Die gleichzeitige Auswertung der zerebralen Hämodynamik und Lichtstreuungseigenschaften der In Vivo Rattenhirn Mit Multispektral Diffuse Reflectance Imaging

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, die Hämodynamik und lichtstreuende Eigenschaft von in vivo Hirngewebe sichtbar zu machen. Diese Methode kann dazu beitragen, Schlüsselfragen auf dem Gebiet der biomedizinischen Optik zu beantworten, indem sie Bildgebung für intrinsische optische Signale im Gehirngewebe von Ratten einsetzt. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass spezielle zeitliche Veränderungen in der postzerebralen Hämodynamik und der kortikalen Gewebemorphologie ausgewertet werden können.

Die Implikationen dieser Technik erstrecken sich auf die Überwachung der Gehirnfunktionen und der Lebensfähigkeit für verschiedene Modelle von Hirnstörungen, da Experimente mit diesen Tiermodellen oft durch das Schädelfenster durchgeführt werden. Diese Methode kann also einen Einblick in die intrinsischen optischen Signale geben. Es kann auch auf andere spektrale Bildgebungsverfahren angewendet werden.

Beginnen Sie damit, den Rattenkopf in einem stereotaktischen Rahmen zu befestigen. Rasieren Sie nach der Narkose die Kopfregion über die voraussichtliche Schnittstelle hinaus mit einem Haarschneider, bis die Hautoberfläche sichtbar wird. Machen Sie dann mit einem chirurgischen Skalpell einen etwa 20 Millimeter langen Längsschnitt entlang der Mittellinie des Kopfes.

Und legen Sie das subkutane Bindegewebe frei. Entferne das subkutane Bindegewebe mit einer scharfen Kürette und ziehe sie zu beiden Seiten des Kopfes, um den Schädelknochen freizulegen. Als nächstes graben Sie mit einem Hochgeschwindigkeitsbohrer einen ellipsoiden Graben am Schädelknochen in den Schädelnähten.

Heben Sie dann langsam und gleichmäßig den Schädelknochen im Inneren des Grabens aus. Drücken Sie dann mit der Spitze der Zange leicht auf die Oberfläche des ausgedünnten Schädels, um die Knochendicke und -stärke abzuschätzen, nachdem ein zerebrales Blutgefäß erscheint. Schneide dann mit der Spitze der Zange die ellipsoide Randlinie des ausgedünnten Schädels stückweise ab.

Und entfernen Sie langsam den ausgedünnten Schädel von der Oberfläche des Gehirns. Zum Schluss baden Sie das Schädelfenster vorsichtig mit physiologischer Kochsalzlösung und decken Sie es mit einer transparenten Glasplatte von etwa 0,1 Millimeter Dicke ab. Beginnen Sie damit, einen Schlauch zu verwenden, um den ersten Anschluss eines Y-förmigen Rohrs, den sogenannten Stecker eins, mit dem ersten Anschluss eines anderen Y-förmigen Rohrs, dem sogenannten Stecker zwei, zu verbinden.

Verbinden Sie dann den Einlassanschluss des Mundstücks mit dem zweiten Anschluss des Rohrverbinders eins. Verwenden Sie als Nächstes einen Schlauch, um den dritten Anschluss des Schlauchanschlusses eins mit einem Sauerstoffkonzentrationsüberwachungsgerät zu verbinden. In ähnlicher Weise verwenden Sie einen Schlauch, um den zweiten Anschluss des Schlauchverbinders zwei mit dem Auslassanschluss eines Anästhesiegeräts zu verbinden, und verwenden Sie einen anderen Schlauch, um den dritten Anschluss des Schlauchverbinders zwei mit dem Auslassanschluss eines Gasgemischgeräts zu verbinden.

Verwenden Sie anschließend ein Rohr, um einen Einlassanschluss des Gasgemischgeräts mit einer Hochdruckgasflasche mit 95 % O2 und 5 % CO2 zu verbinden. Verbinden Sie ebenfalls den anderen Einlassanschluss des Gasmischgeräts mit einem Schlauch mit einer Hochdruckgasflasche mit 95 % N2 und 5 % CO2. Verwenden Sie dann die Drehknöpfe am Gasgemischgerät, um die Gasdurchflussraten von o2 und n2 zu ändern.

Abschließend wird der Anteil des eingeatmeten Sauerstoffs oder fio2 mit dem Sauerstoffkonzentrationsmonitor überprüft und geregelt. Beginne damit, die Ratte vorsichtig auf den Tisch zu stellen und stelle den STage-Pegel langsam so ein, dass die Kamera auf die Oberfläche des Rattengehirns fokussieren kann. Wählen Sie in der Bildaufnahmesoftware den Befehl Speichern aus dem Dateimenü, um ein Bild in einer Datei zu speichern, und benennen Sie es entsprechend der Probe und der Wellenlänge.

Ändern Sie dann die Filterposition, indem Sie das Filterrad drehen. Wiederholen Sie die Bildaufnahme bei jeder der neun Wellenlängen. Schalten Sie anschließend die Lichtquelle der Halogenlampe aus.

Blockieren Sie den Lichtweg zum Kamerasystem für monochromatische ladungsgekoppelte Geräte mit einer Abschirmplatte. Wählen Sie abschließend den Befehl Speichern aus dem Dateimenü und wählen Sie einen Dateinamen, der das Beispiel identifiziert. Die geschätzten Bilder der Hämoglobinkonzentration, des Sauerstoffsättigungszustands und der Streuleistung für in vivo exponiertes Rattengehirn sind hier dargestellt.

Die sauerstoffhaltige Hämoglobinkonzentration und die regionale Sauerstoffsättigung in der Arteriole sind höher als in Venolen. Hier sind Bilder eines exponierten Rattengehirns während der Veränderungen von fio2 für die Lichtstreuleistung B zu sehen. Der Wert von B war im Zeitraum vom Einsetzen der Anoxie bis zum Atemstillstand leicht erhöht, während er im Zeitraum von fünf Minuten bis 30 Minuten nach dem Einsetzen der Anoxie kontinuierlich abnahm.

Einmal gemeistert, kann diese Technik in drei Stunden abgeschlossen werden, wenn sie richtig ausgeführt wird. Bei der Messung der Spektralbilder ist darauf zu achten, dass die Anordnung der optischen Komponenten beibehalten wird. Im Anschluss an dieses Verfahren können weitere Methoden wie z.B. die schnelle multispektrale Bildgebung durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zu postoptischen intrinsischen Signalen zu beantworten.

Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die Hämodynamik und die Lichtstreuungseigenschaften von in vivo exponierten Rattengehirnen visualisieren kann. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit Isofluran gefährlich sein kann und die Anästhesiegasrate mit einem Anästhesiegas-Spültheater kontrolliert werden sollte.