Name: Aufzucht Ixodes scapularis, Die schwarzbeinigen Tick: Fütterung unreife Stadien auf Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min
Description: Lernen Sie ein verbessertes Fütterungsprotokoll für unreife Zecken, das die Überlebensrate erhöht und Stress bei Nagetieren minimiert. Diese Methode ermöglicht die effiziente Sammlung blutgesättigter Zecken an einem einzigen Tag.

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Die Autoren danken den Mitarbeitern der Laboratory Animal Medicine, University of Nevada, Reno. MM erhielt eine Finanzierung von Nevada INBRE.

Das unten beschriebene Protokoll (Nummer-00682) wird vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) an der University of Nevada Reno genehmigt und folgt den Richtlinien der Universität Nevada, dem Tierforschungsethik-Komitee von Reno. Kurz gesagt wurden Mäuse mit Isofluran betäubt und ein Nasenkonus wurde für die Aufrechterhaltung kontinuierlicher Isofluranspiegel für 20 min verwendet. Eine Tierarzt-Salbe wurde verwendet, um das Austrocknen der Augen unter Anästhesie zu verhindern. Zehensperre wurde verwendet, um die Anästhesie-Ebene zu ermitteln und die Atemfrequenz wurde während des gesamten Verfahrens gemessen. Die Mäuse wurden in einzelnen Käfigen gehalten und überwacht, bis das Bewusstsein wiedergewonnen wurde. Die Mäuse wurden nur einmal für die Zeckenfütterung verwendet und wurden nach der Tick-Erholung euthanasiert. Euthanasie wurde von der Laboratorium für Tiermedizin Personal Personal durchgeführt. CO 2 und Zervixversetzung wurden für die Euthanisierung von Tieren verwendet. HINWEIS: Die Arbeit an Zecken erfordert die Verwendung von vollständigen persönlichen Schutz-ÄqVersand Zum Zählen von unreifen Zecken tragen Sie weiße Laborkittel, lange Nitrilhandschuhe, um die Hülsenöffnung des mit Gummibändern bedeckten Laborkleides und geschlossenen Zehenschuhen zu bedecken. Für die Befallung von Mäusen mit Zecken, verwenden Sie ein Haar Netz, Einweg-Overalls, Langarm-Handschuhe über die Ärmel und Fuß-Abdeckungen. Verwenden Sie weiße oder helle Overalls, um Wegfahrten zu erkennen. Überprüfen Sie regelmäßig Handschuhe und Ärmel für Zecken. 1. Vorbereitung des Raumes für Tierhaltung <ol><li> Bezeichnen Sie einen separaten Raum zum Haus Mäuse mit Zecken befallen. Legen Sie eine klebrige Matte oder doppelseitigen Teppichband außerhalb und innerhalb der Tür, um versehentliches Zecken zu entkommen. </li></ol> 2. Zählungen für Mausbefall <ol><li> Setzen Sie doppelseitiges Klebeband um die Oberkanten eines 7 &quot;x 5&quot; x 14 &quot;Plastikbehälters und füllen Sie mit Wasser auf ca. 2 cm. </li><li> Legen Sie eine weitere kleine Schachtel oder Petrischale in die Mitte des Behälters und füllen Sie mit Wasser auf 1 cm Schaffung eines &amp;# 34; Wallgraben“um diesen Behälter </li><li> Lagern Sie die Fläschchen mit Larven oder Nymphen in der Petrischale. </li><li> Mit einem feinen Pinsel Larven oder Nymphen aus der Phiole zu entfernen, und unter dem Mikroskop zählen. Graf 50 Larven oder 25 Nymphen in einzelne Szintillationsgefße. Deckt die Fläschchen sofort mit Nylonnetz oder organdy Tuch Bildschirm und Schließen mit Gummibändern. </li></ol> 3. befall Mäuse mit Unreife Ticks <ol><li> Verwenden, um eine weiße oder helle Werkbank und kleben doppelseitiges Klebeband um den Umfang des Arbeitsbereiches. </li><li> Anesthetize Maus mit Isofluran. Prüfen Sie das Niveau der Anästhesie durch toe Prise. Einmal betäubt, übertragen Sie die Maus auf ein Heizkissen mit Papiertüchern bedeckt und an einen Nasenkegel für die weitere Isofluran Versorgung anschließen. </li><li> Vaseline-basierte Augensalbe Trockenheit zu vermeiden. Beachten Sie das Atemmuster der Maus Isofluran Stufen einstellen (80 -. 230 Atemzüge pro Minute normal ist, reduzieren Isofluran Ebene, wenn brDie Eatrate beträgt weniger als 80 Atemzüge pro Minute, um das Tier nicht zu töten). </li><li> Nehmen Sie eine Durchstechflasche mit 50 Larven oder 25 Nymphen und legen Sie Zecken unter dem Pelz auf den Kopf zwischen den Ohren mit einem Pinsel ( Abbildung 1 ). Halten Sie die Maus unter Anästhesie für 20 Minuten nach der Platzierung, um genügend Zeit für Zecken zu befestigen. </li><li> Bewegen Sie die Maus zu einem Standard, Kunststoff Schuhkarton-Typ Einweg-Maus Käfig mit statischen Deckel und weiße Bettwäsche. Geben Sie Spielzeug, Wasser und Lebensmittel ad libitum wie pro normale Maus Pflege. </li><li> Bewahren Sie den Mauskäfig in einem größeren Ratten- oder Gerbil-Käfig auf, der mit doppelseitigem Klebeband um die Oberkanten ausgekleidet ist. Füllen Sie den äußeren Käfig mit 3 cm Wasser ( Abbildung 2 ). </li></ol> 4. Sammeln von Zecken von Mäusen <ol><li> Unreife Zecken lösen zwischen den Tagen 3 und 6 der Fütterung ab. Überprüfen Sie die Käfige und Wasser-Graben für engorged Zecken jeden Tag nach Tag 3. </li><li> Sammle freistehende Zecken aus dem Käfig zwischen den Tagen 4 und 6. Verwenden Sie einen Schmerzt Bürste oder weiche Zange für angeschwollene Zecken und lagerte in sauberen Szintillationsfläschchen Aufnehmen capped mit Tuch Nylonnetz mit Gummibändern gesichert. </li><li> Betäuben und überprüfen Maus am Tag 7 für alle verbleibenden angebracht Zecken. </li><li> Überprüfen Sie die Bettwäsche, Futtertrog, und Wasserflasche für angeschwollene Zecken am Tag 7. Euthanize Mäusen nach dem Verfahren, wie oben beschrieben. Sterilisieren Sie den Einweg-Käfige, Bettwäsche, Wasserflasche, und Futtertrog tretener unfed Zecken zu vermeiden. </li></ol> 5. Lagerung von Fed Ticks <ol><li> Pflegen angeschwollene Zecken bei 90% Luftfeuchtigkeit, 20 ° C und ein 00.12-Licht: Dunkel-Zyklus in einer Luftfeuchtigkeit und Temperatur kontrollierten Inkubator, bis Häutungs auftritt. Dies kann etwa 12 bis 18 Wochen dauern auftreten. </li><li> Während hohe Luftfeuchtigkeit tick Überleben fördert, macht es auch die Zecken anfällig für Pilzwachstum. Überprüfen Sie die fed das Mikroskop mindestens einmal pro Woche für Schimmel Ticks unter. Wenn erkannt wird, waschen Überlebenden in 70% Ethanol für 5Min., In Wasser abspülen, auf ein Filterpapier zum Trocknen überführen und auf neue, saubere Fläschchen übertragen. </li></ol>

<ol><li>Gleim, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+associated+with+tick+bites+and+pathogen+prevalence+in+ticks+parasitizing+humans+in+Georgia%2C+USA%5BTitle%5D)+AND+%22Parasites+%26amp%3B+Vectors%22%5BJournal%5D)">Factors associated with tick bites and pathogen prevalence in ticks parasitizing humans in Georgia, USA.</a> Parasites &amp; Vectors. 9 (125), Available from:
 <a target="_blank" href="http://doi.org/10.1186/s13071-016-1408-6">http://doi.org/10.1186/s13071-016-1408-6</a> 1-13 (2016).</li>
<li>Krober, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Parasitol%22%5BJournal%5D)">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends Parasitol. 23 (9), 445-449 (2007).</li>
<li>Kuhnert, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feeding+of+Hard+Ticks+In+Vitro%3A+New+Perspectives+for+Rearing+and+for+the+Identification+of+Systemic+Acaricides%5BTitle%5D)+AND+%22ALTEX%22%5BJournal%5D)">Feeding of Hard Ticks In Vitro: New Perspectives for Rearing and for the Identification of Systemic Acaricides.</a> ALTEX. 13 (2), 76-87 (1996).</li>
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<li>James, A. M., Oliver, J. H. Jr Feeding and host preference of immature Ixodes dammini,I.scapularis,and I.pacificus.(Acari:Ixodidae). <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Feeding+and+host+preference+of+immature+Ixodes+dammini%2CI.scapularis%2Cand+I.pacificus.(Acari%3AIxodidae)">J. Med. Entomol</a>. 27, 324-330 (1990).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Kritische Schritte im Rahmen des Protokolls Es ist wichtig, mehrere Ebenen von Sicherheitsmaßnahmen zu haben, wenn Zecken Aufzucht, um ein versehentliches Entweichen zu vermeiden. Die Verwendung von Klebeband und einem Wassergraben ist kritische Sicherheit zu gewährleisten. Es ist wichtig, die narkotisierten Maus auf einem Heizkissen zu halten die Körpertemperatur konstant zu halten. Wir fanden auch, dass die Maus Rasur bietet keinen zusätzlichen Nutzen für Zeckenanheftung. Eine individuelle Ma...

Zecken sind obligat bluts Ektoparasiten von Wirbeltieren und werden weltweit vertrieben. In den Vereinigten Staaten mindestens 11 Arten von Zecken sind Vektoren von Krankheitserregern der öffentlichen Gesundheit wichtig 1. Hirschzecke ist verantwortlich für die Übertragung von mehreren Krankheitserregern wie den Erreger der Lyme - Krankheit (Borrelia burgdorferi) Rückfallfieber (B. miyamotoi), menschliche granulozytäre Anaplasmose (Anaplasma phagocytophilum) und der Babesiose (Babesia spp.). Trotz der Bedeutung des I. scapularis als Krankheitsüberträger, diese Spinntiere in Hülle und Fülle aus der Natur für Studien im Labor zu sammeln ist nicht immer möglich. Daher ist die Produktion von gesunden Labor aufgezogen Zecken wesentlich Studien über tick Biologie und tick-Pathogen-Interaktionen. Der Lebenszyklus aller harten Zecken (Familie Ixodidae), einschließlich I. scapularis, besteht aus dem Ei und drei activE Stufen: Larve, Nymphe und Erwachsene. Jede aktive Stufe füttert auf einem Wirbeltierwirt. Die komplexen Wechselwirkungen, die zwischen Zecken und ihren Wirten über mehrere Tage der Anhaftung und Fütterung stattfinden, sind fast unmöglich, sich mit künstlichen Füttern zu replizieren, und es ist unwahrscheinlich, dass sie genügend Anzahl von gefüllten Zecken für die Massenaufzucht 2 , 3 , 4 zur Verfügung stellen. Daher werden lebende Mäuse und Kaninchen am häufigsten als Gastgeber für die Aufzucht unreifen (Larven und Nymphen) und reifen Stadien (Erwachsene) von Zecken verwendet. Die Anforderung von mehreren Wirten für die Blutverfütterung während jeder Entwicklungsstufe kompliziert die Zeckenaufzucht und ist zeit- und kostenintensiv 5 , 6 , 7 . Die meisten Tick-Aufzucht-Protokolle verlangen, dass Mäuse in einem hängenden Drahtgitter-Bodenkäfig 7 , 8 oder in einem zylindrischen cage so bemessen , dass das Tier sich nicht frei bewegen kann , und selbst pflegen 6, 9, 10. Diese zylindrischen Käfige werden später zu einem Schuhkarton Käfig mit einem Drahtgitter übertragen. Engorged, freistehende Zecken werden dann aus dem Wasser unterhalb gesammelt. Dieses Verfahren führt jedoch in fed Belichten Zecken zu Wasser verunreinigt mit Urin und Fäkalien , die das Pilzwachstum erhöhen und Zecken Mortalität 9. Außerdem erhöht es die Möglichkeit der Zecke Flucht aus dem Wassertrog sowie verursacht Stress bei Mäusen. Um diese Probleme zu umgehen, zeigen wir hier Larvenzecken Fütterung auf Mäuse innerhalb Kunststoff Schuhkarton-Wegwerf Käfigen. Diese Methode ermöglicht das normale Verhalten von Mäusen, steigt tick Erholung gestaut und nimmt aufgrund der Kontamination tick Mortalität.

<table><tbody><tr><td>Puralube Tierarztsalbe</td><td>Amazon</td><td></td><td>Erhältlich in jeder Zoohandlung oder Online-Shop</td></tr><tr><td>Einweg-Mauskäfig</td><td>&nbsp; Innovive, San Diego, Kalifornien;</td><td>MV 2</td><td>Set Boden und Deckel</td></tr><tr><td>Weiß Alpha dri Bettwäsche&nbsp;</td><td>Laborbedarf, Fort Worth, TX</td><td>&nbsp; ALPHA-Dri&Handel;</td><td></td></tr></tbody></table>

aufzucht<em&gt; ixodes scapularis,</em&gt; die schwarzbeinigen tick: fütterung unreife stadien auf mäusen

Rearing Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice

Ixodes scapularis, der Vektor der Lyme - Borreliose ist eine der wichtigsten Krankheitsvektoren im Osten und Mittleren Westen der Vereinigten Staaten. Diese Art ist eine drei Host-Zecke, die eine Blutmahlzeit von einem Vertebratenwirts für jede Entwicklungsstufe erfordert, und die erwachsenen Weibchen benötigen eine Blutmahlzeit für die Wiedergabe. Larval Zecken für 3 bis ihre Gastgeber befestigen - 5 Tage für Fütterung und die Host abfallen, wenn sie vollständig gestaut. Diese Abhängigkeit von verschiedenen Hosts und die langen Befestigungs Zeit für engorgement kompliziert in der Laborumgebung tick Aufzucht. Allerdings tick Biologie und tick-Pathogen-Interaktionen zu verstehen, die Produktion von gesunden, im Labor aufgezogen Zecken ist von wesentlicher Bedeutung. Hier haben wir ein einfaches, kostengünstiges Protokoll für unreife Zecken ernähren sich von Mäusen zeigen. Wir modifizierten die vorhandenen Protokolle für die verringerte Belastung auf Mäuse und erhöhte Zecke Fütterung Erfolg und das Überleben von mit Einweg-Käfigen ohne Mesh Böden Kontakt von Zecken wi zu vermeidenth Wasser mit Mäusen Urin und Kot verunreinigt.

Wir haben die bestehenden Tick-Aufzucht-Protokolle 6 , 10 für eine verbesserte Fütterungseffizienz und reduzierte Belastung des Maus-Hosts modifiziert. Die Ergebnisse zeigen, dass die Standard-Shoebox-Stil Maus Käfige sind gut geeignet für Tick Aufzucht. Die weiße Bettwäsche stellte einen guten Kontrast für eine einfache Sammlung von gefüllten Zecken. Die meisten Zecken kletterten die Wände der Container nach der Fütterung und wa...

Die Produktion von gesunden Labor aufgezogen Zecken ist wichtig, um Studien über tick Biologie und tick-Pathogen-Interaktionen. Hier zeigen wir ein einfaches Protokoll für unreife Zecken Fütterung, die kostengünstiger und weniger belastend für Mäuse ist.

Aufzucht<em&gt; Ixodes scapularis,</em&gt; Die schwarzbeinigen Tick: Fütterung unreife Stadien auf Mäusen

Ixodes scapularis, the vector of Lyme disease, is one of the most important disease vectors in the eastern and Midwestern United States. This species is a ...

Das übergeordnete Ziel dieses Zecken-Fütterungsprotokolls besteht darin, die bestehenden Standards zu verbessern, indem die Überlebensrate der blutgefütterten Zecken erhöht und die Belastung des Nagetierwirts verringert wird. Zusätzlich zur Vereinfachung der Zeckenkoloniehaltung ermöglicht diese Methode eine einfachere Sammlung einer größeren Anzahl blutgefütterter Zecken an einem einzigen Sammeltag, was für die Beantwortung zentraler biologischer Fragestellungen in den makrobiologischen Fachgebieten unerlässlich ist. Der entscheidende Vorteil dieser Technik liegt darin, dass die Zecken nicht mit Wasser in Kontakt kommen, das Mäuseexkrete enthält, wodurch die Zeckensterblichkeit reduziert wird.Außerdem können Zecken an einem einzigen Tag gesammelt werden, was die Belastung für die Maus verringert. Um Gefäße mit Zecken für die Zählung unterzubringen, stellen Sie einen Behälter bereit, der ein minimales Entweichen ermöglicht. Befestigen Sie doppelseitiges Klebeband rund um die oberen Kanten eines Plastikbehälters.Danach den Behälter mit etwa zwei Zentimetern Wasser füllen. Anschließend eine weitere kleine Schachtel oder Schale mittig in den Behälter stellen und mit etwa einem Zentimeter Wasser füllen, sodass sie versinkt und ihre Position beibehält. Lagern Sie die Röhrchen mit Zeckenlarven oder -nymphen in dieser Schachtel oder Schale.Um die Zecken für eine Infektion zu zählen, verwenden Sie ein Mikroskop und einen feinen Pinsel, um Larven oder Nymphen aus dem Gefäß zu entfernen. Überführen Sie 50 Larven oder 25 Nymphen in ein Szintillationsgefäß. Sobald ein Gefäß vollständig befüllt ist, decken Sie es mit Nylonnetz oder Organza-Stoff ab und sichern Sie die Abdeckung mit eng anliegenden Gummibändern. Wählen Sie einen separaten Raum zur Unterbringung von mit Zecken befallenen Mäusen aus. Um einen versehentlichen Entweichung der Zecken zu verhindern, legen Sie eine Klebematte oder doppelseitiges Teppichband außerhalb des Raums an und platzieren Sie eine weitere Matte innerhalb der Zimmertür. Bereiten Sie zunächst einen Bereich zum Umgang mit den Zecken in der Nähe der Mäuse vor.Verwenden Sie eine weiße oder hellfarbene Arbeitsfläche. Erstellen Sie einen Rand aus doppelseitigem Klebeband entlang des Umfangs des Arbeitsbereichs auf der Bank. Betäuben Sie nun eine Maus mit Isofluran.Wenn bereit, überführen Sie die Maus auf eine mit Papiertüchern bedeckte Heizplatte und befestigen Sie eine Nasenkonne, über die kontinuierlich Isofluran zugeführt wird. Überprüfen Sie die Anästhesietiefe durch einen Zehenquetschtest. Passen Sie das Anästhetikum entsprechend dem Atemmuster an.80 bis 230 Atemzüge pro Minute sind normal. Verringern Sie das Isofluran, wenn die Atmung langsamer ist. Tragen Sie außerdem eine auf Petrolatum basierende Augensalbe auf die Augen auf.Nehmen Sie nun ein Gefäß mit 50 Larven oder 25 Nymphen und überführen Sie die Zecken mithilfe eines Pinsels auf die Maus. Platzierten Sie die Zecken unter dem Fell am Kopf zwischen den Ohren. Nachdem die letzte Zecke platziert wurde, halten Sie die Maus weitere 20 Minuten lang narkotisiert, damit sich die Zecken festsetzen können, bevor die Maus versucht, sie zu entfernen.Nach 20 Minuten das Tier in einen neuen Heimkäfig mit weißer Einstreu zurückbringen, um die Sichtbarkeit der Zecken zu verbessern. Einige Spielsachen hinzufügen und freien Zugang zu Wasser und Futter gewährleisten. Einwegbehälter mit dicht schließenden Deckeln verwenden.Als Nächstes stellen Sie den Heimkäfig in einen größeren Ratten- oder Rennmauskäfig, an dessen oberem inneren Rand doppelseitiges Klebeband angebracht ist. Füllen Sie dann den Raum zwischen den Käfigen mit etwa drei Zentimetern Wasser. Unreife Zecken lösen sich nach drei bis sechs Tagen Fütterung ab.Von Tag drei an täglich die Käfige und das umgebende Wasser auf vollgesogene Zecken überprüfen. Die abgefallenen Zecken mit einem Pinsel oder einer weichen Pinzette sammeln und in saubere Szintillationsgefäße überführen, die mit Nylonmaschengewebe verschlossen sind, das mit Gummibändern befestigt ist. Am Tag sieben das Mäuschen wie zuvor anästhesieren und auf eventuell noch angeheftete Zecken untersuchen.Überprüfen Sie außerdem gründlich die Einstreu, den Futtertrog und das Wasser. Danach euthanasieren Sie die Maus und autoklavieren die Einwegkäfige, die Einstreu, die Wasserflasche und den Futtertrog, um eventuell verbliebene Zecken zu beseitigen. Stellen Sie die vollgesogenen Zecken in einen kontrollierten Inkubator.Binnen 12 bis 18 Wochen sollten die Zecken häuten. Überprüfen Sie mindestens einmal pro Woche unter dem Mikroskop, ob Schimmel vorhanden ist. Falls Schimmel festgestellt wird, waschen Sie die überlebenden Zecken fünf Minuten lang mit 70 % Ethanol.Anschließend spülen Sie die Überlebenden mit Wasser ab und überführen sie auf ein Filterpapier, um sie trocknen zu lassen. Sobald sie sauber und trocken sind, bringen Sie die Zecken in neue, saubere Gefäße und setzen den Lebenszyklus fort. Die meisten Zecken kletterten nach der Blutmahlzeit die Wände der Behälter hinauf und ließen sich leicht sammeln.Zecken entkamen selten den Mauskäfigen. Die weiße Einstreu bot einen guten Kontrast, um gesättigte Zecken zu erkennen. Bei den Sammlungen lösten sich die meisten Zecken bis zum vierten Tag ab.Einige warteten bis zum fünften Tag, um sich zu lösen, und bis zum siebten Tag trug keine Maus mehr Zecken. Etwa zwei Drittel der Zecken konnten sich anheften und sich vollständig vollsaugen. Alle Mäuse blieben gesund und zeigten keine Anzeichen von Unbehagen.Wenn die Methode einmal beherrscht ist, kann sie an einem einzigen Sammeltag Hunderte von blutmägengefüllten Zecken liefern. Während des Verfahrens ist es wichtig, vollständige PSA zu tragen, um unbeabsichtigte Zeckenanheftungen zu verhindern.

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Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Die Sammlung von infizierten Zecke Hämolymphe, Speicheldrüsen, und Speichel ist wichtig, zu untersuchen, wie durch Zecken übertragene Erreger eine Krankheit verursachen. In diesem Protokoll haben wir demonstrieren, wie man Hämolymphe und Speicheldrüsen von der Fütterung...

Speichel, Speicheldrüse, und Hämolymphe Abholung Ixodes scapularis Zecken

Lyme-Borreliose ist die am häufigsten berichteten Vektor-übertragene Krankheit in Nordamerika. Der Erreger ist Borrelia burgdorferi Spirochäten Bakterium übermittelt durch Schildzecken. Übertragung und Erfassung von Infektionen in Tiermodellen durch die Verwendung von Zecken Fütterung, die wir hier beschreiben optimiert.

Fütterung von Zecken auf Tiere, die zur Übertragung und Xenodiagnosis in Lyme Disease Research

In dieser Studie wurde ein Fütterungssystem für Nymphal- und Larvenstadien von harter Zecke mit einer Kapsel entwickelt, die an laboratorischen Mäusen befestigt ist. Die Fütterungskapsel besteht aus flexiblen Materialien und bleibt mindestens eine Woche lang fest an der Maus befestigt und ermöglicht eine komfortable Überwachung der Zeckenfütterung.

Ein Capsule-basiertes Modell für unreife harte Zeckenstadien Befall auf Labormäuse

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein Verfahren zur Injektion von Zeckenembryonen. Die Embryoinjektion ist die bevorzugte Technik zur genetischen Manipulation, um transgene Linien zu erzeugen.

Embryo-Injektionstechnik zur Gen-Editierung bei der Schwarzbeinigen Zecke (Ixodes scapularis)

Hier wird eine Methode vorgestellt, um Zecken in vitro über ein künstliches Membransystem zu ernähren, um eine teilweise oder vollständige Überfüllung einer Vielzahl von Zeckenlebensstadien zu ermöglichen.

Zecken-Fütterung mit künstlicher Membran für Ixodes scapularis

In diesem Artikel wird die Methodik für die Exposition des Menschen gegenüber Larven von Ixodes scapularis für die klinische Forschung vorgestellt. Die Technik ist relativ einfach, für die freiwilligen Forscher tolerierbar und kann je nach experimentellem Bedarf modifiziert werden. Solche Forschungen am Menschen müssen im Rahmen klinischer Studienprotokolle durchgeführt werden, die von den zuständigen Zulassungsbehörden genehmigt wurden.

Ein Modell für die experimentelle Exposition von Menschen gegenüber Larven von Ixodes scapularis Zecken

Diese Methode beschreibt die Entwicklung eines in vitro durchgeführten Zeckenblutfütringssystems mit einer 3D-gedruckten Kammer und einer im Labor gefertigten Silikonmembran. Das System ermöglicht künstliche Fütterung von Zecken, ermöglicht eine einfache Probenahme in verschiedenen Fütterungsphasen und nutzt geringe Blutmengen und bietet ein unschätzbares Werkzeug zur Untersuchung von Ixodidenzecken.

Zeckenblut, das durch eine künstliche Membran in einer 3D-gedruckten Kammer in der Ixodid-Zeckenforschung fließt

Lyme-Borreliose Studien erfordern oft Generation von Zecken mit dem Erreger Borrelia burgdorferi, ein Prozess, der dauert in der Regel mehrere Wochen infiziert. Hier zeigen wir eine Mikroinjektion-basierte Zecken Infektion Verfahren, das innerhalb weniger Stunden erreicht werden kann. Wir zeigen auch einer Immunfluoreszenz-Methode zur in situ-Lokalisation von B. burgdorferi in Zecken.

Methoden zur raschen Transfer und die Lokalisierung von Lyme-Borreliose Erreger innerhalb der Tick Gut

Die hier beschriebene Methode nutzt Direkteinspritzung entomopathogener Bakterien in die Hämocoel...

Aufzucht und Injektion von<em&gt; Manduca sexta</em&gt; Larven zu bakteriellen Virulenz beurteilen

Allergischen Reaktionen, gekennzeichnet durch die Aktivierung von Mastzellen und Basophilen, durch die Quervernetzung von IgE und Freisetzung von proinflammatorischen Mediatoren zurückzuführen. Eine quantitative Beurteilung von allergischen Reaktionen können mit Evans Blue-Farbstoff auf Veränderungen der vaskulären Permeabilität nach Allergenprovokation überwachen erreicht werden.

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Lernen Sie ein verbessertes Fütterungsprotokoll für unreife Zecken, das die Überlebensrate erhöht und Stress bei Nagetieren minimiert. Diese Methode ermöglicht die effiziente Sammlung blutgesättigter Zecken an einem einzigen Tag.

Aufzucht

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