Name: CAPRRESI: Chimären Assembly durch Plasmid Recovery und Restriktion Enzym Site Insertion (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 37 s
Description: Erfahren Sie die CAPRRESI-Methode zur schnellen und kostengünstigen Erzeugung chimärer Gene durch Insertion von Restriktionsenzymstellen in synonyme DNA-Sequenzen. Diese Technik erleichtert Genfusionen in der molekularen Biologie.

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Diese Arbeit wurde von Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología, CONACYT, México (Stipendium 154833) und Universidad Nacional Autónoma de México unterstützt. Die Autoren danken Víctor González, Rosa I. Santamaría, Patricia Bustos und Soledad Juárez für ihre administrativen und technischen Beratung.

1. CAPRRESI-Protokoll HINWEIS: Abbildung 1 stellt das gesamte CAPRRESI-Protokoll dar. Diese Technik basiert auf einem Silico- Design und dem darauffolgenden Aufbau der gewünschten Chimären. <ol><li> Auswahl des Klonierungsplasmids, pUC18 oder pUC19. <ol><li> Wählen Sie den pUC-Vektor aus, der am besten zu technischen Anforderungen passt. HINWEIS: Beide Vektoren haben die gleiche Sequenz, mit Ausnahme der Orientierung der multiplen Klonierungsstelle. Dies ist wichtig für die Konstruktion von Oligonukleotiden und die PCR-Plasmidstörung. </li></ol></li><li> In der Silico- Analyse der Wildtyp-Gene und pUC18 / 19-Sequenzen. <ol><li> Erhalten Sie die DNA-Sequenzen der Wildtyp-Gene und speichern Sie sie in einer FASTA-Formatdatei ( zB genes.fas). HINWEIS: Die Sequenzen von pUC18 / 19-Vektoren sind in der Datei pUC.fas enthalten ( Abbildung 1 , Schritt 1). </li><li> Bestimmen Sie, welche Einschränkung enzYmes schneiden nicht die Wildtyp-Gene und pUC18 / 19 Sequenzen, indem sie das REsearch.pl-Skript ausführen. Alternativ können Sie eine Restriktionsenzym-Site-Suche mit einem Online-Tool durchführen ( Abbildung 1 , Schritt 2). <ol><li> Geben Sie Folgendes in ein Terminal ein: Perl REsearch.pl genes.fas Perl REsearch.pl pUC.fas HINWEIS: Diese Befehle werden die folgenden Ausgabedateien erstellen: genes_lin.fas, genes_re.fas, pUC_lin.fas und pUC_re.fas. </li><li> Wählen Sie die geeigneten Restriktionsenzyme für die Klonierung der Wildtyp-Gene in die multiple Klonierungsstelle des ausgewählten pUC18 / 19-Vektors aus, indem Sie die Dateien genes_re.fas und pUC.fas vergleichen. Wählen Sie die Orientierung des Inserts relativ zum Ampicillinresistenzgen ( ampR ) des pUC18 / 19-Vektors. </li></ol></li><li> Entwerfen Sie Vorwärts- und Umkehr-Oligonukleotide, um die kodierende Region der Wildtyp-Gene (externe Oligonukleotide) zu amplifizieren. Füge die richtige Restriktionsenzym-Stelle an jedem 5&#39;-Ende einDer Oligonukleotide; Damit wird die Einfügungsorientierung festgelegt. <ol><li> Eine funktionelle Ribosomenbindungsstelle in die vorderen Oligonukleotide einschließen. </li><li> Legen Sie beide Wildtyp-Gene in die gleiche Orientierung innerhalb des Vektors ein. </li></ol></li></ol></li><li> Auswahl der Bruchregionen zur Chimärenmontage und Plasmidstörung. <ol><li> Erhalten Sie die Aminosäuresequenz des Wildtyps und der Amp- Gene, indem Sie das translate.pl-Skript ausführen ( Abbildung 1 , Schritt 3). <ol><li> Geben Sie Folgendes in ein Terminal ein: Perl translate.pl genes.fas Perl übersetzen.pl ampR.fas HINWEIS: Dieses Skript erstellt die folgenden Ausgabedateien: genes_aa.fas und ampR_aa.fas. </li></ol></li><li> Globale Ausrichtung der beiden Wildtyp-Aminosäuresequenzen mit einer entsprechenden Software ( zB MUSCLE) 9 . </li><li> Wählen Sie die gewünschten Break-Regionen (3-6 Aminosäuren) für Chimären-AsseMbly basierend auf der Sequenzausrichtung. Speichern Sie sie in eine Datei im FASTA-Format ( zB , regions.fas). </li><li> Lokalisieren Sie die DNA-Sequenzen, die für die ausgewählten Aminosäure-Strecken auf beiden Wildtyp-Genen kodieren. </li></ol></li><li> In der Silico- Generation von Synonym-DNA-Sequenzen, die Restriktionsenzymstellen enthalten. <ol><li> Erhalten Sie alle Synonym-DNA-Sequenzen, die für jede Aminosäuresequenz-Strecke, die als brechende Regionen ausgewählt wurde, kodieren ( Abbildung 1 , Schritt 4); Diese Sequenzen wurden in den Regionen gespeichert. <ol><li> Geben Sie Folgendes in ein Terminal ein: Perl synonym.pl regions.fas HINWEIS: Dieses Skript erstellt die Ausgabedatei regions_syn.fas. </li></ol></li><li> Suche nach Restriktionsenzymsites auf Synonym DNA Sequenzen gefunden. <ol><li> Geben Sie Folgendes in ein Terminal ein: perl REsynonym.pl regions_syn.fas HINWEIS: Dieses Skript erstellt die Ausgabedatei regions_syn-re.fas. </li></ol></li><li> Wähle ein Restriktionsenzym, das zwischen Synonymsequenzen beider Wildtypgene geteilt wird; Diese Seite wird verwendet, um Chimären über Restriktionsenzym-Verdauung zusammenzusetzen. Vergewissern Sie sich, dass das gewählte Restriktionsenzym weder die Wildtyp-Gene noch die pUC18 / 19-Vektorsequenzen schneidet. <ol><li> Vergleichen Sie die Restriktionsenzyme, die auf den Dateien genes_re.fas, pUC_re.fas und regions_syn-re.fas gefunden wurden. </li></ol></li><li> In silico ersetzen die Originale für ihre Synonym-DNA-Sequenzen an den entsprechenden Loci auf beiden Wildtyp-Genen. Anfügen Synonym DNA-Sequenzen in die Wildtyp-Sequenz-Datei (genes.fas). </li><li> Holen Sie sich die Aminosäuresequenz von Genen, die auf den genes.fas file ( perl translate.pl genes.fas ) enthalten sind. </li><li> Ausrichten der aus Wildtyp und Synonym DNA Sequenzen übersetzten Aminosäuresequenzen. Vergewissern Sie sich, dass beide Sequenzen gleich sind. </li><li> Wiederholen Sie alle Schritte dieses Abschnitts mit dem ampR- Gen, das auf der pU vorhanden istC18 / 19-Vektor. HINWEIS: Ziel ist es, das ampR- Gen (file ampR.fas) in zwei komplementäre Teile zu stören. Das Restriktionsenzym, das ausgewählt wurde, um das ampR- Gen zu stören, sollte sich von dem unterscheiden, das für die Chimärenanordnung verwendet wird. </li></ol></li><li> Unabhängiges Klonieren der beiden Wildtyp-Gene in den ausgewählten pUC18 / 19-Vektor (Abbildung 1, Schritt 3). <ol><li> Reinigen Sie die gewählte pUC18 / 19-Plasmid-DNA unter Verwendung eines Plasmid-DNA-Reinigungskits. <ol><li> Zum Beispiel transformieren Sie E. coli DH5α mit pUC18-Plasmid und wachsen die Transformanten über Nacht bei 37 ° C auf festem LB-0,3 mg / ml Ampicillin (Amp). Wählen Sie eine Transformantenkolonie, inokulieren Sie eine neue LB-0,3 mg / mL Amp-Platte und wachsen sie über Nacht bei 37 ° C. </li><li> Nehmen Sie Teil der vorherigen Kultur und wachsen Sie es in flüssigem LB-0,3 mg / mL Amp für 6-8 h bei 37 ° C. Extrahieren Sie die Plasmid-DNA mit einem Kit. </li></ol></li><li> PCR amplifizieren Wildtyp-Gene aus der gesamten genomischen DNA unter Verwendung der AppropExterne Oligonukleotide ausführen. Verwenden Sie, wenn möglich, eine hochauflösende DNA-Polymerase. Wählen Sie die DNA-Polymerase, die die Ausbeute maximiert. Führen Sie die PCR gemäß den Richtlinien des Herstellers und der Schmelztemperatur der Oligonukleotide durch. <ol><li> Führen Sie PCR-Zyklen, abhängig von der DNA-Polymerase, der Amplikongröße, der Schablone und den verwendeten Oligonukleotiden. Um beispielsweise die RpoD- DNA zu amplifizieren, wird eine 50 &amp; mgr; l Reaktion: 5 &amp; mgr; l 10 × Puffer, 2 &amp; mgr; l 50 mM MgSO 4 , 1 &amp; mgr; l 10 mM dNTP-Mischung, 2 &amp; mgr; l jedes 10 &amp; mgr; M Oligonukleotids (Tabelle 2), 2 hergestellt &amp; Mgr; l der Matrizen-DNA ( E. coli DH5 &amp; agr; Gesamt-DNA), 35,8 &amp; mgr; l ultrareines Wasser und 0,2 &amp; mgr; l hochflexible DNA-Polymerase. Führen Sie die folgenden PCR-Zyklen aus: 1 min bei 94 ° C für die anfängliche Denaturierung, gefolgt von 30 Zyklen der Amplifikation (30 s bei 94 ° C bis denaturieren, 30 s bei 60 ° C, um die Oligonukleotide zu glühen, und 2 min bei 68 ° C erweitern). </li><li> Lösen 1,2 gAgarose in 100 ml doppelt destilliertem Wasser durch Erhitzen in der Mikrowelle. Montieren Sie ein Gel-Tablett und kämmen Sie sie und legen Sie sie in die horizontale Gel-Zaubernden. Füllen Sie das Gel Tablett mit der geschmolzenen Agarose-Lösung und lassen Sie es verfestigen. Kamm entfernen </li><li> Legen Sie das Gel in die Elektrophoresekammer. Füllkammer mit 1x Tris-Acetat-EDTA-Puffer 50 μl PCR-Produkte in die Gel-Vertiefungen geben. Elektrophorese die Proben ( z . B. bei 110 V für 1 h). </li><li> Nach der Elektrophorese färben Sie das Gel in 100 ml doppelt destilliertem Wasser, das 100 μl 1 mg / ml Ethidiumbromidlösung für 10 min mit langsamem Schütteln enthält. Waschen Sie das Gel in doppelt destilliertem Wasser für weitere 10 Minuten in langsamen Schütteln; Verwenden Sie einen horizontalen Shaker. Achtung: Ethidiumbromid ist eine toxische Verbindung; Tragen Schutzhandschuhe und ein Baumwoll-Laborkittel. </li><li> Reinigen Sie Wildtyp-Gen-DNA aus den entsprechenden Banden des Gels unter Verwendung eines Kits. Visualisieren Sie die Bänder, indem Sie das gefärbte Gel in eine UV-Kammer stellen (Empfohlene Wellenlänge: 300 nm). Halten Sie die Exposition des Gels auf ein Minimum. Verwenden Sie ein DNA-Reinigungskit und folgen Sie den Anweisungen des Herstellers. Achtung: UV-Strahlung ist gefährlich; Tragen einen Schutzschild, eine Brille und einen Baumwoll-Laborkittel. </li></ol></li><li> Digest gereinigte Wildtyp-Gene und pUC18 / 19-Plasmid-DNA mit den Restriktionsenzymen gemäß den Anweisungen des Herstellers. Verwenden Sie schnell Verdauungsenzyme, wenn möglich. Zum Beispiel werden 6 &amp; mgr; l pUC18-DNA (300 ng / &amp; mgr; l) in 10 &amp; mgr ; l ultrareines Wasser, 2 &amp; mgr ; l 10 × Puffer, 1 &amp; mgr ; l Kpn I-Restriktionsenzym und 1 &amp; mgr ; l Xba I-Restriktionsenzym verdaut . Die Reaktion bei 37 ° C für 30 min ablassen. <ol><li> Inaktivieren Sie die Restriktionsenzyme gemäß den Richtlinien des Herstellers. Zum Beispiel wird die Doppelverdauungsreaktion Kpn I- Xba I bei 80 ° C für 5 min inaktiviert. </li></ol></li><li> Mischen Sie den Einsatz: Vektor-DNA bei einer volumetrischen RatiO von 3: 1. Befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers für eine Ligationsreaktion. Benutzen Sie schnell Ligationsenzyme, wenn möglich (lassen Sie die Reaktion bei 25 ° C für 10 min). HINWEIS: In der Regel ist die DNA-Konzentration nach der Reinigung unter Verwendung der Kits gut genug für die Verdauung und Ligationsreaktionen. Zum Beispiel fügen Sie 6 μl rpoD DNA ( Kpn I- Xba I, 150 ng / μL), 3 μl pUC18 DNA ( Kpn I- Xba I, 150 ng / μL), 10 μl 2x Puffer, 1 μl hochreines, hinzu Wasser und 1 &amp; mgr; l T4-DNA-Ligase. Lassen Sie die Ligationsreaktion bei 25 ° C für 10 min. </li><li> Verwandeln Sie das E. coli DH5 &amp; agr; mit 2-4 &amp; mgr; l der Ligationsreaktion, wie in den ergänzenden Materialien beschrieben. Stellen Sie die transformierten Zellen in feste LB / Amp / X-gal / IPTG-Platten. Lassen Sie die Teller über Nacht bei 37 ° C. </li><li> Wählen Sie weiß gefärbte Transformanten E. coli Kolonien und streifen sie auf eine neue LB / Amp Platte. Lassen Sie die Teller über Nacht bei 37 ° C/ Li&gt; <li> Führen Sie eine Kolonie-PCR, um Kandidaten für die Sequenzierung der Reaktion zu wählen, wie in den ergänzenden Materialien beschrieben. Extrakt Plasmid-DNA aus Kandidaten. Alternativ, Digest-Kandidaten-Plasmid-DNA mit den gleichen Restriktionsenzymen, die für die Klonierung der Inserts verwendet wurden. </li><li> Sequenzkandidatenkonstruktionen mit einem Sequenzdienstleister 10 . Montieren Sie die Sequenz in Silico unter Verwendung eines DNA-Assemblers 11 ( Abbildung 1 , Schritt 5). </li></ol></li><li> Plasmidstörung durch PCR, gefolgt von Restriktionsenzymverdauung. <ol><li> Design in Silico- Vorwärts- und Reverse-Oligonukleotiden an Bruchregionen für Wildtyp- und AmpR- Gene. Ersetzen Sie in silico das Wildtyp-Fragment für seine entsprechende Synonym-DNA-Sequenz (erhalten in Schritt 1.4). HINWEIS: Diese Synonym-DNA-Sequenz enthält eine Restriktionsenzym-Site. Vorwärts- und umgekehrte Oligonukleotide überlappen bei tEr Restriktionsenzym-Stelle. Oligonukleotide sollten von 21-27 Nukleotiden reichen, mit einem Cytosin oder Guanin enden und eine Restriktionsenzym-Stelle enthalten. Ein Vorwärts-Oligonukleotid hat die gleiche Sequenz wie seine Zielregion auf der Matrizen-DNA. Ein umgekehrtes Oligonukleotid ist die umgekehrte komplementäre Sequenz des Zielbereichs auf der Matrizen-DNA. </li><li> Verwenden Sie die beiden Wildtyp-Genkonstruktionen als DNA-Matrize für PCR-Reaktionen ( zB pUC18 rpoD und pUC18 sigA ). Erhalten Sie zwei komplementäre Teile jeder Konstruktion (pUC18 rpoD σ1-σ2, pUC18 rpoD σ3-σ4, pUC18 sigA σ1-σ2 und pUC18 sigA σ3-σ4) ( Abbildung 1 , Schritt 6). </li><li> Laden Sie DNA-Proben in ein Agarosegel 1-1.2% [w / v]. Trennen Sie die PCR-Produkte aus der DNA-Matrize durch Elektrophorese ( zB 110 V für 1 h). Alternativ, verdauen Sie die PCR-Reaktionen mit Dpn I, um die DNA-Vorlage zu brechen. HINWEIS : DpnI-Enzym erkennt nur methylierte DNA-Sequenzen (5&#39;-GATC-3 &#39;). <ol><li> Reinigen Sie die Proben mit einem DNA-Reinigungskit. Befolgen Sie die Richtlinien des Herstellers. </li></ol></li><li> Verdoppeln Sie alle komplementären DNA-Fragmente mit den entsprechenden Restriktionsenzymen gemäß den Anweisungen des Herstellers. Verwenden Sie schnell-digest Restriktionsenzyme, wenn möglich. Zum Beispiel verdoppeln Sie das pUC18rpoDσ1-σ2-DNA-Fragment mit Afl II und Spe I mit dem Protokoll des Herstellers. Die Verdauungsreaktion bei 37 ° C für 15 min ablassen. </li><li> Inaktivieren Sie die Restriktionsenzyme gemäß den Richtlinien des Herstellers. Zum Beispiel wird Afl II- Spe I bei 80 ° C für 20 min inaktiviert. </li></ol></li><li> Plasmidrückgewinnung unter Verwendung von DNA-Ligation und bakterieller Transformation. <ol><li> Mischen Sie die richtigen DNA-Fragmente in einem volumetrischen 1: 1-Verhältnis, um das gewünschte chimäre Gen zusammenzusetzen ( Abb1, Schritt 7). HINWEIS: Auf diese Weise wird die Integrität des ampR- Gens wiederhergestellt, wodurch ein funktionelles Protein erzeugt wird. <ol><li> Zum Beispiel werden 4 μl pUC18 rpoD σ1-σ2 DNA (verdaut mit Afl II- Spe I, 150 ng / μL), 4 μl pUC18 sigA σ3-σ4 DNA ( Afl II- Spe I, 150 ng / μL) 10 &amp; mgr; l 2 × Puffer, 2 &amp; mgr; l ultrareines Wasser und 1 &amp; mgr; l T4-DNA-Ligase; Die DNA-Konzentration nach der Kit-Reinigung ist gut genug für die Verdauung und die anschließende Ligation. Lassen Sie die Ligationsreaktion bei 25 ° C für 10 min. </li></ol></li><li> Transformieren Sie E. coli DH5 &amp; agr; mit 3-5 &amp; mgr; l der Chimärenanordnung Ligationsreaktion (Ergänzungsmaterialien). Die Transformanten in LB / Amp / X-gal / IPTG-Platten über Nacht bei 37 ° C über Nacht wachsen lassen. </li><li> Wählen Sie weiß gefärbte Transformanten E. coli Kolonien und streifen sie auf eine neue LB / Amp Platte. Lassen Sie die Teller über Nacht bei 37° C </li><li> Führen Sie eine Kolonie-PCR aus, um Kandidaten für eine Sequenzierungsreaktion auszuwählen, wie in den ergänzenden Materialien beschrieben. Visualisierung von Banden in einem 1: 2% (w / v) Agarosegel durch Durchführung der Elektrophorese (beschrieben in Schritt 2.3.2.1). </li><li> Wachsen Kulturen von positiven Kandidaten. Extrahieren Sie Plasmid-DNA aus ihnen unter Verwendung eines Plasmid-DNA-Reinigungskits. </li></ol></li></ol> 2. Sequenzkandidaten Chimäre Konstruktionen <ol><li> Stellen Sie sicher, dass die Qualität der Plasmid-DNA für die Sequenzierungsreaktion gut genug ist, indem Sie Richtlinien des Sequenzdienstanbieters befolgen. Extrahieren von DNA unter Verwendung von Reinigungskits. Zum Beispiel, auf der Internetseite des Sequenzdienstleisters, besonderes Augenmerk auf die empfohlene DNA-Konzentration für die Proben. Erhalten Sie die Konzentration der Proben mit einem DNA-Quantifizierungsinstrument. </li><li> Sequenzkandidaten chimäre Konstruktionen mit einem Sequenzierungsdienstleister 10 . </li><li> Montieren se<html> Quencing liest mit einem in silico DNA assembler 11 . </li><li> Ausgerichtet versus in silico- entworfenen chimären Sequenzen unter Verwendung von Sequenz-Ausrichtungswerkzeugen 9 , 12 . Vergewissern Sie sich, dass das chimäre Gen erfolgreich verschmolzen wurde. </li></ol> 3. Vorbereitung machen HINWEIS: Alle Schritte, die lebende Zellen beinhalten, sollten in einer sauberen laminaren Strömungshaube mit dem Bunsenbrenner durchgeführt werden. <ol><li> Herstellung von E. coli DH5α-kompetenten Zellen. <ol><li> Um E. coli- kompetente Zellen zu produzieren, folgen den veröffentlichten Protokollen 13 oder sehen die Ergänzungsmaterialien . Alternativ verwenden Sie handelsübliche, kompetente Zellen. </li></ol></li><li> Transformieren von E. coli DH5α-kompetenten Zellen. <ol><li> Für die chemische Umwandlung von E. coli- Kulturen folgen die veröffentlichten ProtokolleClass = &quot;xref&quot;&gt; 13 oder siehe Ergänzungsmaterialien . Alternativ kann man Elektroporation zur Bakterienumwandlung verwenden. Wenn handelsübliche kompetente Zellen verwendet werden, folgen Sie den Richtlinien des Herstellers. </li></ol></li><li> Reinigende Genom- und Plasmid-DNA aus E. coli DH5α. <ol><li> Führen Sie die Nucleinsäureextraktion, wie in den Ergänzungsmaterialien angegeben , unter Verwendung von handelsüblichen Kits oder nach veröffentlichten Protokollen 13 durch . </li></ol></li><li> Führen Sie Kolonie PCR. <ol><li> Verwenden Sie diese Technik, um Kandidaten-Transformanten-Kolonien für die nachfolgende Sequenzierungsreaktion zu identifizieren. HINWEIS: Diese Methode stellt keine abschließende Überprüfung der Integrität der Sequenzen dar. Eine detaillierte Beschreibung dieser Technik gibt es in den Ergänzungsmaterialien . </li></ol></li><li> Vorbereitung der Lösungen. <ol><li> Sehen <sTrong&gt; Tabelle 1 für weitere Informationen zur Lösungsvorbereitung. </li></ol></li><li> Laden Sie die für das CAPRRESI-Protokoll benötigten Skripts und Sequenzdateien herunter. <ol><li> Laden Sie Genbank-Dateien mit der vollständigen Genomsequenz der gewünschten Spezies, extrahieren Sie die DNA-Sequenz des ausgewählten Gens mit einem Genom-Browser und speichern Sie sie im Fasta-Dateiformat. Laden Sie die für das CAPRRESI-Protokoll benötigten Perl-Skripte herunter. Speichern Sie die Scripts und die Sequenzdateien im selben Verzeichnis. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

CAPRRESI wurde als Alternative zum PRM 2 konzipiert . Die ursprüngliche PRM ist eine leistungsfähige Technik; Es ermöglicht die Verschmelzung von DNA-Sequenzen entlang eines beliebigen Teils der ausgewählten Gene. Für PRM sollten Wildtyp-Gene in das gleiche Plasmid kloniert werden. Danach werden Oligonukleotide innerhalb von Wildtyp- und Antibiotika-Resistenzgenen, die auf dem Plasmid gefunden wurden, entworfen. Die Plasmidstörung wird durch PCR unter Verwendung von stumpfendigen, hochauflösenden...

Die chimäre Gen-Assemblierung wurde in der Molekularbiologie weit verbreitet, um die Proteinfunktion und / oder für biotechnologische Zwecke zu erhellen. Es gibt verschiedene Verfahren zum Fixieren von Genen, wie etwa die überlappende PCR-Produktverstärkung 1 , die Plasmidrückgewinnung 2 , die homologe Rekombination 3 , die CRISPR-Cas9-Systeme 4 , die ortsgerichtete Rekombination 5 und die Gibson-Anordnung 6 . Jeder von ihnen bietet verschiedene technische Vorteile. Zum Beispiel die Flexibilität der überlappenden PCR-Konstruktion, die in vivo Auswahl von Konstruktionen während der Plasmid-Wiedergewinnung oder die hohe Effizienz von CRISPR-Cas9- und Gibson-Systemen. Auf der anderen Seite können einige Schwierigkeiten auftreten, während einige dieser Methoden durchgeführt werden; Zum Beispiel beruhen die ersten beiden Ansätze auf stumpfendigen DNA-Fragmenten, und die Ligation dieser Art von Produkten könnte technisch anspruchsvoll im Vergleich zu Stic seinKy-ended ligation. Die ortsgerichtete Rekombination kann Spuren von zusätzlichen DNA-Sequenzen (Narben) auf dem Original hinterlassen, wie im Cre- loxP- System 5 . CRISPR-Cas9 kann manchmal auch andere Genomregionen zusätzlich zum Zielort 4 modifizieren. Hier stellen wir eine Chimären-Assemblierung durch Plasmid-Wiedergewinnung und Restriktionsenzym-Insertion (CAPRRESI) vor, ein Protokoll zum Fixieren von Protein-kodierenden Genen, das die Plasmid-Recovery-Methode (PRM) mit der Insertion von Restriktionsenzymstellen auf Synonym-DNA-Sequenzen kombiniert, wodurch die Ligationseffizienz erhöht wird . Um die Aminosäuresequenz-Integrität zu gewährleisten, werden Restriktionsenzymstellen auf Synonym-DNA-Sequenz-Strecken eingefügt. Zu den Vorteilen von CAPPRESI gehören, dass es mit gewöhnlichen Laborreagenzien / -werkzeugen ( z. B. Enzymen, kompetenten Zellen, Lösungen und Thermocyclern) durchgeführt werden kann und dass es schnelle Ergebnisse liefern kann (wenn die entsprechenden Enzyme verwendet werden). Unter Berufung auf BeschränkungEnzym-Stellen, die aus Synonym-DNA-Sequenzen hervorgehen, können die Auswahl der exakten Fusionspunkte innerhalb der interessierenden Proteine ​​einschränken. In solchen Fällen sollten Zielgene unter Verwendung von überlappenden Oligonukleotiden fusioniert werden, und Restriktionsenzymstellen sollten auf das Resistenzgen des Vektors insertiert werden. CAPRRESI besteht aus sieben einfachen Schritten ( Abbildung 1 ): 1) Auswahl des Klonierungsvektors, pUC18 oder pUC19 6 ; 2) bei der Silico- Analyse der zu fusionierenden Wildtyp-Sequenzen; 3) Auswahl von Bruchregionen zur Chimärenanordnung und Plasmidstörung; 4) in der Silico- Erzeugung von Synonym-DNA-Sequenzen, die Restriktionsenzymstellen enthalten; 5) unabhängiges Klonieren der Wildtyp-Gene in das ausgewählte Plasmid; 6) Plasmidstörung durch PCR, gefolgt von Restriktionsenzymverdauung; Und 7) Plasmid-Wiedergewinnung unter Verwendung von DNA-Ligation und Bakterien-Transformation. Chimäre Gene, die durch diese Technik hergestellt wurden, sollten überprüft werdenIth Sequenzierung. Die pUC18 / 19-Vektoren bieten technische Vorteile für die Klonierung und Chimärenmontage, wie z. B. kleine Größe ( dh 2.686 Basenpaare), hohe Kopienzahl, vorteilhafte Sequenzreaktionsmerkmale und kommerzielle Verfügbarkeit 7 . Hier wurde ein Escherichia coli- Wirt verwendet, um die Chimären zu montieren und zu behandeln, weil Bakterienkulturen billig sind und schnell wachsen. Angesichts dieser Tatsache wird die anschließende Klonierung der Fusionsfragmente in die endgültigen Zielplasmide benötigt ( zB Expressionsvektoren als pRK415 in Bakterien oder pCMV in Säugetierzellen). CAPRRESI wurde auf die Verschmelzung von zwei primären Sigma-Faktor-Genen getestet: E. colirpoD und Rhizobium etlisigA . Primäre Sigma-Faktoren sind RNA-Polymerase-Untereinheiten, die für die Transkriptionsinitiierung verantwortlich sind, und sie bestehen aus vier Domänen ( dh σ1, σ2, σ3 und σ4) 8 . Die Aminosäuresequenz lengtH von von rpoD und sigA kodierten Proteinen sind 613 bzw. 685. RpoD und SigA teilen 48% Identität (98% Deckung). Diese primären Sigma-Faktoren wurden in zwei komplementäre Fragmente zwischen den Regionen σ2 und σ3 aufgeteilt. Zwei chimäre Gene wurden nach diesem Entwurf zusammengesetzt: Chimäre 01 (RpoDσ1-σ2 + SigAσ3-σ4) und Chimäre 02 (SigAσ1-σ2 + RpoDσ3-σ4). DNA-Fusionsprodukte wurden durch Sequenzierung verifiziert.

<table><tbody><tr><td>Platin-Taq-DNA-Polymerase High Fidelity</td><td>Thermo Fisher 11304011</td><td></td><td>Erzeugt eine Mischung aus stumpfen/3'-A-überhängenden PCR-Produkten</td></tr><tr><td>Hochreines Plasmid-Isolationskit</td><td>Roche</td><td>11754785001</td><td>Wird für alle Plasmidaufreinigungsreaktionen verwendet</td></tr><tr><td>Aufreinigungskit für hochreine PCR-Produkte</td><td>Roche</td><td>11732676001</td><td>Wird für alle PCR-Aufreinigungsreaktionen aus Agarosegelen verwendet</td></tr><tr><td>AflII-Restriktionsenzym</td><td>New England Biolabs</td><td>R0520L</td><td>Erkennt die Sequenz 5'-CTTAAG-3' und schneidet bei 37 &deg; C</td></tr><tr><td>KpnI-HF Restriktionsenzym</td><td>New England Biolabs</td><td>R3142L</td><td>Erkennt die Sequenz 5'-GGTACC-3' und schneidet bei 37 &de; C</td></tr><tr><td>SpeI-HF Restriktionsenzym</td><td>New England Biolabs</td><td>R3133L</td><td>Erkennt die Sequenz 5'-ACTAGT-3' und schneidet bei 37 > C</td></tr><tr><td>XbaI-Restriktionsenzym</td><td>New England Biolabs</td><td>R0145L</td><td>Erkennt die Sequenz 5'-TCTAGA-3' und schneidet bei 37 &deg; C</td></tr><tr><td>Ampicillin Natriumsalz</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A0166-5G</td><td>Antibiotika</td></tr><tr><td>Nalidixinsäure</td><td>Sigma Aldrich</td><td>N8878-5G</td><td>Antibiotika</td></tr><tr><td>Hefeextrakt</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Y1625-1KG</td><td>Bakterielle Zellkultur</td></tr><tr><td>Kasein Pepton</td><td>Sigma Aldrich</td><td>70171-500G</td><td>Bakterielle Zellkultur</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9888-1KG</td><td>Natriumchlorid</td></tr><tr><td>Agar</td><td>Sigma Aldrich</td><td>05040-1KG</td><td>Bakterielles Zellkultur</td></tr><tr><td>XbaI Restriktionsenzym</td><td>Thermo Fisher</td><td>FD0684</td><td>Schnellverdau XbaI Enzym</td></tr><tr><td>KpnI Restriktionsenzym</td><td>Thermo Fisher</td><td>FD0524</td><td>Schnellverdau KpnI Enzym</td></tr><tr><td>Quick Ligation Kit</td><td>New England Biolabs</td><td>M2200S</td><td>Fast DNA Ligation Kit</td></tr><tr><td>AflII Restriktionsenzym</td><td>Thermo Fisher</td><td>FD0834</td><td>Fast digest AflII enzym</td></tr><tr><td>SpeI Restriktionsenzym</td><td>Thermo Fisher</td><td>FD1253</td><td>Fast digest SpeI enzyme</td></tr></tbody></table>

caprresi: chimären assembly durch plasmid recovery und restriktion enzym site insertion

CAPRRESI: Chimera Assembly by Plasmid Recovery and Restriction Enzyme Site Insertion

Hier präsentieren wir die Chimären-Assemblierung durch Plasmid-Wiedergewinnung und Restriktionsenzym-Insertion (CAPRRESI). CAPRRESI profitiert von vielen Stärken der ursprünglichen Plasmid-Wiedergewinnungsmethode und führt eine Restriktionsenzym-Verdauung ein, um DNA-Ligationsreaktionen zu erleichtern (erforderlich für die Chimären-Assemblierung). Für dieses Protokoll klonieren Benutzer Wildtyp-Gene in das gleiche Plasmid (pUC18 oder pUC19). Nach der in Silico- Selektion von Aminosäuresequenzregionen, in denen Chimären zusammengesetzt werden sollen, erhalten die Benutzer alle Synonym-DNA-Sequenzen, die sie codieren. Ad-hoc Perl-Skripte ermöglichen es Benutzern, alle Synonym-DNA-Sequenzen zu bestimmen. Nach diesem Schritt sucht ein anderes Perl-Skript nach Einschränkungsenzytsites auf allen Synonym-DNA-Sequenzen. Diese in der Silico- Analyse wird auch unter Verwendung des Ampicillin-Resistenzgens ( ampR ), das auf pUC18 / 19-Plasmiden gefunden wurde, durchgeführt. Benutzer entwickeln Oligonukleotide in Synonymregionen, um Wildtyp- und AmpR- Gene durch PCR zu stören. Nach obtAining und reinigen komplementäre DNA-Fragmente, Restriktionsenzym-Verdauung wird erreicht. Die Chimärenanordnung wird durch Ligieren geeigneter komplementärer DNA-Fragmente erreicht. PUC18 / 19-Vektoren sind für CAPRRESI ausgewählt, weil sie technische Vorteile wie kleine Größe (2.686 Basenpaare), hohe Kopienzahl, vorteilhafte Sequenzierungsreaktionsmerkmale und kommerzielle Verfügbarkeit bieten. Die Verwendung von Restriktionsenzymen für die Chimärenanordnung eliminiert die Notwendigkeit von DNA-Polymerasen, die stumpfendige Produkte ergeben. CAPRRESI ist eine schnelle und kostengünstige Methode zur Fusion von Protein-kodierenden Genen.

Abbildung 1 zeigt CAPRRESI. Unter Verwendung dieses Verfahrens wurden zwei chimäre Gene durch Austausch der Domänen von zwei bakteriellen primären Sigma-Faktoren ( dh E. coli RpoD und R. etli SigA) zusammengesetzt. Die DNA-Sequenzen der rpoD- und sigA- Gene wurden unter Verwendung des Artemis Genome Browser 14 aus den GenBank-Genom-Dateien NC_000913 bzw. NC_007761 erhalten. Die DNA-Sequenz des pUC18-Vektors wurd...

Hier präsentieren wir die Chimären-Assemblierung durch Plasmid-Wiedergewinnung und Restriktionsenzym-Insertion (CAPRRESI), ein Protokoll, das auf der Insertion von Restriktionsenzymstellen in Synonym-DNA-Sequenzen und funktionelle Plasmid-Recovery basiert. Dieses Protokoll ist eine schnelle und kostengünstige Methode zum Fixieren von Protein-kodierenden Genen.

CAPRRESI: Chimären Assembly durch Plasmid Recovery und Restriktion Enzym Site Insertion

Here, we present chimera assembly by plasmid recovery and restriction enzyme site insertion (CAPRRESI). CAPRRESI benefits from many strengths of the ...

Dieses Video demonstriert ein Verfahren namens Chimera-Assembly durch Plasmid-Recovery und Insertion von Restriktionsenzym-Schnittstellen, oder CAPRRESI, bei dem zwei chimäre Gene erzeugt werden, indem spezifische Restriktionsenzym-Schnittstellen in synonyme DNA eingefügt und anschließend die DNA-Sequenzen geschnitten und vertauscht werden. Bei CAPRRESI werden zunächst die Wildtyp-Gene des Interesses in die multiplen Klonierungsstellen desselben Vektors eingefügt. Danach werden Bruchregionen für jedes Gen mit derselben Aminosäuresequenz ausgewählt, und die Bruchregion für das Ampicillin-Resistenzgen wird bestimmt.Perl-Skripte werden verwendet, um Synonym-Sequenzen zu bestimmen, die Restriktionsstellen für jeden Bruchbereich enthalten. Unter Verwendung speziell entworfener Oligos wird eine PCR durchgeführt, um vier komplementäre Teile zu erzeugen, die synonyme DNA mit den gewünschten Restriktionsenzymstellen enthalten. Die resultierenden PCR-Produkte werden gereinigt, verdaut und anschließend ligiert, um eine chimäre Sequenz zu erzeugen.Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie Gensonden ermöglicht. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Molekularbio

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Eine schnelle und effiziente Methode, um Fremd-DNA von Interesse in vorgefertigte Akzeptor Stämme, sogenannte Landing-Pad-Stämme, die Integration beschrieben wird. Das Verfahren erlaubt eine ortsspezifische Integration eines DNA-Kassette in die gentechnisch Landeplatz Ort einer gegebenen Dehnung, durch Konjugation und Expression des ΦC31 Integrase.

Site-spezifische bakterielle Chromosom Engineering: ΦC31 Integrase vermittelte Cassette Exchange (IMCE)

Chromatin Interaction Analysis von Paired-End-Tag-Sequenzierung (Chia-PET) ist eine Methode...

Chromatin Interaction Analysis gepaart mit End-Tag-Sequenzierung (Chia-PET) zur Abbildung von Chromatin-Wechselwirkungen zu verstehen und Transkriptionsregulation

Gen-Targeting-Methoden können verwendet werden, um transgene Mäuse mit Knockout-, Knock-in- und getaggten Allelen zu erzeugen.  Hier beschreiben wir eine verbesserte Methode der Rekombination in E. coli, die wir als "Subklonierung plus Insertion" bezeichnen und die zur schnellen Generierung benutzerdefinierter Gen-Targeting-Vektoren verwendet werden kann.

Subklonierung Plus-Insertion (SPI) - A Novel Recombineering Verfahren zur schnellen Bau der Gene Targeting Vektoren

Die Synthese von benutzerdefinierten Plasmiden ist arbeits- und zeitaufwendig. Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung der Gibson-Assemblierungsklonierung, um den Aufwand und die Dauer des individuellen DNA-Klonierungsverfahrens zu reduzieren. Das beschriebene Protokoll produziert auch zuverlässige getaggte Proteinkonstrukte für die Expression von Säugetieren zu ähnlichen Kosten wie die traditionelle Cut-and-Paste-DNA-Klonierung.

Erzeugung von Plasmid-Vektoren, die FLAG-markierten Proteine ​​Nach der Verordnung der Menschen Elongation Factor-1α Promoter Mit Gibson Assembly

Das Einbringen mehrerer genomischer Veränderungen in Cyanobakterien ist ein wesentliches Werkzeug bei der Entwicklung von Stämmen für industrielle und Grundlagenforschungszwecke. Wir beschreiben ein System zur Generierung unmarkierter Mutanten in der Modell-Cyanobakterienspezies Synechocystis sp. PCC6803 und markierten Mutanten in Synechococcus sp. PCC7002.

Erzeugung von Marked und Markerless Mutants in Modell Cyanobakterienarten

Strukturell verwandte Proteine üben häufig unterschiedliche biologische Funktionen. Der Austausch von äquivalenten Regionen dieser Proteine um Chimären Proteinen zu schaffen stellt einen innovativen Ansatz zur kritischen Protein Regionen zu identifizieren, die für ihre funktionale Divergenz verantwortlich sind.

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Hier wird eine Methode zur gezielten, markerlosen Genlöschung bei Chlamydia trachomatis mit Floxed Cassette Allelic Exchange Mutagenese, FLAEM beschrieben.

Markerless Gene Deletion von Floxed Cassette Allelic Exchange Mutagenesis in Chlamydia trachomatis

Das Ziel dieses Protokolls ist es, eine detaillierte, schrittweise Anleitung für die Montage von Multi-Gen-Konstrukten mit dem modularen Klonsystem auf Basis des Golden Gate Klonens bereitzustellen. Es gibt auch Empfehlungen zu kritischen Schritten, um eine optimale Montage auf der Grundlage unserer Erfahrungen zu gewährleisten.

Schnelle Montage von Multi-Gen-Konstrukten mit modularem Golden Gate Klonen

CRISPR-Cas-Systeme und Anti-CRISPR-Proteine wurden in das Schema der Booleschen Gates in Saccharomyces cerevisiae integriert. Die neuen kleinen Logikschaltkreise zeigten eine gute Leistung und vertieften das Verständnis sowohl von dCas9/dCas12a-basierten Transkriptionsfaktoren als auch von den Eigenschaften von Anti-CRISPR-Proteinen.

Digitale Genschaltkreise auf Basis von CRISPR-Cas-Systemen und Anti-CRISPR-Proteinen

Die AviTag-spezifische standortbeschränkte Beleuchtungsverstärkte Biotinylierung (ALIBi) ist eine neuartige optogenetetisch aktivierte Methode, die zur Markierung und Affinitätsreinigung subzellulärer Populationen von Ribosomen für die nachgelagerte Sequenzierung und proteomische Analyse entwickelt wurde.

Isolierung subzellulärer Ribosom-Subpopulationen basierend auf rekombinanten, peptid-tag-spezifischer, ortsbeschränkter Beleuchtungsverstärkter Biotinylierung

Die In-vivo-Assemblierung ist eine ligationsunabhängige Klonierungsmethode, die auf intrinsischen DNA-Reparaturenzymen in Bakterien beruht, um DNA-Fragmente durch homologe Rekombination zusammenzusetzen. Dieses Protokoll ist sowohl zeit- als auch kosteneffizient, da nur wenige Reagenzien benötigt werden und die Klonierungseffizienz bis zu 99 % betragen kann.

Verwendung von In-vivo-Assemblierung für den hocheffizienten Plasmidbau

Erfahren Sie die CAPRRESI-Methode zur schnellen und kostengünstigen Erzeugung chimärer Gene durch Insertion von Restriktionsenzymstellen in synonyme DNA-Sequenzen. Diese Technik erleichtert Genfusionen in der molekularen Biologie.

CAPRRESI: Chimären Assembly durch Plasmid Recovery und Restriktion Enzym Site Insertion

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