Name: Eine neuartige Methode zur Modellierung chronisch traumatischer Enzephalopathie in Drosophila (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 15 s
Description: Erfahren Sie eine neue Methode zur Modellierung chronisch traumatischer Enzephalopathie bei Drosophila melanogaster. Diese Technik ermöglicht kontrollierte Schlagimpulse auf den Kopf zur Untersuchung neurodegenerativer Mechanismen.

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

1. Montage des Schlaggerätes ( Bild 1 ) <ol><li> Den Kolben aus einer 1 ml Tuberkulinspritze entfernen. Schneiden Sie das Fass auf die 1-ml-Marke. </li><li> Eine Aerosolbarriere (3 mm Höhe x 4 mm Durchmesser) von einer 200 μl Pipettenspitze entfernen und als Impaktor verwenden. Legen Sie den Impaktor in den Spritzenzylinder. Ziehen Sie vorsichtig den Fass, um den Schlagkörper zum Spitzenende zu bewegen, wobei die flache Seite die Düsenöffnung bedeckt. </li><li> Befestigen Sie das Fassspitzenende an Kunststoffschlauch, das mit dem Kohlendioxid (CO 2 ) Durchflussregler einer Drosophila Anästhesiestation verbunden ist. </li><li> Halten Sie den Fass senkrecht und klemmen Sie ihn an einen Standard-Klemmhalterständer, so dass der Impaktor am Boden des Fasses bleibt. </li><li> Ändern Sie eine 200 μl Pipettenspitze, um den Fliegenhalter zu machen. <ol><li> Schneiden Sie 4 mm von der Spitze, um eine Öffnung von 0,8 mm Durchmesser zu machen, so dass nur der Fliegenkopf ausgesetzt werden kann. HINWEIS: Das thoRax und alle anderen Teile des Fliegenkörpers bleiben in der Pipettenspitze. </li></ol></li><li> Ändern Sie eine 1.000 μl Pipettenspitze und eine 1 mL Spritzen-Nadelkappe, um den Stecker herzustellen. <ol><li> 44 mm von der Spitze der Spitze abschneiden. Nehmen Sie eine 6 mm Länge einer 1 mL Spritzen-Nadelkappe und schieben Sie sie fest in das verbleibende Segment der 1.000 μl Pipettenspitze. </li></ol></li></ol> 2. Bedienung des Schlaggerätes <ol><li> Anästhesieren Sie eine einzelne 2-tägige erwachsene weibliche Fliege mit CO 2 auf einem Fliegenkissen. </li><li> Vorsichtig mit einem feinen Pinsel auf den Fliegenhalter übertragen. Tippen Sie sanft auf den Halter, damit der Fliegenkopf außerhalb des Spitzenendes gesehen wird. Wenn der Fliegen-Rüssel außerhalb der Spitze ausgesetzt ist, stecken Sie ihn vorsichtig mit einer abgestumpelten 1-ml-Spritzenadel in die Spitze. HINWEIS: Achten Sie darauf, den Fliegen-Rüssel in der Halterung zu halten. Andernfalls kann die Fliege an einer saugenden Rüsselverletzung sterben. </li><li> Ziehen Sie die Fliege hochMit dem Stecker auf den Spritzenzylinder auftragen, damit der Fliegenkopf nach unten zeigt. </li><li> Den Gasdruck auf 100 kPa einstellen. Stellen Sie den Durchfluss entsprechend dem Experimentdesign ein. </li><li> Schalten Sie den Durchflussregler schnell ein und aus, so dass der Impaktor einmal auf den Fliegenkopf schlägt. </li><li> Heben Sie den Fliegenhalter an und bewegen Sie ihn über ein Fliegenkissen. Den Fliegenhalter umkehren und vorsichtig an die Seite klopfen Lassen Sie die Fliege in einer leeren Ampulle, um sich zu erholen. </li></ol> 3. Video-unterstützte Bewegungsverfolgung <ol><li> Füllen Sie eine Petrischale mit 6 cm Durchmesser mit transparentem Silikon-Elastomer, um die Tracking-Arena zu machen. Lassen Sie einen Abstand von 3 mm zwischen dem Silizium und dem Tellerdeckel, damit die Fliegen frei laufen können, aber nicht fliegen. </li><li> Anästhesieren Sie vier Fliegen aus dem Schein oder der behandelten Gruppe jedes Mal und legen Sie sie in die Arena. Lassen Sie die Fliegen bei 22 ° C für 1 h. </li><li> Positionieren Sie eine Charge-Coupled Device (CCD) Kamera über den Arenen und notieren Sie für 5 min.</li><li> Analysieren Sie die aufgezeichneten Bewegungsbahnen mit Ctrax-Software (frei verfügbar bei Caltech) 16 . Exportieren Sie die verfolgten Daten in einer Programmiersprache (zB Matlab) -kompatibles Format und analysieren Sie die Daten auf der Grundlage der zurückgelegten Strecke pro Rahmen 17 . Berechnen Sie die mittlere Wanderung für jede Fliege und kombinieren Sie sie mit allen anderen aufgezeichneten Fliegen / Gruppe, um eine mittlere kumulative Distanz zu erhalten, die von der Population von Dateien in derselben Gruppe zurückgelegt wird. </li></ol>

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<li>McKee, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+spectrum+of+disease+in+chronic+traumatic+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">The spectrum of disease in chronic traumatic encephalopathy.</a> Brain. 136 (Pt 1), 43-64 (2013).</li>
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<li>Katzenberger, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Drosophila+model+of+closed+head+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">A Drosophila model of closed head traumatic brain injury.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 110 (44), E4152-E4159 (2013).</li>
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<li>Katzenberger, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Method+to+Inflict+Closed+Head+Traumatic+Brain+Injury+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila.</a> J Vis Exp. (e52905), (2015).</li>
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<li>Drobysheva, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+optimized+method+for+histological+detection+of+dopaminergic+neurons+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J+Histochem+Cytochem%22%5BJournal%5D)">An optimized method for histological detection of dopaminergic neurons in Drosophila melanogaster.</a> J Histochem Cytochem. 56 (12), 1049-1063 (2008).</li>
</ol>

Diese Arbeit wurde von der Johns Hopkins University School of Medicine Fakultät Startup Fund an LC unterstützt

Tiermodelle, die CTE-Merkmale, wie neurophysiologische Veränderungen, neuropathologische Kennzeichen und neurobehaviorale Defizite, treu modellieren, sind für die Aufdeckung von Krankheitsmechanismen und für die Entwicklung diagnostischer und therapeutischer Ziele unerlässlich. Es ist verständlich, dass kein Tiermodell einer menschlichen Erkrankung perfekt ist, um alle klinisch relevanten Endpunkte nachzuahmen. Allerdings glauben wir, dass ein robustes CTE-Modell die folgenden drei Anforderungen erfüllen sollte: (1) Die...

Chronische Traumatische Enzephalopathie (CTE) wurde vor kurzem als eine deutliche neurodegenerative Erkrankung, getrennt von anderen Tauopathien wie Alzheimer-Krankheit 1 erkannt. Im Gegensatz zu Alzheimer-Krankheit und anderen üblichen Tauopathien, deren wichtigste Risikofaktoren das Alter und eine Familiengeschichte der Demenz vorantreiben, bedeutet CTE, wie durch seinen Namen angedeutet, eine enge Verbindung mit einer Geschichte des Hirntraumas, die höchstwahrscheinlich bei Sportsportlern, Wie Boxer und Fußballspieler, sowie in Militärveteranen 2 , 3 , 4 , 5 . Es wird angenommen, dass sie durch wiederholte, konkurrierende und unerschütterliche Schläge zum Kopf initiiert wird. Patienten können Symptome und Anzeichen wie kognitive Defizite, Stimmungs- und Verhaltensänderungen und Bewegungsdysfunktion darstellen, die sich mit der Alzheimer-Krankheit signifikant überschneiden, frontotemporalDemenz, Lewy-Körper-Demenz und Parkinson-Krankheit 6 . Im Gegensatz dazu zeigen post-mortem-Untersuchungen des Hirngewebes ein deutliches Muster der hyperphosphorylierten Tau-Akkumulation, die kleine Blutgefäße in den Tiefen der kortikalen Sulci umgibt, ein pathognomonisches Merkmal, das bei den anderen degenerativen Zuständen nicht beobachtet wurde 7 . Allerdings ist bislang wenig über die Pathogenese bekannt, die zu einer Manifestation der Krankheit führt. Dies ist zum großen Teil auf das Fehlen eines treuen Tiermodells zurückzuführen - erst vor kurzem wurden Nagetiermodelle erzeugt 5 , 8 . Diese Modellorganismen haben die Nachteile einer kostenintensiven Versorgung und einer relativ langen Lebensdauer, die sich nicht für neurodegenerative Krankheitsstudien eignen. Im Vergleich zu Säugetier-Pendants sind wirbellose Tiere wie Drosophila eine hervorragende Alternative mit ihrer kostengünstigen Instandhaltung,Umfangreiche Werkzeuge zum Sezieren von genetischen Determinanten und relativ kurzer Lebensdauer 9 . Bemerkenswert ist, dass fliege und menschliche Gehirne evolutionär konservierte molekulare und zelluläre Wege sowie anatomische Ähnlichkeiten 10 , 11 , 12 teilen. Zwei geniale Drosophila- Modelle zur Untersuchung traumatischen Hirnverletzungen wurden bisher 13 , 14 gemeldet. Das erste von Katzenberger und Kollegen entworfene &quot;High Impact Trauma&quot; (HIT) -Gerät enthielt frei bewegende Fliegen in einer Plastikfläschchen, die an das freie Ende einer Metallfeder 13 , 15 gebunden war. Als die Plastikfläschchen aufrecht und freigegeben wurde, schlug sie ein Polyurethan-Pad und verlieh den Fliegen ein Trauma, als sie auf die Fläschchenwand prallten und sich erholten. Im Gegensatz dazu haben Barekat und Kollegen eine andere Auslieferungsmethode entworfenDie Omni Perle Ruptor-24 Homogenisatorplattform 14 . Fliegen wurden mit CO 2 unfähig und in ein 2 mL Schraubverschlussrohr gegeben, das an dem Homogenisator befestigt war und vorprogrammierten Schüttelbedingungen unterworfen wurde. Ein Vorteil der Verwendung des Gewebe-Homogenisatorsystems ist, dass der Experimentator die Intensität der Verletzung, die Dauer der Verletzung und die Anzahl der Verletzungskämpfe modulieren könnte. Allerdings leiden beide Regime den gleichen Nachteil: Primäre Verletzungen des Kopfes werden zufällig in Bezug auf die Auswirkungen Lage und Stärke zugefügt. Darüber hinaus führten beide Methoden zu einer beträchtlichen Mortalität, die durch unvermeidliche Kollateralschäden an anderen Körperteilen und inneren Organen verursacht wurde. Hier beschreiben wir eine neuartige Methode, um mTBI in Fruchtfliegen zu induzieren. Unser Gerät besteht aus einem gasbetriebenen ballistischen Impaktor. Im Vergleich zu den bestehenden Drosophila Modellen 14 , 15 hat unsere Methode den einzigartigen Vorteil, Messungen zu liefernDie nur auf den frei beweglichen Fliegenkopf gerichtet ist, so dass die genaue Steuerung verschiedener Faktoren, wie zB Einflussschwere, das Zeitintervall zwischen den Auswirkungen und die Gesamtzahl der anhaltenden Auswirkungen ermöglicht wird.

<table><tbody><tr><td>Aerosolbarriere</td><td>USA Scientific</td><td>1120-8810</td><td>Verwendung als Impaktor</td></tr><tr><td>200 &#956; L Pipettenspitze</td><td>USA Scientific</td><td>1111-0706</td><td>Zur Verwendung als Fliegenkopfhalter</td></tr><tr><td>1000 &#956; L Pipettenspitze</td><td>USA Scientific</td><td>1122-1830</td><td>Wird als Steckverbinder verwendet</td></tr><tr><td>1 mL Tuberkulinspritze</td><td>Becton Dickinson</td><td>309625</td><td></td></tr><tr><td>60 mm Petrischalen</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875713A</td><td>Wird als Tracking-Arenen</td></tr><tr><td>verwendet Durchflussregler</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-122WC</td><td></td></tr><tr><td>Standard Klemmhalter/Ständer</td><td>EISCO Scientific</td><td>CH0688</td><td></td></tr><tr><td>Feine Bürste</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-204</td><td></td></tr><tr><td>Flypad</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-114</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard Silikon-Elastomer</td><td>Dow Corning</td><td>4019862 CCD-Kamera</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Microsoft&nbsp;</td><td>HD-5000</td><td></td></tr><tr><td>Ctrax Walking Fly Tracker</td><td>Caltech</td><td>Ctrax 0.2.11</td><td></td></tr><tr><td>MATLAB Bildverarbeitungs-Toolbox</td><td>MATLAB</td><td>R2015b</td><td></td></tr></tbody></table>

eine neuartige methode zur modellierung chronisch traumatischer enzephalopathie in<em&gt; drosophila</em

A Novel Method to Model Chronic Traumatic Encephalopathy in Drosophila

Chronische traumatische Enzephalopathie (CTE) ist eine etablierte neurodegenerative Erkrankung, die eng mit der Exposition gegenüber repetitiver milder Traumatischer Hirnverletzung (mTBI) assoziiert ist. Die Mechanismen, die für ihre komplexen pathologischen Veränderungen verantwortlich sind, bleiben trotz eines kürzlichen Konsenses, um die neuropathologischen Kriterien zu definieren, weitgehend schwer. Hier beschreiben wir eine neuartige Methode, um ein Modell des CTE in Drosophila melanogaster ( Drosophila ) zu entwickeln, um die Schlüsselgene und Wege zu identifizieren, die zu der charakteristischen hyperphosphorylierten Tauakkumulation und dem neuronalen Tod im Gehirn führen. Einstellbare Festigkeitsstöße, um eine leichte, verletzte Verletzung zuzufügen, werden direkt an den Fliegenkopf abgegeben, wobei der Kopf einer schnellen Beschleunigung und Verzögerung ausgesetzt wird. Unsere Methode eliminiert die potenziellen Probleme, die mit anderen Drosophila- MTBI-Modellen verbunden sind ( zB kann der Todesfall durch Schäden verursacht werdenAndere Körperteile oder innere Organe). Die weniger arbeits- und kostenintensive Tierpflege, die kurze Lebensdauer und umfangreiche genetische Werkzeuge machen die Fruchtfliegen ideal, um die CTE-Pathogenese zu untersuchen und es möglich zu machen, großflächige, genomweit vorwärts genetische und pharmakologische Bildschirme durchzuführen. Wir gehen davon aus, dass die laufende Charakterisierung des Modells wichtige mechanistische Erkenntnisse über Krankheitsverhütung und therapeutische Ansätze generieren wird.

Um ein CTE-Modell mit erwachsenen Drosophila zu etablieren , haben wir die Wirksamkeit unseres Gerätes bei der Vermeidung einer einzigen geschlossenen Verletzung festgestellt. Um die Variationen in Bezug auf Genotyp, Geschlecht oder Alter zu beseitigen, haben wir im Experiment 2-tägige Canton-S WT weibliche Fliegen verwendet. Wir konnten die Festigkeit des Impaktors leicht kontrollieren, indem wir die Strömungsgeschwindigkeit von CO 2 bei einem konstanten Gasdruck von...

Hier beschreiben wir einen neuen Ansatz, um in Drosophila melanogaster eine geschlossene traumatische Hirnverletzung zuzufügen. Unsere Methode hat den Vorteil, direkt wiederkehrende Stöße mit einstellbarer Kraft auf den Kopf allein zu liefern. Eine weitere Erforschung des wirbellosen Systems wird dazu beitragen, die Pathogenese der chronischen traumatischen Enzephalopathie zu erhellen.

Eine neuartige Methode zur Modellierung chronisch traumatischer Enzephalopathie in<em&gt; Drosophila</em

Chronic Traumatic Encephalopathy (CTE) is an established neurodegenerative disease that is closely associated with exposure to repetitive mild Traumatic ...

Das übergeordnete Ziel dieses neuartigen Verfahrens besteht darin, geschlossene traumatische Hirnverletzungen bei der Fruchtfliege Drosophila zu verursachen, um ein neues Modell für die chronisch traumatische Enzephalopathie zu etablieren. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der chronisch traumatischen Enzephalopathie zu beantworten, beispielsweise wie wiederholte Traumata zur Degeneration von Neuronen führen. Der entscheidende Vorteil dieser Technik liegt darin, dass wiederholte mechanische Einwirkungen mit einstellbarer Stärke direkt auf den Kopf der Fliege ausgeübt werden können, ohne andere Körperteile des Tieres zu schädigen.Die praktische Demonstration dieser Methode ist entscheidend, da die Montage des Geräts und das Beladen mit Fliegen schwierig zu erlernen sind, da der Kopf der Drosophila sehr klein ist und es wichtig ist, den Einfluss ausschließlich auf den Kopf auszuüben. Um die Vorrichtung herzustellen, mit der die Fruchtfliegen betäubt oder geschlagen werden, fertigen Sie zunächst den Aufprallteil der Vorrichtung an. Entfernen Sie den Kolben aus einer ein Milliliter fassenden Polycarbonat-Tuberkulinspritze und schneiden Sie dann den Zylinder an der Ein-Milliliter-Marke ab.Verwenden Sie für einen Impaktor die Aersolbarriere einer 200-Mikroliter-Pipettenspitze. Dieser Impaktor sollte drei Millimeter lang und vier Millimeter im Durchmesser sein. Danach packen Sie den Impaktor mit der flachen Seite zur Düse hin in den Spritzenzylinder.Um eine Kraft zu erzeugen, befestigen Sie den Spritzenzylinder an einem Kohlendioxid-Flussregler. Der Regler muss über einen Ein-Aus-Schalter und eine gute Regelung der Gasflussrate verfügen. Danach wird der Zylinder senkrecht an einem Stativ befestigt, sodass der Impaktor auf den Boden des Zylinders fallen kann.Als Nächstes wird der Fliegenhalter hergestellt. Beginnen Sie mit einer 200 µL-Pipettenspitze. Schneiden Sie die Pipettenspitze fünf Millimeter vom kleinen Ende entfernt ab, um eine Öffnung mit einem Durchmesser von 8 mm zu erhalten.Ein Fliegenkopf passt durch diese Öffnung, aber der Thorax nicht. Stellen Sie abschließend den Halter für die Fliege und die Impaktorvorrichtung her. Schneiden Sie dazu eine 1 ml-Pipettenspitze 44 mm von der kleinen Öffnung entfernt ab.Schneiden Sie als Zweites ein sechs Millimeter langes Stück von der Nadelhülle einer Ein-Milliliter-Spritze ab. Stecken Sie die beiden dann zusammen. Betäuben Sie eine einzelne, zwei Tage alte adulte weibliche Fliege mit Kohlendioxid.Übertragen Sie die Fliege mithilfe eines feinen Pinsels vorsichtig aus dem Kohlendioxid-Pad in den Halter. Klopfen Sie dann sanft auf den Halter, bis der Kopf aus der Öffnung hervorragt. Falls der Rüssel hervorsteht, schieben Sie ihn mit einer abgestumpften Ein-Milliliter-Spritzennadel vorsichtig wieder in die Öffnung zurück.Es ist entscheidend, den Fliegenkörper, insbesondere den Mundteil, innerhalb des Haltesystems zu belassen. Andernfalls könnte die Fliege an inneren Verletzungen sterben oder nicht in der Lage sein, Nahrung aufzunehmen. Danach stellen Sie den Gasdruck auf 100 Kilopascal ein und passen Sie den Durchfluss nach Bedarf an.Nachdem die Fliege geladen ist, befestigen Sie den Halter mit dem Verbindungsstück am Spritzenzylinder, sodass der Kopf der Fliege nach unten zeigt. Anschließend senden Sie mithilfe des Kippschalters einen kurzen Gasstrom, der den Impaktor bewegt, sodass dieser die Fliege genau ein Mal trifft. Trennen Sie nun den Fliegenhalter und geben Sie die Fliege zurück auf das Kohlendioxid-Polster.Bürsten Sie die Fliege in ein leeres Gefäß, bis sie sich erholt. Halten Sie eine Fliege pro Gefäß. Die Erholung dauert nur wenige Minuten.Wiederholen Sie den Vorgang, um vier Fliegen pro Versuchsgruppe zu testen. Die Bearbeitung von zwei Gruppen, einer Test- und einer Scheingruppe, sollte nur 20 bis 30 Minuten in Anspruch nehmen. Behandeln Sie die Scheingruppe genau wie die Versuchstiere, mit der Ausnahme, dass kein Aerosolbarrieremittel im Impaktor-Rohr verwendet wird.Um die Bewegungen von Fliegen in einer Petrischale zu verfolgen, füllen Sie zunächst eine sechs Zentimeter große Schale mit transparentem Silikonelastomer, um die Beobachtungsarena herzustellen. Lassen Sie einen drei Millimeter großen Abstand zwischen dem Silikon und dem Deckel, damit die Fliegen frei in diesem Spalt laufen können, aber nicht fliegen können. Unterhalb der Beobachtungsarena sollte ein weißer Hintergrund angebracht sein.Als Nächstes vier Fliegen derselben Behandlungsgruppe betäuben und in die Versuchsarena geben. Die Fliegen eine Stunde lang in der voll beleuchteten Arena akklimatisieren lassen, die etwa 22 Grad Celsius betragen sollte. Nicht wärmer als Raumtemperatur.Nach einer Stunde verwenden Sie eine über der Versuchsanlage positionierte CCD-Kamera, um die Aktivität der Fliege fünf Minuten lang aufzuzeichnen. Nach der fünfminütigen Aufnahme betäuben Sie die Fliegen in der Versuchsanlage und bringen sie in ein neues Aufzuchtgefäß zurück. Entsorgen Sie danach die Versuchsanlage.Analysieren Sie anschließend die Aufnahmen mit der kostenlos verfügbaren Ctrax-Software. Diese Software erzeugt Positionsverfolgungsdaten, die in einem mit programmierbaren Sprachen kompatiblen Format, beispielsweise im MATLAB-Format, exportiert werden können. Berechnen Sie aus den Daten die pro Bildschirmbild zurückgelegte Distanz, die mittlere Gehstrecke für jede Fliege sowie die durchschnittlich pro Fliege zurückgelegte Distanz.Um statistische Signifikanz zu erreichen, sollten etwa 100 Fliegen pro Behandlungsgruppe getestet werden. Um ein Modell der chronisch traumatischen Enzephalopathie zu etablieren, wurde die Wirksamkeit einer einzelnen, geschlossenen Kopfverletzung, die mit der Aufprallvorrichtung bei verschiedenen Geschwindigkeiten erzeugt wurde, an zwei Tage alten Canton-S-Weibchen analysiert. Der Gasdruck wurde bei 100 Kilopascal gehalten.Fliegen, die einem einzigen Stoß bei der höchsten getesteten Durchflussrate ausgesetzt waren, wiesen minimale äußere Defekte auf. Trotz fehlender deutlicher Hinweise auf äußere Schäden waren Verletzungen bei einer Durchflussrate von 15 Litern pro Minute akut letal und führten innerhalb von 24 Stunden zu einer Überlebensrate von weniger als 10 %. Die Überlebensrate stieg mit niedrigeren Durchflussraten an.Die Überlebensrate betrug 100 % bei fünf Liter pro Minute oder weniger, weshalb fünf Liter pro Minute als Standard für das Modell ausgewählt wurde. Kurz nach dem Aufprall erholten sich die Fliegen innerhalb von vier Minuten allmählich in ihrer Beweglichkeit. Die Erholung der Kontrolltiere dauerte etwa eine Minute weniger.Nach dem Aufprall wurde eine videounterstützte Bewegungsverfolgung verwendet, um die motorische Funktion zu messen. Während der zwei Tage nach dem Aufprall kehrte die Lokomotion langsam wieder zur Normalität zurück. Dieser Befund für eine schrittweise Erholung entspricht der Genesung bei CTE beim Menschen.Um langfristige Effekte zu bewerten, wurde ein Protokoll mit wiederholter traumatischer Hirnverletzung durch f&uuml;nf Schlagverletzungen &uuml;ber f&uuml;nf Tage angewendet. Zwanzig Tage nach der Behandlung wurde die Fortbewegung der &uuml;berlebenden Tiere jeder Gruppe verglichen, wobei die behandelte Gruppe deutlich weniger lief. Auch die Lebensdauer der behandelten Gruppe war erheblich verk&uuml;rzt, mit einem Median von 26 Tagen im Vergleich zu 37 Tagen bei den Kontrollen.Nach ihrer Entwicklung eröffnet diese Technik Forschern auf dem Gebiet der leichten wiederholten traumatischen Hirnverletzung die Möglichkeit, pathogene Mechanismen im klassischen Tiermodell Drosophila melanogaster zu untersuchen. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, daran zu denken, Rüssel, Thorax und Abdomen durch die Aerosolabschirmung vor direktem Aufprall zu schützen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Behavior-Assays zur Messung der lokomotorischen Funktionen, Lern-und Gedächtnisleistung...

Assaying Bewegungsapparat, Lernen und Gedächtnis Defizite in Drosophila Modelle von Neurodegeneration

Dieses Video beschreibt, wie man frei laufende Fliegen verfolgen kann, um ihre allgemeine Fortbewegungsfähigkeit zu beurteilen. Das vorgestellte Protokoll demonstriert die Einrichtung des Assays und die Datenanalyse mit Hilfe von Video-Tracking-Software.

Verfolgung frei laufender Fliegen: Eine Methode zur Beurteilung der Fortbewegung bei Drosophila

Dieses Video zeigt ein Verfahren zur Zufügung einer traumatischen Verletzung mit geschlossenem Kopf bei anästhesierten Drosophila-Fliegen mit einer Angriffsvorrichtung mit einem gasbetriebenen Impaktor. Die Verletzung beeinträchtigt die neuronale Funktion und beeinträchtigt die Gehfähigkeit.

Eine Technik, um Drosophila-Fliegen ein Schädel-Hirn-Trauma zuzufügen

Das Video zeigt die Verwendung eines High-Impact Trauma (HIT)-Geräts zur Induktion eines geschlossenen Kopf-Schädel-Hirn-Traumas (SHT) bei Drosophila. SHT verursacht ein mechanisches Hirntrauma, das die neuronale Funktion beeinträchtigt und im Laufe der Zeit zu Neurodegeneration und Mortalität führt.

Eine Methode zur Zufügung eines geschlossenen Kopf-Schädel-Hirn-Traumas bei Drosophila

Dieses Video zeigt die Induktion eines penetrierenden Schädel-Hirn-Traumas im Drosophila-Gehirn. Neu geschlüpfte Fliegen werden selektiert, anästhesiert und unter einem fluoreszenzbestückten Stereomikroskop positioniert. Der GFP-exprimierende Pilzkörper wird identifiziert und ein Minutien-Stift wird eingeführt, um eine Verletzung zu verursachen. Die Fliegen dürfen sich für weitere Studien erholen.

Induktion eines durchdringenden Schädel-Hirn-Traumas bei adulten Drosophila-Fliegen

Wir beschreiben hier die Verfahren für die Extraktion und Reinigung von mRNA und Metaboliten...

Reinigung von Transcripts und Metaboliten aus<em&gt; Drosophila</em&gt; Köpfe

Hier beschreiben wir zwei Tests, die getroffen wurden, um altersabhängige Neurodegeneration dopaminerger (DA) in Neuronen zu...

Beurteilung Neurodegenerative Phänotypen in<em&gt; Drosophila</em&gt; Dopaminergen Neuronen durch Klettern Assays und Whole Brain Immunostaining

Wir präsentieren einen optimierten, kostengünstigen und zuverlässigen negativen Geotaxis-Assay in Drosophila melanogaster als Modell für neurodegenerative Erkrankungen. Da dieser Assay empfindlicher auf leichte Defekte des Bewegungsapparates reagiert, hilft er bei der Suche nach potenziellen genetischen Wechselwirkungen und Wirkstoffzielen.

Quantitative Analyse der Kletter Defekte in einem Drosophila Modell von neurodegenerativen Erkrankungen

Hier beschreiben wir eine Methode, um geschlossene Kopftraumatische Hirnverletzungen (TBI) in Drosophila zuzufügen. Dieses Verfahren stellt ein Tor zu den zellulären und molekularen Mechanismen, die TBI Pathologien mit der Vielzahl von experimentellen Werkzeuge und Techniken für Fliegen verfügbar zugrunde zu untersuchen.

Eine Methode, um geschlossene Kopftraumatische Hirnverletzung in Verursacht<em&gt; Drosophila</em

Drosophila ist weithin als ein Modellsystem verwendet , Neurodegeneration zu untersuchen. Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren, mit dem Degeneration, wie durch Vakuolenbildung im Gehirn bestimmt wird, kann quantifiziert werden. Es minimiert auch die Auswirkungen aufgrund der Versuchsdurchführung durch die Verarbeitung und sectioning Kontroll- und Versuchs Fliegen wie eine Probe.

Massen Histologie zu Quantifizieren Neurodegenerative Erkrankungen in<em&gt; Drosophila</em

Dieses Protokoll beschreibt die Dissektion und Immunostaining von Erwachsenen Drosophila Melanogaster Gewebe des Gehirns. Insbesondere unterstreicht dieses Protokoll die Verwendung von Drosophila Pilz Körper und Photorezeptor Neuronen als Beispiel neuronale Teilmengen, die genau verwendet werden, um die allgemeinen Grundsätze für viele Aspekte der neuronalen Entwicklung aufzudecken.

Dissektion, Immunofluorescent Färbung der Pilz Körper und Photorezeptor Neuronen im Gehirn Erwachsener Taufliege melanogaster

Erfahren Sie eine neue Methode zur Modellierung chronisch traumatischer Enzephalopathie bei Drosophila melanogaster. Diese Technik ermöglicht kontrollierte Schlagimpulse auf den Kopf zur Untersuchung neurodegenerativer Mechanismen.

Eine neuartige Methode zur Modellierung chronisch traumatischer Enzephalopathie in

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