Name: Transvaginal Mesh Insertion im Schaf-Modell (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-27T12:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 32 s
Description: Lernen Sie die transvaginale Netzimplantation im Schafmodell für Beckenbodenforschung. Diese Methode demonstriert chirurgische Techniken zur Behandlung von Beckenorganprolaps mit visueller Anleitung.

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Wir danken Ivan Laermans, Rosita Kinart, Ann Lissens (Zentrum für Chirurgische Technologien, KU Leuven, Leuven, Belgien). Jo Verbinnen und Kristof Reyniers (Vesalius Institut für Anatomie, Medizinische Fakultät, KU Leuven, Leuven, Belgien) lieferten während des Experiments technische Unterstützung. Wir danken Leen Mortier für die Hilfe bei der Daten- und Manuskriptverwaltung. Wir danken FEG Textiltechniken für die Herstellung von Prototypenmasten, sterilisieren sie und spenden sie bedingungslos für die Forschung.

Ethische Zulassung für dieses Experiment wurde vom Ethikausschuss für Tierversuche der KU Leuven (P065 / 2013) erhalten. Die Tiere wurden gemäß den geltenden nationalen Richtlinien für den Tierschutz behandelt. 1. Material und das Experimentaltier <ol><li> Chirurgie Vorbereitung <ol><li> Im chirurgischen Theater decken Sie einen Tisch mit einem sterilen Tuch ab und bereiten einen sterilen gekrümmten Trokar vor ( Abb. 1 , Tafel A), sterile chirurgische Instrumente, Nähte und sterile Gaze. Führen Sie die gesamte chirurgische Prozedur in sterilen Bedingungen, wenn das Experiment umfasst Follow-up. Legen Sie alle Instrumente auf den Tisch, um für den Einsatz während der Operation bereit zu sein. </li><li> Entfernen Sie ein steriles, rechteckiges Implantat und / oder ein Implantat mit Verankerungsarmen aus der sterilen Verpackung und legen Sie sie auf den mit sterilen Abdeckung bedeckten Tisch ( Abbildung 1B , C und D ). </li></ol></li></ol> Abbildung 1: Trokar und Implantate. ( A ) Schematische Zeichnung des Trokars ( B ) H-förmiges Polyvinylidenfluorid (PVDF) Implantat mit einem Detail des zentralen Teils (Tafel C ). Seine Form wurde von den vierarmigen Maschen, die derzeit für die transvaginalen Prolapsreparatur zur Verfügung stehen, inspiriert. Der rechteckige Körper (30 x 40 mm 2 ) wird seitlich durch vier ausgestreckte Arme (150 x 10 mm 2 ) verlängert. Die Abmessungen der Arme sind so ausgelegt, dass sie lang genug sind, um die relevanten Aufhängungsstrukturen auf der Grundlage früherer anatomischer Studien zu durchstechen 17 . ( D ) Das rechteckige Implantat (30 x 40 mm 2 ). Beide Implantate wurden aus Polyvinylidenfluorid hergestellt; Textilmerkmale und Eigenschaften sind in Tabelle 1 aufgeführt . <ol start="2"><li> Experimentelles Tier (EwE, 45-60 kg) <ol><li> Die Prämedikation von 1 ml 15 mg / ml Atropinsulfat und 1 ml / 50 kg Xylazin HCl intramuskulär (im) 30 min vor dem chirurgischen Eingriff verabreichen. </li><li> Nach 30 min, stellen Sie sicher, dass die Prämedikation die Schafe lethargisch und schläfrig gemacht hat. </li><li> Setzen Sie einen intravenösen Katheter in die Vena jugularis ein und verabreichen Sie 0,075 ml / kg Ketamin 100 mg / ml HCl. Bestätigen Sie tiefe Anästhesie, indem Sie den Mangel an Reaktion auf schmerzhafte Reize beobachten. </li><li> Bewegen Sie das Tier auf den chirurgischen Tisch und sichern Sie seine Atemwege durch Intubation. Die Anästhesie mit 2,5% Isofluran in 5 l / min Sauerstoff aufbewahren. </li><li> Halten Sie die intravenöse Linie in die Vena jugularis eingelegt und liefern Sie 500 ml Salzlösung mit einer Durchflussrate von 150 ml / h. </li><li> Verabreichung von prophylaktischen Antibiotika im (Amoxicillinclavulanat, 7 mg / kg) und postoperativen Analgetika (Buprenorfin und Chlorkresol, 1 ml) oder dem Äquivalent nach lokalen Protokollen. </li><li> Lege das Tier in leuchtenHotomy Position am Ende des chirurgischen Tisches und sichern ihre Gliedmaßen, mit den Hüften in Hyper-Flexion, mit Seilen ( Abbildung 2 , Panel A). </li><li> Manuell leeren Sie die Blase und das Rektum, indem Sie sie trans-vaginal anstoßen. </li><li> Rasieren Sie den Damm, den medialen Teil des Oberschenkels und der Schwanz faltet und desinfiziert mit Polyvidon-Iodium 7,5% ( Abbildung 2 , Tafel B und C). </li></ol></li></ol><img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/55706/55706fig2.jpg" /> Abbildung 2: Tierchirurgie. ( A ) Ein Schaf platziert in der Rückenlage, mit den Hüften hyper-gebeugt durch die Sicherung der unteren Gliedmaßen. ( B ) Die äußeren Eintrittspunkte für die Trokareinführung befinden sich auf der ventralen Seite (leerer Pfeil) und dorsal an den seitlichen Schwanzfalten (Pfeil). ( C ) Position der ventralen Einführungspunkte; Die gestrichelte Linie in der Mitte repräsentiertDie midsagittale Ebene des Tieres. ( D ) Dissected rectovaginal septum ( E ) Insertion des ventralen Trokars durch die Muskeln auf der medialen Seite des Oberschenkels, des Foramen des Obturators und des paravaginalen Raumes. Die Trajektorie des Piercing-Trokars wird mit dem Finger gesteuert. ( F und G ) Sobald der Trokar vorhanden ist, wird die Drahtschlinge (offener Pfeil) vorgerückt und mit dem Arm des Vaginalgitters beladen. ( H ) Endposition der ventralen (Vollpfeile) und dorsalen (leeren Pfeil) Arme. ( I ) Der zentrale Teil ist spannungsfrei zwischen der Vaginalwand und der rektalen Adventitia platziert. <ol start="10" style="margin-left: 40px;"><li> Bereiten Sie das Personal für eine Operation in sterilen Bedingungen vor. Setzen Sie auf eine chirurgische Mütze und Mund Maske, waschen Hände für Chirurgie, und setzen Sie auf ein chirurgisches Kleid und sterile Handschuhe. </li><li> Decken Sie das Tier mit einem sterilen Tuch ab und machen Sie eine Öffnung über dem GenitalHiatus. </li></ol> 2. Chirurgisches Verfahren <ol><li> Vorbereitung des rectovaginalen Septums <ol><li> Fassen Sie die dorsale Vaginalwand 3 cm kranial an den hymenischen Ring mit Allis Pinzette. </li><li> Nehmen Sie eine Spritze mit 10 ml Salzlösung und mit einer 22 G-Nadel ausgestattet. Setzen Sie es durch das Vaginalepithel (ca. 3 - 4 mm tief) und in die Mittellinie des rectovaginalen Septums, 1,5 cm kranial zum hymenischen Ring. </li><li> Führen Sie &quot;Aqua-Dissektion&quot; durch Injektion von Salzlösung im rectovaginalen Septum 11 durch . </li><li> Machen Sie eine 3 cm lange Mittellinie auf das Vaginalepithel, beginnend kaudal zur Allis-Pinzette (Schritt 2.1.1) und enden am hymenischen Ring mit einem Skalpell. Geben Sie den Recto-Vaginalraum durch diesen Schnitt ein. </li><li> Legen Sie den selbsthaltenden Retraktor (siehe Tabelle der Materialien ) über den Damm und legen Sie vier scharfe Haken in den vaginalen Schnitt, um ihn offen zu halten. </Li&gt; <li> Mit dem Finger zerlegen Sie die Recto-Vaginal-Faszie aus der Scheidenwand seitlich in Richtung der Becken-Seitenwände und kranial bis zum kaudalen Aspekt der Sackgasse. Stellen Sie einen geeigneten Platz für den 30 x 40 mm 2 zentralen Teil des Gitters her ( Abbildung 2 , Tafel D). </li><li> Führen Sie die Hämostase mit hämostatischer Pinzette oder eine kreuzweise hämostatische Ligatur, wenn nötig. HINWEIS: Kleine Bluter können mit der hämostatischen Zange geklemmt werden. Das zerkleinert das Gefäß und leitet die natürliche Koagulationskaskade ein. Für stärkere Blutungen, fassen Sie den Blutgefäß mit Pinzette und legen Sie eine kreuz und quer ligatur, sichern sie mit einem quadratischen Knoten. An dieser Stelle kann man entweder das rechteckige Implantat einsetzen (Schritt 2.2) oder mit der Dissektion fortfahren, um das Implantat mit Verankerungsarmen einzusetzen (Schritt 2.3). </li></ol></li><li> Flachmascheneinführung <ol><li> Setzen Sie den vaginalen Retraktor in die vaginale Inzision ein, um eine bessere Sicht zu ermöglichenDer kraniale Teil des zerlegten Gebietes. </li><li> Naht die linke und rechte Schädel-Ecke des Implantats mit einer einfachen unterbrochenen 3/0 Polypropylen-Naht auf der linken und rechten Seite des kranialen Aspekts des zergliederten Rekto-Vaginalraumes. Schneiden Sie das restliche Nahtmaterial. Halten Sie die Naht weg vom Vaginallumen ( dh nicht in die Scheidenwand eindringen). HINWEIS: Das Implantat wird immer an das Bindegewebe, das das Recto-Vaginalseptum umfasst, vernäht. Die Vaginalwand wird nicht durchdrungen, wenn das Nahtmaterial nicht in der Vagina zu sehen ist. </li><li> Fügen Sie eine zusätzliche einfache unterbrochene Naht auf halbem Weg entlang der kranialen Aspekt des Implantats. </li><li> Naht die Seitenkanten des Implantats auf halbem Weg auf das umgebende Bindegewebe mit einem einfachen unterbrochenen 3/0 Polypropylen. Halten Sie das Implantat so flach wie möglich und spannungsfrei. </li><li> Naht die linke und rechte kaudale Ecke mit einfach unterbrochenen 3/0 Polypropylennähten links und rechtsSeiten des kaudalen Aspekts des rectovaginalen Raumes. </li><li> Fügen Sie eine zusätzliche einfache unterbrochene Naht auf halbem Weg entlang der kaudalen Aspekt des Implantats. </li><li> Schließen Sie die vaginalen Einschnitte mit einer laufenden 3/0 Polyglactin Naht. </li></ol></li><li> Insertion und Verankerung von Implantaten mit Armen (Trokar-geführte Technik). <ol><li> Fortsetzen Sie die Zerlegung des Rekto-Vaginalraumes, der in Schritt 2.1 kreisförmig erzeugt wurde, um den medialen Aspekt des Obturator-Foramen zu erreichen, der leicht palpiert werden kann. </li><li> Zerlegen Sie den Raum caudo-lateral, um den kaudalen Aspekt des sakrotuberösen Ligaments und des kaudal gelegenen Coccygeus-Muskels zu erreichen. </li><li> Mit einem nein 24 Klinge, machen vier 1 cm breite Einschnitte auf der Vulvarseite, schneiden durch die Haut und oberflächliche muskuläre Faszie ( Abbildung 2 , Tafel B und C). </li><li> Machen Sie zwei &quot;ventrale&quot; Einschnitte auf den medialen Aspekt des Oberschenkels, in der Nähe von 4 cm Schädel von der kaudalen Grenze oF der Sciatic-Bogen ( dh der untere Rand der Symphyse) und 3 cm lateral von der Mittellinie ( Abbildung 2 , Panel C). </li><li> Machen Sie zwei &quot;dorsale&quot; Einschnitte auf der Ebene der Einfügung der Schwanzfalten, 2 cm medial zum Knollen ischiadicum, die leicht palpiert werden kann ( Abbildung 2 , Panel B). </li><li> Lege einen gebogenen Trokar durch einen der ventralen Einschnitte ( Abbildung 2 , Tafel E). </li><li> Führen Sie den Trokar durch den adductor magnus Muskel, den äußeren Obturator und den medialen Aspekt des Foramen des Obturators. </li><li> Kontrolliere das Fortschreiten des Trokars mit einem Finger, der durch den vaginalen Schnitt eingeführt wurde. Führen Sie seine Spitze zum Sehnenbogen des Levator-Ani-Muskels ( Abbildung 2 , Tafel E). </li><li> Setzen Sie den Führungsdraht in den Vaginalwandeinschnitt ein und laden Sie ihn mit dem entsprechenden ipsilateralen Schädelarm ( Abbildung 2 , Paneel F). </li><li> Ziehen Sie den mit dem m geladenen TrokarEsh Arm durch die oben genannten Strukturen. Halten Sie den Arm spannungsfrei. </li><li> Wiederholen Sie den Vorgang mit dem zweiten Schädelarm durch den ventralen Schnitt auf der anderen Seite des Tieres. </li><li> Durch einen der dorsalen Einschnitte, passieren Sie den Trokar durch den Steißbein Muskel, nur distal zum sakrotuberösen Band ( Abbildung 2 , Panel G). </li><li> Setzen Sie den Führungsdraht durch den vaginalen Einschnitt aus, fassen Sie den dorsalen Arm des Netzes an und ziehen Sie ihn heraus. Halten Sie den Arm spannungsfrei und wiederholen Sie auf der anderen Seite. </li><li> Passen Sie die Position des Gitters an, indem Sie sie abwälzen und die Arme anziehen, aber das Netz spannungsfrei halten ( Abbildung 2, Tafel I, Abbildung 3 ). </li><li> Fixieren Sie den Körper des Netzes mit einer einfachen unterbrochenen 3/0 Polypropylen Naht in der Mitte seiner kaudalen Grenze und sichern sie an das umgebende Bindegewebe. </li><li> Schneiden Sie die Arme auf der Ebene der Haut und schließen Sie alle Hautinzisionen mit einfach unterbrochenen 3/0 polyglEcaprone Nähte ( Abbildung 2 , Panel H). </li><li> Schließen Sie den vaginalen Schnitt mit einer laufenden 3/0 polyglecaprone Naht. </li></ol></li></ol><img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/55706/55706fig3.jpg" /> Abbildung 3: Schematische Darstellung des Schafbeckens, wobei die Schädelwaffen durch das Obturator-Foramen und die Caudal-Arme durch die Schwanzfalten hindurchgehen. Das breite sakrotuberöse Band ist blau. Die kleinere Tafel zeigt die Position der Arme auf einem Tier in liegenden Position, kurz vor Verkürzung der übermäßigen Menge an Material. Das Hauptpanel zeigt das gleiche, aber mit der Haut und Muskeln entfernt.

<ol><li>Glazener, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Childbirth+and+prolapse%3A+Long-term+associations+with+the+symptoms+and+objective+measurement+of+pelvic+organ+prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22BJOG+An+Int.+J.+Obstet.+Gynaecol%22%5BJournal%5D)">Childbirth and prolapse: Long-term associations with the symptoms and objective measurement of pelvic organ prolapse.</a> BJOG An Int. J. Obstet. Gynaecol. 120 (2), 161-168 (2013).</li>
<li>Jia, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+and+safety+of+using+mesh+or+grafts+in+surgery+for+anterior+and%2For+posterior+vaginal+wall+prolapse%3A+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22BJOG%22%5BJournal%5D)">Efficacy and safety of using mesh or grafts in surgery for anterior and/or posterior vaginal wall prolapse: systematic review and meta-analysis.</a> BJOG. 115 (11), 1350-1361 (2008).</li>
<li>Maher, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transvaginal+mesh+or+grafts+compared+with+native+tissue+repair+for+vaginal+prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22Review%22%5BJournal%5D)">Transvaginal mesh or grafts compared with native tissue repair for vaginal prolapse.</a> Review. 2 (2), 10-13 (2016).</li>
<li>Nieminen, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outcomes+after+anterior+vaginal+wall+repair+with+mesh%3A+a+randomized%2C+controlled+trial+with+a+3+year+follow-up%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Obstet.+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Outcomes after anterior vaginal wall repair with mesh: a randomized, controlled trial with a 3 year follow-up.</a> Am. J. Obstet. Gynecol. 203 (3), e1-e8 (2010).</li>
<li>Abramowitch, S. D., Feola, A., Jallah, Z., Moalli, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+mechanics%2C+animal+models%2C+and+pelvic+organ+prolapse%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Obstet.+Gynecol.+Reprod.+Biol%22%5BJournal%5D)">Tissue mechanics, animal models, and pelvic organ prolapse: a review.</a> Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 144, S146-S158 (2009).</li>
<li>Couri, B., Lenis, A., Borazjani, A., Paraiso, M. F. R., Damaser, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+female+pelvic+organ+prolapse%3A+lessons+learned%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Rev.+Obs.+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Animal models of female pelvic organ prolapse: lessons learned.</a> Expert Rev. Obs. Gynecol. 7 (3), 249-260 (2012).</li>
<li>Deprest, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+biology+behind+fascial+defects+and+the+use+of+implants+in+pelvic+organ+prolapse+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Urogynecol.+J.+Pelvic+Floor+Dysfunct%22%5BJournal%5D)">The biology behind fascial defects and the use of implants in pelvic organ prolapse repair.</a> Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 17, S16-S25 (2006).</li>
<li>Ozog, Y., Mazza, E., De Ridder, D., Deprest, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomechanical+effects+of+polyglecaprone+fibers+in+a+polypropylene+mesh+after+abdominal+and+rectovaginal+implantation+in+a+rabbit%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Urogynecol.+J%22%5BJournal%5D)">Biomechanical effects of polyglecaprone fibers in a polypropylene mesh after abdominal and rectovaginal implantation in a rabbit.</a> Int. Urogynecol. J. 23 (10), 1397-1402 (2012).</li>
<li>Manodoro, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graft-related+complications+and+biaxial+tensiometry+following+experimental+vaginal+implantation+of+flat+mesh+of+variable+dimensions%5BTitle%5D)+AND+%22BJOG%22%5BJournal%5D)">Graft-related complications and biaxial tensiometry following experimental vaginal implantation of flat mesh of variable dimensions.</a> BJOG. 120 (2), 244-250 (2013).</li>
<li>Endo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cross-linked+xenogenic+collagen+implantation+in+the+sheep+model+for+vaginal+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Gynecol.+Surg%22%5BJournal%5D)">Cross-linked xenogenic collagen implantation in the sheep model for vaginal surgery.</a> Gynecol. Surg. , 113-122 (2015).</li>
<li>Feola, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Host+reaction+to+vaginally+inserted+collagen+containing+polypropylene+implants+in+sheep%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Obstet.+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Host reaction to vaginally inserted collagen containing polypropylene implants in sheep.</a> Am. J. Obstet. Gynecol. 212 (4), e1-e474 (2015).</li>
<li>Barnhart, K. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Baseline+dimensions+of+the+human+vagina%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Reprod%22%5BJournal%5D)">Baseline dimensions of the human vagina.</a> Hum. Reprod. 21 (6), 1618-1622 (2006).</li>
<li>Tayrac, R., Alves, A., Thérin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collagen-coated+vs+noncoated+low-weight+polypropylene+meshes+in+a+sheep+model+for+vaginal+surgery.+A+pilot+study%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Urogynecol.+J.+Pelvic+Floor+Dysfunct%22%5BJournal%5D)">Collagen-coated vs noncoated low-weight polypropylene meshes in a sheep model for vaginal surgery. A pilot study.</a> Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 18 (5), 513-520 (2007).</li>
<li>Sobiraj, A., Busse, G., I, H. B. O. S. E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ivastigation+into+the+blood+plasma+profiles+progesterone+in+sheep+sufferingform+vaignal+inversion+and+prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+Vet.+J%22%5BJournal%5D)">Ivastigation into the blood plasma profiles progesterone in sheep sufferingform vaignal inversion and prolapse.</a> Br. Vet. J. 142 (142), 218-223 (1986).</li>
<li>Reisenauer, C., Kirschniak, A., Drews, U., Wallwiener, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+conditions+for+pelvic+floor+reconstruction+with+polypropylene+implant+and+its+application+for+the+treatment+of+vaginal+prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Obstet.+Gynecol.+Reprod.+Biol%22%5BJournal%5D)">Anatomical conditions for pelvic floor reconstruction with polypropylene implant and its application for the treatment of vaginal prolapse.</a> Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 131, 214-225 (2007).</li>
<li>Carey, M., Slack, M., Higgs, P., Wynn-Williams, M., Cornish, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vaginal+surgery+for+pelvic+organ+prolapse+using+mesh+and+a+vaginal+support+device%5BTitle%5D)+AND+%22BJOG+An+Int.+J.+Obstet.+Gynaecol%22%5BJournal%5D)">Vaginal surgery for pelvic organ prolapse using mesh and a vaginal support device.</a> BJOG An Int. J. Obstet. Gynaecol. 115 (3), 391-397 (2008).</li>
<li>Urbankova, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+anatomy+of+the+ovine+and+female+pelvis%5BTitle%5D)+AND+%22Gynecol.+Obstet.+Invest%22%5BJournal%5D)">Comparative anatomy of the ovine and female pelvis.</a> Gynecol. Obstet. Invest. , in press (2016).</li>
<li>Maurer, M. M., Röhrnbauer, B., Feola, a, Deprest, J., Mazza, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+biocompatibility+of+prosthetic+meshes%3A+A+comprehensive+protocol+for+mechanical+characterization%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mech.+Behav.+Biomed.+Mater%22%5BJournal%5D)">Mechanical biocompatibility of prosthetic meshes: A comprehensive protocol for mechanical characterization.</a> J. Mech. Behav. Biomed. Mater. 40, 42-58 (2014).</li>
<li>Leval, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+Surgical+Technique+for+the+Treatment+of+Female+Stress+Urinary+Incontinence%5BTitle%5D)+AND+%22Transobturator+Vaginal+Tape+Inside-Out.+Eur.+Urol%22%5BJournal%5D)">Novel Surgical Technique for the Treatment of Female Stress Urinary Incontinence.</a> Transobturator Vaginal Tape Inside-Out. Eur. Urol. 44 (6), 724-730 (2003).</li>
<li>Reisenauer, C., Kirschniak, A., Drews, U., Wallwiener, D. Transobturator vaginal tape inside-out. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 127 (1), 123-129 (2006).</li>
<li>Bafghi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bowel+perforation+as+late+complication+of+tension-free+vaginal+tape%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gynecol+Obs.+Biol+Reprod%22%5BJournal%5D)">Bowel perforation as late complication of tension-free vaginal tape.</a> J Gynecol Obs. Biol Reprod. 34 (6), 606-607 (2005).</li>
<li>Hinoul, P., Vanormelingen, L., Roovers, J. P., de Jonge, E., Smajda, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+variability+in+the+trajectory+of+the+inside-out+transobturator+vaginal+tape+technique+%28TVT-O%29%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Urogynecol.+J.+Pelvic+Floor+Dysfunct%22%5BJournal%5D)">Anatomical variability in the trajectory of the inside-out transobturator vaginal tape technique (TVT-O).</a> Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 18 (10), 1201-1206 (2007).</li>
<li>Schaller, O., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSchaller%2C+O+%22Illustrated+Veterinary+Anatomical+Nomenclature%22">Illustrated Veterinary Anatomical Nomenclature</a>. , Verlag Enke. Stuttgart, Germany. (2007).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serious+Complications+Associated+with+Transvaginal+Placement+of+Surgical+Mesh+for+Pelvic+Organ+Prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22FDA+Safety+Communication%22%5BJournal%5D)">Serious Complications Associated with Transvaginal Placement of Surgical Mesh for Pelvic Organ Prolapse.</a> FDA Safety Communication. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.fda.gov/MedicalDevices/Safety/AlertsandNotices/PublicHealthNotifications/ucm061976.htm">http://www.fda.gov/MedicalDevices/Safety/AlertsandNotices/PublicHealthNotifications/ucm061976.htm</a> (2016).</li>
<li>Reinier, M., Groep, G. Final Opinion on the use of meshes in urogynecological surgery. SCENIHR- European Commission. , (2016).</li>
</ol>

Dieses Forschungsprogramm auf dem Schafmodell wurde durch einen bedingungslosen Stipendium von Medri und Blasingame, Burch, Garrard und Ashley (Atlanta GA, USA) unterstützt. Vereinbarungen werden über das Leuven Research and Development Transferbüro abgewickelt. Die Sponsoren störten nicht die Planung, Durchführung oder Berichterstattung dieses Experiments, noch besitzen sie die Ergebnisse. NS und LH sind Empfänger eines Zuschusses aus der EG im Rahmen des RP7-Rahmens (Bip-Upy-Projekt, NMP3-LA-2012-310389). AF wurde durch einen Zuschuss aus der EG im branchenwissenschaftlichen Partnerschaftsprogramm (251356) unterstützt.

Hier beschreiben wir ein experimentelles Verfahren bei Schafen, das darauf abzielt, die vaginale Dissektion und die transvaginale Mascheneinführung eines Implantats mit oder ohne Verankerungsarme nachzuahmen. Die nachfolgenden Schritte und Instrumente wurden durch chirurgische Eingriffe für POP und Stress Harninkontinenz 15 , 16 , 19 , 20 inspiriert. Nach anfänglichen anatomischen Sektionen ga...

Pelvic Organ Prolaps ist klinisch diagnostiziert in der Hälfte der Frauen, die mindestens eine vaginale Lieferung hatte, aber subjektiv, es stört die Hälfte der Frauen insgesamt 1 . Die Hauptstütze der Therapie ist die chirurgische Rekonstruktion mit entweder nativem Gewebe oder Implantatmaterial, aber jede dieser Methoden hat ihre Grenzen, einschließlich Rezidiv oder lokale Komplikationen 2 , 3 , 4 . Das ideale Implantat ist noch nicht identifiziert worden; Daher gibt es eine kontinuierliche Nachfrage nach Produktinnovation und für die Entwicklung einer geeigneten Pipeline für präklinische Experimente vor der Einführung neuer Produkte und Techniken auf den Markt. Einer der Schritte in diesem Track ist die experimentelle Bewertung der geeigneten Tiermodelle 5 , 6 . Idealerweise sollten sie die anatomischen, biomechanischen und biologischen Umgebungen nachahmen. Wenn es darum geht,E experimentelle Auswertung von neuartigen Implantaten werden sie typischerweise zuerst in kleineren Modellen getestet, entweder für die Biokompatibilität oder für die Rekonstruktion von Bauchwanddefekten. Diese Art von Experimenten wurde kritisiert, weil die Implantate nicht in den interessanten Bereich ( dh die Vagina) eingefügt werden 7 . Vaginalchirurgie-Modelle sind knapper, sicherlich, wenn das Ziel des Experiments ist, die biomechanischen Eigenschaften von Explantaten zu dokumentieren. Aus diesem Grund gab es einen Umzug von Kaninchen zu Schafen 8 . Erwachsene Mutterschafe sind große Tiermodelle mit einer vernünftig großen und zugänglichen Vagina. Sie können für die Halbzeitbewertung von neuartigen Implantaten verwendet werden, und es ist möglich, mit bestimmten Materialien 9 , 10 , 11 , 12 , 13 vaginale Exposition zu reproduzieren. Nicht nur die Dimensionen und AnatomieDer Schafvagina und des Beckenbodens sind vergleichbar mit denen beim Menschen, aber auch das spontane Auftreten von Prolaps, der bei 15% der Schafe auftritt. Prolaps-Risikofaktoren überlappen ( dh Multiparität, Vorgeschichte von POP, erhöhter intra-abdominaler Druck, induziert durch ein höheres Körpergewicht oder beim Weiden auf Hügeln und vergleichbare Effekte von (Phyto) Östrogenen) 6 , 14 . In Europa sind Schafe die einzig vernünftige Alternative, da die Forschung an nichtmenschlichen Primaten fast vollständig verboten ist. Hier wurde das Modell noch einen Schritt weiter gemacht, indem man die transvaginale Insertion von Implantaten mit Trokaren und Führungen für die spannungsfreie Platzierung von Maschen in das Recto-Vaginalseptum nachahmte. Darauf folgte die Fixierung des Implantats mittels Verankerung mit Armen durch die Bänder der Muskeln, die als äquivalent zur klinischen Praxis 15 , 16 angesehen werden können . So weit, diese TechnikWurde nicht untersucht, obwohl viele glauben, dass spezifische Komplikationen aufgrund der Verwendung dieser längeren Streifen und / oder des Durchstechens anatomischer Strukturen auftreten können. In einer früheren detaillierten anatomischen Studie wurde der Beckenboden mit dem weiblichen Becken 17 verglichen. Wenn es darum geht, das Implantat zu verankern, haben Schafe nicht das sakrospinöse Ligament, aber sie haben ein sehr gut entwickeltes und breites sakrotuberöses Ligament. Der pudendale Nerv läuft ventral darüber, so dass es unsicher ist, dieses Wahrzeichen als Aufhängepunkt zu benutzen. Umgekehrt sind der Steißbeinmuskel und seine Faszie sowie die Obturatormembran durch den rektovaginalen Raum zugänglich. Hier wird der Zugang und die Lage der anatomischen Strukturen zur Fixierung von Verankerungsarmen vorgeschlagen. Die Instrumente, die verwendet werden können, um das Netz zu positionieren, werden diskutiert. Schließlich ist das Verhältnis der Arme oder Trokare zu angrenzenden anatomischen Strukturen, wie Schiffen und Nerven, aS sowie potenzielle intraoperative Komplikationen sind auch beschrieben.

<table><tbody><tr><td>Tiere:&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Parous weibliche Schafe (45 - 65 kg)</td><td>Zo&ouml; technisches Institut der KU Leuven</td><td>NA</td><td>Versuchstiere</td></tr><tr><td>Sterile Kleidung:&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>steriles Abdecktuch 45 x 75 cm</td><td>Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Deutschland</td><td>33002</td><td>sonstiges Material</td></tr><tr><td>steril ODER Abdecktuch 150 x 180 cm</td><td>Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Deutschland</td><td>33009</td><td>sonstiges Material</td></tr><tr><td>steril glowes 2x</td><td>Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Deutschland</td><td>16652</td><td>sonstiges Material</td></tr><tr><td>steriler OP-Kittel 2x</td><td>Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Deutschland</td><td>19342</td><td>anderes Material</td></tr><tr><td>OP-Kopfkappe 2x</td><td>Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Deutschland</td><td>17427</td><td>sonstiges Material</td></tr><tr><td>OP-Gesichtsmaske 2x</td><td>Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Deutschland</td><td>11983</td><td>anderes Material Anderes</td></tr><tr><td>chirurgisches Material</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Implantat</td><td>FEG Textiltechnik GmbH, Aachen, Deutschland</td><td>NA</td><td>speziell entwickeltes Implantat</td></tr><tr><td>3/0 Polypropylen-Nahtmaterial</td><td>Prolene, Ethicon, Diegem, Belgien</td><td>8762H</td><td>Nahtmaterial</td></tr><tr><td>3/0 Polygecapron-Nahtmaterial</td><td>Vicryl, Ethicon</td><td>J311H</td><td>Naht Material</td></tr><tr><td>Mulltupfer 10 x 10 cm 10x, 12-lagig</td><td>Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Deutschland</td><td>11574</td><td>Spritze aus anderem Material</td></tr><tr><td>10 mL</td><td>Becton Dickinsosn S.A., Madrid, Spanien</td><td>300613</td><td>Aquadissektionsnadel</td></tr><tr><td>16 Gauge</td><td>Terumo, Leuven, Belgien</td><td>NN-2238R</td><td>Aquadissektion</td></tr><tr><td>Chirurgische Ausrüstung:</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Klinge Nr. 22</td><td>Fine Science Instruments, Heidelberg, Deutschland</td><td>10022-00</td><td>chirurgisch Instrumente</td></tr><tr><td>Allis Gewebezange 1x</td><td>Fine Science Instrumente, Heidelberg, Deutschland</td><td>11091-15</td><td>chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Zange mit Standardmuster 1 x 2 Theeth 1x</td><td>Fine Science Instrumente, Heidelberg, Deutschland</td><td>11023-14</td><td>chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Pinzette mit Standardmuster gerade gezahnt 1x</td><td>Fine Science Instrumente, Heidelberg, Deutschland</td><td>11000-14</td><td>chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Skalpellstiel 1x</td><td>Fine Science Apparate, Heidelberg, Deutschland</td><td>10004-13</td><td>chirurgische</td></tr><tr><td>Instrumente Halstead-Mosquito Pinzetten 2x</td><td>Fine science Instrumente, Heidelberg, Deutschland</td><td>13008-12</td><td>chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Standart Muster Schere 1x</td><td>Fine Science Instrumente, Heidelberg, Deutschland</td><td>14001-14</td><td>chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Metzenbaum Schere 1x</td><td>Fine Science Instruments, Heidelberg, Deutschland</td><td>14016-18</td><td>chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Crile Wood Nadelhalter 1x</td><td>Fine Science Instruments, Heidelberg, Deutschland</td><td>12003-15</td><td>chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Kell Pinzetten 1x</td><td>Fine Science Instruments, Heidelberg, Deutschland</td><td>13018-14</td><td>chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Long Starr Self-Retain Retraktor mit acht 5 mm scharfen Haken</td><td>Cooper Surgical, Tumbull, USA</td><td>3704</td><td>chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Heaney Simon Vaginal Retraktor</td><td>Medical supplies & equipments co., Katy, Texas, USA</td><td>403-129FSI</td><td>chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Trokar (Insnare)</td><td>Bard, West Sussex, Vereinigtes Königreich</td><td>NA</td><td>jeder Trokar auf dem Markt für transvaginale Netzimplantation</td></tr><tr><td>Medikamente:</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Amoxilicillinclavulanat 1000 mg / 300 mL (Ampicilin)</td><td>GSK, Wavre, Belgien</td><td>NA</td><td>Antibiotika</td></tr><tr><td>Buprenorfin 0,3 mg/mL + Chlorocresol 1,35 mg/ml (Veterinesikum)</td><td>Ecuphar, Oostkamp, Belgien</td><td>NA</td><td>Analgesie</td></tr><tr><td>Ketamin HCL 100 mg/ml (Ketamin 1000)</td><td>Ceva Sante Animale, Brüssel, Belgien</td><td>NA</td><td>Anästhesie</td></tr><tr><td>Isofluran (IsoFlo)</td><td>Abbott Laboratories Ltd, Maidenhead, Berkshire, UK</td><td>NA</td><td>Anästhesie</td></tr><tr><td>Polyvidon-Iod 7,5% (Braunol)</td><td>B. Braun Medical, Machelen, Belgien</td><td>NA</td><td>lokale</td></tr><tr><td>Desinfektionssalzlösung 500 mL</td><td>B. Braun Medical, Machelen, Belgien</td><td>NA</td><td>Aqua-Dissektion</td></tr><tr><td>Xxylazin HCl, 1 mL/50 kg&nbsp;</td><td>Vexylan, Ceva Sante Animale, Belgien</td><td>NA</td><td>Prämedikation</td></tr><tr><td>Atropin Sulfat 15 mg/mL (),</td><td>Viatris, Belgien</td><td>NA</td><td>Prämedikation</td></tr></tbody></table>

transvaginal mesh insertion im schaf-modell

Transvaginal Mesh Insertion in the Ovine Model

Dieses Protokoll beschreibt die Einfügung des Netzes in das rectovaginale Septum bei Schafen unter Verwendung einer einzigen vaginalen Inzisionstechnik mit und ohne das trokargeführte Einführen von Verankerungsarmen. Parus Schafe unterzog die Sektion des rectovaginalen Septums, gefolgt von der Einfügung eines Implantats mit oder ohne vier Verankerungsarme, die beide für die Schafanatomie geeignet waren. Die Verankerungsarme wurden mit einem Trokar und einer &quot;Außen-in&quot; Technik eingesetzt. Die kranialen Arme wurden durch den Obturator, Gracilis und Adductor magnus Muskeln geführt. Die Schwanzarme wurden in der Nähe des sakrotuberischen Bandes durch die Steißbeinmuskeln fixiert. Diese Technik ermöglicht die Nachahmung von chirurgischen Eingriffen bei Frauen, die an Beckenorganprolaps leiden. Die anatomischen Räume und Elemente sind leicht zu erkennen. Der wichtigste Teil des Verfahrens ist die Insertion des Schädel-Trokars, die leicht in die Peritonealhöhle oder die umliegenden Beckenorgane eindringen kann. ThiS kann durch eine umfangreichere retroperitoneale Dissektion vermieden werden und indem man den Trokar mehr seitlich führt. Dieser Ansatz ist nur für die experimentelle Prüfung von neuartigen Implantaten in großen Tiermodellen konzipiert, da die Trokar-geführte Insertion derzeit nicht klinisch genutzt wird.

Management in einer längeren Observation Setup Nach dem chirurgischen Eingriff kann eine vaginale Packung (ein in die Vagina unmittelbar nach der Operation eingefügtes salzlösungsgetrocknetes Gazepaket für 24 h eingefügt werden, um die Implantatposition zu sichern. Die Schafe sollten in einen Erholungskäfig gestellt werden und ihre Atemfunktion bis zur vollständigen Erholung folgen. Später ist es möglich, die ...

Dieses Protokoll beschreibt die Mesh-Implantation im Schaf-Rektovaginal-Septum unter Verwendung einer einzigen vaginalen Inzisionstechnik mit und ohne das trokargeführte Einführen von Verankerungsarmen.

Transvaginal Mesh Insertion im Schaf-Modell

This protocol describes mesh insertion into the rectovaginal septum in sheep using a single vaginal incision technique, with and without the trocar-guided ...

Das übergeordnete Ziel dieses experimentellen chirurgischen Eingriffs besteht darin, mithilfe eines einzigen vaginalen Schnitts ein Implantatnetz in das Rektovaginalseptum einzubringen, gegebenenfalls unter Verwendung einer trokarassistierten Platzierung der Verankerungsarme. Das Schaf ist ein geeignetes Modell, da der ovine Beckenboden ähnliche Veränderungen durchläuft wie beim menschlichen Geburtsvorgang, und da die Körpermaße des Schafs vergleichbare chirurgische Eingriffe ermöglichen. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie ein weit verbreitetes, nicht-primates Großtiermodell verwendet, das einen klinisch etablierten chirurgischen Ansatz zur transvaginalen Implantation ermöglicht.Obwohl diese Methode Einblicke in die chirurgische Behandlung des Beckenorgansenprolaps mit Implantaten ermöglichen kann, ist sie auch auf andere chirurgische Techniken wie die Reparatur mit körpereigenem Gewebe anwendbar. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist entscheidend, da es schwierig ist, diese chirurgischen Techniken zu vermitteln, ohne sie beobachten zu können. Nachdem bestätigt wurde, dass das Schaf schläfrig und träge ist, positionieren Sie das Tier in der lithotomischen Lage am Ende des Operationstisches und sichern Sie die Gliedmaßen mit Seilen, wobei die Hüften in Hyperflexion gehalten werden.Als Nächstes transvaginal auf die Harnblase drücken, um das Organ zu entleeren, und den Mastdarm manuell entleeren, gefolgt von der Rasur des Perineums, des medialen Bereichs der Oberschenkel und der Schwanzfalten. Die freigelegte Haut mit 7,5 % Povidon-Iod desinfizieren und nach dem Anlegen der geeigneten persönlichen Schutzausrüstung das Tier mit einem sterilen Tuch abdecken, wobei eine Öffnung über der Genitalspalte freigelassen wird. Mit einer Allis-Zange die dorsale Vaginalwand drei Zentimeter kranial des Hymenrings fassen.Verwenden Sie dann eine 10-Milliliter-Spritze mit einer 22-Gauge-Nadel, um Salzlösung drei bis vier Millimeter unter das Vaginalepithel entlang der Mittellinie des Rektovaginalseptums, 1,5 Zentimeter kranial zum Hymenring, zu injizieren. L&ouml;sen Sie das Vaginalgewebe durch Injektion der Salzl&ouml;sung in das Rektovaginalseptum. Anschlie&szlig;end f&uuml;hren Sie mit einem Skalpell einen drei Zentimeter langen medianen Schnitt im Vaginalepithel aus, beginnend kaudal zu den Allis-Klemmen und endend am Hymenring.Halten Sie den Schnitt mit einem selbsthaltenden Retraktor über dem Perineum und vier scharfen Haken offen. Verwenden Sie dann Ihren Zeigefinger, um die Rektovaginalfascia von der Vaginalwand aus lateral zu den Beckenseitenwänden und kranial bis zum kaudalen Bereich des Cul-de-sac stumpf zu dissezieren. An diesem Punkt können Sie entweder das rechteckige Implantat einsetzen oder mit der Dissektion fortfahren, um das Implantat mit Verankerungsarmen einzubringen.Wenn ein geeigneter Platz für den 30 mal 40 Millimeter großen flachen Netz-Einsatz geschaffen wurde, führen Sie einen vaginalen Retraktor in den Schnitt ein und verwenden Sie eine einfache unterbrochene 3-0-Polypropylennahtrung auf der linken und rechten Seite des kranialsten Bereichs des präparierten Rektovaginalraums, um die kranialen linken und rechten Ecken des Implantats zu befestigen. Schneiden Sie das überschüssige Nahtmaterial ab und setzen Sie eine zusätzliche einfache unterbrochene Naht in der Mitte des kranialen Bereichs des Implantats. Nähen Sie die seitlichen Ränder des Implantats in der Mitte an das umgebende Bindegewebe mit einer einfachen unterbrochenen 3-0-Polypropylennahtrung fest.Nähen Sie die linken und rechten kaudalen Ecken mit einfachen unterbrochenen 3-0-Polypropylennähten auf der linken und rechten Seite des kaudalsten Abschnitts des Rektovaginalraums. Fügen Sie anschließend einen weiteren einfachen unterbrochenen Faden in der Mitte entlang des kaudalen Bereichs des Implantats hinzu und verschließen Sie die vaginalen Inzisionen mit einem fortlaufenden 3-0-Polyglactinnäht, der am Ende des Videos gezeigt wird. Dies ist ein weiterer Eingriff.Alternativ kann man den Rektovaginalraum kranial-ventral fortsetzen, um die mediale Seite des Foramen obturatorium zu erreichen, und den Raum kaudolateral dissezieren, um den kaudal gelegenen Musculus coccygeus zu erreichen. Führen Sie mit einer Klinge Nr. 24 vier einen Zentimeter breite Inzisionen an der Vulvaseite durch, wobei Haut und oberflächliche muskuläre Faszie durchtrennt werden. Legen Sie zwei ventrale Inzisionen an der medialen Seite des Oberschenkels an, etwa vier Zentimeter kranial zur kaudalen Begrenzung des Arcus ischiadicus und drei Zentimeter lateral zur Mittellinie.Führen Sie zwei dorsale Inzisionen am Ansatz der Schwanzfalten zwei Zentimeter medial zum Tuber ischiadicum durch. Bringen Sie dann einen gekrümmten Trokar durch eine der ventralen Inzisionen ein. Steuern Sie die Fortbewegung des Trokars mit einem Finger, der durch die vaginale Inzision eingeführt wird, und führen Sie den Trokar durch den Musculus abductor magnus, den Musculus obturatorius externus und den medialen Bereich des Foramen obturatum.Beachten Sie besondere Vorsicht beim Vorschieben des Trokars, da das Einführen des Trokars in die falsche Richtung schwere Verletzungen des Gefäßes oder Nervs verursachen kann, die sich beide an der kranialen Seite des Foramen obturatorium befinden. Führen Sie die Spitze des Trokars zur Sehnenbogen des Musculus levator ani und führen Sie den Führungsdraht durch den vaginalen Wandinschnitt. Befestigen Sie den Draht mit dem entsprechenden ipsilateralen kranialen Netzarm und ziehen Sie den beladenen Trokar durch das Gewebe, wobei der Netzarm spannungsfrei gehalten wird.Danach führen Sie den Führungsdraht mit dem zweiten kranialen Arm durch den ventralen Schnitt auf der anderen Seite des Tieres und ziehen die Trokar durch das Gewebe, wie gerade gezeigt. Führen Sie nun die Trokar durch den Musculus coccygeus über eine der dorsalen Incisionen direkt distal zur Ligamentum sacrotuberale und führen Sie den Führungsdraht durch die vaginale Inzision aus. Greifen Sie den dorsalen Arm des Netzes und ziehen Sie das Netz heraus, wobei Sie sicherstellen, dass der Arm spannungsfrei bleibt.Übertragen Sie den zweiten Arm des Netzes auf die andere Seite des Tieres, wie gerade gezeigt, und justieren Sie die Netzposition, indem Sie beide Arme abflachen und unter gleichzeitiger Aufrechterhaltung einer spannungsfreien Netzlage Spannung ausüben. Befestigen Sie das Netz mit einfachen unterbrochenen 3-0-Polypropylennähten in der Mitte der kaudalen Ränder am umgebenden Bindegewebe. Schneiden Sie danach die Arme an der Hautoberfläche ab und verschließen Sie alle Hautinzisionen mit einfachen unterbrochenen 3-0-Poliglecapronnähten, gefolgt von einem fortlaufenden 3-0-Poliglecapronnaht zur Verschließung der vaginalen Inzision.Bei diesem Versuchstier wurden die kranialen Arme durch die kaudale Seite des Foramen obturatorium geführt. Der Einstichpunkt des Trokars befand sich am Sehnenbogen des Musculus levator ani zwei bis 2,5 Zentimeter kaudal zum Canalis obturatorius sowie zu den Gefäßen und dem Nervus obturatorius. Der Musculus gracilis wurde medial verlagert, um den Verlauf des kranialen Arms durch die Muskeln Musculus semitendinosus und Musculus abductor magnus sichtbar zu machen.Die kaudalen Arme wurden einen Zentimeter kaudal zur kaudalen Seite des breiten Sakrotuberalbandes durch den Musculus coccygeus geführt. Der zentrale Teil des Netzes wurde flach platziert, wobei sein kranialer Abschnitt retroperitoneal unterhalb des kaudalen Endes des Cul-de-sac verlief und sein kaudaler Abschnitt entlang des Rektovaginalseptums nach unten. Sobald diese Art der Operation beherrscht ist, kann sie in 40 Minuten abgeschlossen werden.Bevor dieser Eingriff durchgeführt wird, ist es wichtig, sich mit der anatomischen Struktur des Schafspelvis vertraut zu machen und chirurgische Fähigkeiten wie stumpfe und scharfe Dissektion sowie hämostatische Techniken zu erlernen. Nach diesem Verfahren können weitere Methoden wie die Reparatur mit körpereigenem Gewebe durchgeführt werden. Nach seiner Entwicklung ebnete diese Technik den Forschern auf dem Gebiet der Urogynäkologie den Weg, die mit Implantaten verstärkte Reparatur von Beckenorgansenprolapsen in einem Schafmodell für die Vaginalchirurgie zu untersuchen.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man das rektovaginale Septum bei Schafen präpariert, um ein flaches, rechteckiges Implantat einzusetzen, und wie man Trokare verwendet, um die Einführung eines armverankerten Implantats zu führen. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit scharfen Gegenständen wie Skalpellen oder Nadeln versehentliche Verletzungen oder Infektionen verursachen kann und dass stets Vorsichtsmaßnahmen wie eine vollständige Konzentration während der Operation getroffen werden sollten, wenn Sie dieses Verfahren durchführen.

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Research

Forschung

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Medicine

Medizin

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Dieses Video zeigt die Erzeugung eines Kaninchenmodells für Endometriumkarzinom durch Injektion einer hochmetastasierten VX2-Zellsuspension in die vernähten Gebärmutterhörner des Kaninchens. Dies führt zur Entstehung eines primären Endometriumkarzinoms mit retroperitonealen Lymphknotenmetastasen.

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Dieses Protokoll stellt eine standardisierte Methode zum Wachstum von VX2-Zellen in Kultur dar und zur Erstellung eines orthotopischen VX2-Modells von Endometriumkrebs mit retroperitonealen Lymphknotenmetastasen bei Kaninchen. Orthotopische Endometriumkrebsmodelle sind wichtig für die präklinische Untersuchung neuartiger bildgebender Modalitäten für die Diagnose von Lymphknotenmetastasen.

Ein orthotopisches Endometriumkrebs-Modell mit retroperitonealer Lymphadenopathie made From In Vivo Propagated and Cultured VX2 Cells

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