Name: Rapid Deletion Produktion in Pilzen über Agrobacterium Vermittelte Transformation von OSCAR Deletion Constructs (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 24 s
Description: Lernen Sie die OSCAR-Methode zur schnellen Erzeugung präziser Gendeletionsmutanten in Pilzen mittels Agrobacterium-vermittelter Transformation. Diese Technik ermöglicht funktionelle Genetik-Forschung.

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Die Autoren danken den folgenden Studenten und Gymnasiasten für ihre Arbeit, um OSCAR-Mutanten in Fusarium verticillioiodes zu generieren : Anjellica Miller, Athar Naseer, Xiu Lin, Katelyn Woodburry, Chelsea Patterson, Kathleen Robertson, Krystina Bradley, Ashton Rogers, Alexis McKensie, Manny Hernandez , Ashli ​​Crepsac, Jeff Delong, Christlicher König, Gi Jeong, Maria Belding, Christy Burre, Daniel O&#39;Meara, Lauren (Victoria) Koch, Jake Goodman, Sampriti De, Oge Okoye, Alyssa Beckstead, Garrett Hibbs, Nick Goldstein, Caroline Twum Chris Benson, Louis Stokes, Hannah Itell, Jane Hulse, Jasim Mohammed, James Loggins, Kelli Russell, Gre&#39;Nisha Jones, Kristin Sheaffer, Mariam Hammady, Ava Wilson, Katrina Bazemore, Toney Harper, Karlin McGhee, Mohmed Momin, Rima Momin , Thi Ngoc Le und Angel Pham.

1. Grundierung für die PCR-Verstärkung von Genflanken <ol><li> Laden Sie in eine Textverarbeitungsdatei die genomische Region des Gens von Interesse (GOI) einschließlich des offenen Leserahmens (ORF) und mindestens 2 kb, das das Gen auf jeder Seite von FungiDB oder einer anderen genomischen Datenquelle flankiert. </li><li> Markieren Sie den ORF zum Löschen und Etikettenstart und stoppen Sie Codons. </li><li> Identifizieren und markieren Sie benachbarte ORFs innerhalb der heruntergeladenen Sequenz. </li><li> Verwenden Sie das 2 kb 5 &#39;Ende des GOI ORF und das Primer Design Tool (siehe Material Liste), um das PCR Primer Paar O1 und O2 zu entwerfen, um ein Minimum Größe Produkt von 1 kb zu generieren. Achten Sie darauf, nicht auf benachbarte ORFs zu wirken. <ol><li> Füge die 2 kb 5 &#39;Flanke in das Fenster &quot;Sequence Entry&quot; ein. Klicken Sie auf &quot;Benutzerdefinierte Parameter anzeigen&quot;. Geben Sie die folgenden kundenspezifischen Designparameter ein: Primer TM 58 (min), 60 (opt) und 62 (max); Primer GC 40 (min), 50 (opt) und 60 (max); Primer Größe 22 (min), 24 (opt) und 26(Max); Amplicon Größe 1250 (min), 1500 (opt) und 2000 (max). </li><li> Wählen Sie das Ergebnis, das den umgekehrten Primer (O2) am nächsten zum ORF platziert. Erfassen Sie einen Screenshot der Assays und kopieren und fügen Sie die Primer-Sequenzen in das Textverarbeitungsdokument ein. </li><li> Wiederholen Sie den Vorgang für 3 &#39;Flanke, um die Primer O3 und O4 zu generieren, diesmal wählen Sie das Ergebnis, das den Vorwärtsprimer (O3) am nächsten zum Ziel-ORF platziert. </li></ol></li><li> Füge entsprechende Anhänge an 5&#39;-Enden der Primer 1 bis 4 hinzu (siehe Tabelle 1 ). </li><li> Entwerfen und bestellen Sie ORF-spezifische Primer, die für die Löschbestätigung in Abschnitt 4 unten verwendet werden sollen. Die Parameter sollten die gleichen wie in Schritt 1.4.1 mit Ausnahme der Amplicon Größe 500 (min), 750 (opt) und 1000 (max) Einstellung für Länge des ORF, wenn nötig. Schließlich, zur Bestätigung von homologen Rekombinanten, erzeugen 5 &#39;out und 3&#39; out Primer, die direkt außerhalb der Flanken innerhalb des Chromosoms gefunden wurden. Diese &quot;out&quot; Primer werden mit verwendet werdenHygR (210) bzw. hygF (850) ( Fig. 2 ). </li><li> Bestellen Sie Primer. </li></ol> 2. Herstellung von OSCAR-Konstrukten <ol><li> Mit einer Hallo-Treue Taq, führen Sie zwei Reaktionen, jeweils eine für die 5 &#39;und 3&#39; Flanken, mit Primern (100 μM) O1 und O2 in einer Reaktion und Primer O3 und O4 in der zweiten. Das Reaktionsgemisch enthält folgendes: 29,5 &amp; mgr; l steriles destilliertes Wasser (SDW), 5 &amp; mgr; l 10 × LA PCR-Puffer, 8 &amp; mgr; l 2,5 mM dNTP-Mischung, 5 &amp; mgr; l 25 mM MgCl 2 , 1 &amp; mgr; l Schablone (50 ng / &amp; mgr; l), 0,5 &amp; mgr; l Hi- Treue Taq , 0,5 μl Primer O1 und 0,5 μl Primer O2 für 5 &#39;Flanke (oder 0,5 μl Primer O3 und 0,5 μl Primer O4 für 3&#39; Flanke) Die Reaktionsbedingungen sind wie folgt: 94 ° C für 1 min, dann 30 Zyklen 94 ° C für 30 s, 60 ° C für 30 s, 72 ° C für 2 min, dann letzte Schritte von 72 ° C für 5 min und dann bei 10 ° C unbegrenzt gehalten. </li><li> Führen Sie 0,8%Agarose 1x TAE (40 mM Trisacetat pH 8,3, 1 mM EDTA) Gelelektrophorese für ca. 125 Vh in einer Standard-Minigel-Apparatur zur Bestimmung der Produktgröße und der relativen Konzentration. Pfostenfleck das Gel mit Nicht-Ethidium-Fleck nach den Anweisungen des Herstellers. Auf eine UV-Beleuchtung stellen. </li><li> Wenn 5 &#39;und 3&#39; flanke Produkte in etwa gleichmäßiger Konzentration vorliegen, kombinieren sie diese und verwenden ein Affinitätssäulen-Kit (oder PEG-Präzipitation 90 μl kombinierte PCR-Produkte, 240 μl TE-Puffer pH 7,5, 160 μl 30% Polyethylenglykol PEG8000 30 mM MgCl 2 ) zur Co-Reinigung der PCR-Produkte nach dem Protokoll des Herstellers. Wenn sie nicht von gleicher Konzentration sind, kombinieren Sie alle Produkte mit niedriger Konzentration mit einer geschätzten gleichen Menge an Produkt aus der höheren Ausbeute. </li><li> Verwenden Sie ein Spektrophotometer, um die gereinigte DNA-Konzentration zu messen. </li><li> Durchführen der BP-Reaktion durch Mischen der folgenden: 1 &amp; mgr; l 60 ng / &amp; mgr; l POSCAR, 2 &amp; mgr; l 60 ng /ΜL pA-Hyg-OSCAR, 1 &amp; mgr; l 60 ng / &amp; mgr; l kombinierte Flanken, 1 &amp; mgr; l Clonase. 16 h bei 25 ° C inkubieren. Beenden Sie die Reaktion durch Zugabe von 0,5 μl Proteinase K und inkubieren für 10 min bei 37 ° C. </li><li> Verwandeln Sie hohe Kompetenz E. Coli Zellen. Sowohl handelsübliche kompetente Zellen als auch hausgemachte DH5 &amp; agr; CaCl 2 kompetente Zellen wurden erfolgreich als Empfänger verwendet, wie durch die Anweisungen des Herstellers beschrieben. Platte auf niedrigem Natrium (0,5 g / l NaCl) LB, enthaltend 100 &amp; mgr; g / ml Spectinomycin (Spec). </li><li> Identifizieren Sie das korrekte Konstrukt, indem Sie DNA-Minipreps 10 der oben erzeugten Kolonien durchführen. Führen Sie die doppelte Verdauung mit Hin dIII und Kpn I wie folgt durch: pipette 5 μL DNA, 2 U jedes Enzyms, 2 μL geeigneter 10x Puffer mit SDW zu einem 20 μl Gesamtvolumen. Damit wird der Insert (ca. 4,5 kb mit 1,5 kb Genflanken) aus dem Vektor ( ca. 7 kb) freigesetzt und schneidet alle Standorte inFlanken, die vorhersagbare Bandgrößen liefern können. </li><li> Sequenz 11 wählt Klone mit einem entsprechenden Streifenmuster aus. </li></ol> 3. Agrobacterium tumefaciens vermittelte Transformation (ATMT) von Pilzen <ol><li> Transformieren des Agrobacterium tumefaciens Stammes AGL1 mit OSCAR Deletionskonstrukt 12 . </li><li> Transformieren Sie den Pilz mit AGL1, der das GOI OSCAR-Deletions-Plasmid enthält. Führen Sie dazu folgende Schritte aus: <ol><li> Eine Pilzsporen-Suspension mit sterilem Wasser bei 2 x 10 6 Sporen / ml vorbereiten. Bestimmen Sie Sporen auf einem Hämocytometer oder einem automatisierten Zellzähler. Legen Sie 500 μl davon in ein 1,5 mL Mikrozentrifugenröhrchen. Diese Einrichtung ist für 4 Transformationsplatten. </li><li> Verwenden Sie eine blaue sterile Einwegschleife, um einen leicht sichtbaren Becher hinzuzufügen (sollte etwa 20% des Schleifendurchmessers abdecken) des Deletionsplasmids, das AGL1 enthält, von 2-3 Tage altem LB-Spec 100 Medium (siehe MAterials Liste für die Zusammensetzung), die Platten enthält und in die Sporensuspension einmischen. Vortex bis Bakterienzellen gut dispergiert sind ( ca. 5 min mittlere Geschwindigkeit). </li><li> 100 &amp; mgr; l der Conidia-Agrosuspension auf die Mitte eines Cellulosemembranfilters pipettieren, der auf jedem von vier 6 cm Petrischalen, die das Kultivierungsmedium 12 enthalten, platziert ist. </li><li> Verbreiten Sie die Suspension mit sterilen Glasperlen (ca. 4), um die gesamte Oberfläche des Membranfilters zu bedecken. Alternativ die Aufhängung mit einem herkömmlichen Streuerwerkzeug verteilen. Lassen Sie den Membranfilter ca. 10 min in einer Kapuze trocknen, mit Paraffinfolie umwickeln. Wiederholen Sie die Schritte 3.2.2 und 3.2.3, um mehrere Transformationen einzurichten. </li><li> Inkubieren Sie die Platte für 2 Tage bei Raumtemperatur, umgekehrt. </li><li> Übertragen Sie den Membranfilter auf 6 cm Aspergillus- Selektionsmedium 12 Platten, die Hygromycin B (Hyg) enthalten, 150 μg / ml, 200 mM Cefotaxim und 100 μg / mlMoxalactam Inkubieren bei Raumtemperatur für 5-7 Tage vor der Isolierung von hyg resistenten Kolonien. </li><li> Mit sterilen Zahnstochern, Transfer putative Transformanten auf 6 cm Kartoffel-Dextrose-Agar (PDA) Platten mit 150 μg / ml Hyg, 100 μg / ml Kanamycin. </li></ol></li></ol> 4. Streichung Mutante Identifizierung durch PCR <ol><li> Extrahieren von DNA für PCR aus Transformanten durch Thermolyse 13 . <ol><li> Sobald Transformanten Kolonien auf dem PDA aus Schritt 3.2.7 bilden, verwenden Sie einen sterilen Zahnstocher, um eine kleine Menge (2 mm x 2 mm) Myzel oder Hefezellen aus der Kolonie in 100 μl Lyse-Lösung (50 mM Natriumphosphat, pH-Wert) zu übertragen 7,4, 1 mM EDTA, 5% Glycerin) in einem Mikrozentrifugenröhrchen. </li><li> Inkubieren Sie das Gemisch bei 85-90 ° C für 20-30 min. Den Rohextrakt, der genomische DNA enthält, bei -20 ° C bis zur Anwendung in Schritt 4.2 aufbewahren. </li></ol></li><li> 4 PCR-Reaktionen pro Transformanten durchführen, jeweils eine bis dHomogene Rekombination der 5&#39;- und 3&#39;-Flanken, jeweils eine für den selektierbaren Marker (Hygromycin-Phosphotransferase in diesem Fall) und eine für den GOI-ORF. HINWEIS: Für diese Reaktionen verwenden wir in der Regel preiswerte Taq . Die Reaktionsbedingungen sind wie in Schritt 2.1 oben beschrieben und enthalten SDW 20 &amp; mgr; l, 10 × Taq-Puffer 2,5 &amp; mgr; l, dNTPS (10 mM) 0,5 &amp; mgr; l, hausgemachter Taq 14 , 0,5 &amp; mgr; l, Primer A (100 &amp; mgr; M) 0,5 &amp; mgr; l, Primer B (100 &amp; mgr; M ) 0,5 &amp; mgr; l, Schablone 0,5 &amp; mgr; l Niedrigere Konzentrations-Primer-Bestände (10 μM) können gleich gut verwendet werden. </li><li> Führen Sie ein Agarosegel ( zB 0,8%) der PCR-Produkte aus. Deletionsmutanten produzieren die Hyg-Band, aber kein ORF-Produkt. Ektopische Integranten werden beide Bands zeigen. Wildtyp wird nur das ORF-Band produzieren. </li><li> Permanent speichern Deletionsmutanten (und eine ektopische Transformante oder zwei für Kontrollen) für zukünftige Verwendung. HINWEIS: 15% Glycerin wird an s verwendetUnsere Belastungen langfristig bei -80 ° C. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Ein Schritt Aufbau von Agrobacterium -Recombination-ready-Plasmiden (OSCAR) wurde erfolgreich mit einer ständig wachsenden Anzahl von Ascomycota Pilzen eingesetzt. Die Methode sollte auch leicht auf die Basidiomycota und Spezies von anderen Pilzphyla (mit geeigneten Promotoren, die selektierbare Markergene treiben) anwenden, wobei angenommen wird, dass Agrobacterium vermittelte Transformation und homologe Rekombination möglich sind. Zusätzliche Markervektoren wurden erzeugt, um die Auswahl der...

Genetische Dissektion ist eine leistungsfähige Methode zur Bestimmung der funktionellen Bedeutung von Individuen oder Kombinationen von Genen. Ein Standardansatz, um die Rolle der spezifischen Gene zu verstehen, ist die Produktion von einzelnen Genmutanten, die in jedem anderen Gen unverändert sind. Der mächtigste und am wenigsten potenziell verwirrende Ansatz ist die vollständige und genaue Deletion eines offenen Leserahmens des Gen von Interesse (GOI ORF) ohne Schaden für jede andere Genfunktion. Da Standard-Ligation Ansätze für die Deletion Plasmid-Generation erfordern mehrere Schritte, die rational für OSCAR 1 war, um eine schnellere in vitro Ansatz zu produzieren. Abbildung 1 zeigt den Montageprozess im OSCAR-Ansatz. Das hier beschriebene Verfahren hat den Vorteil, die schnelle Konstruktion einzelner Gendeletion-Vektoren in einer einzigen multipart-Reaktion in Kombination mit nachfolgendem Agrobacterium tumefaciens-vermittelten Transfo zu kombinierenRmation (ATMT). OSCAR ist sehr schnell und vergleicht sich gut mit anderen Strategien wie die Verwendung von Gibson Montage in Hefe 2 . Die OSCAR-Methode wurde erfolgreich mit mehreren Ascomycota-Arten von Pilzen verwendet. Zu diesen Arten gehören: Fusarium verticillioides (unveröffentlicht), Verticillium dahliae 3 , Setosphaeria turcica 4 , Metarhizium robertsii 5 , Fusarium oxysporum f. Sp. Vasinfectum 6 , Pestalotiopsis microspora 7 , Colletotrichum higginsianum 8 und Dothistroma septosporum 9 und Sarocladium zeae (unveröffentlicht) . Dieses Protokoll liefert eine Schritt-für-Schritt-Anweisung für das Verfahren einschließlich des Primerentwurfs, der Flanken-PCR-Amplifikation, der OSCAR-BP-Reaktion, der Deletionskonstruktstruktur-Bestätigung, der TransformationIon von Agrobacterium mit dem Konstrukt, gefolgt von einer ATMT-basierten Übertragung des Deletionskonstrukts in die Pilzzellen, und schließlich die Differenzierung von Pilz-Deletionsmutanten von denen mit ektopisch integrierten Deletionskonstrukten.

<table><tbody><tr><td>FungiDB</td><td></td><td></td><td>Datenbank/ http://fungidb.org/fungidb/</td></tr> <tr><td>IDT PrimerQuest</td><td>IDT</td><td></td><td>Primer Design Online-Software/ http://www.idtdna.com/Primerquest/Home/Index</td></tr><tr><td>Microsoft Word</td><td></td><td></td><td>Sequenz Dateimanipulation</td></tr><tr><td>Low Na LB Spec 100 medium</td><td></td><td></td><td>E. coli Transformantenauswahl, Zusammensetzung: 1 % Trypton, 0,05 % NaCl, 0,5 % Hefeextrakt, 1,5 % Agar für festes Medium</td></tr><tr><td>Co-Kultivierungsmedium</td><td></td><td></td><td>ATMT-Transformationsinduktion (Referenz 12)</td></tr><tr><td>Aspergillus minimales Medium mit Hygromycin</td><td></td><td></td><td>Pilz-Transformantenauswahl</td></tr><tr><td>PDA-Medium</td><td>Acumedia</td><td>7149A</td><td>Einzelsporen-Schrägröhrchen</td></tr><tr><td>PDA-Hyg-Kan medium</td><td></td><td></td><td>Pilz-Ransformant-Isolierung, PDA mit 150 μa; g/mL Hygromycin B und 100 &mu; g/mL Kanamycin</td></tr><tr><td>Glasperlen</td><td>Genlantis</td><td>C400100</td><td>Plattenaufstrich</td></tr><tr><td>Nitrozellulose Filter (47 mm)</td><td>Fisher</td><td>09-719-555</td><td>Co-Kultur für ATMT</td></tr><tr><td>Diverse Zentifugenröhrchen</td><td></td><td></td><td>mehrfach präps</td></tr><tr><td>Petriplatten (verschiedene)</td><td></td><td></td><td>Kultivierung von Bakterien und Pilzen</td></tr><tr><td>pA-Hyg OSCAR</td><td>Addgene</td><td>29640</td><td>Wählbarer Markervektor</td></tr><tr><td>pOSCAR</td><td>Addgene</td><td>29639</td><td>Assemblierungsvektor</td></tr><tr><td>DH5&#945; One Shot Kompetente E. coli cells</td><td>Life Technologies&nbsp;</td><td>12297-016</td><td>BP-Reaktionsumwandlung</td></tr><tr><td>ccdB-Überleben E. coli-Zellen</td><td>Life Technologies&nbsp;</td><td>A10460</td><td>Wartung von pOSCAR</td></tr><tr><td>Transferstäbe</td><td></td><td></td> aus Holz <td>Koloniestreifen</td></tr><tr><td>Zahnstocher</td><td></td><td></td><td>Koloniepicking</td></tr><tr><td>Mikrozentrifuge</td><td></td><td></td><td>Pelletierung von Bakterien etc.</td></tr><tr><td>Präparative Zentrifuge</td><td></td><td></td><td>Pilzsporensammlung</td></tr><tr><td>Präpariermikroskop</td><td></td><td></td><td>Einzel Sporenisolierung</td></tr><tr><td>Automatisierter Zellzähler</td><td></td><td></td><td>Berechnung der Sporensuspension</td></tr><tr><td>Verbundmikroskop</td><td></td><td></td><td>Hämozytometer Zellzählung</td></tr><tr><td>QIAquick PCR Aufreinigungskit&nbsp;</td><td>Qiagen</td><td>28104</td><td>PCR-Reinigung von Genflankenprodukten</td></tr><tr><td>TaKaRa LA Taq&nbsp;</td><td>Takara Bio</td><td>USA RR002A</td><td>Hi Fidelity taq Polymerase für die OSCAR-Flankengenerierung</td></tr><tr><td>Hygromycin B</td><td>InvivoGen</td><td>ant-hg-5</td><td></td></tr><tr><td>Spectinomycin</td><td>Sigma</td><td>22189-32-8</td><td></td></tr><tr><td>Cefotaxim</td><td>TCI America</td><td>C2224</td><td></td></tr><tr><td>Kanamycin</td><td></td><td>11815032</td><td></td></tr><tr><td>Moxalactam</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>43963</td><td></td></tr><tr><td>GelRed</td><td>&nbsp; Phenix Research Products</td><td>RGB-4103</td><td>Nachfärbung von Agarose-Gelen</td></tr><tr><td>Qiagen QIAquick PCR-Aufreinigungskit (Kat. Nr. 28104)&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>(OneShot_ Mach1TM T1R oder One Shot_ OmniMAX&trade; 2 T1R von Invitrogen)&nbsp;</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>C862003</td><td></td></tr><tr><td>Gateway BP Clonase II Enzymmischung</td><td>Thermo Fisher</td><td>Scientific 11789020</td><td>Wird verwendet, um das Deletionskonstrukt in pOSAR zusammenzusetzen</td></tr></tbody></table>

rapid deletion produktion in pilzen über<em&gt; agrobacterium</em&gt; vermittelte transformation von oscar deletion constructs

Rapid Deletion Production in Fungi via Agrobacterium Mediated Transformation of OSCAR Deletion Constructs

Präzise Deletion von Gen (s) von Interesse, während der Rest des Genoms unverändert, bietet das ideale Produkt, um die bestimmte Gen-Funktion im lebenden Organismus zu bestimmen. In diesem Protokoll wird das OSCAR-Verfahren der präzisen und schnellen Deletions-Plasmid-Konstruktion beschrieben. OSCAR beruht auf dem Klonierungssystem, in dem eine einzelne Rekombinase-Reaktion durchgeführt wird, die die gereinigten PCR-amplifizierten 5&#39;- und 3&#39;-Flanken des Gens von Interesse enthält, und zwei Plasmide, pA-Hyg OSCAR (der Markervektor) und POSCAR (die Assembly Vektor). Die Bestätigung des korrekt zusammengebauten Löschungsvektors wird durch eine Restriktionsverdauungsabbildung durchgeführt, gefolgt von einer Sequenzierung. Agrobacterium tumefaciens wird dann verwendet , um die Einführung des Deletionskonstrukts in Pilzsporen (bezeichnet als ATMT) zu vermitteln. Schließlich wird ein PCR-Assay beschrieben, um zu bestimmen, ob das Deletionskonstrukt durch homologe oder nicht-homologe Rekombination integriert ist, was eine Gendeletion oderEktopische Integration. Dieser Ansatz wurde erfolgreich für die Deletion von zahlreichen Genen in Verticillium Dahlien und in Fusarium verticillioides unter anderen Arten verwendet .

Das OSCAR-Verfahren erzeugt in einer einzigen Reaktion ein Plasmid, das die Flanken des zu deletierenden Zielgens enthält, das die selektierbare Markerkassette umgibt. Die Produktion von Deletionskonstrukten mit OSCAR ist sehr effizient. Das System kann jedoch Teilkonstrukte erzeugen, die einige, aber nicht alle drei Fragmente enthalten (die beiden Genflanken und die selektierbare Markierung). Im Allgemeinen enthält die Mehrheit der E. coli- Transformanten das korrekte OSCAR-Kon...

Gen-Deletionsmutanten, die durch homologe Rekombination erzeugt werden, sind der Goldstandard für Genfunktionsstudien. Die OSCAR-Methode (Ein-Schritt-Konstruktion von Agrobacterium-Recombination-ready-Plasmiden) zur schnellen Erzeugung von Deletionskonstrukten wird beschrieben. Agrobacterium vermittelte Pilz-Transformation folgt. Schließlich wird eine PCR-basierte Bestätigungsmethode für Gendeletionen in Pilz-Transformanten vorgestellt.

Rapid Deletion Produktion in Pilzen über<em&gt; Agrobacterium</em&gt; Vermittelte Transformation von OSCAR Deletion Constructs

Precise deletion of gene(s) of interest, while leaving the rest of the genome unchanged, provides the ideal product to determine that particular ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, präzise Gen-Deletionsmutanten bei Pilzen zu erzeugen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen der Funktionsgenetik von Pilzen zu beantworten, beispielsweise welche Rolle ein bestimmtes Gen von Interesse bei der Fähigkeit eines Pilzes spielt, Krankheiten auszulösen. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie einen sehr schnellen Aufbau von Plasmiden zur Erzeugung präziser Deletionen ermöglicht.Mithilfe dieser Methode können Einblicke in jeden Pilz gewonnen werden, der über ein effektives System der homologen Rekombination verfügt. Sie könnte potenziell auch auf andere Systeme angewandt werden, beispielsweise auf Protisten- oder Vermilion-Zellen. Die Idee zu dieser Methode entstand ursprünglich, als wir das DelsGate-System entwickelten, das mit Oscar verwandt ist, jedoch für die Protoplastentransformation und nicht über Agrobacterium verwendet wird.Die visuelle Demonstration dieser Methode ist entscheidend, da mehrere optimierte oder nicht-intuitive Schritte durchgeführt werden müssen. Die Durchführung des Verfahrens zeigt Nicole Crenshaw, eine Technikerin aus meinem Labor. Diese Strategie zur Primer-Design erfordert den genomischen Bereich des gewünschten Gens, der den offenen Leserahmen sowie mindestens zwei Kilobasen flankierend zum Gen auf jeder Seite umfasst, in einer Textverarbeitungsdatei.Beginnen Sie damit, den offenen Leserahmen, der gelöscht werden soll, hervorzuheben, und kennzeichnen Sie das Start- und Stop-Codon. Identifizieren und markieren Sie die benachbarten offenen Leserahmen innerhalb der heruntergeladenen Sequenz. Verwenden Sie anschließend ein Primer-Design-Tool, um PCR-Primer für die 5'-Flanken des offenen Leserahmens des interessierenden Gens zu entwerfen.Verwenden Sie die zwei Kilobasen am 5'-Ende des offenen Leserasters des interessierenden Gens, um ein PCR-Primer-Paar O1 und O2 zu entwerfen, das ein Produkt mit einer Mindestgröße von einem Kilobasen erzeugt. Wählen Sie das Ergebnis aus, bei dem der reverse Primer O2 dem offenen Leseraster am nächsten liegt. Stellen Sie sicher, dass das benachbarte offene Leseraster nicht beeinträchtigt wird.Erstellen Sie einen Screenshot der Assays, und kopieren Sie die Primersequenzen in das Textverarbeitungsdokument. Nachdem Sie den Vorgang für den drei-prime-Flankbereich wiederholt haben, um die Primer O3 und O4 zu generieren, fügen Sie geeignete Anheftstellen an die fünf-prime-Enden aller vier Primer hinzu. Entwerfen Sie abschließend Primer, die zur Bestätigung der Deletion und zur Bestätigung der homologen Rekombination verwendet werden sollen, gemäß den Anweisungen im Textprotokoll.Beginnen Sie dieses Verfahren mit der Einrichtung zweier PCR-Reaktionen: einer für den Fünf-Prim-Flankierbereich und einer für den Drei-Prim-Flankierbereich. Geben Sie Folgendes zu beiden Reaktionsansätzen hinzu: 29,5 µL sterilem destilliertem Wasser, 5 µL 10x LA-Puffer, 8 µL 2,5 mM dNTP-Mix, 5 µL 25 mM Magnesiumchlorid, 1 µL Vorlage und 0,5 µL Hi-Fidelity-Taq. Zu der Reaktion für den Fünf-Prim-Flankierbereich geben Sie 0,5 µL Primer O1 und 0,5 µL Primer O2. Zu der Reaktion für den Drei-Prim-Flankierbereich geben Sie 0,5 µL Primer O3 und 0,5 µL Primer O4. Führen Sie die PCR mit folgenden Reaktionsbedingungen durch: 94 °C für eine Minute, dann 30 Zyklen mit jeweils 94 °C für 30 Sekunden, 60 °C für 30 Sekunden und 72 °C für zwei Minuten, sowie einen abschließenden Schritt bei 72 °C für fünf Minuten, gefolgt von einer dauerhaften Lagerung bei 10 °C.Um die Produktgröße und relative Konzentration zu bestimmen, führen Sie eine Elektrophorese der PCR-Produkte auf einem 0,8 %igen Agarosegel mit 1x TLE-Puffer in einer Standard-Mini-Gel-Apparatur für etwa 125 Voltstunden durch. Färben Sie das Gel nach der Elektrophorese gemäß den Herstelleranweisungen mit einem Nicht-Äthidium-Farbstoff und visualisieren Sie es auf einem UV-Transilluminator. Wenn die fünf-prime und drei-prime Flanken in etwa gleichen Konzentrationen vorliegen, kombinieren Sie sie.Falls sie nicht gleich konzentriert sind, kombinieren Sie das Produkt mit niedriger Konzentration mit einer geschätzten gleichen Menge des Produkts aus der Reaktion mit höherer Ausbeute. Verwenden Sie ein Infinity-Säulenkit, um die PCR-Produkte gemäß dem Herstellungsprotokoll gemeinsam zu reinigen. Führen Sie anschließend die BP-Clonase-Reaktion durch, indem Sie folgende Komponenten mischen: ein Mikroliter des Assemblierungsvektors, zwei Mikroliter des Markervektors, ein Mikroliter der kombinierten Flanken und ein Mikroliter Clonase.Bei 25 Grad Celsius 16 Stunden lang inkubieren. Die Reaktion durch Zugabe von 0,5 Mikrolitern Proteinase-K beenden und 10 Minuten bei 37 Grad Celsius inkubieren. Nach der Transformation von E. coli-Zellen mit der BP-Reaktion und der Isolierung der DNA gemäß dem schriftlichen Protokoll den korrekten Konstrukt durch einen Doppelverdau mit HindIII und KpnI identifizieren.Nach der Identifizierung des OSCAR-Löschkonstrukts durch Doppelverdau mit Restriktionsenzymen wird das Konstrukt in Agrobacterium tumefaciens-Stamm AGL1 transformiert. Im nächsten Schritt werden Pilze mit AGL1, das das OSCAR-Löschkonstrukt enthält, transformiert. Beginnen Sie mit der Herstellung einer sterilen Sporen suspension in Wasser mit 2 × 10⁶ Sporen pro Milliliter.Nach der Verdünnung der Sporen pipettieren Sie 500 Mikroliter der Sporensuspension in ein 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen. Geben Sie mit einer blauen sterilen Einwegschleife eine deutlich sichtbare Menge des Deletionsplasmids, das AGL1 enthält, in die Sporensuspension. Vortexen Sie die Mischung, bis die bakteriellen Zellen gleichmäßig verteilt sind.Legen Sie einen Zellulosemembranfilter auf jeden von vier sechs Zentimeter großen Petrischalen mit Kokultivierungsmedium und geben Sie anschließend etwa vier sterile Glasperlen pro Schale hinzu. Pipettieren Sie 100 Mikroliter der Conidien-Agra-Suspension in die Mitte jedes Membranfilters und verteilen Sie die Suspension mithilfe der Perlen gleichmäßig über die gesamte Oberfläche des Filters. Nach dem Entfernen der Perlen lassen Sie die Membranfilter etwa zehn Minuten im Abzug trocknen und umwickeln Sie die Petrischalen anschließend mit Parafilm.Drehe die Schalen um und inkubiere sie zwei Tage bei Raumtemperatur. Nach zwei Tagen überführe jeden Membranfilter auf eine sechs Zentimeter große Selektivmediumplatte mit Aspergel, die Hygromycin B und Kanamycin enthält. Inkubiere bei Raumtemperatur für fünf bis acht Tage.Um Hygromycin-resistente Kolonien zu isolieren, verwenden Sie sterile Zahnstocher, um mutmaßliche Transformanten auf sechs Zentimeter große Kartoffel-Dextrose-Agar-Platten mit Hygromycin und Kanamycin zu übertragen. Inkubieren Sie die Platten bei Raumtemperatur. Sobald die Transformanten Kolonien auf den Platten bilden, verwenden Sie einen sterilen Zahnstocher, um eine kleine Menge Mycel oder Hefezellen aus der Kolonie in 100 Mikroliter Lysepuffer in einem Mikrozentrifugenröhrchen zu überführen.Die Mischung 20 bis 30 Minuten bei 85 bis 90 Grad Celsius inkubieren. Den rohen Extrakt, der genomische DNA enthält, bei minus 20 Grad Celsius lagern, bis die PCR durchgeführt wird. Um Deletionsmutanten zu identifizieren, führen Sie zunächst eine PCR durch, um den offenen Leserahmen des Gens von Interesse und den selektierbaren Marker für jeden Transformanten nachzuweisen.Verwenden Sie dieselben Reaktionsbedingungen für die Herstellung der OSCAR-Konstrukte. Wiederholen Sie nach der Einzel-Sporen-Isolierung und thermischen Lyse die PCR für das offene Leseraster und Hygromycin sowie die PCR zur Detektion der homologen Rekombination der fünf-prime und drei-prime Flanken. Führen Sie anschließend ein Agarosegel der PCR-Produkte durch.Die OSCAR-Methode erzeugt ein Plasmid, das das selektierbare Markergen enthält, umgeben von den Flanken des zu löschenden Zielgens, in diesem Beispiel ein Verticillium-dahliae-Gen. Bei doppelter Verdauung wird in diesem Fall ein Insert von 4.247 Basenpaaren freigesetzt, was in allen Lanes außer den Lanes fünf und 11 die korrekte Plasmidstruktur bestätigt. Ein PCR-Ansatz wird verwendet, um die Deletion zu bestätigen.Dieses Beispiel zeigt die Analyse von fünf Fusarium verticillioides-Transformanten. Im oberen Gel sind die Läden zwei bis sechs die Amplifikationen des fünf-prime-Flankensegments, und die Läden sieben bis elf sind die Amplifikationen der offenen Leseraster. Im unteren Gel sind die Läden zwei bis sechs die Amplifikationen des selektierbaren Marker-Gens, und die Läden sieben bis elf sind die Amplifikationen des drei-prime-Flankensegments.Das Vorhandensein von Banden in den Amplifikationen der 5'-Flanke, der 3'-Flanke und des selektierbaren Markergens sowie das Fehlen von Banden in der Amplifikation des offenen Leserasters bestätigen, dass die Stämme 1131, 1132 und 1133 Deletions-Transformanten sind. Das Vorhandensein von Banden in den Amplifikationen des offenen Leserasters und des selektierbaren Markergens sowie das Fehlen von Banden in den Amplifikationen der 5'- und 3'-Flanke weisen darauf hin, dass die Stämme 1134 und 1135 atypische Transformanten sind. Gen-Deletionen können zusätzlich durch Southern-Blot bestätigt werden.Wenn die Technik einmal beherrscht ist, kann sie innerhalb von zwei Tagen – ohne die Sequenzierungszeit – Oscar-Löschplasmide erzeugen, die für Transformationen bei Pilzen bereit sind. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, hochfidelige Taq-Polymerasen zu verwenden und sicherzustellen, dass benachbarte Gene nicht beeinträchtigt werden. Nach diesem Verfahren können weitere Methoden zur Untersuchung von Mutantenphänotypen durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zu beantworten, beispielsweise ob ein Gen für bestimmte Prozesse wichtig ist, wie etwa die Empfindlichkeit oder Resistenz gegenüber Wirkstoffen.Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit lebenden Organismen wie Agrobacterium und Pilzen gefährlich sein kann, insbesondere wenn eine Person immungeschwächt ist. Vorsichtsmaßnahmen wie das Händewaschen nach dem Umgang sollten bei diesem Verfahren stets durchgeführt werden.

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