Wiederholte Messung der Atemmuskelaktivität und Ventilation in Mausmodellen von neuromuskulären Erkrankungen

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, die Aktivität der Atemmuskulatur und die Beatmung während des gesamten Krankheitsverlaufs wiederholt zu messen. Nach der chirurgischen Implantation wird ein Telemetriegerät mit Elektromyographie-Elektroden in ausgewählte Muskeln eingeführt. Mit dieser Methode lassen sich wichtige Fragen beantworten, wie die akzessorische Atemmuskulatur eine beeinträchtigte Zwerchfellfunktion nach einer Erkrankung oder Verletzung kompensiert.

Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass die Beatmung und die Aktivität der Atemmuskulatur während des gesamten Krankheitsverlaufs an ein und derselben sich frei verhaltenden Maus gemessen werden können. Diese Methode kann Einblicke in die Diagnose und Behandlung von ALS geben, kann aber auch auf andere Modelle von neuromuskulären Erkrankungen oder Rückenmarksverletzungen angewendet werden. Beginnen Sie mit der Vorbereitung der EMG-Elektroleitungen.

Verwenden Sie eine Schere, die für den Umgang mit Drähten reserviert ist, um die distalen Elektroden so zu kürzen, dass etwa drei Zentimeter Elektrode vorhanden sind, um den Zielmuskel zu erreichen. Drehen Sie dann mit einem Skalpell 0,5 Zentimeter der Kunststoffabdeckung ab, ohne den Draht selbst zu durchtrennen. Verwenden Sie dann Drahtbearbeitungswerkzeuge, um die Enden der Leitungen auf das Vier- oder Fünffache ihrer ursprünglichen Länge zu dehnen.

Schneiden Sie den freiliegenden Draht der Leitungen so ab, dass sie 0,5 Zentimeter lang sind. Bereiten Sie dann Bleikappen vor, um die Drahtenden abzudecken, indem Sie 0,25 Zentimeter lange Röhrchen von der zuvor entfernten Kunststoffhülle abschneiden. Nachdem Sie die Maus betäubt haben, führen Sie eine Zehenkneifung und eine Schwanzkneifung durch, um sicherzustellen, dass die Maus durch das Fehlen einer Reaktion vollständig betäubt ist.

Übertragen Sie dann die Maus in die Operationseinrichtung und platzieren Sie den Nasenkonus, um die Anästhesie während der Operation aufrechtzuerhalten. Tragen Sie Gleitgel mit Augensalbe auf, um ein Austrocknen der Augen während der Operation zu verhindern. Befestigen Sie die Zehennägel ipsilateral an der Operationsstelle, um die Wahrscheinlichkeit zu verringern, dass die Maus während des Heilungsprozesses die Elektroden herauszieht oder Wunden durch Kratzer verursacht.

Rasieren Sie die Maus, um eine Operationsstelle zwischen Ohr und Schulter freizulegen. Dann abwechselnd die Operationsstelle abtupfen, zuerst mit Desinfektionsmittel und dann mit Isopropanol. Um mit der Implantation zu beginnen, ziehen Sie die Vordergliedmaße in Richtung des ipsilateralen Fußes, um das Schulterblatt kaudal zu verschieben und einen chirurgischen Zugang zu den Skalen- und Trapezmuskeln zu ermöglichen.

Verwenden Sie eine stumpf-gebogene Pinzette, um die Vorderpfote ipsilateral zur Operationsstelle zurückzuhalten, und kleben Sie die Pfote fest. Nachdem Sie ein frisches Paar OP-Handschuhe angezogen haben, verwenden Sie das Skalpell, um einen zwei Zentimeter langen schrägen Schnitt zwischen Schulter und Ohr zu machen. Ziehen Sie dann mit 2 Laminektomie-Zangen in jeder Hand das Fettpolster zurück und spreizen Sie die Trapezmuskeln und Platysmamuskeln, um die Faszie freizulegen, die den Sternocleidomastoideus- und den Skalenmuskel bedeckt.

Verwenden Sie den hellen M. sternocleidomastoideus und den Nervus phrenicus als Orientierungspunkte, um die Musculus scalene zu identifizieren. Es ist zu beachten, dass der Nervus phrenicus parallel zu den Musculus scalene verläuft, während der Sternocleidomastoideus inferior liegt. Die Schuppenmuskulatur verläuft schräg von den Halswirbeln bis zu den Rippen unter dem Trapezmuskel.

Biopotentialableitungen werden in den vorderen Skalenmuskel eingeführt, der als der Muskel identifiziert werden kann, der neben dem Nervus phrenicus verläuft. Machen Sie dann eine Tasche für den Sender, indem Sie die Spitzen der Gewebetrennschere unter die Haut der Maus stecken und verteilen, bis eine Tasche entsteht, die etwas größer als die Breite des Senders ist. Spülen Sie die Tasche mit warmer, steriler Kochsalzlösung.

Führen Sie dann den Sender mit der flacheren Seite gegen den Muskel ein. Positionieren Sie den Sender so, dass er flach liegt und die Drähte aus der Tasche herausragen, parallel zueinander und nicht verdreht. Führen Sie die Elektroden vom Sender zu den Skalen- und Trapezmuskeln, so dass die beiden Sätze der Biopotentialelektroden flach und parallel zueinander liegen.

Verwenden Sie anschließend die Laminektomiezange, um die vordere Skalen von den umgebenden Muskeln zu trennen. Führen Sie dann eine 25-Gauge-Nadel senkrecht zu den Muskelfasern durch den Skalenmuskel ein. Führen Sie eine Elektrode in die Spitze der Nadel ein und ziehen Sie dann die Nadel aus dem Muskel, wobei Sie die in den Muskel eingeführte Elektrode bis zur Isolierung des Drahtes zurücklassen.

Notieren Sie, welche farbigen Elektroden in welchen Muskel eingeführt werden. Tragen Sie einen Tropfen Cyanacrylatkleber auf eine 21-Gauge-Nadel auf, um das Auftragen des Klebers auf die Elektroden zu erleichtern. Platzieren Sie dann den Kleber auf dem freiliegenden Ende des Drahtes in der Nähe des Muskels, in dem die Elektrode eingeführt wird.

Schieben Sie die Elektrodenkappe schnell über den Draht, so dass kein Draht zwischen der Elektrodenkappe und dem Muskel freiliegt. Schneiden Sie den überschüssigen Draht distal an der Kappe ab und tragen Sie einen Tropfen Cyanacrylatkleber auf das Ende der Bleikappe und des Drahtes auf. Geben Sie dem Kleber Zeit zum Polymerisieren, bevor er ihn freigibt.

Führen Sie dann die Leitung mit entgegengesetzter Polarität parallel zur ersten in denselben Muskel auf die gleiche Weise ein. Diese Leitung sollte ein bis zwei Millimeter von der ersten Elektrode entfernt sein. Wiederholen Sie den Vorgang, um Elektroden in den Trapezmuskel einzuführen, der sich direkt vor dem Skalenmuskel befindet, wie hier gezeigt.

Überprüfen Sie als nächstes, ob die Drahtleinen fixiert sind und ob die Leinen gerade genug Spiel haben, damit das Tier Körperbewegungen ausführen kann, ohne an den Leinen zu ziehen. Entfernen Sie dann vorsichtig das Klebeband, das die Vordergliedmaße festhält. Ziehe das Fettpolster zurück über den Muskel und bedecke damit die eingeführten Elektroden.

Toupieren Sie dann die Hautlappen wieder zusammen, so dass der Schnitt ausgerichtet ist. Drücken Sie einen Teil der Hautlappen mit einer gebogenen Pinzette zusammen und tragen Sie eine kleine Linie Cyanacrylatkleber entlang dieser Linie auf. Injizieren Sie 0,1 Milliliter Carprofen subkutan, um die postoperativen Schmerzen zu lindern, während das Tier noch unter Narkose steht.

Nehmen Sie das Tier aus dem Nasenkonus und setzen Sie es in einen sauberen Käfig in den vorgewärmten Inkubator, bis das Tier wach ist und sich freiwillig im Käfig bewegt. Legen Sie die Maus für mindestens eine Stunde in die Plethysmographie-Kammer, um sie vor der Aufzeichnung von EMG und Plethysmographie zu akklimatisieren. Schalten Sie den Sender vor der Aufnahme, aber nach der Kalibrierung ein, indem Sie einen starken Magneten in einem Abstand von einem Zoll zum implantierten Tier platzieren.

Ein rotes Licht an der Vorderseite des Empfängers zeigt an, wenn der Sender eingeschaltet ist. Starten Sie die Akquise über das Pulldown-Menü mit der Bezeichnung Akquisition, und wählen Sie Start Acquisition aus. Obwohl die Aufzeichnungsdauer je nach Experiment variieren kann, dauert eine typische Plethysmographie- und EMG-Aufzeichnung ein bis drei Stunden.

Wenn die Erfassung abgeschlossen ist, schalten Sie den Sender mit einem Magneten aus und bringen Sie das Tier in den Heimkäfig zurück. Im Folgenden sind WBP- und EMG-Spuren von Skalen- und Trapezmuskeln von einer präsymptomatischen SOD-1(G93A)-Maus am postnatalen Tag 98 aufgeführt. Zeiträume, in denen das Tier in Ruhe ist, werden für die Analyse verwendet.

Der rote Kasten zeigt EMG-Spuren in Ruhe, bei denen EMG-Anfälle fehlen, was für eine präsymptomatische Maus charakteristisch ist. Spuren außerhalb des roten Kastens zeigen große und unregelmäßige Spitzen in Plethysmographie-Spuren und Muskelaktivitäts- und EMG-Spuren, die typisch sind, wenn sich ein Tier bewegt. Dieses Bild zeigt WBP- und EMG-Spuren des Trapezmuskels von einer symptomatischen SOD-1(G93A)-Maus am 126. postnatalen Tag, wenn ein EMG-Anfall vorliegt, während die Maus in Ruhe ist.

Einmal gemeistert, kann diese Technik in 35 Minuten durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird. Nach diesem Verfahren können implantierte Tiere verwendet werden, um die Wirksamkeit von Arzneimitteln zur Verbesserung der akzessorischen Atemmuskelaktivität in Krankheits- oder Verletzungsmodellen zu beurteilen.