Name: Einblicke in die Wechselwirkungen von Aminosäuren und Peptide mit anorganischen Materialien Verwendung von Einzelmolekülkraftspektroskopie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-03-06T12:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 44 s
Description: Lernen Sie die Einzelmolekülkraftspektroskopie mit AFM zur Messung von Adhäsionskräften zwischen Aminosäuren oder Peptiden und anorganischen Oberflächen. Diese Methode liefert präzise Erkenntnisse für die Oberflächenchemie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wurde durch das Marie Curie International Reintegration Grant (EP7) unterstützt. P. D. dankt dem Israel Council for Higher Education.

1. Tipp Modifikation <ol><li> Kauf Siliziumnitrid (Si 3 N 4) AFM Kragarmen mit Siliziumspitzen (nominal Auslegerradius ~ 2 nm). </li><li> Reinigen Sie jede AFM Cantilever von 20 min in wasserfreiem Ethanol getaucht. Trocken bei Raumtemperatur. Behandeln dann die Auskragungen von ihnen zu O 2 Plasma für 5 Minuten ausgesetzt wird . </li><li> Hängen Sie das saubere oben genannten Tipps (3 cm) einer Lösung, die Methyltriethoxysilan und 3- (Aminopropyl) triethoxysilan in einem Verhältnis von 15: 1 (v / v) in einem Exsikkator unter einer inerten Atmosphäre (entweder Stickstoff oder Argon) und schließen Sie den Exsikkator eine Vakuumpumpe. Vakuum 2 h eine Monoschicht dieser beiden Arten von Misch Silanverbindungen zu bilden. </li><li> Verwenden Sie Halter eine Metallspitze (hergestellt für diesen Prozess) die Spitzen auf einer heißen Platte zu platzieren. Dann trocknen Sie die Tipps für 10 Minuten bei 70 ° C unter atmosphärischen Bedingungen. Vor dem Gebrauch reinigen Sie die Kochplatte, metallischen Halter und Pinzette unter Verwendung von Ethanol. </li><li> Kühlen Sie die Tipps bei Raum temperatur, und tauchen dann die Spitzen in eine Lösung von Fluorenylmethyloxycarbonyl-PEG-N-hydroxysuccinimid (Fmoc-PEG-NHS, MW 5.000 Da) bei einer Konzentration von 5 mM in Chloroform, enthaltend 0,5% (v / v) Triethylamin 1 h bei Zimmertemperatur. </li><li> Tauchen Sie die Spitzen in Chloroform für 5 min und dann tauchen sie in Dimethylformamid (DMF) für weitere 5 min. Um die Fmoc-Gruppe der gebundenen PEG-Molekülen zu entschützen, tauchen die Spitzen in 20% Piperidin (v / v) in DMF für 30 min. Tauchen Sie die Spitzen in DMF für 4 min und dann in N-Methyl-2-pyrrolidon (NMP) für weitere 4 min. Wiederholen Sie den sequentiellen Eintauchens dreimal. </li><li> Für die Kopplung von Aminosäuren, tauchen die Spitzen in einer Lösung, die N-terminal geschützten Aminosäure (AA) / Diisopropylethylamin (DIPEA) / 2- (1H-Benzotriazol-1-yl) -1,1,3,3-tetramethyluronium hexafluophosphate (HBTU), in einem molaren Verhältnis von 1: 1: 1 bei einer Gesamtkonzentration von 30 mM in 5 mL NMP für 1,5 h. </li><li> Für Peptidkupplung, tauchen die Spitzen in eine 5 ml Lösung containing 40 mg des geschützten Peptids (N-Terminal und Seitenketten, beispielsweise Fmoc-Gln (Trt) -Pro-Ala-Ser (tBu) -Ser (tBu) -Arg (PBF) -Tyr (tBu) -COOH). 15 mg 2- (1H-Benzotriazol-1-yl) -1,1,3,3-tetramethyluronium hexafluorophosphat (HBTU) und 5 ml DIPEA in NMP für 2 h. </li><li> Tauchen Sie die Spitzen in NMP für 4 min. Dann wird das Aufreiben Frei / nicht - umgesetztes NH 2 durch die Acetylgruppe zu schützen, tauchen die Spitzen für 30 min in einem Gemisch aus Essigsäureanhydrid / DIPEA in einem Molverhältnis von 4: 1 und einer Gesamtkonzentration von 0,65 M in NMP. </li><li> Für Peptidkupplung, führen zwei zusätzliche Schritte. <ol><li> Um die Seitenketten des Peptids zu entschützen, tauchen die Spitzen in einer Lösung, die 95% TFA, 2,5% Triisopropylsilan und 2,5% Wasser für 1 h, und dann waschen mit Chloroform und DMF. </li><li> Um die Fmoc-Gruppe des Peptids zu entfernen, die Spitzen in 20% Piperidin (v / v) in DMF für 30 Minuten tauchen. </li></ol></li><li> dip sequentiell die Peptid / Aminosäure-funktionalisierend-Tipps für vier Minuten jeweils in DMF (für Peptide) oder NMP (für Aminosäuren), Chloroform, 50% Ethanol und Wasser. trocknen schließlich die Spitze in der Luft. </li></ol> 2. Oberflächenvorbereitung <ol><li> Bereiten Glimmer. Cleave der Substrate (9,9 mm Durchmesser) vor jedem Gebrauch von Scotch Klebeband. Dann waschen Sie die Oberflächen mit dreifach destilliertem Wasser (TDW). </li><li> Bereiten TiO 2 -beschichteten Silizium. <ol><li> Schneiden Sie die Siliziumscheibe (100) in 2 cm große Quadrate einen Diamantstift. </li><li> Legen Sie das Substrat in einem 15 ml-Reagenzglas mit Aceton gefüllt und beschallen es für fünf Minuten in einem Ultraschallbad. Dann setzen Sie diese Oberfläche in einem 15 ml-Reagenzglas mit Isopropanol gefüllt und beschallen es für 5 min. Trocknen des Substrats unter Verwendung von Stickstoff. </li><li> Auflösen des oberflächenaktiven Mittels (zB Byk-348) in Ethanol mit 5% (Gewicht / Volumen) Lösung herzustellen. Dann fügen 0,02 ml der Tensidlösung in einen 2 ml 30% TiO 2 -Dispersion. </li><li> Aus der erhaltenen Lösung, 0 tropfen gegossen.2 mL auf einem sauberen Si-Substrat. </li><li> Tempern, diese Drop-gegossenen Oberflächen bei 250 ° C für 2 h in Luft. 41 </li></ol></li></ol> 3. Die Einzelmolekülkraftspektroskopie-Messungen <ol><li> Bringen Sie die gewünschte Oberfläche mit einem metallischen Halter des AFM mit handelsüblichen Zweikomponenten-Klebstoff. Platzieren Sie den metallischen Halter in dem Glashalter des AFM, das als eine kleine Petrischale geformt ist. Füllen Sie diesen Halter mit Tris-Puffer (50 mM pH = 7,4) oder einem beliebigen Medium. Dann legen Sie die Halterung an der AFM-Stufe unterhalb der Spitzenhalter. </li><li> Kalibrieren Sie die AFM - Cantilever mit Federkonstanten im Bereich von 10 bis 30 pN / nm 26 die thermische Fluktuationsmethode (in der AFM - Software im Lieferumfang enthalten) mit einer absoluten Unsicherheit von etwa 10%. </li><li> Messen der Kraft der Wechselwirkung durch Annäherung an die Aminosäure oder Peptid-funktionalisierten Spitze auf das Substrat, bis es in Kontakt mit dem Substrat mit einer KompressionKraft von ~ 200 pN und dann sofort die Spitze bei verschiedenen Geschwindigkeiten von 0,1 bis 0,8 um / s für einen Abstand von ~ 200 nm zurückzuziehen. </li></ol> 4. Datenanalyse <ol><li> Konvertieren Sie die Ablenkungswerte (V) zu zwingen, durch die Photodiode Empfindlichkeit multipliziert (V / m) und mit Hilfe der experimentell bestimmten Federkonstante. 42 Dies wird automatisch durch die AFM - Software. <ol><li> FD-Kurven mit einem einzigen Molekül Ereignisse, Rekord mehrere hundert Kurven (800-1500) zu erhalten. Erhalten zwei Peaks in einem Einzelmolekül-Kurve: die erste Spitze zeigt unspezifische Wechselwirkungen zwischen der Spitze und der Oberfläche und der zweite Peak entspricht dem spezifischen Wechselwirkung des Moleküls mit der Oberfläche. Wenn die Kurve FD mehr als diese zwei Spitzen enthalten, entsorgen Sie sie nicht bei der Berechnung der wahrscheinlichsten Kraft. HINWEIS: Nur einzelne Haftung Ereignisse werden auf ein Konto genommen (von 10 bis 30% der Kurven). 43 </li></ol></li><li&gt; Um die scheinbare Belastungsgeschwindigkeit, fit mindestens 50 Kraft in Abhängigkeit vom Abstand Kurven mit der wurmartige Kette (WLC) Modell 44 kurz vor dem Bruch berechnen eine Reihe von Belastungsgeschwindigkeiten zu erhalten, die zur Herstellung von Histogrammen dann verwendet werden , die scheinbaren Beladungsraten. Leiten Sie die Trennkräfte zwischen den Peptiden / Aminosäuren und Oberfläche aus dem Sprung in Kraft, nachdem der Ausleger von dem Substrat zu trennen. </li></ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen haben.

Die Schritte 1.3, 1.4 und 1.7 in dem Protokoll mit umfangreichen Sorgfalt erstellt und auf sehr sanfte Weise werden sollte. In Schritt 1.3, sollte die Spitze nicht mit dem Silan-Gemisch in Kontakt stehen und die Silanisierung Verfahren in einer inerten Atmosphäre (frei von Feuchtigkeit) durchgeführt werden sollte. 45 Dies wird getan , um Mehrschichtbildung zu verhindern und weil Silanmoleküle leicht hydrolysieren in Gegenwart von Feuchtigkeit. 45 <p class="jove_content...

Die Wechselwirkung zwischen Proteinen und anorganischen Mineralien führt zum Aufbau von Verbundmaterialien mit besonderen Eigenschaften. Dazu gehören Materialien mit hoher mechanischer Festigkeit oder einzigartigen optischen Eigenschaften. 1, 2 erzeugt beispielsweise die Kombination des Proteins Kollagen mit dem Mineral Hydroxylapatit entweder weichen oder harten Knochen für unterschiedliche Funktionalitäten. 3 Kurze Peptide können auch anorganische Materialien mit hoher Spezifität zu binden. 4, 5, 6 Die Spezifität dieser Peptide ist für die Entwicklung neuer magnetischen und elektronischen Materialien, 7, 8, 9 nanostrukturierten Materialien, Züchten von Kristallen Herstellung, 10 und Synthese von Nanopartikeln. 11 Das Verständnis der Mechanismus Wechselwirkungen zwischen Peptiden oder Proteinen und anorganischen Materialien zu Grunde liegen , damit es uns ermöglichen , neue Verbundwerkstoffe mit verbesserten adsorptive Eigenschaften zu entwerfen. Zusätzlich kann, da die Zwischenphase von Implantaten mit einer Immunantwort durch Proteine ​​vermittelt wird, besser auf die Wechselwirkungen von Proteinen mit anorganischen Materialien zu verstehen, wird sich verbessern unsere Fähigkeit Implantate zu entwerfen. Ein weiterer wichtiger Bereich, die Proteine ​​interagieren mit anorganischen Oberflächen ist die Herstellung von Antifouling-Materialien beinhaltet. 12, 13, 14, 15 Biofouling ist ein unerwünschter Vorgang , bei dem Organismen an einer Oberfläche befestigen. Es hat viele schädliche Auswirkungen auf unser Leben. Zum Beispiel führt Biofouling von Bakterien auf medizinischen Geräten im Krankenhaus erworbenen Infektionen. Biofouling von Meeresorganismen auf Booten und großen Schiffen erhöht die<html> Verbrauch von Kraftstoff. 12, 16, 17, 18 Einzelmolekülkraftspektroskopie (SMFS), einem AFM verwendet wird, kann direkt auf die Wechselwirkungen zwischen einer Aminosäure oder einem Peptid mit einem Substrat zu messen. 19, 20, 21, 22, 23, 24, 25, 26 auch andere Methoden wie Phage - Display, 27, 28 Quarzkristall - Mikrowaage (QCM) 29 oder Oberflächenplasmonresonanz (SPR) 29, 30, 31, 32,&quot;ref&gt; 33 messen die Wechselwirkungen von Peptiden und Proteinen an anorganischen Oberflächen in bulk. 34, 35, 36 Dies bedeutet, dass die Ergebnisse durch diese Verfahren auf Ensembles von Molekülen oder Aggregaten beziehen erhalten. In SMFS eine oder sehr wenige Moleküle werden an die AFM-Spitze befestigt ist und ihre Wechselwirkungen mit dem gewünschten Substrat gemessen. Dieser Ansatz kann erweitert werden, die Proteinfaltung zu untersuchen, indem das Protein von der Oberfläche zu ziehen. Zusätzlich kann es verwendet werden Wechselwirkungen zwischen Zellen und Proteinen und die Bindung von Antikörpern an ihre Liganden zu messen. 37, 38, 39, 40 Diese Veröffentlichung beschreibt detailliert , wie entweder Peptide oder Aminosäuren an die AFM - Spitze verwendet Silanol Chemie zu befestigen. Darüber hinaus erklärt das Papier wie Kraftmessungen durchführen und wie das zu analysierenErgebnisse.

<table><tbody><tr><td>Siliziumnitrid (Si3N4) AFM-Ausleger mit Silikonspitzen</td><td>Bruker (Camarilo, CA, USA)</td><td></td><td>MSNL10, nominale Ausleger Radius ~2 nm&nbsp;</td></tr><tr><td>Methyltriethoxysilan&nbsp;</td><td>Acros Organics (New Jersey, USA)</td><td></td><td>Zur Silaylierung der AFM-Spitze&nbsp;</td></tr><tr><td>3-(Aminopropyl)-Triethoxysilan</td><td>Sigma-Aldrich (Jerusalem, Israel)</td><td></td><td>Zur Silaylierung der AFM-Spitze</td></tr><tr><td>Triisopropylsilan</td><td>Sigma-Aldrich (Jerusalem, Israel)</td><td></td><td>Wird zur Peptidentschützung</td></tr><tr><td>verwendet N-Ethyldiisopropylamin</td><td>Alfa-Aesar (Lancashire, UK)</td><td></td><td>Wird zur Modifikation der Spitze</td></tr><tr><td>verwendet Triethylamin</td><td>Alfa-Aesar (Lancashire, UK)</td><td></td><td>Wird für die Spitze verwendet Modifikation</td></tr><tr><td>Piperidin</td><td>Alfa-Aesar (Lancashire, UK)</td><td></td><td>Verwendet für die Entschützung der Spitze Fmoc</td></tr><tr><td>Fluorenylmethyloxycarbonyl-PEG-N-hydroxysuccinimid&nbsp; (FMOC-PEG-NH)</td><td>Iris Biotech GmbH (Deutschland, Deutschland)</td><td></td><td>Wird als kovalenter flexibler Linker verwendet&nbsp; (MW = 5.000 Da)</td></tr><tr><td>2-(1H-benzotriazol-1-yl)-1,1,3,3,-tetramethyluroniumhexafluorphosphat (HBTU)</td><td>Alfa Aser (Heysham, England)</td><td></td><td>Wird als Kupplungsreagenz verwendet.</td></tr><tr><td>N-Methyl-2-pyrrolidon (NMP)</td><td>Acros Organics (New Jersey, USA)</td><td></td><td>Verwendung als Lösungsmittel im Verfahren zur Modifikation der Spitze</td></tr><tr><td>DMF (Dimethylformamid)</td><td>Merck (Darmstadt, Deutschland)</td><td></td><td>Verwendung als Lösungsmittel im Verfahren zur Modifikation der Spitze</td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Bio-Lab (Jerusalem, Israel)</td><td></td><td>Verwendung als Lösungsmittel im Verfahren zur Modifikation der Spitze</td></tr><tr><td>Ethanol (wasserfrei)</td><td>Gadot (Netanya, Israel)</td><td></td><td>Wird als Lösungsmittel im Verfahren zur Modifikation der Spitze verwendet</td></tr><tr><td>Trifluoressigsäure (TFA)</td><td>Merck (Darmstadt, Deutschland)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Essigsäureanhydrid</td><td>Merck (Darmstadt, Deutschland)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Peptide</td><td>GL Biochem (Shanghai, China).</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Phenylalanin und Tyrosin&nbsp;</td><td>Biochem (Darmstadt, Deutschland)&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>30 % TiO2Dispersion im Gemisch aus Lösungsmittel 2-(2-Methoxyethoxy)ethanol (DEGME) und Ethyl-3-ethoxypropionat (EEP)</td><td>Applied Vision Laboratories (Jerusalem, Israel)</td><td></td><td>(30 %) in dem Gemisch aus Lösungsmittel 2-(2-Methoxyethoxy)ethanol (DEGME) und Ethyl-3-ethoxypropionat (EEP). Wird für die Substratvorbereitung von TiO2</td></tr> verwendet <tr><td>Glimmersubstrate</td><td>TED PELLA, INC. (Redding, Kalifornien, USA)</td><td></td><td>9,9 mm Durchmesser</td></tr></tbody></table>

einblicke in die wechselwirkungen von aminosäuren und peptide mit anorganischen materialien verwendung von einzelmolekülkraftspektroskopie

Insights into the Interactions of Amino Acids and Peptides with Inorganic Materials Using Single-Molecule Force Spectroscopy

Die Wechselwirkungen zwischen Proteinen oder Peptiden und anorganischen Materialien führen zu mehreren interessanten Prozessen. Führt beispielsweise zur Bildung von Verbundmaterialien mit einzigartigen Eigenschaften Proteine ​​mit Mineralien kombiniert. Zusätzlich wird der unerwünschte Prozess der biologischen Verschmutzung durch die Adsorption von Biomolekülen eingeleitet, vor allem Proteine, auf Oberflächen. Diese organische Schicht wird eine Haftschicht für Bakterien und ermöglicht es ihnen, mit der Oberfläche zu interagieren. die grundlegenden Kräfte zu verstehen, die die Wechselwirkungen an der organisch-anorganischen Schnittstelle regeln ist daher wichtig, für viele Bereiche der Forschung und könnte auf das Design neuer Materialien für optische, mechanische und biomedizinische Anwendungen führen. Dieses Papier zeigt eine Einzelmolekülkraftspektroskopie-Technik, die eine AFM verwendet die Adhäsionskraft zwischen entweder Peptide oder Aminosäuren und anorganischen Oberflächen gut definiert zu messen. Diese Technik beinhaltet ein Protokoll für das Biomolekül auf dem AFM BefestigungsSpitze eine kovalente flexiblen Linker durch und Einzelmolekülkraftspektroskopie-Messungen durch Rasterkraftmikroskop. Außerdem wird eine Analyse dieser Messungen enthalten.

Abbildung 1 zeigt die Spitze Änderungsverfahren. Im ersten Schritt wird eine Plasmabehandlung ändert sich die Oberfläche des Siliciumnitrid-Spitze. Die Spitze präsentiert OH-Gruppen. Diese Gruppen werden dann mit den Silanen reagieren. Am Ende dieser Stufe wird die Oberfläche der Spitze wird durch freie NH2 - Gruppen abgedeckt werden. Diese freien Amine reagiert dann mit Fmoc PEG-NHS, eine kovalente Linker. Die Fmoc Gruppe des PEG-Linker wird durch pipyridine,...

Hier präsentieren wir ein Protokoll, die Kraft der Wechselwirkungen zwischen einem gut definierten anorganischen Oberfläche und entweder Peptide oder Aminosäuren durch Einzelmolekülkraftspektroskopie-Messungen mit einem Rasterkraftmikroskop (AFM) zu messen. Die Informationen aus der Messung erhalten wird, ist wichtig, um besser auf die Peptid-anorganischem Material Interphase zu verstehen.

Einblicke in die Wechselwirkungen von Aminosäuren und Peptide mit anorganischen Materialien Verwendung von Einzelmolekülkraftspektroskopie

The interactions between proteins or peptides and inorganic materials lead to several interesting processes. For example, combining proteins with minerals ...

Das übergeordnete Ziel der Einzelmolekül-Kraftspektroskopie ist es, die Adhäsionskraft und die Art der Wechselwirkungen zwischen Aminosäuren oder Peptiden mit unterschiedlichen Oberflächen zu bestimmen. Diese Frage kann helfen, Schlüsselfragen im Bereich der Oberflächenchemie zu beantworten und für die Entwicklung neuer Komposite und Chordatiere verwendet werden. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie Informationen über die Wechselwirkung zwischen dem gewünschten Molekül und den Oberflächen auf Einzelmolekülebene liefert.Kaufen Sie zunächst Siliziumnitrid-AFM-Ausleger, die mit Siliziumspitzen mit einem nominalen Cantilever-Radius von zwei Nanometern ausgestattet sind. Montieren Sie die Spitze an der Halterung. Reinigen Sie jeden der AFM-Ausleger, indem Sie sie 20 Minuten lang in Ethanol tauchen und dann bei Raumtemperatur trocknen.Legen Sie dann die Spitzen in eine Plasmakammer und behandeln Sie die Ausleger, indem Sie sie fünf Minuten lang Sauerstoffplasma aussetzen. Bereiten Sie eine Lösung her, die 15 Teile Methyltriethoxysilan und einen Teil drei Aminopropyltriethoxysilan enthält, und hängen Sie die Canithebel drei Zentimeter über der Lösung, während Sie sich i

insights-into-interactions-amino-acids-peptides-with-inorganic

Research

Forschung

JoVE Journal

Chemistry

Chemie

Dieses Video demonstriert die Selbstorganisation von Amyloid-Peptiden zu einer Beta-Faltblatt-reichen supramolekularen Struktur mittels Fourier-Transformations-Infrarotspektroskopie. Ein Infrarotstrahl wird durch einen Kristall mit hohem Brechungsindex geleitet, und die Energieabsorption über die Grenzfläche des Kristalls und der Probe wird aufgezeichnet. Die Sekundärstrukturen der Probenproteine werden durch die Analyse ihrer charakteristischen Absorptionsspitzen in bestimmten Bereichen des...

Eine Fourier-Transformations-Infrarotspektroskopie-Technik zur Untersuchung der Selbstorganisation von Peptiden

Cellulosomen sind Multienzymkomplexe, die für die Verdauung von Zellulose entwickelt wurden. AFM-basiertes SMFS wurde verwendet, um die mechanischen Eigenschaften und die Faltungskonfiguration von Cellulosom-assoziierten Proteinanordnungen zu untersuchen. Wir präsentieren einen vollständigen Workflow für die Immobilisierung, Datenerfassung und Datenanalyse von Proteinen, um die Wechselwirkungen einzelner Rezeptor-Liganden-Komplexe zu untersuchen, die an der Assemblierung von Cellulosomen...

Untersuchung von Rezeptor-Liganden-Systemen des Cellulosom mit AFM-basierter Einzelmolekül-Kraftspektroskopie

Schlüsselschritte der Proteinfunktion, insbesondere Änderungen der Stützknochenkonformation und Protonentransferreaktionen, finden oft auf der Zeitskala von Mikrosekunden bis Millisekunden statt. Diese dynamischen Prozesse können mit der zeitaufgelösten Fourier-Transformations-Infrarotspektroskopie untersucht werden, insbesondere für Proteine, deren Funktion durch Licht ausgelöst wird.

Protonen-Transfer und Protein-Zustände Dynamics in Lichtempfindliche Proteine, die durch zeitaufgelöste Step-Scan Fourier-Transformations-Infrarot-Spektroskopie

Ein Protokoll zur kovalenten Kopplung einer Vielzahl von Einzelmolekülen an eine AFM-Spitze wird vorgestellt. Es werden Verfahren und Beispiele zur Bestimmung der Adhäsionskraft und freien Energie dieser Moleküle auf festen Trägern und Bio-Grenzflächen vorgestellt.

Untersuchung von Einzelmolekül Haftung durch Rasterkraftspektroskopie

Wir beschreiben die detaillierte Verfahren und Strategien zur Messung der mechanischen Eigenschaften und mechanische entfaltenden Wege der einzelnen Protein-Moleküle mit einem Rasterkraftmikroskop. Wir zeigen auch repräsentative Ergebnisse als Referenz für die Auswahl und Begründung der gute einzelne Protein-Molekül-Aufnahmen.

Kraft-Spektroskopie einzelner Proteinmoleküle, die mit einem Rasterkraftmikroskop

Dieses Protokoll beschreibt die kovalente Immobilisierung von Proteinen mit einer Heterobifunctional Silan Haftvermittler auf Siliziumoxid Oberflächen für die atomic Force Mikroskopie basierend Einzelmolekül Kraft Spektroskopie entwickelt die am Beispiel der Interaktion von RrgA (Pilus-1 Tipp adhäsin des Streptococcus Pneumoniae) mit Fibronektin.

Kovalente Immobilisierung von Proteinen für die Einzelmolekül-Spektroskopie Kraft

Hier stellen wir ein Protokoll zur Konjugierung von Proteinmonomer durch Enzyme vor, die Proteinpolymere mit einer kontrollierten Sequenz bilden, und immobilisieren es auf der Oberfläche für Einzelmolekül-Kraftspektroskopie-Studien.

OaAEP1-Vermittelte enzymatische Synthese und Immobilisierung von polymerisiertem Protein für die Einzelmolekül-Kraftspektroskopie

Die kovalente Befestigung von Sondenmolekülen an aatomaren Kraftmikroskopie(AFM)-Auslegerspitzen ist eine wesentliche Technik für die Untersuchung ihrer physikalischen Eigenschaften. So können wir die Dehnkraft, Desorptionskraft und Länge von Polymeren über die AFM-basierte Einzelmolekülkraftspektroskopie mit hoher Reproduzierbarkeit bestimmen.

Kovalente Befestigung einzelner Moleküle für die AFM-basierte Kraftspektroskopie

Die zeitaufgelöste Einzelmolekül-Protein-induzierte Fluoreszenzverstärkung ist ein nützlicher fluoreszenzspektroskopischer Näherungssensor, der empfindlich auf lokale Strukturveränderungen in Proteinen reagiert. Hier zeigen wir, dass es verwendet werden kann, um stabile lokale Konformationen in α-Synuclein aufzudecken, das auch als globulär unstrukturiert und instabil bezeichnet wird, wenn es mit dem FRET-Lineal mit größerer Reichweite gemessen wird.

Verwendung einer zeitaufgelösten proteininduzierten Fluoreszenzverstärkung zur Identifizierung stabiler lokaler Konformationen jeweils α-Synuclein-Monomer

Die Ensemblekraftspektroskopie (EFS) ist eine robuste Technik zur mechanischen Entfaltung und Echtzeiterfassung eines Ensemblesatzes biomolekularer Strukturen in biophysikalischen und biosensorischen Bereichen.

Ensemble Force Spektroskopie durch Scherkräfte

Plasmonische Nanopinzetten nutzen die lokalisierte Oberflächenplasmonenresonanz in Goldnanostrukturen, um einzelne Nanopartikel, einschließlich Proteine, in einem optischen Feld im Nanometerbereich einzufangen. Veränderungen im Streusignal zeigen das Vorhandensein von Proteinen und die Konformationsdynamik und ermöglichen eine Überwachung ohne Fluorophormodifikationen oder Oberflächenbindung.

Überwachung der Konformationsdynamik einzelner unmodifizierter Proteine mit einer plasmonischen Nanopinzette

Lernen Sie die Einzelmolekülkraftspektroskopie mit AFM zur Messung von Adhäsionskräften zwischen Aminosäuren oder Peptiden und anorganischen Oberflächen. Diese Methode liefert präzise Erkenntnisse für die Oberflächenchemie.

Einblicke in die Wechselwirkungen von Aminosäuren und Peptide mit anorganischen Materialien Verwendung von Einzelmolekülkraftspektroskopie (Video) | JoVE Journal

Einblicke in die Wechselwirkungen von Aminosäuren und Peptide mit anorganischen Materialien Verwendung von Einzelmolekülkraftspektroskopie

Weitere Videos entdecken