Name: Plasmonische Trapping und Freisetzung von Nanopartikeln in einer Monitoring-Umgebung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-04-04T11:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 13 s
Description: Lernen Sie die plasmonische Trapping-Technik zur zweidimensionalen Überwachung und quantitativen Messung maximaler Trapping-Kräfte von Nanopartikeln. Diese Methode ermöglicht präzise Anwendungen in Biophysik und Nanotechnologie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wurde von dem ICT-F &amp; E-Programm von MSIP / IITP (R0190-15-2040, Entwicklung eines Inhalt Konfigurationsmanagementsystem und ein Simulator für die 3D-Druck mit intelligenten Materialien) unterstützt.

Achtung: Bitte beachten Sie alle relevanten Materialsicherheitsbestimmungen vor dem Gebrauch. Einige der Chemikalien in Mikrochipherstellung verwendet werden, sind akut toxisch und krebserregend. Bitte verwenden Sie alle geeigneten Sicherheitspraktiken bei der Photolithographie und Ätzverfahren durchgeführt wird, einschließlich der Verwendung von technischen Kontrollen (Abzugshaube, Kochplatte, und Aligner) und persönliche Schutzausrüstung (Schutzbrille, Handschuhe, Kittel, in voller Länge Hosen und geschlossen -Zehenschuhe). 1. Herstellung des PDMS Microchannel- <ol><li> Herstellung der Mikrokanalform durch den photolithographische Prozess <ol><li> Vollständig entfernen Fremdstoffe auf der 4-Inch Si - Wafer - Oberfläche mit Piranha - Reinigung (Abbildung 1a). Mischten Schwefelsäure (H 2 SO 4) und Wasserstoffperoxid (H 2 O 2) bei einem Verhältnis von 3: 1 die Piranha - Lösung in der Schale zu machen. Mischte durch allmähliche Zugabe von kleinen Mengen der starken Säure (H 2 O <sub&gt; 2) auf die schwache Säure (H 2 SO 4); diese Reihenfolge umgekehrt kann eine Explosion verursachen wegen der hochreaktiven starken Säure. </li><li> Tauchen des Wafers in der Piranha-Lösung für 10 min. Anschließend tauchen den Wafer in entionisiertem (DI) Wasser für 3 min die restliche Piranha-Lösung zu entfernen. Spülen der Wafer mit fließendem DI Wasser für 10 s. Wiederholen Sie den Spülvorgang 3 - mal und mit trockenem N 2 -Gas die verbleibenden DI zu entfernen. </li><li> Platzieren der Wafer auf einer heißen Platte für 20 min bei 180 ° C, um die Wafer zu dehydratisieren. </li><li> Gießen Sie 5 ml des negativen Photoresist auf der Oberseite des Wafers und Schleuderbeschichten für 45 s bei 1500 rpm (1b); nach dem Schleuderbeschichten wird ein Photoresist Wulst am Waferrand erstellt aufgrund der relativ hohen Viskosität des Photolacks. </li><li> Gleichgewicht des Photoresist beschichteten Wafer durch die Planarisierung auf einem Nivellierungs Ständer für 5 h. </li><li> Platzieren Sie die Photoresist-beschichtete Wafer auf einer heißen Platte für 12 min bei 65° C, 35 min bei 95 ° C und 12 min bei 65 ° C (soft baking). </li><li> Fixieren Sie die Filmmaske auf dem Maskenhalter und den gelinde eingebrannt Wafer auf der Substratstufe des Ausrichters. Expose mit ultraviolettem (UV) Licht für 43 s bei 650 mJ / cm 2 , um den Photoresist zu verfestigen. </li><li> Platzieren des Wafers auf der heißen Platte für 5 min bei 65 ° C, 15 min bei 95 ° C und 5 min bei 65 ° C (post-exposure baking). </li><li> Tauchen Sie die Wafer in dem Photoresist-Entwickler für 30 Minuten nicht verfestigten Photoresist zu entfernen. </li><li> Spülen der Wafer mit Isopropylalkohol (IPA) und trockenes N 2 -Gas mit den verbleibenden IPA zu entfernen. </li></ol></li><li> Die Herstellung des PDMS Mikrokanal <ol><li> Man behandelt die Oberfläche des Wafers und die Fotolackform für 1 min bei einer Leistung von 200 W unter Verwendung einer atmosphärische Plasmamaschine 25; die Gasströme von CH 4 und er sollte 6 und 30 sccm betragen. Führen Sie diese hydrophobe Behandlung auf einfache Weise die POLYD lösenimethylsiloxane (PDMS) Mikrokanal von der Oberfläche des Wafers und Photoresist - Form (Figur 1c). </li><li> Bereiten Sie die PDMS-Lösung durch das PDMS Basis Mischen und Härter in einem Verhältnis von 10: 1. Rühren Sie die Mischung für 2 min. </li><li> Platzieren des Wafers in einer Petrischale (150 mm x 15 mm) und mit 100 ml der PDMS-Lösung. Entfernen Sie die Blasen, die aus Rühren mit einem Exsikkator erstellt wurden. </li><li> Platzieren Sie die Petrischale in den Ofen für 2 h bei 80 ° C wird die PDMS - Lösung (Figur 1d und h) zu verfestigen. </li><li> Geschnitten entlang der Konturen des PDMS Mikrokanal mit einer Rasierklinge und lösen sie aus dem Wafer; der hergestellten PDMS Mikrokanal sollte die folgenden Abmessungen aufweist: 13 mm lang, 300 &amp; mgr; m breit und 150 &amp; mgr; m hoch (Figuren 1e, f und i). HINWEIS: Zwei Arten von Löchern durch eine micropuncture erzeugt werden, um die Single-Mode-Faser (SMF) Kabel und die Rohre einzufügen (Eingang and outlet) auf der PDMS - Mikrokanal (Figur 1g). Das SMF-Kabel wird verwendet, um den Laserstrahl auf die nanohole auf der Goldplatte gefräst zu emittieren. Das Rohr wird verwendet, um die Partikellösung zu / von dem PDMS-Mikrokanal einzufügen / zu extrahieren. </li><li> Pannen 1,5-mm-Eintritts- und Austrittsöffnungen an jedem Ende des PDMS Mikrokanal. Pannen ein 0,3 mm SMF Kabelloch in der Mitte des PDMS-Mikrokanales. </li></ol></li></ol> 2. Etching Verfahren der Goldplatte <ol><li> Bereiten eine im Handel erhältliche Goldplatte mit den Abmessungen von 25 x 6,25 mm 2 (Abbildung 2a). </li><li> Entfernen Sie alle Fremdstoffe auf die Goldplatte mit den folgenden Reinigungsverfahren. Sauber in der folgenden Reihenfolge von jedem in Aceton, Methanol und DI-Wasser für 5 min eingetaucht wird. </li><li> Spülen Sie die Goldplatte 3 mal mit VE - Wasser für 10 s , und Trocknen der Platte mit N 2 -Gas das restliche DI - Wasser zu entfernen. </li><li> Legen Sie die Goldplatte auf einer heißen Platte für20 min bei 180 ° C vollständig verbleibende Feuchtigkeit zu entfernen. </li><li> Gießen Sie 0,5 ml Hexamethyldisilazan (HMDS) auf die Goldplatte und Schleuderbeschichten für 40 s bei 3.000 Umdrehungen pro Minute. </li><li> Gießen Sie 0,5 ml positiven Photoresist auf der Oberseite der Schleuderbeschichtung und Schleuderbeschichtung HMDS für 40 s bei 3000 rpm (Abbildung 2b). </li><li> Platzieren Sie die Photoresist beschichteten Gold-Platte auf der heißen Platte für 90 s bei 110 ° C (Weich baking). </li><li> Fixieren Sie die Filmmaske auf der Glasscheibe und legen die weiche gebackene Goldplatte auf der Substratstufe. Expose mit UV - Licht für 4,5 s bei 64 mJ / cm 2 , um den Photoresist aufzulösen. </li><li> Tauchen Sie die Goldplatte in dem Photoresist - Entwickler für 1 min den gelösten Photoresist (2c) zu entfernen. Spülen Sie die Goldplatte mit DI - Wasser und trocken mit N 2 -Gas. </li><li> Tauchen Sie die Goldplatte in dem Au - Ätzmittel für 45 s bei einer Ätzrate von 28 Å / s die belichteten Au (2d) zu entfernen. Spülen Sie die Goldplatte mit DI watenr und trocken mit N 2 -Gas. </li><li> Tauchen Sie die Goldplatte in dem Ti - Ätzmittel für 5 s bei einer Ätzrate von 25 Å / s den belichteten Ti (Figur 2e) zu entfernen. Spülen Sie die Goldplatte mit DI - Wasser und trocken mit N 2 -Gas. </li><li> Entfernen des verbleibenden Photoresists auf der Goldplatte , die durch Eintauchen in Aceton, Methanol und DI - Wasser für 3 min pro Stück (Figur 2f); die Platte in der geschriebenen Reihenfolge eintauchen. </li><li> Spülen Sie die Gold-Platte 3-mal mit DI-Wasser für 10 s. Trocken mit N 2 -Gas dem DI - Wasser zu entfernen. </li><li> Platzieren Sie die Goldplatte auf der Heizplatte für 3 Minuten bei 120 ° C zur vollständigen Entfernung der Feuchtigkeit; der hergestellte Goldblock sollte 400 x 150 um 2 (Figur 2h) sein. </li><li> Mühle ein 400 nm nanohole eines fokussierten Ionenstrahl (FIB) in der Mitte des Goldblockes verwenden , die nach dem Ätzen (Figuren 2g und i) hergestellt wurden. Erstellen Sie ein 370-nm-Kreismuster auf dem Gold bl konzentrierenock mit einer Ionenbeschleunigungsspannung von 30 kV bei 28 pA für 3 s. </li></ol> 3. Montage des Microchip <ol><li> Behandle die beiden Oberflächen der PDMS Mikrokanalplatte und Gold für 1 min mit O 2 -Plasma , sie zusammen mit einem Plasmasystem bei einer Leistung von 80 W und einem Druck von 825 mTorr 25 zu befestigen. HINWEIS: Es ist vor allem schwierig, sie genau zu befestigen, da der Goldblock und PDMS Mikrokanal auf der Mikrometer-Ebene sind. Daher über eine Ausrichteinheit mit einer Kamera und einem manuellen Tisch verwenden. </li><li> Fixiert die Glaswafer, der verwendet wird , um die Filmmaske an den Maskenhalter der Ausrichter (Abbildung 3a) zu befestigen. </li><li> Bringen Sie die O 2 -Plasma-behandelten PDMS Mikrokanal an der Glasscheibe; weil das PDMS hydrophil ist, wird es einfach und ohne Haftlösung auf die Glasscheibe anbringen. Fix die Goldplatte auf der Substratstufe des Ausrichters (Abbildung 3a). </li><li> Suchen Sie die Zentren der the SMF Kabelloch und Gold-Block, der auf der gleichen Achse ausgerichtet sind, auf der Ausrichter die Kamera verwenden. Hebt die manuelle Stufe die beiden Teile (3b und c) zu kombinieren. </li></ol> 4. Verbesserung der Microchip Seiten Oberflächenrauheit von PDMS-Beschichtung HINWEIS: Die Goldplatte mit festen Abmessungen von 400 x 150 &amp; mgr; m 2 ist relativ schwieriger zu schneiden ist als das PDMS - Material. Daher wird die PDMS Mikrokanal von dem Wafer abzulösen, wird eine Rasierklinge ein größeres Stück als die Goldplatte auszuschneiden verwendet. Nachdem die beiden Teile verbindet, müssen die überschüssigen Teile des PDMS , bezogen auf die Goldplatte dann geschnitten werden , so dass das Innere des Kanals von der Seite unter Verwendung eines Mikroskops (4a) beobachtet werden. Jedoch kann die Schnittfläche, die als Fenster verwendet wird, hat eine hohe Oberflächenrauhigkeit und somit erzeugt trübe Bilder des Partikels , die in dem Kanal (Abbildung fließen4b). Die Beschichtung mit der PDMS-Lösung wird erneut durchgeführt, um dieses Problem zu lösen. <ol><li> Bereiten Sie die PDMS-Lösung durch das PDMS Basis Mischen und Härter in einem Verhältnis 10: 1 und rühre 2 min. </li><li> Gießen von 2 ml der PDMS - Lösung in die Petrischale und durchzuführen , die Schleuderbeschichtung für 30 s bei 1000 rpm (Abbildung 4c). </li><li> Platzieren der Mikrochipoberfläche , die auf dem Mikroskop auf der Petrischale (Figur 4d) angeordnet sein wird. Platzieren Sie die Petrischale in den Ofen für 1 h bei 80 ° C wird die PDMS-Lösung zu verfestigen. </li><li> Schneiden Sie die Grenze des Mikrochips und PDMS mit einer Rasierklinge und anschließend lösen sie von der Petrischale (Figuren 4e, f). </li></ol> 5. Lasereinkopplung die SMF-Kabel an den Microchip einfügen HINWEIS: Für das plasmonic tweezer System wird ein optische Faser auftreffende Laser mit einer 1.064-nm Wellenlänge verwendet wird. Das SMF-Kabel ist, weil der Durchmesser des verwendeten inciDent Laser (5 mm) zu immensem dem Laserstrahl an der nanohole auf dem Gold - Block (400 x 150 &amp; mgr; m 2) in dem Mikrochip zu fräse zu emittieren. Das Manteldurchmesser des SMF Kabels beträgt 125 &amp; mgr; m. Somit muß der einfallende Laser und SMF-Kabel gekoppelt werden. <ol><li> Verbinden, um ein 40-fach Objektiv zum Mikroskopobjektiv auf den SMF Koppler montieren. Fixiert das SMF-Kabel auf der Faserklemme des SMF Koppler. Richten des einfallenden Laserstrahls in der hinteren Öffnung des Objektivs zu füllen. </li><li> Konzentrieren des Laserstrahls auf den Kern des SMF-Kabel durch das Einstellen der dreiachsige Hand Stufe an dem SMF Koppler ausgestattet. </li><li> Stecken Sie das gegenüberliegende Ende der SMF-Kabel in das SMF Kabelloch des Mikrochips. Messung der Laserleistung vor dem Einsetzen am Rande des Faserkabels, weil das feste Faserkabel an dem Mikrochip nicht abgenommen werden kann. </li><li> Seal das SMF Kabelloch mittels Epoxykleber das Austreten der fließenden Partikellösung aus dem Spalte zwischen der SMF cab zu blockierenle Loch (300 &amp; mgr; m) und die Verkleidung der SMF-Kabel (125 um); das Ende des Faserkabels eingeführt sollte nicht den Mikrokanal eintreten um die Fluidströmung zu vermeiden. Ausrichten manuell das Faserkabel eine visuelle Rückmeldung verwendet, so dass es an den Goldblock senkrecht, die die nanohole hostet. </li></ol> 6. Plasmonische Trapping einzelner fluoreszierender Polystyrolteilchengröße im Microchip <ol><li> Die Spritze, die mit der Partikellösung, die an eine Spritze Mikropumpe gefüllt wird. Legen Sie das Deckglas auf dem Probentisch des Fluoreszenzmikroskops. Verbinden Rohre mit dem Einlass- / Auslasslöcher des Mikrochips. Platzieren Sie die PDMS-beschichteten Mikrochipoberfläche auf der Oberseite des Deckglases. </li><li> Platzieren Sie den Mikrochip orthogonal zum Eintauchen in Wasser 60X Objektivlinse durch die Beobachtung des Inneren des Kanals mit der Kamera auf dem Fluoreszenzmikroskop eingebaut. Verwenden Sie transparentes Klebeband den Mikrochip an seinem Platz zu fixieren. Verbinden des Einlassrohrs des Mikrochips mit der Spritze needle. </li><li> Setzen Sie die Partikellösung auf den Mikrochip, indem die Mikropumpe bei 20 &amp; mgr; m / s zu steuern. In diesem Moment, bestätigt, dass die Leuchtstoffpartikel in dem Kanal beobachtet werden können, auch wenn die Leuchtstofflampe eingeschaltet wird. </li><li> Warten, bis die Partikellösung aus dem Auslass des Mikrochips austritt. Stellen Sie die Geschwindigkeit auf 3,4 &amp; mgr; m / s. </li><li> Schalten der Laserquelleneinrichtung so, dass sie den Laser in die nanohole emittiert; die Leuchtstoffpartikel werden am Rande des nanohole gefangen werden. </li><li> Rampe die Fluidgeschwindigkeit in Schritten von 0,4 &amp; mgr; m / s durch die Mikropumpe, bis der eingeschlossenen Teilchen entweicht steuern. Messen Sie die Flüssigkeitsgeschwindigkeit, wenn die eingeschlossenen Teilchen entweichen. Erhalten, um den maximalen Einklemmkraft für jede Laserintensität unter Verwendung dieser gemessenen Fluidgeschwindigkeit. </li></ol>

<ol><li>Crane, N. B., Onen, O., Carballo, J., Ni, Q., Guldiken, R. <a target="_blank" href="http://link.springer.com/article/10.1007/s10404-012-1060-1">Fluidic assembly at the microscale: progress and prospects.</a> Microfluid. Nanofluid. 14 (3), 383-419 (2013).</li>
<li>Yao, B., Luo, G. A., Feng, X., Wang, W., Chen, L. X., Wang, Y. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfluidic+device+based+on+gravity+and+electric+force+driving+for+flow+cytometry+and+fluorescence+activated+cell+sorting%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">A microfluidic device based on gravity and electric force driving for flow cytometry and fluorescence activated cell sorting.</a> Lab Chip. 4 (6), 603-607 (2004).</li>
<li>Zhang, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On-chip+manipulation+of+continuous+picoliter-volume+superparamagnetic+droplets+using+a+magnetic+force%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">On-chip manipulation of continuous picoliter-volume superparamagnetic droplets using a magnetic force.</a> Lab Chip. 9 (20), 2992-2999 (2009).</li>
<li>Park, I. Y., Sung, S. Y., Lee, J. H., Lee, Y. G. <a target="_blank" href="http://iopscience.iop.org/article/10.1088/0960-1317/17/10/N03/pdf">Manufacturing micro-scale structures by an optical tweezers system controlled by five finger tips.</a> J. Micromech. Microeng. 17, N82-N89 (2007).</li>
<li>Kim, J. D., Hwang, S. U., Lee, Y. G. <a target="_blank" href="http://iopscience.iop.org/article/10.1088/0960-1317/22/10/105003">Traceable assembly of microparts using optical tweezers.</a> J. Micromech. Microeng. 22, 105003(2012).</li>
<li>Kim, J. D., Lee, Y. G. <a target="_blank" href="http://iopscience.iop.org/article/10.1088/0960-1317/23/6/065010">Construction and actuation of a microscopic gear assembly formed using optical tweezers.</a> J. Micromech. Microeng. 23, 065010(2013).</li>
<li>Kim, J. D., Choi, J. H., Lee, Y. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+measurement+of+the+maximal+forces+in+plasmonic+tweezers%5BTitle%5D)+AND+%22Nanotechnology%22%5BJournal%5D)">A measurement of the maximal forces in plasmonic tweezers.</a> Nanotechnology. 26 (42), 425203(2015).</li>
<li>Kim, J. D., Lee, Y. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trapping+of+a+single+DNA+molecule+using+nanoplasmonic+structures+for+biosensor+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed.+Opt.+Express%22%5BJournal%5D)">Trapping of a single DNA molecule using nanoplasmonic structures for biosensor applications.</a> Biomed. Opt. Express. 5 (8), 2471-2480 (2014).</li>
<li>Quidant, R. <a target="_blank" href="https://www.cambridge.org/core/journals/mrs-bulletin/article/plasmonic-tweezersthe-strength-of-surface-plasmons/3637FF8C774139A6CCBD5666BC87F310">Plasmonic tweezers - the strength of surface plasmons.</a> MRS Bull. 37 (8), 739-744 (2012).</li>
<li>Juan, M. L., Gordon, R., Pang, Y., Eftekhari, F., Quidant, R. <a target="_blank" href="http://www.nature.com/nphys/journal/v5/n12/abs/nphys1422.html">Self-induced back-action optical trapping of dielectric nanoparticles.</a> Nat. Phys. 5, 915-919 (2009).</li>
<li>Pang, Y., Gordon, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+trapping+of+12+nm+dielectric+spheres+using+double-nanoholes+in+a+gold+film%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">Optical trapping of 12 nm dielectric spheres using double-nanoholes in a gold film.</a> Nano Lett. 11 (9), 3763-3767 (2011).</li>
<li>Tanaka, Y., Kaneda, S., Sasaki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanostructured+potential+of+optical+trapping+using+a+plasmonic+nanoblock+pair%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">Nanostructured potential of optical trapping using a plasmonic nanoblock pair.</a> Nano Lett. 13 (5), 2146-2150 (2013).</li>
<li>Kang, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-power+nano-optical+vortex+trapping+via+plasmonic+diabolo+nanoantennas%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Commun%22%5BJournal%5D)">Low-power nano-optical vortex trapping via plasmonic diabolo nanoantennas.</a> Nat. Commun. 2, 582(2011).</li>
<li>Roxworthy, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+plasmonic+bowtie+nanoantenna+arrays+for+optical+trapping%2C+stacking%2C+and+sorting%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">Application of plasmonic bowtie nanoantenna arrays for optical trapping, stacking, and sorting.</a> Nano Lett. 12 (2), 796-801 (2012).</li>
<li>Shoji, T., Tsuboi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasmonic+optical+tweezers+toward+molecular+manipulation%3A+tailoring+plasmonic+nanostructure%2C+light+source%2C+and+resonant+trapping%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Phys.+Chem.+Lett%22%5BJournal%5D)">Plasmonic optical tweezers toward molecular manipulation: tailoring plasmonic nanostructure, light source, and resonant trapping.</a> J. Phys. Chem. Lett. 5 (17), 2957-2967 (2014).</li>
<li>Pang, Y., Gordon, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+trapping+of+a+single+protein%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">Optical trapping of a single protein.</a> Nano Lett. 12 (1), 402-406 (2012).</li>
<li>Tsuboi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/jz100659x">Optical trapping of quantum dots based on gap-mode-excitation of localized surface plasmon.</a> J. Phys. Chem. Lett. 1, 2327-2333 (2010).</li>
<li>Shoji, T., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23586869">Permanent fixing or reversible trapping and release of DNA micropatterns on a gold nanostructure using continuous-wave or femtosecond-pulsed near-infrared laser light.</a> J. Am. Chem. Soc. 135 (17), 6643-6648 (2013).</li>
<li>Grigrenko, A. N., Roberts, N. W., Dickson, M. R., Zhang, Y. <a target="_blank" href="http://www.nature.com/nphoton/journal/v2/n6/abs/nphoton.2008.78.html">Nanometric optical tweezers based on nanostructured substrates.</a> Nat. Photonics. 2, 365-370 (2008).</li>
<li>Righini, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nano-optical+trapping+of+rayleigh+particles+and+escherichia+coli+bacteria+with+resonant+optical+antennas%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">Nano-optical trapping of rayleigh particles and escherichia coli bacteria with resonant optical antennas.</a> Nano Lett. 9 (10), 3387-3391 (2009).</li>
<li>Chen, K. Y., Lee, A. T., Hung, C. C., Huang, J. S., Yang, Y. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transport+and+trapping+in+two-dimensional+nanoscale+plasmonic+optical+lattice%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">Transport and trapping in two-dimensional nanoscale plasmonic optical lattice.</a> Nano Lett. 13 (9), 4118-4122 (2013).</li>
<li>Berthelot, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+manipulation+with+scanning+near-field+optical+nanotweezers%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Nanotechnol%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional manipulation with scanning near-field optical nanotweezers.</a> Nat. Nanotechnol. 9 (4), 295-299 (2014).</li>
<li>Chen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+optical+trapping+and+arrangement+of+nano-objects+in+a+plasmonic+nanocavity%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">Enhanced optical trapping and arrangement of nano-objects in a plasmonic nanocavity.</a> Nano Lett. 12 (1), 125-132 (2011).</li>
<li>Wang, K., Schonbrun, E., Steinvurzel, P., Crozier, K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trapping+and+rotating+nanoparticles+using+a+plasmonic+nano-tweezer+with+an+integrated+heat+sink%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Commun%22%5BJournal%5D)">Trapping and rotating nanoparticles using a plasmonic nano-tweezer with an integrated heat sink.</a> Nat. Commun. 2, 469(2011).</li>
<li>Byun, D., Cho, S. J., Kim, S. <a target="_blank" href="http://iopscience.iop.org/article/10.1088/0960-1317/23/12/125010">Fabrication of a flexible penetrating microelectrode array for use on curved surfaces of neural tissues.</a> J. Micromech. Microeng. 23, 125010(2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Das SMF - Kabel wurde in dem SMF Kabelloch auf dem Mikrochip eingesetzt ist , wie es in dem rechteckigen Punkt der 6a gezeigt. Da das SMF Kabelloch größer als das Kabeldurchmesser ist, wurde Epoxidkleber verwendet, um den Spalt abzudichten das Austreten der fließenden Partikellösung zu blockieren. Vor der Anwendung von Epoxidkleber, sollte der Goldblock und Kabelrand koaxial mit der Hand unter Verwendung eines Mikroskops ausgerichtet werden. Obwohl es für die eingelegte Kabelkante und der nanohole werde...

Die Fähigkeit mikroskaligen Objekte zu manipulieren, ist ein unverzichtbares Merkmal für viele Mikro- / Nano-Experimente. Der direkte Kontakt Manipulationen können die manipulierten Objekte beschädigen. die bisher gehaltenen Objekte Releasing ist auch wegen der Haft- Probleme herausfordernd. Unter Verwendung dieser Probleme, mehrere indirekte Verfahren fluidischen 1, 2 elektrische, magnetische 3 oder photonische Kräfte 4, 5, 6, 7, 8 zu überwinden , vorgeschlagen worden. Plasmonische Pinzette , die photonische Kräfte verwenden , wird auf der Grundlage der Physik der außergewöhnlichen Feldverstärkung mehr Aufträge größer als die Lichtintensität 9. Diese extrem starke Feldüberhöhung ermöglicht das Einfangen von extrem kleinen Nanopartikeln. Zum Beispiel hat es sich als nanoskalige gezeigt zu immobilisieren und zu manipulierenObjekte, wie Polystyrolteilchen 7, 10, 11, 12, 13, 14, 15 Polymerketten, Proteine 16, Quantenpunkte 17 und DNA - Molekül , 8, 18. Ohne plasmonic Pinzette ist es abzufangen Nanopartikeln schwierig, weil sie schnell verschwinden, bevor sie wirkungsvoll untersucht werden, oder weil sie aufgrund der hohen Intensität des Lasers beschädigt werden. Viele plasmonic Studien haben verschiedene nanoskalige Goldstrukturen. Wir können die Goldstrukturen als vorstehende Nanoscheibentypen 12, 13, 14, 15, 19 kategorisieren <sbis&gt;, 20, 21 oder unterdrückt nanohole Typen 7, 8, 10, 11, 22, 23. In Bezug auf die Abbildungs ​​Bequemlichkeit sind die Nanoscheibentypen besser geeignet als die nanohole Typen da, für die letztere, die Goldsubstraten die Beobachtung Sicht versperren können. Darüber hinaus tritt das Plasmonen-Trapping in der Nähe der Plasmonen Struktur und macht Beobachtung noch schwieriger. Nach bestem Wissen unserer Erkenntnisse wurde plasmonic Trapping auf nanohole Typen verifiziert nur indirekte Streusignale. Jedoch keine erfolgreichen direkten Beobachtungen, wie mikroskopische Aufnahmen, wurden berichtet. Nur wenige Studien haben die Position der gefangenen Partikel beschrieben. Ein solches Ergebnis wurde von Wang et al. Sie schufen eine Gold-Säule auf einem Goldsubstrat und beobachtet die pArtikel Bewegung eines Fluoreszenzmikroskops unter Verwendung von 24. Dies ist jedoch nur dann wirksam zur Überwachung seitliche Bewegungen nicht in Richtung parallel zur Strahlachse. In diesem Beitrag stellen wir neue fluidischen Mikrochip-Design und Herstellungsprozeduren. Unter Verwendung dieses Chip demonstrieren wir die Überwachung von plasmonically eingeschlossenen Teilchen, sowohl in Richtungen parallel und senkrecht zu der Plasmonen Nanostruktur. Darüber hinaus messen wir die maximale Kraft des immobilisierten Partikel durch die Fluidgeschwindigkeit die Erhöhung der tipping Geschwindigkeit in dem Mikrochip zu finden. Diese Studie ist einzigartig, weil die meisten Studien auf Plasmonen Pinzette nicht quantitativ die maximalen Fangkräfte in ihren Versuchsaufbauten verwendet wurden, zeigen.

<table><tbody><tr><td>Negativer Fotolack&nbsp;</td><td>MicroChem</td><td>SU-8 2075</td><td></td></tr><tr><td>Entwickler</td><td>MicroChem</td><td>SU-8 Entwickler</td><td></td></tr><tr><td>Positiver Fotolack&nbsp;</td><td>Merck AG</td><td>AZ GXR-601</td><td></td></tr><tr><td>AZ Fotolack Entwickler</td><td>Merck Ltd.</td><td>AZ 300 MIF</td><td></td></tr><tr><td>HMDS</td><td>Merck AG</td><td>AZ Adhäsionsvermittler</td><td></td></tr><tr><td>Aligner</td><td>Midas System MDA</td><td>400M</td><td></td></tr><tr><td>Atmosphärisches Plasmagerät&nbsp;</td><td>Atmosphärischer Prozess Plasma Co.</td><td>IDP-1000</td><td></td></tr><tr><td>Polydimethylsiloxan (PDMS)</td><td>Dow Corning</td><td>Sylgard 184 A/B</td><td></td></tr><tr><td>Gold beschichtete Testobjektträger</td><td>EMF Co.</td><td>TA124(Ti/Au)</td><td></td></tr><tr><td>Au etchant&nbsp;</td><td>Transene Inc.</td><td>TFA</td><td></td></tr><tr><td>Ti etchant&nbsp;</td><td>Transene Inc.</td><td>TFT</td><td></td></tr><tr><td>40X Objektiv&nbsp;</td><td>Edmund Optics</td><td>40X DIN</td><td></td></tr><tr><td>60X Wasserimmersion Objektiv&nbsp;</td><td>Olympus</td><td>LUMPLFLN 60XW</td><td></td></tr><tr><td>Lichtwellenleiter-Auflichtlaser</td><td>IPG Photonic</td><td>YLR 10</td><td></td></tr><tr><td>SMF-Koppler</td><td>Thorlabs</td><td>MBT612D/M</td><td></td></tr><tr><td>Spritzen-Mikropumpe</td><td>Harvard</td><td>PC2 70-4501</td><td></td></tr><tr><td>Fluoreszenzmikroskop&nbsp;</td><td>Olympus</td><td>IX-51</td><td></td></tr><tr><td>Plasmasystem</td><td>Femto Science Inc</td><td>CUTE-MPR</td><td></td></tr></tbody></table>

plasmonische trapping und freisetzung von nanopartikeln in einer monitoring-umgebung

Plasmonic Trapping and Release of Nanoparticles in a Monitoring Environment

Plasmonische Pinzette Oberflächenplasmon Polaritonen polarisierbaren nanoskaligen Objekten zu beschränken. Unter den verschiedenen Designs plasmonischer Pinzette, nur wenige können immobilisierte Teilchen beobachten. Darüber hinaus haben eine begrenzte Anzahl von Studien experimentell die ausübbaren Kräfte auf die Partikel gemessen. Die Entwürfe können als den vorstehenden Nanoscheibentyp oder unterdrückt nanohole Typ klassifiziert werden. Für letztere ist eine mikroskopische Beobachtung extrem anspruchsvoll. In diesem Beitrag wird ein neues System eingeführt plasmonic tweezer Partikel zu überwachen, die beide in Richtungen parallel und senkrecht zu der Symmetrieachse einer plasmonic nanohole Struktur. Diese Funktion ermöglicht es, die Bewegung der einzelnen Teilchen in der Nähe des Randes des nanohole zu beobachten. Darüber hinaus können wir quantitativ die maximalen Fangkräfte schätzen einen neuen fluidischen Kanal.

Der Herstellungsprozess der PDMS Mikrokanal und nanohole Goldplatte ist in den 1 und 2 dargestellt. Das Verfahren zum Kombinieren der beiden Teile und der tatsächliche Mikrochip ist in Abbildung 3 dargestellt. Das PDMS wurde geschnitten, um das Innere des Kanals von der Seite des Mikrochips zu offenbaren. Jedoch war es schwierig, die Teilchen fließen in dem Kanal aufgrund der Oberflächenrauhigkeit der Schnittebene zu beobachten. Daher fü...

Ein Mikrochip Herstellungsverfahren, die Plasmonen Pinzette umfasst wird hier vorgestellt. Der Mikrochip ermöglicht die Abbildung eines eingeschlossenen Teilchen maximal Trapping Kräfte zu messen.

Plasmonische Trapping und Freisetzung von Nanopartikeln in einer Monitoring-Umgebung

Plasmonic tweezers use surface plasmon polaritons to confine polarizable nanoscale objects. Among the various designs of plasmonic tweezers, only a few ...

Das übergeordnete Ziel dieses Experiments besteht darin, Partikel in zwei Dimensionen zu überwachen – sowohl parallel als auch orthogonal zur Symmetrieachse einer plasmonischen Nanolochstruktur – und die maximale Fangkraft des Systems quantitativ zu bestimmen. Diese Methode kann helfen, Fragen in den Lebenswissenschaften zu beantworten, die mit der schnellen Entwicklung von Immunoassays, dem Einfangen von Zellen und Bakterien, der Analyse von Liposomen sowie Studien zur Freisetzung von Nanopartikel-Wirkstoffen verbunden sind. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie die Beobachtung der Partikelbewegung in zwei Dimensionen ermöglicht: eine entlang der Laserstrahlachse und die andere in der dazu orthogonalen Richtung.Beginnen Sie damit, die Mikrokanalform mithilfe standardmäßiger photolithographischer Techniken herzustellen, und platzieren Sie das Wafer in einer Petrischale mit 150 Millimeter Durchmesser. Anschließend mischen Sie 10 Teile PDMS-Grundmasse mit einem Teil Härter und rühren die Mischung zwei Minuten lang um. Gießen Sie nach dem Vermischen 100 Milliliter der PDMS-Mischung über das Wafer.Stellen Sie die Petrischale in eine Vakuumkammer und erzeugen Sie ein Vakuum, um eventuelle Blasen aus dem PDMS zu entfernen. Anschließend stellen Sie die Petrischale zwei Stunden lang bei 80 Grad Celsius in einen Ofen, um die PDMS-Lösung zu verfestigen. Nach dem Abkühlen nehmen Sie die Schale aus dem Ofen, schneiden entlang der Konturen des PDMS-Mikrokanals mit einer Rasierklinge und lösen ihn vom Wafer. Verwenden Sie dann eine 1,5 Millimeter große Biopsie-Stanze, um an jedem Ende des PDMS-Mikrokanals Einlass- und Auslassöffnungen mit einem Durchmesser von 1,5 Millimeter anzulegen. Nutzen Sie eine 0,3 Millimeter große Stanze, um in der Mitte des Mikrokanals eine Öffnung für das einmodige optische Faserkabel zu erzeugen. Reinigen Sie zunächst eine handelsübliche Goldplatte, wie in der beigefügten Textanleitung beschrieben. Danach die Platte auf einen Spin-Beschichter geben und 0,5 Milliliter Hexamethyldisilazan auf die Goldplatte auftragen. Die Platte 40 Sekunden bei 3000 U/min beschichten. Anschließend 0,5 Milliliter eines positiven Photoresists auf das spin-beschichtete Hexamethyldisilazan geben und die Platte weitere 40 Sekunden bei 3000 U/min spin-beschichten.Entfernen Sie die Platte vom Spin-Beschichter und stellen Sie sie 90 Sekunden lang auf eine Heizplatte bei 110 Grad Celsius, um den Fotolack zu weichbaken. Befestigen Sie dann die Filmmaske mit Klebeband auf dem Glaswafer und platzieren Sie die weichgebackene Goldplatte auf der Substratstufe. Belichten Sie die Probe 4,5 Sekunden lang mit UV-Licht, um den Fotolack aufzulösen und ein Goldrechteck mit einer Länge von 400 Mikrometern und einer Breite von 150 Mikrometern zu erzeugen.Als Nächstes tauchen Sie die Goldplatte eine Minute lang in den Fotolackentwickler, um den aufgelösten Fotolack zu entfernen. Spülen Sie die Goldplatte anschließend mit entionisiertem Wasser ab und trocknen Sie sie mit Stickstoffgas. Tauchen Sie die Goldplatte dann 45 Sekunden lang in das Goldätzmittel, um die freigelegte Golddoppelschicht zu entfernen.Anschließend spülen Sie die Goldplatte mit entionisiertem Wasser ab und trocknen Sie erneut mit Stickstoffgas. Tauchen Sie die Platte danach für fünf Sekunden in den Titandurchätzler, um das freiliegende Titan zu entfernen. Spülen Sie die Goldplatte anschließend erneut mit entionisiertem Wasser ab und trocknen Sie sie mit Stickstoffgas. Entfernen Sie den verbleibenden Fotolack von der Goldplatte, indem Sie sie nacheinander jeweils drei Minuten lang in Aceton, Methanol und schließlich entionisiertes Wasser eintauchen.Spülen Sie die Platte dreimal mit entionisiertem Wasser, jeweils 10 Sekunden lang, und trocknen Sie die Platte anschließend erneut mit Stickstoffgas. Danach stellen Sie die Platte drei Minuten lang bei 120 Grad Celsius auf eine Heizplatte, um restliche Feuchtigkeit vollständig zu entfernen. Mit einem fokussierten Ionenstrahl wird gemäß der begleitenden Textanleitung ein 400 Nanometer großer Nanokanal in der Mitte des hergestellten Goldblocks gebohrt.Legen Sie sowohl den PDMS-Mikrokanal als auch die Goldplatte in eine Plasma-Kammer. Behandeln Sie die Kontaktflächen eine Minute lang mit Sauerstoffplasma. Befestigen Sie die Goldplatte auf der Substratstufe des Aligners.Verwenden Sie dann die Kamera am Aligner, um die Mittelpunkte der SMF-Kabelbohrung und der Bohrung im Goldblock so zu positionieren, dass sie auf derselben Achse liegen. Heben Sie den manuellen Tisch an, um die beiden Teile zu verbinden. Gießen Sie anschließend zwei Milliliter einer gemischten PDMS-Lösung in eine Petrischale und beschichten Sie die Schale 30 Sekunden lang bei 1000 U/min mit Spin-Coating.Danach nehmen Sie den ausgeschnittenen Mikrochip und legen die Oberfläche, die später auf dem Mikroskop platziert wird, in das PDMS auf der Petrischale. Stellen Sie die Petrischale eine Stunde lang bei 80 Grad Celsius in den Ofen, um die PDMS-Lösung zu verfestigen. Nach dem Abkühlen schneiden Sie den Rand von Mikrochip und PDMS mit einem Rasiermesser ab und lösen ihn anschließend von der Petrischale.Verbinden Sie zuerst ein 40x-Objektiv mit der Objektivhalterung am Koppler für Monomode-Glasfaserkabel. Befestigen Sie anschließend das Monomode-Glasfaserkabel in der Faserklemme des Kabelkopplers. Richten Sie den einfallenden Laserstrahl so aus, dass er die hintere Öffnung des Objektivs vollständig ausfüllt.Danach fokussieren Sie den Laserstrahl mithilfe der am Kuppler angebrachten manuellen Drehtischjustierung auf den Kern des Kabels. Messen Sie die Laserleistung vor dem Einführen an der Kabelkante der Glasfaser, da das fest installierte Glasfaskabel am Mikrochip nicht abgetrennt werden kann. Führen Sie danach das gegenüberliegende Ende des Kabels in die Kabelbohrung des Mikrochips ein.Richten Sie den Glasfaserkabel manuell unter Verwendung visueller Rückmeldung aus, sodass es senkrecht zum Goldblock steht, der das Nanolochn enthalten. Das Ende des eingesetzten Glasfaserkabels sollte den Mikrokanal nicht betreten, um eine Behinderung des Flüssigkeitsstroms zu vermeiden. Versiegeln Sie abschließend das Kabelloch mit Epoxidharzkleber, um das Austreten der Partikellösung aus dem 87,5-Mikrometer-Spalt zwischen dem Kabelloch und dem Mantel des Glasfaserkabels zu verhindern.Befestigen Sie eine Spritze, die eine Lösung von Polystyrolpartikeln mit einem Durchmesser von 100 Nanometern enthält, an einer Spritzenmikropumpe. Schließen Sie anschließend Schläuche an die Einlass- und Auslassöffnungen des Mikrochips an. Sobald die Verbindung hergestellt ist, stellen Sie die Spritzenpumpe auf 20 Mikrometer pro Sekunde ein und injizieren Sie die Partikellösung in den Mikrochip.Als Nächstes schalten Sie die Fluoreszenzlampe ein und vergewissern Sie sich, dass das fluoreszierende Partikel im Kanal beobachtet werden kann. Wenn die Partikellösung das Auslassende des Mikrochips verlässt, verringern Sie die Pumpgeschwindigkeit auf 3,4 Mikrometer pro Sekunde. Schalten Sie dann die Laserquelle ein, sodass sie den Laser in das Nanoloch emittiert.Dadurch wird das fluoreszierende Teilchen am Rand des Nanolochs festgehalten. Erhöhen Sie schließlich die Flüssigkeitsgeschwindigkeit in Schritten von 0,4 Mikrometern pro Sekunde durch Steuerung der Mikropumpe, bis das festgehaltene Teilchen entweicht. Verwenden Sie diese Information, um die maximale Fangkraft für jede Laserintensität zu ermitteln.Hier ist eine vergrößerte Darstellung des Mikrokanalaufbaus zu sehen, die die Ausrichtung der Bestandteile und die Position des Nanolochs zeigt. Während 100 Nanometer große fluoreszierende Polystyrol-Partikel durch den Mikrokanal strömen, werden sie durch den Laser am Nanoloch festgehalten. Nicht festgehaltene Partikel sind ebenfalls dargestellt, wie sie am Nanoloch vorbeiströmen, während das fixierte Partikel an seiner Position verbleibt.Nachdem die Fließgeschwindigkeit erhöht wurde, konnte das eingefangene Teilchen entweichen. Nach mehreren Übungen können die Verfahren in etwa 14 Stunden durchgeführt werden, sofern sie ordnungsgemäß ausgeführt werden. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, die Oberflächenrauheit der Größe des Mikrochips der PDMS-Beschichtung zu verbessern.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die Teilchen in paralleler und orthogonaler Richtung zur symmetrischen Achse einer plasmonischen Nanostruktur überwacht.

plasmonic-trapping-release-nanoparticles-monitoring

Research

Forschung

JoVE Journal

Engineering

Ingenieurwesen

Plasmonic Pinzette und photonischen Kristall Nanostrukturen gezeigt, nützliche Verbesserungen in der Effizienz und Orientierung Kontrolle von optisch Trapping Mikro-und Nano-Partikel zu produzieren.

Nutzung von Plasmonic und Photonic Crystal Nanostrukturen für verbesserte Mikro-und Nanopartikel-Manipulation

Die folgenden Setup-Ansatzes Details Low-Power-optische Fallen von dielektrischen Nanopartikel mit einem Doppel-nanohole in Metallfolie.

Optical Trapping von Nanopartikeln

Wir verwenden optische Tracking plasmonischer Nanopartikel zu untersuchen und zu charakterisieren, die Frequenz Bewegungen von Wasserorganismen.

Die Analyse der Bewegung des Nauplios &#39;<em&gt; Artemia salina</em&gt; &#39;Von Optical-Tracking von Plasmonische Nanopartikel

Wir beschreiben eine Prozedur, um optisch Mikropartikel in Nanoplasmonic optischen Gitter einzuschließen.

Trapping von Mikropartikeln in Nanoplasmonic optischen Gitter

Das vorliegende Protokoll beschreibt einen bequemen Ansatz zur Integration von optischem Fang und oberflächenverstärkter Raman-Spektroskopie (SERS), um plasmonische Nanopartikel für die empfindliche molekulare Detektion zu manipulieren. Ohne Aggregationsmittel setzt der Fanglaser plasmonische Nanopartikel zusammen, um die SERS-Signale von Zielanalyten für spektroskopische In-situ-Messungen zu verbessern.

Optisches Einfangen plasmonischer Nanopartikel für In-situ-oberflächenverstärkte Raman-Spektroskopie-Charakterisierungen

Plasmonische Nanopinzetten nutzen die lokalisierte Oberflächenplasmonenresonanz in Goldnanostrukturen, um einzelne Nanopartikel, einschließlich Proteine, in einem optischen Feld im Nanometerbereich einzufangen. Veränderungen im Streusignal zeigen das Vorhandensein von Proteinen und die Konformationsdynamik und ermöglichen eine Überwachung ohne Fluorophormodifikationen oder Oberflächenbindung.

Überwachung der Konformationsdynamik einzelner unmodifizierter Proteine mit einer plasmonischen Nanopinzette

Polykristalline Silizium-Dünnschicht-Solarzellen auf Glas werden durch Ablagerung von Bor und Phosphor dotierten Silizium-Schichten durch Kristallisation, Defekt Passivierung und Metallisierung gefolgt hergestellt. Plasmonische Licht-Trapping wird durch Bildung Ag-Nanopartikel auf dem Silizium-Zelloberfläche mit einer diffusen Reflektor was zu ~ 45% Fotostrom Enhancement begrenzt eingeführt.

Polykristalline Silizium-Dünnschicht-Solarzellen mit Plasmonische-enhanced Light-Trapping

Das hier beschriebene System verwendet einen herkömmlichen optischen Falle sowie eine unabhängige holographische optische Trapping Linie, in der Lage ist das Erstellen und Bearbeiten mehrere Fallen. Dies ermöglicht die Erzeugung von komplexen geometrischen Anordnungen der refraktiven Partikel während auch eine gleichzeitige High-Speed, hochauflösende Messungen der Aktivität des biologischen Enzyme.

Bau einer Hohe Auflösung Mikroskop mit Konventionelle und Holographic Optical Trapping Capabilities

Wir beschreiben Methoden für die Konstruktion, Fertigung und experimentelle Charakterisierung plasmonischen photoleitenden Emitter, die zwei Größenordnungen höher Terahertz-Leistung im Vergleich zu herkömmlichen Strahlern photoleitenden anbieten.

Konstruktion, Fertigung und experimentelle Charakterisierung Plasmonic Photoconductive Terahertz-Emitter

Silbernanodrähte können gleichzeitig Elektronen und optische Information in Form von Oberflächenplasmonen transportieren. Es wird hier ein Verfahren beschrieben, um eine solche gemeinsame Schaltung zu realisieren und die Grenzen bei der Ausbreitung beider Informationsträger zu bewerten.

Bewertung des plasmonischen Transports in stromführenden Silbernanodrähten

Lernen Sie die plasmonische Trapping-Technik zur zweidimensionalen Überwachung und quantitativen Messung maximaler Trapping-Kräfte von Nanopartikeln. Diese Methode ermöglicht präzise Anwendungen in Biophysik und Nanotechnologie.

Plasmonische Trapping und Freisetzung von Nanopartikeln in einer Monitoring-Umgebung

Weitere Videos entdecken