Name: Analyse von Protein-Protein-Wechselwirkungen und Co-Lokalisierung zwischen Komponenten von Gap, Tight und Adherens Junctions in Murine Mamma Drüsen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 31 s
Description: Erfahren Sie, wie Protein-Protein-Wechselwirkungen und Co-Lokalisierung in murinen Mammadrüsen mittels Co-Immunopräzipitation und Immunfluoreszenz untersucht werden. Diese kostengünstige Methode liefert wichtige Erkenntnisse über Zellverbindungen.

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IP wird von einem Naturwissenschaften und Ingenieurwissenschaftsrat von Kanada finanziert (NSERC # 418233-2012); Ein Fonds de Recherche du Québec-Santé (FRQS), ein Trainerpreis der Quebec-Brustkrebs-Stiftung und ein Leader Founds-Stipendium der kanadischen Stiftung für Innovationsträger. ED erhielt ein Stipendium der Fondation universitaire Armand-Frappier.

Alle Tierprotokolle, die in dieser Studie verwendet wurden, wurden vom Universitäts-Tierpflege-Komitee (INRS-Institut Armand-Frappier, Laval, Kanada) genehmigt. 1. Identifizierung der Protein-Co-Lokalisation <ol><li> Vom Gewebe bis zu mikroskopischen Objektträgern HINWEIS: Gewebe und Abschnitte sollten auf Trockeneis gehandhabt werden. <ol><li> Heben Sie die Brustdrüsen von einem Tier an (für eine vollständige Beschreibung dieses Verfahrens, siehe Plante et al. ) 14 . </li><li> Das ausgeschnittene Gewebe im Gefrier- / Montagemedium auf Trockeneis einbetten. Füge genug Medium hinzu, um die Drüse zu bedecken. Wenn das Medium verfestigt ist, übergeben Sie das Gewebe in einen Gefrierschrank bei -80 ° C für die spätere Verwendung 9 . </li><li> Unter Verwendung eines Kryomikrotoms bei ≤ -35 ​​° C schneiden Sie die Gewebe in 7-10 μm dicke Abschnitte und legen sie auf Mikroskop-Objektträger. HINWEIS: Wenn möglich, legen Sie zwei Abschnitte auf jede Folie. Der linke Abschnitt wird als verwendetUm die Spezifität der Antikörper und die Autofluoreszenz des Gewebes zu verifizieren, während die rechte Seite mit den Antikörpern markiert wird. </li><li> Halten Sie die Abschnitte bei -80 ° C für späteren Gebrauch. </li></ol></li><li> Co-IF-Färbung <ol><li> Die entsprechenden mikroskopischen Objektträger aus dem Gefrierschrank abholen und sofort die Abschnitte durch Eintauchen in Formaldehyd 4% für 15 min bei Raumtemperatur (RT) fixieren. </li><li> Dann tauchen Sie die Folien in phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) bei RT ein. Lassen Sie die Folien in PBS bei RT, bis Sie zum nächsten Schritt gehen. </li><li> Umkreisen Sie jeden Abschnitt des Objektträgers mit einer handelsüblichen hydrophoben Barriere oder einem wasserabweisenden Laborstift (siehe Tabelle der Materialien ). Achten Sie darauf, das Gewebe nicht zu berühren. Fügen Sie sofort Tropfen PBS in das Gewebe und legen Sie die Folie in eine feuchte Histologie Kammer für den Rest des Verfahrens. HINWEIS: Die Gewebeabschnitte müssen befeuchtet bleiben. AlternativeLy, verwenden Sie eine Schachtel mit einem Deckel und legen Sie nasse Papiertücher auf den Boden. </li><li> Blockieren Sie jeden Gewebeabschnitt mit 100-200 μl 3% Rinderserumalbumin (BSA) -Tris-gepufferter Kochsalzlösung (TBS) -0,1% Polysorbat 20 (siehe Tabelle der Materialien ) für 30 min bei RT. Während die Proben blockieren, werden die primären und sekundären Antikörperlösungen durch Verdünnen der Antikörper in TBS-0,1% Polysorbat 20 hergestellt. HINWEIS: Die erforderliche Konzentration für den Antikörper wird vom Hersteller bereitgestellt; Siehe die Tabelle der Materialien und die Abbildungen 1 und 2 für Beispiele, sowie Dianati et al. 9 Obwohl es nicht notwendig ist, im Dunkeln zu arbeiten, wenn man die meisten Fluorophor-konjugierten Antikörper verwendet, vermeiden Sie, die Antikörper-Lösungen oder gefärbten Gewebe einem intensiven, hellen Licht auszusetzen. </li><li> Entfernen Sie die Blockierungslösung durch Absaugen und inkubieren Sie die Abschnitte in 100-200 &amp; mgr; l des verdünnten primären Antikörpers für 60 min bei RT. AlternativY mit dem primären Antikörper über Nacht bei 4 ° C inkubieren. </li><li> Entfernen Sie die primäre Antikörperlösung durch Absaugen und waschen Sie die Abschnitte mit 250-500 μl TBS-0,1% Polysorbat 20 für 5 min. Entfernen Sie die Waschlösung durch Absaugen und wiederholen Sie die Wäsche zweimal. </li><li> Entfernen Sie die Waschlösung durch Absaugen und inkubieren Sie die Abschnitte mit 100-200 &amp; mgr; l des geeigneten Fluorophor-konjugierten sekundären Antikörpers für 60 min bei RT. </li><li> Entfernen Sie die sekundäre Antikörperlösung durch Absaugen und waschen Sie die Abschnitte mit 250-500 μl TBS-0,1% Polysorbat 20 für 5 min. Die Waschlösung entfernen und zweimal wiederholen. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 2.5-2.8 mit der entsprechenden Kombination von primären und sekundären Antikörpern für die nachfolgenden Proteine ​​(n) von Interesse. </li><li> Entfernen Sie die Waschlösung durch Absaugen und führen Sie die Kernfärbung durch Inkubieren des Abschnitts mit 100-200 &amp; mgr; l 1 mg / ml 4 &#39;, 6-Diamidino-2-phenylindol (DAPI) in TBS-0,1% Polysorbat 20 für 5 min beiRT </li><li> Entfernen Sie die DAPI-Lösung durch Absaugen und montieren Sie die Objektträger mit einem wasserlöslichen, nicht fluoreszierenden Montagemedium (siehe Tabelle der Materialien ) und Deckgläschen. Gehen Sie jeweils eine Folie vor. HINWEIS: Die Inkubation des Kernflecks für mehr als 5 min wird nicht die Intensität der Färbung verändern. Alternativ entfernen Sie die DAPI-Lösung auf allen Folien und inkubieren die Gewebe in PBS bei der Montage der Folien. </li><li> Legen Sie die Objektträger für mindestens 8 Stunden in einen 4 ° C-Kühlschrank. Gehen Sie zur fluoreszenzmikroskopischen Bildgebung vor (siehe Abb. 1 und 2 ). </li></ol></li><li> Mikroskopische Bildgebung <ol><li> Visualisierung der fluorophor-konjugierten sekundären Antikörper unter Verwendung eines konfokalen Mikroskops, das mit den verschiedenen Lasern ausgestattet ist, die erforderlich sind, um die Fluorophore bei ihren spezifischen Wellenlängen anzuregen. Hinweis: Um Kanäle und Alveolen visualisieren zu können, wird ein 40X Objektiv mit einer numerischen Blende von 0,95 vorgeschlagen. Ein BeispielE der spezifischen Einstellungen ist in Abbildung 1 dargestellt . </li><li> Überprüfen Sie die Lokalisierung jedes Proteins einzeln durch Scannen des Bildes eine Wellenlänge zu der Zeit. Anmerkung: In diesem Stadium ist es wichtig, die Lokalisation der junctionalen Proteine ​​kritisch zu analysieren. Um junctionale Nexusse bilden zu können, müssen diese Proteine ​​an der Plasmamembran lokalisiert werden. </li><li> Bestimmen Sie die Co-Lokalisierung von Proteinen durch Zusammenführen der mit den Lasern gescannten Bilder bei den verschiedenen Wellenlängen. Anmerkung: Die Protein-Co-Lokalisierung kann durch die Veränderung der Farbe, die sich aus der Emission von zwei oder mehr Fluorophoren an der gleichen Stelle ergibt, visualisiert werden und kann mit der entsprechenden Software gemessen werden ( Abb. 1 und 2 , siehe auch Referenz 9). </li></ol></li></ol> 2. Studieren von PPIs ANMERKUNG: Bauchdrüsendrüsen sollten verwendet werden, um PPIs zu studieren, da Thoraxdrüsen in enger Verbindung mit dem Brustkorb sindMuskeln Heben Sie die Milchdrüsen an (für eine vollständige Beschreibung dieses Verfahrens, siehe Plante et al .) 14 und halten Sie sie bei -80 ° C für spätere Verwendung. <ol><li> Lysatvorbereitung <ol><li> Legen Sie das Wägepapier und 2 mL Mikrozentrifugenröhrchen auf Trockeneis, um sie vorzukühlen, bevor Sie mit den nächsten Schritten fortfahren. </li><li> Nehmen Sie das Brustdrüsengewebe von -80 ° C und halten Sie sie auf Trockeneis. </li><li> Die Gewebe auf den vorgekühlten Wägepapieren wiegen und dann das Gewebe auf 2 mL Mikrozentrifugenröhrchen übertragen (Griff auf Trockeneis). Verwenden Sie zwischen 50 und 100 mg Gewebe pro Probe. Halten Sie das Gewebe auf Trockeneis bis Schritt 2.1.5. </li><li> Bereiten Sie die erforderliche Menge an Triple-Detergens-Lyse-Puffer, ergänzt mit NaF, NaVO &amp; sub3 ; und Protease / Phosphatase-Inhibitor, wie in der Tabelle der Materialien , unter Verwendung der folgenden Formeln angegeben. Mäuse: erforderlicher Puffer (μL) = Mausgewebegewicht (mg) x 3; Ratte: erforderlichPuffer (μL) = Rattengewebegewicht (mg) x 5. </li><li> Fügen Sie die erforderliche Menge an eiskaltem Lysepuffer (berechnet in Schritt 2.1.4) dem 2-ml-Röhrchen, das das Gewebe enthält, hinzu. HINWEIS: In den Schritten 2.1.5-2.1.6 fahren Sie mit einem einzigen Schlauch zu einem Zeitpunkt fort. </li><li> Homogenisieren des Gewebes für 30-40 s unter kontinuierlicher Homogenisierung auf einer Gewebemühle; Halten Sie immer die Tube auf Eis. Stellen Sie den Gewebehomogenisator auf mittlere Geschwindigkeit ein und bewegen Sie den Schleifer vorsichtig nach oben und unten. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 1.6 und 1.7 mit den anderen Röhren. </li><li> Inkubieren Sie die Lysate auf Eis für 10-30 min. </li><li> Die Röhrchen bei 170 xg für 10 min bei 4 ° C zentrifugieren. </li><li> Mittlerweile 6-10 Mikrozentrifugenröhrchen (0,6 ml) für jede Probe identifizieren und auf Eis aufbewahren. </li><li> Sobald die Zentrifugation durchgeführt ist, überprüfen Sie die Röhrchen. Stellen Sie sicher, dass sie eine obere Schicht von Fett, klare, gelb-rosa-Lysate (je nach Entwicklungsstadium) und ein Pellet enthalten. </li><li> Erstellen Sie ein Loch in der LipidschichtMit einer 200-μl-Pipettenspitze, um auf die flüssige Phase zuzugreifen. Ändern Sie die Spitze und sammeln Sie das Lysat, ohne das Pellet zu stören oder die Lipidschicht zu saugen. Aliquot das Lysat in vorbeschrifteten Röhrchen auf Eis (Schritt 2.1.11) und lagern bei -80 ° C. </li><li> Verwenden Sie ein Aliquot, um die Proteinkonzentration mit einem geeigneten handelsüblichen Kit zu quantifizieren (siehe Tabelle der Materialien ). </li></ol></li><li> Indirekte Immunpräzipitation <ol><li> Auf Eis, Tauwetter zwei Aliquots der gesamten Brustdrüsen-Lysate vorbereitet vor. HINWEIS: Ein Aliquot wird für die IP des Zielproteins verwendet, während das andere als Negativkontrolle dienen wird. </li><li> Sammle 500-1000 μg des Lysats und verdünne es in PBS, um ein Endvolumen von 200 &amp; mgr; l in jedem 1,5 ml Röhrchen zu erreichen. ANMERKUNG: Die Menge des zu verwendenden Lysats hängt von der Häufigkeit des Proteins von Interesse und der Effizienz des Antikörpers ab (siehe Abbildung 3 für aN Beispiel, sowie die Tabelle der Materialien ). Zur Optimierung für jedes Ziel sollten unterschiedliche Mengen an Lysat ( dh 500, 750 und 1.000 μg) und Antikörper ( dh 5, 10 und 20 μg) verwendet werden. Gehen Sie mit den folgenden Schritten vor (2.2.3-2.3.7.4). </li><li> Füge den Antikörper gegen das Antigen von Interesse zum ersten Röhrchen des Lysats hinzu und halte es auf Eis. HINWEIS: Der erforderliche Betrag wird in der Regel auf dem von jedem Unternehmen zur Verfügung gestellten Gebrauchsanweisung empfohlen (siehe Tabelle der Materialien ). </li><li> In der zweiten Röhre eine negative Kontrolle durch Zugabe der gleichen Konzentration der Isotyp-IgG-Kontrolle wie der in Schritt 2.2.3 verwendete Antikörper herstellen. </li><li> Die Röhrchen über Nacht bei 4 ° C auf einem Rohrwalzenmischer bei niedriger Geschwindigkeit inkubieren. </li><li> Am nächsten Tag werden 50 μl magnetische Perlen zu neuen 1,5 mL Röhrchen zum Vorspülen gegeben. <ol><li> Wählen Sie entweder Protein A oder Protein G magnetische Perlen auf der Grundlage der relativen Affinität zum Antikörper. </lI&gt; <li> Es ist wichtig, die Verwendung von aggregierten Perlen zu vermeiden. Die Wulstsuspension vorsichtig mischen, bis sie gleichmäßig wieder suspendiert ist, bevor sie den Röhrchen zugesetzt wird. </li></ol></li><li> Legen Sie die Röhrchen mit den Perlen auf den Magnetständer und lassen Sie die Perlen auf den Magneten wandern. Entfernen Sie den Speicherpuffer aus den Perlen mit einer 200 μl Pipette. </li><li> Waschen Sie die Kügelchen, indem Sie 500 μl PBS-0,1% Polysorbat 20 zugeben und die Röhrchen für 10 s kräftig vortexen. </li><li> Setzen Sie die Röhren wieder auf den Magnetständer und lassen Sie die Perlen auf den Magneten wandern. </li><li> Den überschüssigen Waschpuffer durch Pipettieren mit einer 200 μl Pipette entfernen. </li><li> Den Reaktionskomplex (Lysat-Antikörper) aus Schritt 2.2.5 zu den Perlen zugeben und für 90 min bei RT auf dem Walzenmischer inkubieren. </li><li> Legen Sie die Röhrchen auf den Magnetständer und lassen Sie die Perlen auf den Magneten wandern. Mit einer 200 μl Pipette aspirieren und das Lysat entsorgen und die Röhrchen auf Eis stellen. </li><li> Waschen Sie die PerleS durch Zugabe von 500 &amp; mgr; l PBS, Aufbringen der Röhrchen auf den Magnetständer und Entfernen der Flüssigkeit unter Verwendung einer 200 &amp; mgr; l Pipette. Wiederholen Sie diesen Waschschritt. Während der Waschstufen vermeiden Sie Vortexen und halten die Proben auf Eis. </li><li> Waschen Sie die Perlen einmal mit PBS-0,1% Polysorbat 20 ohne Vortexen und verwerfen Sie den letzten Waschpuffer mit einer 200 μl Pipettenspitze. </li><li> Zur Elution werden 20 μl 0,2 M saures Glycin (pH = 2,5) zu den Röhrchen gegeben und 7 min auf dem Walzenmischer geschüttelt. </li><li> Zentrifugieren Sie mit hoher Geschwindigkeit für ein paar Sekunden (schnelles Spin) und sammeln Sie den Überstand in einem frischen eiskalten Rohr. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 2.2.14 und 2.2.15 für jedes Rohr. HINWEIS: Das Endvolumen beträgt 40 μl. </li><li> Füge 10 μl 4x Laemmli-Puffer zu der 40 μl eluierten Probe aus Schritt 2.2.16 hinzu. HINWEIS: Die Farbe wird aufgrund des sauren pH-Werts gelb. </li><li> Fügen Sie sofort 1 M Tris (pH = 8), ein Tropfen zu einer Zeit, zu der eluierten Probe von Schritt 2.2.18 bis zu seiner Farbe hinzuWird blau. Fahren Sie zu den nächsten Röhren. </li><li> Die Proben aus Schritt 2.2.18 bei 70-90 ° C für 10 min kochen. Gehen Sie sofort zur Gelelektrophorese vor. Alternativ die Proben in einen Gefrierschrank bei -80 ° C bis zum Beladen transportieren. </li></ol></li><li> Downstream Anwendung: Gelelektrophorese gefolgt von Western Blot <ol><li> Trennung und Stapelung von SDS-PAGE-Acrylamidgelen (1,5 mm Dicke) nach Standardverfahren vorbereiten 15 . HINWEIS: Die Wahl des Gels (8-15% Acrylamid, Gradient: siehe Tabelle der Materialien ) sollte auf der Grundlage der Molekulargröße des zu präzipitierenden Proteins und der zu analysierenden potentiellen Bindungspartner bestimmt werden. Diese Proteine ​​müssen voneinander gelöst werden, um eine ordnungsgemäße Immunodetektion zu ermöglichen. </li><li> Tauen Sie die Immunopräzipitation (IP) - unvermittelten Proben (Schritt 2.2.20) auf Eis. </li><li> Bereiten Sie Protein-Lysate aus den gleichen Proben (für die IP-Verfahren oben verwendet). Verwenden Sie 50Μg Gesamtlysat und fügt 4X Laemmli Probenpuffer hinzu. Kochen Sie die Proben bei 70-90 ° C für 5 min und legen Sie auf Eis bis zum Laden. HINWEIS: Diese Proben werden neben der eluierten IP-Probe geladen, um das Vorhandensein von ausgefällten Proteinen im Gesamtlysat zu demonstrieren. </li><li> Laden Sie die vorbereiteten Lysate aus Schritt 2.3.3 und die ausgefällten Proben aus Schritt 2.2.20 Seite an Seite in ein Acrylamidgel und führen sie in laufenden Puffer (10x Laufpuffer: 30,3 g Tris, 144,1 g Glycin und 10 G SDS in 1 l destilliertem Wasser) bei 100 V für ca. 95 min oder bis der Rand der wandernden Proteine ​​den Boden des Gels erreicht. </li><li> Übertragen Sie die Gele auf eine Nitrozellulose- oder PVDF-Membran unter Verwendung eines Standardprotokolls 9 , 15 . </li><li> Blockieren Sie die Membran für 1 h auf einer Wippe bei niedriger Geschwindigkeit in 5% Trockenmilch-TTBS (20 mM Tris, 500 mM NaCl und 0,05% Polysorbat 20). </li><li> Identifizieren Sie, ob der Niederschlag erfolgreich warSchüchtern <ol><li> Sonde die Membran unter Verwendung des ersten Antikörpers gegen das ausgefällte Protein, verdünnt in 5% Trockenmilch-TTBS in der vom Hersteller empfohlenen Konzentration über Nacht bei 4 ° C auf einer Schaukelplattform mit langsamer Bewegung. HINWEIS: Siehe die Tabelle der Materialien für Empfehlungen. </li><li> Am nächsten Tag die Membran 3 mal für jeweils 5 min mit TTBS auf einer Schaukelplattform mit hoher Rührung waschen. </li><li> Inkubieren Sie die Membran in dem geeigneten sekundären Antikörper, konjugiert mit Meerrettichperoxidase (HRP), verdünnt in TTBS, für 1 h bei RT auf einer Schaukelplattform mit langsamen Rühren. ANMERKUNG: Alternativ kann ein mit einem Fluorochrom konjugiertes sekundäres Antikörper verwendet werden, wenn eine entsprechende Vorrichtung zur Erkennung des Signals verfügbar ist. </li><li> Führen Sie 3 bis 6 Wäschen, jeweils für 5 min, mit TTBS auf einer Schaukelplattform mit hoher Bewegung. Analysieren Sie das Signal des sekundären Antikörpers durch Inkubieren der Membran mit einem kommerziellen aVailable luminol solution (siehe Tabelle der Materialien ) und folgen Sie den Anweisungen des Herstellers. Erfassen Sie das Signal mit einem Chemilumineszenz-Bildgebungssystem (siehe Tabelle der Materialien ). HINWEIS: Für ein detailliertes Protokoll zur Western-Blot-Analyse siehe Referenz 16. </li></ol></li><li> Um interagierende Proteine ​​zu identifizieren, führen Sie die Schritte 2.3.7.1-2.3.7.4 mit den entsprechenden Antikörpern auf dem gleichen Blot durch. HINWEIS: Wenn die Proteine ​​interagieren, werden die Bindungspartner mit dem Zielprotein co-immunpräzipitiert und sind somit durch Western-Blotting nachweisbar. Schritt 2.3.8 kann mit mehr Antikörpern wiederholt werden, um festzustellen, ob sich andere Proteine ​​in demselben Protein-Komplex befinden, solange sich die Molekulargewichte der Proteine ​​so stark unterscheiden, dass sie auf dem Gel und der Membran gut getrennt sind. </li><li> Um zu bestätigen, dass die identifizierten Bindungspartner keine Artefakte sind, sollte reziproke IP durchgeführt werden. HINWEIS: Dies wird durch Wiederholen durchgeführtSchritte 2.2.1-2.2.20 mit dem gleichen Lysat, aber Ausfällen eines der in Schritt 3.8 identifizierten Bindungspartner. Dann werden die Schritte 3.1-3.8 unter Verwendung des primären Antikörpers gegen das erste interessierende Protein wiederholt. </li></ol></li></ol>

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<li>Fredriksson, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proteomic+analysis+of+proteins+surrounding+occludin+and+claudin-4+reveals+their+proximity+to+signaling+and+trafficking+networks%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Proteomic analysis of proteins surrounding occludin and claudin-4 reveals their proximity to signaling and trafficking networks.</a> PLoS One. 10 (3), e0117074(2015).</li>
<li>Weibrecht, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proximity+ligation+assays%3A+a+recent+addition+to+the+proteomics+toolbox%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Rev+Proteomics%22%5BJournal%5D)">Proximity ligation assays: a recent addition to the proteomics toolbox.</a> Expert Rev Proteomics. 7 (3), 401-409 (2010).</li>
<li>Malovannaya, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Streamlined+analysis+schema+for+high-throughput+identification+of+endogenous+protein+complexes%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Streamlined analysis schema for high-throughput identification of endogenous protein complexes.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (6), 2431-2436 (2010).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu erklären.

Zell-Zell-Interaktionen über Kreuzungen sind für die richtige Funktion und Entwicklung von vielen Organen, wie die Brustdrüse erforderlich. Studien haben gezeigt, dass junctionale Proteine ​​die Funktion und Stabilität voneinander regulieren und die Signaltransduktion durch die Bindung an der Zellmembran 10 aktivieren können. Die Protokolle, die in der aktuellen Manuskript präsentiert wurden, haben interessante Ergebnisse über die junctionale Protein-Differential-Expression, Lokalisierung und Int...

Mamma-Drüsenwachstum und -entwicklung erfolgt vor allem nach der Geburt. Dieses Organ umgibt sich ständig während des Fortpflanzungslebens eines Säugetiers 1 . Das erwachsene Brustdrüsenepithel besteht aus einer inneren Schicht von luminalen Epithelzellen und einer äußeren Schicht von Basalzellen, die hauptsächlich aus Myoepithelzellen besteht und von einer Basalmembran 2 umgeben ist. Für eine gute Übersicht über die Brustdrüsenstruktur und -entwicklung kann sich der Leser auf Sternlicht 1 beziehen. Für die normale Entwicklung und Funktion der Drüse 1 , 3 , 4 , 5 , 6 sind Zell-Zell-Wechselwirkungen über Lücke (GJ), enge (TJ) und Adhärens (AJ) -Knoten erforderlich. Die Hauptbestandteile dieser Übergänge in der Mäuse-Brustdrüse sind Cx26, Cx30, Cx32 und Cx43 (GJ); Claudin-1, -3, -4 und -7 undZO-1 (TJ); Und E-Cadherin, P-Cadherin und β-Catenin (AJ) 7 , 8 . Die Expressionsniveaus dieser verschiedenen junctionalen Proteine ​​variieren in einer stadienabhängigen Weise während der Brustdrüsenentwicklung, was auf differentielle Zell-Zell-Interaktionsanforderungen hindeutet. GJ, TJ und AJ sind strukturell und funktionell verknüpft und fesseln andere strukturelle oder regulatorische Proteine ​​an die benachbarten Stellen benachbarter Zellen und schaffen so einen Junction-Nexus 10 . Die Zusammensetzung des Junction-Nexus kann die Überbrückung mit dem darunter liegenden Zytoskelett sowie die Nexus-Permeabilität und -Stabilität beeinflussen und kann folglich die Funktion der Drüse 8 , 9 , 10 , 11 beeinflussen. Die Bestandteile von interzellulären Übergängen, die sich in junctionalen Nexusionen befinden oder miteinander in difDie Entwicklungsstadien der Entwicklung der Brustdrüsen wurden vor kurzem mit Co-Immunfluoreszenz (Co-IF) und Co-Immunpräzipitation (Co-IP) 9 analysiert. Während andere Techniken die Auswertung der funktionalen Assoziation zwischen Proteinen erlauben, werden diese Methoden in diesem Manuskript nicht dargestellt. Da Proteine ​​nur alleine funktionieren, ist das Studium von Protein-Protein-Wechselwirkungen (PPIs), wie Signaltransduktionen und biochemischen Kaskaden, für viele Forscher von wesentlicher Bedeutung und kann signifikante Informationen über die Funktion von Proteinen liefern. Co-IF und mikroskopische Analyse helfen, einige Proteine ​​zu bewerten, die denselben subzellulären Raum teilen. Allerdings ist die Anzahl der Ziele durch die Antikörper begrenzt, die bei verschiedenen Tieren angehoben werden müssen, und durch den Zugang zu einem konfokalen Mikroskop, das mit verschiedenen Wellenlängenlasern und einem Spektraldetektor zum Multiplexen ausgestattet ist. Co-IP bestätigt oder zeigt hochaffine physikalische Wechselwirkungen zwischenZwei oder mehr Proteine, die sich innerhalb eines Proteinkomplexes befinden Trotz der Entwicklung neuartiger Techniken wie der Fluoreszenz-Resonanz-Energieübertragung (FRET) 12 und dem Proximity-Ligation Assay (PLA) 13 , die gleichzeitig die Lokalisierung und Interaktionen von Proteinen nachweisen können, bleibt Co-IP eine geeignete und erschwingliche Technik, um Wechselwirkungen zwischen ihnen zu untersuchen Endogene Proteine. Die Schritt-für-Schritt-Methode, die in diesem Manuskript beschrieben wird, erleichtert das Studium der Proteinlokalisierung und der PPIs und weist auf Fallstricke hin, um beim Studium endogener PPIs in den Brustdrüsen zu vermeiden. Die Methodik beginnt mit der Präsentation der verschiedenen Konservierungsverfahren für die für jede Technik benötigten Gewebe. Teil 1 präsentiert, wie man die Protein-Co-Lokalisation in drei Schritten untersucht: i) die Sektion von Milchdrüsen, ii) die Doppel- oder Dreifachmarkierung verschiedener Proteine ​​unter Verwendung der Co-IF-Technik und iii) die Abbildung vonProteinlokalisierung Teil 2 zeigt, wie man ein endogenes Protein ausfällt und seine interagierenden Proteine ​​in drei Schritten identifiziert: i) Lysatpräparation, ii) indirekte Proteinimmunpräzipitation und iii) Bindungspartneridentifikation durch SDS-PAGE und Western Blot. Jeder Schritt dieses Protokolls ist für Nagetier-Brustdrüsengewebe optimiert und erzeugt qualitativ hochwertige, spezifische und reproduzierbare Ergebnisse. Dieses Protokoll kann auch als Ausgangspunkt für PPI-Studien in anderen Geweben oder Zelllinien verwendet werden.

<table><tbody><tr><td>Mäusestamm und -stadium</td><td>St. Constant, Quebec, Kanada</td><td></td><td>C57BL/6 weibliche Mäuse; Trächtigkeitstag 18 (P18) und Laktationstag 14 (L14), Charles River Kanada&nbsp;</td></tr><tr><td>PBS 10x (Lager)</td><td></td><td></td><td>1) 80 g NaCl (F.W.: 58,44), 2 g KCl (F.W. 74,55), 26,8 g Na2HPO4&#183; 7H2O (F.W. 268.07) und 2,4 g KH2PO4 (F.W.:136.09) in 800 mL destilliertem Wasser; 2) Stellen Sie den PH-Wert auf 7,4 ein; 3) Wasser hinzufügen, um das Endvolumen von 1 l zu erreichen.</td></tr><tr><td>TBS 10x (Lager)</td><td></td><td></td><td>1) 60,5 g TRIS, 87,6 g NaCl in 800 mL destilliertem Wasser auflösen; 2) Stellen Sie den pH-Wert auf 7,5 ein; 3) Wasser hinzufügen, um das Endvolumen von 1 l zu erreichen.</td></tr><tr><td colspan="4">Teil 1: Immunfluoreszenz</td></tr><tr><td>Gefriermedien</td><td>VWR International, Ville Mont-Royal, QC, Kanada</td><td>95067-840</td><td>VMR Schnellschnitte Compound&nbsp;</td></tr><tr><td>Mikrotom</td><td>Mississauga, ON, Kanada</td><td>956640</td><td>Microm HM525, Thermo fisher scientific HM525 NX Kryostat 115 V 60 Hz</td></tr><tr><td>Klingen</td><td>C.L. Sturkey, Inc. Les Produits&nbsp; Wissenschaftliche Einrichtungen&nbsp; ESBE&nbsp; St-Laurent, QC, Kanada</td><td>BLM1001C</td><td>Goldbeschichtete Klingen mit hohem Profil</td></tr><tr><td>Pap Pen</td><td>Cedarlane, Burlington, ON, Kanada</td><td>8899</td><td>Super PAP Pen, Thermo fisher scientific</td></tr><tr><td>Mikroskopische Objektträger</td><td>Fisher Scientific, Burlington, ON, Kanada</td><td>12-550-15</td><td>Fisherbrand&nbsp; Superfrost Plus Objektträger</td></tr><tr><td>Formaldehyd</td><td>BioShop Canada Inc, Burlington, ON, Kanada</td><td>FOR201.1</td><td>Forlmadehyde</td></tr><tr><td>Rinderserumalbumin (BSA)</td><td>Santa Cruz Biotechnology, Inc, Kalifornien, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Blockierungslösung</td><td></td><td></td><td>3% BSA in TBS</td></tr><tr><td>Waschlösung</td><td></td><td></td><td>TBS-Tween 20 0,1%</td></tr><tr><td>Polysorbat 20</td><td>Oakville, ON, Kanada</td><td>P 9416</td><td>Tween 20, Sigma-Aldrich</td></tr><tr><td>Eindeckmedien</td><td>Cedarlane, Burlington, ON</td><td>17984-25(EM)</td><td>Fluoromount-G</td></tr><tr><td>Erste & sekundäre Antikörper</td><td>Zellsignalisierung, Beverly, MA, USA</td><td>Kommentare ansehen</td><td>E-Cadherin (4A2) Maus mAb (#14472s) 1/50 (Zellsignalisierung) mit Anti-Maus-IgG Fab2 Alexa Fluor 555 (#4409s), Zellsignalisierung&nbsp;</td></tr><tr><td>Erste & sekundäre Antikörper&nbsp;</td><td>Life Technologies, Waltham, MA, USA & Cell Signaling, Beverly, MA, USA</td><td>Siehe Kommentare</td><td>Claudin-7 (#34-9100) 1/100 (Life Technologies) mit Anti-Kaninchen-IgG Fab2 Alexa Fluor 488 (#4412s) (Cell Signaling)&nbsp;</td></tr><tr><td>Erste & sekundäre Antikörper&nbsp;</td><td>Santa Cruz Biotechnology, Inc., Kalifornien, USA; Fischer Scientific, Burlington, ON, Kanada&nbsp;</td><td>Siehe Kommentare</td><td>&beta;-Catenin Antikörper (C-18): sc-1496 (SANTA CRUZ) mit Anti-Ziegen-IgG (H+L) Alexa Fluor 568 (#A11057), Molekulare Sonde (Fisher Scientific)</td></tr><tr><td>Erste & sekundäre Antikörper&nbsp;</td><td>Life Technologies, Waltham, MA, USA & Cell Signaling, Beverly, MA, USA</td><td>Siehe Kommentare</td><td>Connexin26&nbsp; (#33-5800) 1/75 (Life Technologies) mit Anti-Maus-IgG Fab2 Alexa Fluor 647 (#4410s)&nbsp;</td></tr><tr><td>Zellkernfärbung</td><td>Fisher Scientific, Burlington, ON, Kanada</td><td>D1306</td><td>DAPI (4',6-Diamidino-2-phenylindole, Dihydrochlorid) 1/1.000 in PBS</td></tr><tr><td>Fluoreszenzmikroskop</td><td>Nikon Canada, Mississauga, On, Kanada</td><td></td><td>Nikon A1R+ konfokaler mikroskopischer Laser mit Spektraldetektor</td></tr><tr><td>Software für die Analyse von IF-Bildern</td><td>Nikon Canada, Mississauga, On, Canada</td><td></td><td>NIS-elements software (Version 4)</td></tr><tr><td colspan="4">Teil 2: Immunpräzipitation</strong</td></tr><tr><td>>Triple-detergent Lysis Buffer (100&nbsp; mL) pH=8,0</td><td></td><td></td><td>1) Mischen Sie 50 mM TRIS (V.W.: 121,14), 150&nbsp; mM NaCl (F.W.: 58,44), 0,02 % Natriumazid, 0,1 % SDS, 1 % NONIdET P40, 0,5 % Natriumdesoxycholat in 80 mL destilliertem H2O. 2) Stellen Sie den pH-Wert auf 8,0 mit HCl 6&nbsp; N (~0.5&nbsp; mL). 3) Stellen Sie die Lautstärke auf 100&nbsp; ml. Bewahren Sie es im Kühlschrank auf Am Tag der Proteinextraktion verwenden Sie 1/100 NaVo3, 1/100 Protease-/Phosphatase-Hemmer und 1/25 NAF in der berechneten Menge an Triple Detergent Lysis Buffer: Natriumfluorid (Stamm) Lösung 1,25&nbsp; M (V.W.: 41.98), Natriumorthovanadat (Lager) Lösung 1&nbsp; M (F.W.: 183.9)</td></tr><tr><td>Protease-/Phosphatase-Inhibitor</td><td>Fisher Scientific, Burlington, ON</td><td>78441</td><td>Halt Protease- und Phosphatase-Inhibitor-Cocktail, EDTA-frei (100x)</td></tr><tr><td>Proteindosierung</td><td>Thermo Scientific, Rockford, Illinois, USA</td><td>23225</td><td>Pierce BCA-Protein-Assay-Kit&nbsp;</td></tr><tr><td>Gewebeschleifer</td><td>Fisher Scientific, Burlington, ON</td><td>FTH-115</td><td>Power 125, Modell FTH-115</td></tr><tr><td>Magnetische Beads und Ständer</td><td>Millipore, Etobicoke, ON, Kanada</td><td></td><td>PureProteome Protein G Magnetic Bead System (LSKMAGG02)</td></tr><tr><td>Waschlösung für IP</td><td></td><td></td><td>PBS oder PBS-Tween20 0,1% je nach Schritt</td></tr><tr><td>Primäre Antikörper für Immunpräzipitation</td><td>Cell Signaling, Beverly, MA, USA</td><td>Siehe Kommentare</td><td>IgG Kaninchen (Kaninchen (DA1E) mAb IgG Isotypkontrolle (#3900s) (Zellsignalisierung) 0,5 &micro; L/200 & Mikro; L</td></tr><tr><td>Primäre Antikörper für die Immunpräzipitation</td><td>Cell Signaling, Beverly, MA, USA</td><td>Kommentare anzeigen</td><td>IgG Maus Maus (G3A1) mAb IgG Isotypkontrolle (#5415s) (Cell Signaling) 0,5 & micro; L/200 & Mikro; L</td></tr><tr><td>Primäre Antikörper für die Immunpräzipitation</td><td>Sigma-Aldrich, Oakville, ON, Kanada</td><td>Kommentare ansehen</td><td>Connexin43 (#C6219) (Sigma-Aldrich) 4&nbsp; &Mikro; L/200&nbsp; &Mikro; L</td></tr><tr><td>Primäre Antikörper für die Immunpräzipitation</td><td>Cell Signaling, Beverly, MA, USA</td><td>Siehe Kommentare</td><td>E-Cadherin (4A2) Maus mAb (#14472s) (Cell Signaling) 1 &micro; L/200 & Mikro; L</td></tr><tr><td>Laemmli Puffer&nbsp;</td><td>BIO-RAD, Mississauga, Ontario, Kanada</td><td>1610747</td><td>4x Laemmli Sample Buffer (&beta;-Mercaptoethanol nach Herstellerempfehlung zugeben)</td></tr><tr><td>Saures Glycin&nbsp;</td><td>Fisher Scientific, Burlington, ON</td><td>PB381-5</td><td>0,2 M Glycin; pH=2,5 mit HCl&nbsp;</td></tr> einstellen<tr><td>Tris&nbsp;</td><td>Fisher Scientific, Burlington, ON</td><td>BP152-1</td><td>1 M (pH=8)&nbsp;</td></tr><tr><td>SDB-PAGE Acrylamid-Gele&nbsp;</td><td>BIO-RAD, Mississauga, ON, Kanada</td><td>1610180 -5</td><td>TGX Stain-Free FastCast Acrylamide Solutionss (7,8%, 10%, 12%)</td></tr><tr><td>Laufender Puffer 10x&nbsp;</td><td>BIO-RAD, Mississauga, ON, Kanada</td><td>1704272</td><td>Tris 30.3&nbsp; g/Glycin 144,1&nbsp; g /SDB 10&nbsp; g in 1 L Membranen aus destilliertem Wasser</td></tr><tr><td>BIO-RAD, Mississauga, ON, Kanada</td><td>1704272</td><td>PVDF-Membranen, Trans-Blot Turbo RTA Mini PVDF Transfer Kit</td><td></td></tr><tr><td>Transfermethode</td><td>BIO-RAD, Mississauga, ON, Kanada</td><td>1704155</td><td>Trans-Blot Turbo Transfer System</td></tr><tr><td>Dry</td><td>Milk Smucker Food of Canada Co, Markham, ON, Kanada</td><td></td><td>Fettfreies Instant-Magermilchpulver, Nelken-Blockierungslösung</td></tr><tr><td>für Blots</td><td></td><td></td><td>5% Trockenmilch in TBS-Tween 20 0,1</td></tr>%<tr><td>Waschlösungen für Blots</td><td></td><td></td><td>TBS-Tween 20 0,1%</td></tr><tr><td>Primär- und Sekundärantikörper gegen Blots (10&nbsp; mL)</td><td>Sigma-Aldrich, Oakville, Ontario & Abcam, Toronto, ON, Kanada</td><td>Kommentare ansehen</td><td>Connexin43 (#C6219) (Sigma-Aldrich) 1/2.500 mit HRP-konjugiertem Veriblot für IP-Sekundärantikörper (ab131366) 1/5.000 (Abcam, Toronto, ON, Kanada)</td></tr><tr><td>Primäre und sekundäre Antikörper für Blots (10&nbsp; mL)</td><td>Zell-Signalweg, Beverly, MA, USA & Abcam, Toronto, ON, Kanada</td><td>Kommentare ansehen</td><td>E-Cadherin (24E10) Kaninchen mAb 1/1.000 (#3195s) (Zellsignalisierung) 1/1.000 mit HRP-konjugiertem Veriblot für IP-Sekundärantikörper (ab131366) 1/5.000 (Abcam, Toronto, ON, Kanada)</td></tr><tr><td>Primäre und sekundäre Antikörper für Blots (10&nbsp; mL)</td><td>Life technologies, Waltham, MA, USA & Abcam, Toronto, ON, Kanada</td><td>Kommentare ansehen</td><td>Claudin-7 (#34-9100) (Life Technologies) 1/1.000 mit HRP-konjugiertem Veriblot für IP-Sekundärantikörper (ab131366) 1/5.000 (Abcam, Toronto, ON, Kanada)</td></tr><tr><td>Primäre und sekundäre Antikörper für Blots (10&nbsp; mL)</td><td>Life technologies, Waltham, MA, USA & Abcam, Toronto, ON, Kanada</td><td>Kommentare ansehen</td><td>Claudin3 (#34-1700) (Life technologies) 1/1.000 mit HRP-konjugiertem Veriblot für IP-Sekundärantikörper (ab131366) 1/5.000 (Abcam, Toronto, ON, Kanada)</td></tr><tr><td>Luminol-Lösung für die Signaldetektion auf Blots</td><td>BIO-RAD, Mississauga, ON, Kanada</td><td>1705061</td><td>Clarity Western ECL Blotting Substrate</td></tr><tr><td>Imaging Blots</td><td>BIO-RAD, Mississauga, ON, Kanada</td><td>1708280</td><td>ChemiDoc MP Imaging </td></tr><tr><td>Systemanalyse-Blots</td><td>BIO-RAD, Mississauga, ON, Kanada</td><td></td><td>ImageLab 5.2 Software&nbsp;</td></tr></tbody></table>

analyse von protein-protein-wechselwirkungen und co-lokalisierung zwischen komponenten von gap, tight und adherens junctions in murine mamma drüsen

Analysis of Protein-protein Interactions and Co-localization Between Components of Gap, Tight, and Adherens Junctions in Murine Mammary Glands

Zell-Zell-Interaktionen spielen eine zentrale Rolle bei der Erhaltung der Gewebeintegrität und der Barriere zwischen den verschiedenen Kompartimenten der Brustdrüse. Diese Wechselwirkungen werden durch junctionale Proteine ​​bereitgestellt, die Nexus zwischen benachbarten Zellen bilden. Junctional Protein-Mislocalisierung und reduzierte physikalische Assoziationen mit ihren Bindungspartnern können zum Verlust der Funktion und damit zur Organ-Dysfunktion führen. Somit ist die Identifizierung von Proteinlokalisierung und Protein-Protein-Wechselwirkungen (PPIs) in normalen und krankheitsbezogenen Geweben unerlässlich, um neue Beweise und Mechanismen zu finden, die zum Fortschreiten von Krankheiten oder Veränderungen im Entwicklungsstatus führen. Dieses Manuskript stellt eine zweistufige Methode zur Beurteilung von PPIs in murinen Brustdrüsen dar. Im Protokollabschnitt 1 wird ein Verfahren zur Durchführung von Co-Immunfluoreszenz (Co-IF) unter Verwendung von Antikörpern, die gegen die interessierenden Proteine ​​angehoben werden, gefolgt von sekundären Antikörpern, die mit Fluorochromen markiert sind, beschrieben. Obwohl Co-IF alleOws für die Demonstration der Nähe der Proteine, macht es möglich, ihre physikalischen Wechselwirkungen zu studieren. Daher wird im Protokollabschnitt 2 ein detailliertes Protokoll zur Co-Immunpräzipitation (Co-IP) bereitgestellt. Dieses Verfahren wird verwendet, um die physikalischen Wechselwirkungen zwischen Proteinen zu bestimmen, ohne zu bestätigen, ob diese Wechselwirkungen direkt oder indirekt sind. In den letzten Jahren haben Co-IF- und Co-IP-Techniken gezeigt, dass bestimmte Komponenten von interzellulären Knotenpunkten zusammen lokalisieren und miteinander interagieren, wodurch stadienabhängige Junction-Nexusen entstehen, die während der Brustdrüsenentwicklung variieren.

Um zu bestimmen, ob GJ-, AJ- und TJ-Komponenten in der Brustdrüse zusammenwirken können, wurden zuerst Co-IF-Assays durchgeführt. Cx26, ein GJ-Protein und β-Catenin, ein AJ-Protein, wurden mit spezifischen Antikörpern untersucht und unter Verwendung von Fluorophor-konjugierten Maus-647 (Grün-, Pseudofarb-) und Ziegen-568 (roten) Antikörpern ( 1B und C ) . Die Daten zeigten, dass sie sich an der Zellmembran von Epithelzellen in der Mäuse-Brustdrüse am Lak...

Interzelluläre Übergänge sind Requisiten für Brustdrüsen-Bühnenspezifische Funktionen und Entwicklung. Dieses Manuskript liefert ein detailliertes Protokoll für die Untersuchung von Protein-Protein-Wechselwirkungen (PPIs) und Co-Lokalisierung mit Hilfe von murinen Brustdrüsen. Diese Techniken erlauben die Untersuchung der Dynamik der physikalischen Assoziation zwischen interzellulären Übergängen in verschiedenen Entwicklungsstadien.

Analyse von Protein-Protein-Wechselwirkungen und Co-Lokalisierung zwischen Komponenten von Gap, Tight und Adherens Junctions in Murine Mamma Drüsen

Cell-cell interactions play a pivotal role in preserving tissue integrity and the barrier between the different compartments of the mammary gland. These ...

Das übergeordnete Ziel dieser Methode besteht darin, festzustellen, ob zwei oder mehr interzelluläre Junction-Proteine innerhalb von Zellen ko-lokalisiert sind, und ihre physikalische Interaktion mittels Co-Immunpräzipitation weiter zu untersuchen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen aus dem Bereich der Biologie der Mammar drüse zu beantworten, beispielsweise welche Rolle Junctions bei der normalen Entwicklung und bei Erkrankungen wie Brustkrebs spielen. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie bei relativ geringen Kosten umfangreiche Informationen über Protein-Protein-Interaktionen in vivo liefern kann.Um eine ko-immunfluoreszierende Färbung durchzuführen, entnehmen Sie die geeigneten mikroskopischen Objektträger aus dem Gefrierschrank. Fixieren Sie die Schnitte unmittelbar, indem Sie sie 15 Minuten lang bei Raumtemperatur in vierprozentigem Formaldehyd eintauchen. Anschließend tauchen Sie die Objektträger bei Raumtemperatur in phosphatgepufferte Kochsalzlösung ein.Lassen Sie die Objektträger bis zum nächsten Schritt an diesem Ort. Umkreisen Sie jeden Abschnitt des Objektträgers mit einer handelsüblichen hydrophoben Barriere oder einem wasserabweisenden Laborstift. Geben Sie sofort Tropfen von PBS auf das Gewebe und legen Sie den Objektträger für den Rest des Verfahrens in eine humane Histologiekammer.Blockieren Sie jeden Gewebeschnitt mit 100 bis 200 Mikrolitern einer 3 %igen Lösung aus Rinderserumalbumin in Tris-gepufferter Kochsalzlösung mit 0,1 % Polysorbat-20 für 30 Minuten bei Raumtemperatur. Während die Proben blockiert werden, bereiten Sie die Primär- und Sekundärantikörperlösungen vor, indem Sie die Antikörper in TBS mit 0,1 % Polysorbat-20 verdünnen. Nach dem Absaugen der Blockierungslösung inkubieren Sie die Schnitte in 100 bis 200 Mikrolitern der verdünnten Primärantikörperlösung für 60 Minuten bei Raumtemperatur.Entfernen Sie dann die Primärantikörperlösung durch Absaugen und waschen Sie die Schnitte mit 250 bis 500 µL TBS mit 0,1 % Polysorbat-20 fünf Minuten lang. Entfernen Sie die Waschlösung durch Absaugen und wiederholen Sie den Waschschritt zweimal. Saugen Sie die Waschlösung ab und inkubieren Sie die Schnitte mit 100 bis 200 µL des geeigneten mit Fluoro-4 konjugierten sekundären Antikörpers 60 Minuten bei Raumtemperatur.Nachdem die Lösung des sekundären Antikörpers abgesaugt wurde, waschen Sie die Schnitte mit 250 bis 500 Mikrolitern TBS mit 0,1 % Polysorbat-20 fünf Minuten lang. Entfernen Sie die Waschlösung und wiederholen Sie den Vorgang zweimal. Wiederholen Sie diese Schritte unter Verwendung der geeigneten Kombination aus primären und sekundären Antikörpern für alle weiteren interessierenden Proteine.Nach dem Entfernen des letzten Waschschritts erfolgt die Kernfärbung durch Inkubation des Schnitts mit 100 bis 200 Mikrolitern einer Ein-Milligramm-pro-Milliliter-DAPI-Lösung in TBS mit 0,1 % Polysorbat-20 für fünf Minuten bei Raumtemperatur. Aspirieren Sie die DAPI-Lösung und decken Sie die Objektträger mit einem wasserlöslichen, nicht fluoreszierenden Eindeckmedium und Deckgläsern ab. Legen Sie die Objektträger flach in einen Kühlschrank bei vier Grad Celsius für mindestens acht Stunden.Fahren Sie mit der fluoreszenzmikroskopischen Bildgebung wie im Textprotokoll beschrieben fort. Sammeln Sie 500 bis 1000 Mikrogramm des Lysats und verdünnen Sie diesen in PBS, um in jedem 1,5-Milliliter-Röhrchen ein Endvolumen von 200 Mikrolitern zu erreichen. Geben Sie den Antikörper gegen das gewünschte Antigen dem ersten Röhrchen mit Lysat hinzu und stellen Sie es auf Eis.Inkubieren Sie die Röhrchen über Nacht bei vier Grad Celsius auf einem Röhrchen-Rollmischer mit niedriger Geschwindigkeit. Am folgenden Tag geben Sie 50 Mikroliter magnetische Perlen in neue 1,5-Milliliter-Röhrchen zur Vorwäsche. Stellen Sie die Röhrchen mit den Perlen auf den Magnethalter und lassen Sie die Perlen zur Magnetenwand wandern.Entfernen Sie den Lagerpuffer von den Kugeln mit einer 200-Mikroliter-Pipette. Waschen Sie die Kugeln, indem Sie 500 Mikroliter PBS mit 0,1 % Polysorbat-20 hinzufügen, und wirbeln Sie die Röhrchen 10 Sekunden lang kräftig. Danach stellen Sie die Röhrchen erneut auf den Magnethalter und lassen Sie die Kugeln zum Magneten wandern. Entfernen Sie den überschüssigen Waschpuffer mithilfe einer 200-Mikroliter-Pipette. Geben Sie den Lysat-Antikörper-Reaktionskomplex zu den Kügelchen und inkubieren Sie 90 Minuten bei Raumtemperatur im Rollmixer. Nach der Inkubation stellen Sie die Röhrchen auf den Magnethalter und lassen die Kügelchen zur Magnetenwand wandern. Unter Verwendung einer 200-Mikroliter-Pipette das Lysat ansaugen und verwerfen und die Röhrchen auf Eis stellen. Die Kügelchen zweimal waschen, indem jeweils 500 Mikroliter PBS hinzugefügt, die Röhrchen auf den Magnethalter gestellt und die Flüssigkeit wie zuvor entfernt werden. Während der Waschschritte vermeiden Sie das Vortexen und halten Sie die Proben auf Eis.Die Kügelchen einmal mit PBS 0,1 % Polysorbat-20 waschen, ohne zu wirbeln, und die letzte Waschpufferlösung mit einer 200-Mikroliter-Pipettenspitze entsorgen. Zum Eluieren 20 Mikroliter 0,2-molarem saurem Glycin zu den Röhrchen geben und sie sieben Minuten lang im Rollmixer schütteln. Nach dem Zentrifugieren bei hoher Geschwindigkeit für einige Sekunden das Überstandsgemisch in einem frischen, eiskalten Röhrchen sammeln.Wiederholen Sie die Wasch- und Elutionsschritte für jedes Reagenzglas. Geben Sie anschließend 10 Mikroliter 4x-Puffer zu der 40-Mikroliter-Elutionsprobe hinzu. Fügen Sie sofort einsmolares Tris zu den eluierten Proben hinzu, und zwar tropfenweise, bis die Farbe blau wird, und fahren Sie danach mit den nächsten Röhrchen fort.Die eluierten Proben 10 Minuten lang bei 70 bis 90 Grad Celsius erhitzen. Die vorbereiteten Lysate und die präzipitierten Proben nebeneinander in ein SDS-PAGE-Acrylamidgel laden. Das Gel etwa 95 Minuten lang bei 100 Volt im Laufpuffer laufen lassen oder bis die vordere Kante der wandernden Proteine das untere Ende des Gels erreicht hat.Anschließend übertragen Sie die Gele auf eine Nitrocellulose- oder PVDF-Membran gemäß einem Standardprotokoll. Danach blockieren Sie die Membran eine Stunde lang auf einem Schüttler bei niedriger Geschwindigkeit in 5 % Trockenmilch in TTBS. Um zu überprüfen, ob die Präzipitation erfolgreich war, behandeln Sie die Membran mit dem ersten Antikörper gegen das präzipitierte Protein.Vermischen Sie es in 5 % trockenem Milch-TTBS in der vom Hersteller empfohlenen Konzentration. Inkubieren Sie die Membran über Nacht bei vier Grad Celsius auf einer schwingenden Plattform mit langsamer Agitation. Am folgenden Tag waschen Sie die Membran dreimal für jeweils fünf Minuten mit TTBS auf einer schwingenden Plattform mit starker Agitation.Anschließend inkubieren Sie die Membran eine Stunde bei Raumtemperatur auf einer schwingenden Plattform mit langsamer Agitation in dem geeigneten sekundären Antikörper, der mit Meerrettichperoxidase konjugiert ist und in TTBS verdünnt wurde. Führen Sie drei bis sechs Waschschritte durch, jeweils fünf Minuten lang, mit TTBS auf einer schwingenden Plattform mit starker Agitation. Analysieren Sie das Signal des sekundären Antikörpers, indem Sie die Membran mit einer handelsüblichen Luminol-Lösung inkubieren und den Anweisungen des Herstellers folgen.Detektieren Sie das Signal mithilfe eines Chemilumineszenz-Bildgebungssystems. Um wechselwirkende Proteine zu identifizieren, wiederholen Sie diese Schritte mit den geeigneten Antikörpern auf derselben Blot-Membran. Um zu bestimmen, ob Bestandteile von Nexus, Adhärenzjunctions und Tight Junctions im Mammagland zusammenwirken können, wurden Ko-Immunfluoreszenz-Assays durchgeführt.Der Co-Immunfluoreszenz-Assay zeigt, dass Beta-Catenin, ein integraler Bestandteil des Adhärenzkontakts, und Connexin 26, ein Proteinkomponente des Nexus, am Zellmembran in Mausbrustdrüsen am siebten Laktationstag ko-lokalisiert sind, was durch die gelbe Färbung sichtbar wird. Zellkerne werden durch blaue DAPI-Färbung sichtbar gemacht. Kryoschnitte von Brustdrüsen am 18. Schwangerschaftstag wurden angefertigt und immunfluoreszent für Claudin 7, ein Tight-Junction-Protein in grün, E-Cadherin, ein Adhärenzkontaktprotein in rot, sowie Connexin 26, ein Nexusprotein in korallenblau, gefärbt.Die Kerne wurden mit blauem DAPI angefärbt. Die Kolokalisation von E-Cadherin und Claudin 7 erscheint in Gelb bis Hellorange, während die Kolokalisation von Connexin 26 mit E-Cadherin und Claudin 7 zu weiß-punktförmiger Färbung führt. Um herauszufinden, welche junctionalen Proteine sich am Zellmembran miteinander vermischen und physikalisch miteinander verbunden sind, wurde eine Co-Immunpräzipitation mit Gewebe der Milchdrüse von stillenden Mäusen durchgeführt.Die Ergebnisse zeigten, dass Connexin 43, eine Komponente der Nexus-Kontakte, mit E-Cadherin und Claudin 7, jedoch nicht mit Claudin 3 interagiert. Diese Ergebnisse wurden durch die reziproke Immunpräzipitation bestätigt. Wenn E-Cadherin immunpräzipitiert wurde, interagierte es mit Connexin 43 und Claudin 7.Wenn die Technik einmal beherrscht ist, kann sie innerhalb von zwei Tagen für die Ko-Immunfluoreszenz an vier bis acht Objektträgern durchgeführt werden, und die Objektträger können am folgenden Tag untersucht werden, sofern die Durchführung korrekt erfolgt. Während des Versuchs, die Ko-Immunfluoreszenz-Methode durchzuführen, ist es wichtig, verschiedene in unterschiedlichen Spezies hergestellte Fluoro-4-konjugierte Antikörper mit nicht überlappenden Wellenlängen auszuwählen und die geeigneten Protein-A- oder Protein-G-Magnetkugeln zu verwenden, die mit den für die Ko-Immunpräzipitation verwendeten Antikörpern kompatibel sind. Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik den Forschern auf dem Gebiet der Zellbiologie den Weg, um die Wechselwirkungen zwischen interzellulären Verbindungen in murinen Brustdrüsen zu untersuchen.Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit äußerst gefährlich ist und stets Vorsichtsmaßnahmen getroffen werden sollten, wenn dieses Verfahren durchgeführt wird.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

HC11 lactogenic Differenzierung kann durch die Bildung von Kuppelbauten genannt mammospheres charakterisiert werden. Die Strukturen können durch Phasenkontrast-Mikroskopie aufgezählt werden, um bei der Quantifizierung lactogenic Differenzierung zu unterstützen.

Maus Brustepithelzellen Form Mammospheres Während lactogenic Differenzierung

Diese Methode beschreibt, wie zu sezieren und zu bewerten Brustdrüse Entwicklung und Funktion von Mäusen. Abgeschnittene Milchdrüsen sind für den Grad der Entwicklung mit whole mount beurteilt, während Milchspendereflex wird ausgewertet, wobei Oxytocin-basierte myoepithelialen Zelle Kontraktion Assay.

Evaluation der Brustdrüse Entwicklung und Funktion in Mausmodellen

Wir präsentieren einen Bildregistrierungsansatz für die 3-dimensionale (3D) histologische Volumenrekonstruktion, der die Untersuchung der Veränderungen eines Organs auf der Ebene von Makrostrukturen ermöglicht, die aus Zellen bestehen. Mit diesem Ansatz untersuchten wir die 3D-Veränderungen zwischen Wildtyp- und Igfbp7-null-Brustdrüsen.

Die Rekonstruktion der 3-Dimensional Histologie Volume und seine Anwendung auf Maus Milchdrüsen Studieren

Diese Präsentation demonstriert eine Methode, bei der die Elektroporation von adhärenten, kultivierten Zellen zur Untersuchung der interzellulären, junktionalen Kommunikation verwendet wird, während die Zellen auf einem Objektträger wachsen, der mit leitfähigem und transparentem Indium-Zinnoxid beschichtet ist.

Ein Funktionstest für Gap Junction-Prüfung; Elektroporation von adhärenten Zellen auf Indium-Zinn-Oxid

Die in diesem Artikel beschriebene indirekte Immunofluoreszenz-Protokoll ermöglicht den Nachweis und die Lokalisierung von Proteinen in der Milchdrüse der Maus. Eine vollständige Verfahren wird gegeben, um Brustdrüsenproben herzustellen, um die Immunhistochemie die Gewebeschnitte durch Fluoreszenzmikroskopie durchführen, um Bild und um Bilder zu rekonstruieren.

Die indirekte Immunfluoreszenz auf Gefrierschnitte von Mäusemilchdrüse

Wir entwickelten eine Methode zur erfolgreichen Entfernung, Verarbeitung, Sektion und Flecken, zur histopathologischen Auswertung, Mammagewebe, das ursprünglich auf Rutschen als ganze Reittiere fixiert worden war. Diese Methode kann die Sammlung und Auswertung von Brustdrüsen-Vollbehältern in Reproduktions- und Entwicklungsprüfungsstudien fördern.

Sektion Mammary Gland Ganze Mounts für Läsion Identifizierung

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Isolierung des gesamten, intakte Maus Milchdrüsen um Ausdruck der extrazellulären Matrix (ECM) und duktale Morphologie zu untersuchen. Maus #4 Bauch-Drüsen wurden von ca. 8-10 Wochen alten weiblichen nulliparous Mäusen, in neutral gepuffertem Formalin fixiert, geschnitten und gefärbt mit Immunohistochemistry für ECM Proteine extrahiert.

Isolierung von intakt, ganze Maus Milchdrüsen zur Analyse der extrazellulären Matrix Ausdruck und Drüse Morphologie

Wir beschreiben Techniken zur Differenzierungsinduktion von zwei Brustepithellinien, HC11 und EpH4. Während beide fetales Kalbsserum, Insulin und Prolaktin benötigen, um Milchproteine zu produzieren, können sich EpH4-Zellen in der dreidimensionalen Kultur vollständig in Mammosphären differenzieren. Diese komplementären Modelle sind nützlich für Signaltransduktionsstudien der Differenzierung und Neoplasie.

Differenzierung von Mausbrustepithel-HC11- und EpH4-Zellen

Dieses Protokoll beschreibt ein neuartiges Brustbildfenster mit einem austauschbaren Deckel (R.MIW). Die intravitale Mikroskopie nach Implantation des R.MIW ermöglicht eine Längs- und Mehrtagesbildgebung der gesunden und erkrankten Brustdrüse mit zellulärer Auflösung während der verschiedenen Entwicklungsstadien.

Längsschnittliche intravitale Mikroskopie unter Verwendung eines Brustbildgebungsfensters mit austauschbarem Deckel

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine einfache Technik zur intravitalen Bildgebung der Milchdrüse der laktierenden Maus mittels konfokaler Laserscanning- und Multiphotonenmikroskopie.

Intravitale subzelluläre Mikroskopie der Brustdrüse

Erfahren Sie, wie Protein-Protein-Wechselwirkungen und Co-Lokalisierung in murinen Mammadrüsen mittels Co-Immunopräzipitation und Immunfluoreszenz untersucht werden. Diese kostengünstige Methode liefert wichtige Erkenntnisse über Zellverbindungen.

Analyse von Protein-Protein-Wechselwirkungen und Co-Lokalisierung zwischen Komponenten von Gap, Tight und Adherens Junctions in Murine Mamma Drüsen (Video) | JoVE Journal

Analyse von Protein-Protein-Wechselwirkungen und Co-Lokalisierung zwischen Komponenten von Gap, Tight und Adherens Junctions in Murine Mamma Drüsen

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