Kortex, Lauffeld (S1BF), Gelb = medialen parietalen Assoziationskortex (MPTA), dunkelblau = primären visuellen Kortex (V1), Hellblau = sekundäre Sehrinde, mediomedial Bereich (V2MM), Schwarz = retrosplenialen dysgranular Kortex (RSD). 20 Gemeinsame Referenz / Grundstück wird ebenfalls gezeigt. Dieses Referenzsystem minimiert Atmungs Artefakt innerhalb des Rohsignals. mit jeder einzelnen Elektrode bieten eine Kanalkarte für das gesamte Array zugeordnet sind Zahlen. Bild geändert von Allen - Maus - Gehirn - Atlas. 21,22 2B zeigt eine vollständig aufgebaut Kopfstück in Bezug auf einen Cent zu skalieren. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54908/54908fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54908/54908fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/54908/54908fig3.jpg" /> Abbildung 3: Beispiel - EEG und EMG Traces von der Elektrode Montage Elektrodenwellenformen entsprechen dem Kanalzuordnung in 1A gezeigt.. Cervical EMG (C) bietet die Möglichkeit, nuchae Muskeltonus zu bestimmen (+). EMG-Signale enthalten auch Herz-QRS elektrische Impulse(*). Maßstabsbalken von 200 &amp; mgr ; V für die Spuren Amplitude und 1 Sekunde für die Spuren Dauer angezeigt. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54908/54908fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54908/54908fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/54908/54908fig4.jpg" /> Abbildung 4: Räumliche Verteilung von Visual evozierte Potentiale räumliche Verteilung der evozierte Potentiale folgende Anwendung eines einseitigen Lichtblitz nur auf dem linken Auge verabreicht.. Obere Diagramm zeigt die hochdichte Montage EEG wobei jeder Kreis eine Elektrode darstellt. Veränderung der Farbe im Laufe der Zeit entspricht, für jeden jeweiligen Elektroden Veränderungen über die Zeit an Spannung. Zum Zeitpunkt = 0 ms, 10 ms Lichtimpuls abgegeben wird und in der Mitte Abbildung dargestellt. Bottom Grafik zeigt evozierte Potentiale Spuren für kontralateralen V1 und V2 EEG-Elektroden bedeuten (n = 108 EP-Studien). Licht pulse tritt bei 0 ms. Beachten Sie, dass die entsprechende evozierte Potentiale Reaktion wird in kontralateralen V1 (schwarze Kurve) beobachtet, gefolgt von einer längeren Latenzzeit evozierte Potentiale Reaktion in kontralateralen V2 (rote Kurve). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54908/Figure_4.mov" target="_blank">(Rechtsklick zum Download).</a>

Anweisungen für die kostengünstige Konstruktion und chirurgische Implantation einer chronischen transkraniellen Elektroenzephalographie-Montage mit hoher Dichte in Mäuse werden bereitgestellt. Techniken zur Aufzeichnung, Extraktion und Verarbeitung von Signalen werden ebenfalls beschrieben.

Mit hoher Dichte Elektroenzephalographische Acquisition in einem Nagetiermodell unter Verwendung von Low-Cost-und Open-Source-Ressourcen

Advanced electroencephalographic analysis techniques requiring high spatial resolution, including electrical source imaging and measures of network ...

Das übergeordnete Ziel dieser Methodik besteht darin, ein kostengünstiges alternatives Verfahren zur Herstellung und Ableitung mit einer chronischen, hochdichten transkraniellen Elektrodenanordnung zu demonstrieren. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen in den Neurowissenschaften zu beantworten, wie beispielsweise die großräumige Organisation neuronaler Netzwerke sowie räumliche und zeitliche Merkmale sensorisch hervorgerufener Antworten. Die wichtigsten Vorteile dieser Technik liegen in ihren geringen Kosten, ihrer Reproduzierbarkeit und der einfachen Anpassung an experimentelle Anforderungen.Obwohl diese Methode Einblicke in die komplexen Analysen von elektroenzephalographischen Daten ermöglicht, eignet sie sich ideal für Studien in der Anästhesiologie, Epileptologie und Schlafneurobiologie. Um die Kopfplatte herzustellen, isolieren Sie zunächst die Stifte eines 2-mal-50-Stift-Bricks mit einem sehr dünnen Anstrich Nagellack. Entfernen Sie dann mit einer Pinzette jede achte Stiftreihe, indem Sie das Aufnahmende durch den Brick drücken.Nachdem der Lack vollständig getrocknet ist, entfernen Sie die Beschichtung von den Spitzen der Stifte mit einem kleinen Tuch und Aceton. Schneiden Sie anschließend die Blöcke mit einem Rasiermesser oder einer Drahtschere zurecht, um zweimal-sieben-Stift-Ziegel zu erhalten. Zwei dieser Ziegel dienen als transkranielle EEG-Elektroden.Bereiten Sie anschließend an jedem Ende eines 2-mal-50-Steins zwei 1-mal-2-Stiftsteine vor, um das EMG-Signal mit dem gleichen Verfahren aufzuzeichnen. Jeder 1-mal-2-Stein sollte eine der äußeren glatten Seiten des 2-mal-50-Steins beibehalten. Um die beiden Hälften des vollständigen Arrays abzuschließen, richten Sie die Stiftlöcher und Stifte eines 1-mal-2-Steins mit der hintersten Reihe der Stifte eines 2-mal-7-Steins aus.Verwenden Sie anschließend einen zweikomponentigen Epoxidharz, um ihre glatten Oberflächen zu verbinden, und verstärken Sie die Verbindung bei Bedarf mit zusätzlichem Epoxidharz. Lassen Sie die beiden Hälften über Nacht aushärten. Um zwei thorakale EMG-Drahtelektroden herzustellen, beginnen Sie mit einem 3 cm langen isolierten Silberdraht.Entfernen Sie 1 cm der Isolierung von einem Ende und bilden Sie zwei Schleifen aus dem blanken Draht, indem Sie ihn um eine Pinzette wickeln. Entfernen Sie anschließend 25 mm der Isolierung vom anderen Ende. Stellen Sie nun zwei ähnliche zervikale EMG-Drähte her, beginnend mit einem 1,5 cm langen Draht.Entfernen Sie von jeder Hälfte des Kopfstücks den seitlichen Stift in der vordersten Reihe, da dieser Stift keine relevanten Gewebe berühren wird. Zum Anbringen der Drähte schneiden Sie die Stifte der 1×2-Steine 3 mm von ihren Spitzen ab. Dann löten Sie einen zervikalen EMG-Draht an den vorderen Stift und einen thorakalen EMG-Draht an den hinteren Stift.Bevor Sie fortfahren, verwenden Sie ein Multimeter im Durchgangsprüfmodus, um sicherzustellen, dass jeder Pin elektrisch isoliert ist. Schließen Sie die Messleitungen an verschiedene Pin-Kombinationen an, und falls ein Paar elektrisch verbunden ist, gibt das Messgerät einen akustischen Signalton aus. Sobald es trocken ist, biegen Sie die EMG-Kabel, bis sie parallel zur AP-Achse mit minimaler seitlicher Verschiebung verlaufen.Dann bedecken Sie die verlöteten Stellen mit Nagellack. Passen Sie nun mithilfe einer Drahtschere und eines Gehirnatlas die Nadellängen an. Suchen Sie die Nadel, deren ventraler Abstand zur Bregma am größten sein wird.Schneiden Sie diesen Stift nicht ab, sondern schneiden Sie alle anderen Stifte in Bezug auf diesen Stift zu. Um die Kopfteile fertigzustellen, bedecken Sie alle Stiftspitzen mit einer Silberlösung, indem Sie einen Applikatorstift verwenden. Um einen Adapter herzustellen, beginnen Sie mit einem 36-poligen Dual-Row-Männchen-Nano-Stecker.Zuerst die Anschlussdrähte auf eine einheitliche Länge von 2 cm kürzen. Anschließend 2,5 mm Isolierung an jedem Drahtende abisolieren. Zum Schluss die feinen Drahtenden verzinnt verbinden und die abisolierte Isolierung vom verzinnten Draht abschneiden.Als Nächstes erstellen Sie einen passenden männlichen-männlichen Stecker für die Kopfplatte aus einem zweireihigen 50-poligen Stiftleistenblock. Wie zuvor bereiten Sie zwei zweireihige 7-polige und zwei zweireihige 1-polige Abschnitte vor. Löten Sie nun einen der Masseadern des Nano-Steckverbinders an den Pin, der 0,6 mm anterior und 1 mm lateral zum Bregma liegt.Dieser Pin fungiert als Referenz und als Masse, wenn ein RHD-2132-Verstärkerchip verwendet wird. Als Nächstes löten Sie die abisolierten Nano-Verbindungsdrähte auf die gleiche Seite wie den Massepin-Anschluss. Da jeder Draht einem bestimmten Kanal zugeordnet ist, konsultieren Sie ein Kanalzuordnungsdiagramm der Verstärkerkopfstufe und weisen Sie die Kanäle zu.Wenn alle Drähte an ihre jeweiligen Stifte gelötet sind, schneiden Sie alle ungenutzten Drähte ab. Überprüfen Sie anschließend mit einem Voltmeter, ob jeder Stift elektrisch von den anderen Stiften isoliert ist. Sobald die elektrische Isolation bestätigt ist, tragen Sie einen dünnen Lackfilm aus Nagellack um jede Lötstelle auf, um jeden Stift zusätzlich zu isolieren.Danach mithilfe eines zweikomponentigen Epoxids den passenden Nano-Adapter an den bilateralen Stiftreihen der männlichen Steine verstärken. Es darf kein überschüssiges Epoxid auf den medialen Abschnitten der Adapter vorhanden sein, da dies verhindern würde, dass die Kopfteile gleichzeitig eingesteckt werden können. Zur Erhöhung der Haltbarkeit den Sockel des Nano-Verbinders verkleben.Stellen Sie sicher, dass alle Lötstellen mit Epoxidharz abgedeckt sind. Sobald das Epoxidharz getrocknet ist, überprüfen Sie die Kanalzuordnung mithilfe von Impedanzmessungen. Nachdem die Maus sicher positioniert ist und Bregma als Ursprung des stereotaktischen Koordinatensystems definiert wurde, richten Sie den Schädel in der mediolateralen und in der anteroposterioren Achse aus. Verwenden Sie dann einen Mikrobohrer mit einem Durchmesser von 0,5 mm, um Bohrungen im Abstand von 1,3 mm und 1 mm von der Mittellinie entfernt anzulegen, beginnend 3,3 mm anterior zur Bregma und endend 4,5 mm posterior zur Bregma. Erstellen Sie zwei Reihen beidseitig. Bohren Sie anschließend Bohrungen auf beiden Seiten der Mittellinie im Abstand von 1,3 mm, beginnend 2 mm anterior zur Bregma und endend 4,5 mm posterior zur Bregma.Jetzt implantieren Sie die Kopfstücke. Bereiten Sie mit einer geraden Pinzette Kanäle für die EMG-Drahtelektroden für die thorakalen EMG-Drahtelektroden vor. Führen Sie diese von der Rückseite der Maus aus 2,5 cm unter der Haut hindurch und platzieren Sie die EMG-Drahtelektroden in der Kavität.Bewegen Sie anschließend den EEG-Block mit einer gebogenen Pinzette so, dass die Stifte mit den Bohrlöchern ausgerichtet sind. Üben Sie leichten Druck aus und bewegen Sie die Stifte leicht hin und her, um sie in den Schädel einzuführen. Das EEG ist stabil, sobald es richtig eingefügt ist.Als Nächstes stellen Sie die EMG-Drahtelektroden in ihre endgültige Position ein. Sobald sie fixiert sind, bereiten Sie eine Mischung im Verhältnis eins zu eins aus Methylmethacrylat und seiner Vernetzungsverbindung vor. Anschließend bedecken Sie den freiliegenden Schädel, die mit Nagellack behandelten Abschnitte der Stiftelektroden sowie den proximalen Teil der EMG-Drahtelektroden mit Zement. Die weiblichen Aufnahmen der Halterung nicht bedecken oder Klebstoff in das Fell des Tieres gelangen lassen. Sobald der Klebstoff getrocknet ist, ist der Befestigungsvorgang abgeschlossen. Das Mäuschen aus dem stereotaktischen Rahmen nehmen und unter Überwachung der Vitalfunktionen aus der Narkose aufwachen lassen. Zwei Wochen nach der Operation kann eine vollständig erholte Maus zur Gewöhnung mithilfe des Adapters an ein Aufnahmekabel angeschlossen werden. Nach der Gewöhnung können die Mäuse in Experimenten verwendet werden. Nachdem eine Maus über einen Adapter, einen Verstärker und ein Standard-Schnittstellenkabel an die Aufnahmeschaltung angeschlossen wurde, öffnen Sie die Open E-Fizz-Aufnahmesoftware.Erstellen Sie dort eine Signalkette aus Rhythmus-FPGA und LFP-Anzeige, indem Sie die Module in die Signalkette ziehen. Anschließend ermitteln Sie die Elektrodenimpedanzwerte mit 30,0 Kilo-Samples pro Sekunde. Wählen Sie danach die gewünschte Abtastrate für die Aufzeichnung aus.Filter können bei Bedarf ebenfalls in die Signalkette gezogen werden. Wählen Sie anschließend einen Speicherpfad für die Daten sowie die gewünschte Abtastrate aus. Klicken Sie dann auf das LFP-Anzeigefenster und drücken Sie die Wiedergabetaste.Jetzt mithilfe der draw-Methode die EEG-Aktivität visualisieren und die Ansicht anpassen, indem die Signalamplitude, die Zeitskalierung sowie die Einstellungen eventuell verwendeter Filter geändert werden. Nachdem alle Einstellungen angepasst wurden, beginnen Sie mit der Aufnahme. Die Daten wurden von einer frei beweglichen Maus aufgezeichnet, der ein EEG-Kopfstück mit hoher Dichte implantiert wurde.Die thorakale EMG-Aufzeichnung enthält eingebettete elektrische Aktivität, die vom Herzen stammt. Das zervikale EMG enthält Informationen über den Muskeltonus. Die einzelnen EEG-Wellenformen entsprechen dem Kanal-Mapping-Schema.Mit dieser Aufzeichnung ist es möglich, die Herzfrequenz der Maus zu berechnen, indem die Zeit zwischen den elektrokardiographischen QRS-Spitzen gemessen wird. Ebenso lässt sich die Atemfrequenz der Maus ermitteln, indem die phasische Variabilität der QRS-Spitze analysiert wird, die auftritt, wenn sich der Brustkorb bei jedem Atemzug ausdehnt und zusammenzieht. Somit ermöglicht diese Versuchsanordnung die Erfassung einer murinen Polysomnographie.Diese Anordnung ermöglicht die kortikale Kartierung visuell evozierter Potentiale. Wenn ein zehn Millisekunden langer Lichtimpuls ausschließlich an das linke Auge abgegeben wird, werden klassische Antworten im kontralateralen primären visuellen Kortex registriert, gefolgt von einer verzögerten Antwort im kontralateralen sekundären visuellen Kortex. Dies ist leicht an den zeitlich variierenden elektrischen Potentialen über die gesamte kortikale Oberfläche in kontralateralen V1 und V2 zu erkennen. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man hochdichte Mikroelektrodenarrays für ein Nagetiermodell herstellt und von dem implantierten Array ableitet.Wenn die Methode einmal beherrscht ist, können die Konstruktion und Implantation bei sachgemäßer Durchführung innerhalb von zwei Stunden durchgeführt werden. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, darauf zu achten, einen geeigneten epiduralen Elektrodenkontakt herzustellen, ohne die Dura zu durchdringen. Das Kürzen der Stifte sowie besondere Sorgfalt beim Einsetzen der Kopfstücke erhöhen die Wahrscheinlichkeit für einen optimalen Elektrodenkontakt.Viel Glück!

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In diesem Artikel beschrieben wir die Chirurgie Verfahren und Handhabung Tipps für die Implantation von ultra-dünnen Polyimid-Basis Mikroelektroden-Array (PBM-array) auf der Maus Schädel für den Erwerb von High-Density-Encephalographie (EEG) in einem Mausmodell.

High-Density-EEG-Aufzeichnungen der sich frei bewegenden Mäusen mit Polyimid-Basis Mikroelektroden

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