8. November 2017
Polyurethan-Katheter Einfügung in die Aorta Lumen und Naht Ligatur der Aorta verursachen chronische Hypoxie durch Minderdurchblutung der adventitial Vasa Vasorum. Dieser Artikel beschreibt eine neuartige Tiermodell der abdominalen Aortenaneurysma (AAA) mit Eigenschaften ähnlich denen von AAA beim Menschen.
Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, eine Aortengewebshypoxie für die Initiierung eines abdominalen Aortenaneurysmas oder AAA mit progressiver Aortendilatation bei der Ratte zu induzieren. Diese Methode kann dazu beitragen, Schlüsselfragen in der Forschungsphase zu Aortenaneurysmen zu den Mechanismen zu beantworten, die für die Entwicklung und Ruptur von Bauchaortenaneurysmen verantwortlich sind. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass die morphologischen und pathologischen Merkmale des Rattenmodells denen ähneln, die bei menschlichen Bauchaortenaneurysmen zu beobachten sind.
Die Idee zu dieser Methode hatten wir erst, als wir eine andere Möglichkeit einer menschlichen AAA untersuchten. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist von entscheidender Bedeutung, da die Hypoxie-Induktionschirurgie allein durch textversierten Unterricht schwer zu erlernen ist. Das Verfahren wird von Tatsuro Yata, unserem Gefäßchirurgen, und Hirona Kugo, beides ehemalige Ärzte aus unserem Labor, demonstriert.
Nachdem Sie den geeigneten Sedierungsgrad durch Zehenkneifen bestätigt haben, rasieren Sie mit einem Elektrorasierer die Bauchhaare einer 300 bis 400 Milligramm schweren Ratte, gefolgt von einer anschließenden Desinfektion der exponierten Haut mit Alkohol und Povidon-Jodlösung. Legen Sie die Ratte in Rückenlage auf den Operationstisch und tragen Sie Salbe auf die Augen des Tieres auf. Verwenden Sie als Nächstes eine Schere, um einen Bauchschnitt in der ventralen Mittellinie vorzunehmen, und verwenden Sie sterile Gaze und einen Wundretraktor, um den Bauchinhalt in die Bauchhöhle zu packen.
Um die Aorta vom perivaskulären Gewebe zu lösen, verwenden Sie eine Pinzette, um das Retroperitoneum vorsichtig aufzunehmen und zu zerreißen, wodurch die Aortenwand freigelegt wird. Peelen Sie dann die infrarenale Aorta innerhalb des retroperitonealen Raums von der linken Nierenvene bis zur Bifurkation aus dem perivaskulären Gewebe. Verwenden Sie eine 5-0-Seidennaht, um die von der Bauchaorta abzweigenden Gefäße zu ligieren, um die Blutzufuhr an einer Stelle zu blockieren, die von der Aorta entfernt ist und das Aortenlumen nicht verengt.
Um den Blutfluss der Aorta zu blockieren, platzieren Sie Gefäßklammern direkt unter der Nierenarterie und direkt über der Bifurkation der Aorta. Ähnlich wie bei der Entstehung einer Punktblutung auf der Oberfläche der Aortenwand führen Sie die Mikroschere 5 mm distal vom Aortenclip neben den Nierenarterienästen ein, um die vordere Aortenwand zu durchtrennen, und verwenden Sie eine 24-Gauge-Verweilnadel, um einen Polyurethankatheter flach durch den Schnitt einzuführen. Setzen Sie eine mit Wasser gefüllte 1-ml-Spritze auf das Polyurethan und spülen Sie das restliche Blut aus der Aorta.
Schneiden Sie anschließend einen neuen Polyurethan-Katheter auf eine Länge von 10 mm ab und führen Sie diesen Katheter vollständig in den Schnitt des Aortenlumens ein. Positionieren Sie den Mittelpunkt des Katheters so, dass er der Position des Einschnitts entspricht, und verwenden Sie einen 8-0 Monofilamente Naht, um den Schnitt mit einer unterbrochenen Naht zu schließen. Lizieren Sie die Bauchschlagader mit einem chirurgischen Knoten mit einer 5-0-Seidennaht und dem Polyurethan-Katheter.
Wenn der Katheter fest sitzt, entfernen Sie die Gefäßklammern an der Aortengabelung und unterhalb der Nierenarterie, um den antegraden Blutfluss wiederherzustellen und das Vorhandensein einer groben Aortenpulsation zu bestätigen. Verwenden Sie nach dem Entfernen der Gaze eine 4-0-Polypropylen-Naht, um den Bauchschnitt in zwei Schichten fest zu schließen, um ein hervorstehendes Organ zu verhindern. Tragen Sie dann topisches Lidocain auf den Bauchschnitt auf und legen Sie die Ratte auf ein Heizkissen mit Überwachung, bis sie vollständig entschädigt ist.
Beobachten Sie postoperativ den zeitlichen Verlauf der Entwicklung der vergrößerten Aorta auf einem Ultraschallechogramm, indem Sie den maximalen Durchmesser von der Innenkante bis zur Außenkante der Bauchschlagader gemäß den Standardprotokollen messen. 28 Tage nach der Operation wird der Bauch mit einem Skalpell mit einem neuen ventralen Schnitt geöffnet und das Aneurysma mit einer Schere entnommen. Legen Sie die geernteten Aorten für 24 bis 48 Stunden in 10% neutral gepuffertes Formalin.
Nach der Einbettung der Aorten in Paraffin und der Entnahme von Abschnitten des Aortengewebes gemäß den Standardprotokollen hydratisieren Sie die fixierten Paraffinabschnitte 10 Minuten lang in destilliertem Wasser, gefolgt von der Inkubation in Verhoeff-Hämatoxylin. Rost und Korrosion können mit Verhoeffs Hämatoxylin und van Giesons Lösungslaboraktivität identifiziert werden. Daher sind die Frische und die Inkubationszeiten dieser Gewebefarbstoffe wichtig für die Archivierung und optionale Färbung.
Spülen Sie die Abschnitte nach 25 Minuten mit drei 1-minütigen Wäschen in Wasser aus, gefolgt von 10 bis 30 Tauchgängen in differenzierender Lösung. Spülen Sie die Schnitte erneut dreimal mit Wasser ab und legen Sie die Proben eine Minute lang in 5%iges Natriumthiosulfat. Nach einer weiteren Wasserwäsche tauchen Sie die Proben fünf Minuten lang in van Gieson-Lösung.
Als nächstes dehydrieren Sie das Gewebe in 30-sekündigen aufsteigenden Ethanol-Immersionen, gefolgt von der Clearance mit zwei 5-minütigen Xylol-Inkubationen. Verwenden Sie dann ein Resonanzeinbettmedium, um die Abschnitte mit entsprechend großen Deckgläsern abzudecken. In diesen Bildern ist ein repräsentatives Bauchaortenaneurysma, 28 Tage nach dem Einführen des Katheters, zu sehen.
Die Messung des oberen und unteren Endes der Aorta mittels transabdominaler Sonographie zeigt einen normalen Durchmesser ohne Dilatation unmittelbar nach der Katheterplatzierung, der etwa 14 Tage nach der Platzierung auf eine maximale Größe ansteigt und bis zum Ende des Versuchszeitraums unverändert bleibt oder leicht zunimmt. Die histopathologische Analyse des Aneurysmas am Tag 28 zeigt einen ausgeprägten Abbau der elastischen Fasern im Vergleich zu dem am Tag Null. Einmal gemeistert, kann diese Technik in etwa einer Stunde abgeschlossen werden, wenn sie richtig ausgeführt wird.
Im Anschluss an dieses Verfahren können weitere Methoden wie z.B. die In-vitro-Analyse durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zu den einzelnen seriellen Funktionen zu beantworten. Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik den Weg für Forscher auf dem Gebiet des Bauchaortenaneurysmas, um die Krankheit bei bestimmten Patientendemografien zu erforschen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man eine Aortengewebshypoxie für die Einleitung von Bauchaortenaneurysmen mit progressiver Aortendilatation bei der Ratte induziert.
Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit chirurgischen Instrumenten äußerst gefährlich sein kann und dass bei diesem Eingriff immer Vorsichtsmaßnahmen gegen Verletzungen und Infektionen getroffen werden sollten.
Dieser Artikel stellt ein neues Tiermodell zur Untersuchung von Bauchaortenaneurysmen (AAA) bei Ratten vor, das menschliche AAA-Eigenschaften nachahmt. Das Modell wird durch die Einfügung eines Polyurethankatheters und Ligatur mittels Naht hergestellt, was zu chronischer Hypoxie und Aorten-Dilatation führt.
This rodent model addresses a critical gap in preclinical AAA research by replicating human-like hypoxic injury in the aortic wall, enabling mechanistic de-risking of vascular pathology. The model supports target validation and phenotypic screening by providing a disease-relevant system with progressive aortic dilatation and elastic fiber degradation. Its utility lies in improving predictive confidence for therapeutic interventions aimed at hypoxia-driven aneurysm formation.
The model fits within the discovery continuum from target validation through lead identification to preclinical efficacy testing, particularly for hypoxia-modulating or matrix-stabilizing agents.