Name: Wiederholte Blutentnahme aus Tail Vene nicht betäubt Ratten mit einem Vakuum Blut-Sammelsystem (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-12-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 12 s
Description: Lernen Sie eine effiziente Blutentnahmemethode aus der Schwanzvene nicht betäubter Ratten mit einem Vakuum-Extraktionssystem. Diese Technik minimiert Blutkontakt und ermöglicht wiederholte Probenahmen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Autoren haben keine Bestätigungen zu machen.

Alle Verfahren wurden von der Tongji Medical College Council auf Animal Care Ausschuss der Huazhong University of Science und Technology (Wuhan, China) genehmigt. Das Manuskript wurde nach Ankunft vorbereitet (Animal Research: Meldung von In Vivo Experimente) Richtlinien6.
1. Tierhaltung
<ol><li>Verwenden Sie Sprague-Dawley (SD) Ratten (n = 20, 10 Männer, 8 Wochen alte, 261, 291 g wiegen meine = 272.85 ±9.07 g) aus der experimentellen Tiere Mitte der Huazhong University of Science and Technology und pflegen Ratten gemäß dem Leitfaden für die Pflege und Nutzung der Versuchstiere, die von der US National Institute of Health (NIH Publikation Nr. 85-23, revidiert 1996) veröffentlicht</li>
	<li>Haus unter Standardbedingungen mit freiem Zugang zu Nahrungsmitteln und Trinkwasser. Halten Sie Ratten in 530 cm2 Käfige mit Holz-Rasur Bettwäsche. Haus zwei Ratten in jedem Käfig. Halten Sie alle Käfige für die Raumumgebung (keine Mikro-Isolierung oder belüfteten Käfighaltung) offen</li>
	<li>Stellen Sie sicher, im experimentellen Protokoll beteiligten Mitarbeiter regelmäßig die Ratten behandeln.</li>
	<li>Pflegen Sie Raumtemperatur zwischen 21 ° C und 23 ° C. Preise einer normalen salzarme Kost zu geben (0,3 % NaCl) während der gesamten Studie.</li>
</ol>2. Blut Inkasso
Hinweis: Das Sammelsystem für Vakuum Blut besteht aus einer Doppel-spitzen Nadel [22 G (0,7 mm x 25 mm)], ein Kunststoff-Halter und einer Reihe von Vakuum-Röhren (2 mL) mit Gummistopfen (Abbildung 1).
<ol><li>Legen Sie die Ratte in eine zurückhaltende Plastikhalter und waschen Sie die Rute mit Warmwasser (20-30 ° C), sichtbaren Schmutz oder Kot zu entfernen. Während ein Assistent die Rute in einer ausgefahrenen Position hält, wischen Sie die Rute mit 70 % Ethanol, und reinigen Sie mit Gaze, die Vene klar zu machen.</li>
	<li>Legen Sie die Nadelspitze 22 G Schmetterling in einer der seitlichen Schweif Venen (ca. 5 mm) an einer Stelle etwa 2-3 cm entfernt von der Schwanzspitze im Winkel von ca. 20° (Abbildung 2). Sammeln von Blut in das Vakuum Sammelröhrchen durch Einfügen der Kautschuk Ende der Schmetterling Nadel in das Vakuum Blutsammelröhrchen (Abbildung 3). Hinweis: Die maximale Sammlung Blutvolumen ist 1,2 mL-7.</li>
	<li>Nach der Blutentnahme die Nadel entfernen und vorsichtig Druck auf die Punktionsstelle mit Gaze für 15-30 s, um den Blutfluss zu stoppen. Dann lassen Sie die Ratte aus dem Kunststoff zurückhaltende Halter und zurückkehren Sie die Ratte zu seinen Käfig.</li>
	<li>Verwenden Sie Rohre, die EDTA als ein Antigerinnungsmittel enthalten, Blutplasma zu sammeln. Invertieren Sie das Rohr sanft mehrmals zu mischen Antikoagulans im Blut und die Proben auf Eis vertikal.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie Probe Blutentnahmeröhrchen in einer gekühlten Zentrifuge bei 2.000 x g für 10 min, Plasma oder Serum zu trennen.</li>
	<li>Extrahieren Sie das Plasma/Serum, kümmert sich nicht um die roten und weißen Blutkörperchen Schichten stören. Verwenden Sie zum Sammeln von Blutserum Röhren ohne Antikoagulans. Beide Arten von Proben können sofort eingesetzt oder bei-80 ° C bis zu einem Jahr gelagert werden. Hinweis: Erfolgreiche Blutentnahme wurde definiert als jedes Mal 1,2 mL Blut zu erhalten. Maximale Punktion Zeit eingestellt wurde, drei Versuche, wenn das gesamte Blutvolumen niedriger als 1,2 mL nach der dritten Punktion war wurde definiert als eine fehlgeschlagene Blutentnahme. Die Dauer der Probenahme beginnt die Rute Vene Punktion zur Beseitigung der Schmetterling Nadel nach der Blutentnahme.</li>
	<li>
Sammeln Sie Blut zweimal innerhalb von zwei Wochen7.
	<ol>
<li>Zum Testen und überprüfen die Machbarkeit dieser Methode, trainieren Sie zwei Medizinstudenten (Anfänger) für 2 h vor dem Ausführen dieses Blut-Sammlung-Protokolls. Verwenden Sie zwanzig Ratten und zeichnen Sie Blut von 10 Ratten von 2 erfahrenen Fellows (Versuchsgruppe) und von 10 Ratten durch die 2 Medizinstudenten (Anfängergruppe) zu.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. statistische Analyse
<ol><li>Daten als ein Mittelwert ± Standardabweichung auszudrücken und analysieren mit SPSS Statistics 17. Ein α-Wert von 0,05 gewählt wurde, daher p < 0,05 wurde als statistisch signifikant angesehen.</li>
</ol>

<ol><li>Brown, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+from+the+tail+of+a+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Blood collection from the tail of a rat.</a> Lab Anim (NY). 35 (8), 24-25 (2006).</li>
<li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Pharmacother%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+vessels+of+the+rat+tail%3A+a+histological+re-examination+with+respect+to+blood+vessel+puncture+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Blood vessels of the rat tail: a histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods.</a> Lab Anim. 37 (2), 121-125 (2003).</li>
<li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> J. Vis. Exp. (99), (2015).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22WHO+Guidelines+on+Drawing+Blood%3A+Best+Practices+in+Phlebotomy+WHO+Guidelines+Approved+by+the+Guidelines+Review+Committee%22">WHO Guidelines on Drawing Blood: Best Practices in Phlebotomy WHO Guidelines Approved by the Guidelines Review Committee</a>. , (2010).</li>
<li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+ARRIVE-ing+at+a+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Anim. 44 (4), 377-378 (2010).</li>
<li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Toxicol%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> J Appl Toxicol. 21 (1), 15-23 (2001).</li>
<li>Eder, J. M., Cutter, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+for+collecting+cord+blood%5BTitle%5D)+AND+%22Obstet+Gynecol%22%5BJournal%5D)">A new device for collecting cord blood.</a> Obstet Gynecol. 86 (5), 850-852 (1995).</li>
<li>Reynolds, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+a+new+device+for+blood+sampling+in+cats+with+a+vacuum+tube+collection+system+-+plasma+biochemistry%2C+haematology+and+practical+usage+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22J+Feline+Med+Surg%22%5BJournal%5D)">Comparison of a new device for blood sampling in cats with a vacuum tube collection system - plasma biochemistry, haematology and practical usage assessment.</a> J Feline Med Surg. 9 (5), 382-386 (2007).</li>
<li>Wiwanitkit, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+blood+specimens+from+plain+and+gel+vacuum+blood+collection+tubes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Med+Assoc+Thai%22%5BJournal%5D)">Comparison of blood specimens from plain and gel vacuum blood collection tubes.</a> J Med Assoc Thai. 84 (5), 723-726 (2001).</li>
<li>Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+butterfly+needles+to+draw+blood+is+independently+associated+with+marked+reduction+in+hemolysis+compared+to+intravenous+catheter%5BTitle%5D)+AND+%22Acad+Emerg+Med%22%5BJournal%5D)">Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter.</a> Acad Emerg Med. 20 (11), 1151-1155 (2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben

Der vorliegende Bericht beschreibt ein einfach zu erlernendes Blut Erfassungsmethode bei Ratten. Unsere Ergebnisse zeigten, dass diese Methode zum Sammeln von immer wieder einer großen Menge an Blut von Ratten machbar ist. Darüber hinaus könnte diese Methode leicht mit einer kurzfristigen Lernkurve gemeistert werden. Dieses Verfahren kann bei nicht narkotisierten Ratten durchgeführt werden und verursacht nur minimale Belastung für die Tiere.
Blut kann von Ratten an verschiedenen Orten gesammelt werden. Die Rute Ader ist eine erstklassige Lage für Blut-Probenahme-4. Es ist jedoch nicht immer einfach, genügend Blutvolumen aus der dünnen und niedrige Blut fließen Schweif Vene der Ratten zu erhalten. Das Sammelsystem für Vakuum Blut dient in der Regel für das Sammeln von Blutproben von Patienten in der täglichen klinischen Praxis. Dieses Vakuum Blut Sammelsystem hat für eine lange Zeit8,9,10in Patienten und Versuchstiere eingesetzt. Dieses System besteht aus einem Vakuum Blutsammelröhrchen mit Silikon beschichtete Innenrohr Wand und Butterfly-Nadel. Es stützte sich auf das Vakuum Unterdruck-Prinzip und ermöglicht die kontinuierliche Zeichnung des Blutes ohne das Risiko von Blut zu sammeln, das auch die Möglichkeit der Kontamination und Hämolyse11reduziert. Das Volumen der Blutprobe in der Katheter ist ca. 0,3 mL. Nach dem Rückzug der Nadelöhrs von der Rute Vene, fließt das Blut in den Katheter blockiert in der Vakuum-Sammelrohr durch den Unterdruck. Diese Methode gilt auch für die Blutentnahme von Ratten mit einem Gewicht von weniger als 100 g mit dem Einsatz von einer kleineren Punktionsnadel.
Dieses Blut-Sammlung-Methode hat mehrere Vorteile. Diese Prozedur bewirkt nur minimalen Verletzung an Ratten und Blutentnahme kann ohne den Einsatz von Anästhetika durchgeführt werden, damit der Einfluss der Stressantwort und Anästhetika auf die Blutprobe vermieden werden. Unsere Beobachtungen zeigten, dass Ratten ruhig in den dämpfenden Kunststoffhalter während des Verfahrens waren und es keine Todesfälle während dieser Experimente gab. Zweitens wiederholt jeder Blutentnahme oder zwei Tage ist möglich, wodurch häufige Entnahme von Blut mit ausreichend Volumen für verschiedene Zwecke. Schließlich, diese Methode ist leicht erlernbar und gemeistert wurde leicht von Anfängern nach einer kurzen (2 h) lernen, wie durch die ähnliche Erfolgsraten und Punktion Zeiten zwischen den experimentellen und Anfänger Gruppen in diesem Bericht. In einem früheren Bericht zeigten Lee Et Al. eine ähnliche Methode der Probenahme Blut aus der Vene seitliche Schweif der Ratte4. Unsere Methode ist einfacher als die von Lee Et Al. berichtet 4 , dass wir direkt die Punktionsnadel in die Rute Vene und das andere Ende des Schlauches einfügen direkt mit verbunden ist das Saugrohr für die Blutentnahme, ohne den Einsatz einer zusätzlichen Spritze und manuelle Aspiration von Blut und ohne die Notwendigkeit von "Milch Ing' die Vene Blut zu erleichtern. Blutentnahme mit diesem geschlossenen System verringert die Wahrscheinlichkeit von Blut. Verwendung von bewegungseinschränkenden Kunststoffhalter auch reduziert den Stress auf die Ratte und erleichtert die Fixierung der Rute.
Die folgenden zwei Schritte sind entscheidend für die erfolgreiche Anwendung dieser Methode. (1) erweitern Sie das Heck und vermeiden Sie die Bewegung der Rute zu; (2) vorsichtig Durchstechen der Vene in einem Winkel von 20° zu vermeiden Punktion durch die Vene und halten die Punktionsnadel in die Vene.
Zusammenfassend ist die angenommene Vakuum Blut Erhebungsmethoden bei Ratten sicher, machbar und leicht zu praktizieren. Diese Methode ermöglicht häufige Entnahme von Blut mit einer angemessenen Blutvolumen nicht betäubt Ratten entnommen.

Die Blutabnahme von Ratten ist für eine Vielzahl von experimentellen Untersuchungen erforderlich. Techniken für die Blutentnahme aus der Ratte gehören Punktion des Herzens, Retro-Orbital Plexus, Halsschlagader, Stammvenen, Tail Blutgefäße, Halsschlagader, Bauchschlagader und Vena Cava. Die meisten Techniken (außer Stammvenen und Schweif Blutgefäß Punktion) erfordern Anästhesie1,2. Adern von den Rattenschwanz werden routinemäßig für Blutabnahme und vaskuläre Injektion punktiert. Nach der Behandlung der Rute mit warmem Wasser, sind die Blutgefäße gut geweitet und eignet sich für Manipulation, auch bei Ratten narkotisierten3.
Trotz der Entwicklung von neuen und verbesserten Techniken, um Blutproben im kleinen Labor Tiere2zu erhalten ist es nicht immer einfach, genügend Blut zu erhalten, bei der Probenahme von Kleintieren. Die Rute Ader von Ratten ist eine erstklassige Lage für Blut-Probenahme-4. Jedoch die Rute Vene ist dünn, damit es ist manchmal schwer zu durchstechen und würde sehr lange dauern, genügend Blut aufgrund seiner niedrigen Blutfluss zu bekommen. Blutentnahme über eine Absauganlage Rohr ist eine typische Methode in der täglichen klinischen Praxis. Dieses geschlossene System für Blut sammeln reduziert das Risiko einer direkten Kontakt mit Blut und hat es leichter gemacht, mehrere Proben von einem einzigen Venenpunktion5nehmen. Der vorliegende Bericht beschreibt eine einfache Rute Vene Blut Sampling-Methode in nicht betäubt Ratten mit Absauganlage für die Röhre. Diese Methode ist leicht zu beherrschen und kann verwendet werden, um eine große Menge an Blut wiederholt bei Ratten zu erhalten.

<table><tbody><tr><td>eine Strumpfnadel</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td><td>22G&nbsp;</td><td>(0,7&fach; 25mm)</td></tr> <tr><td>Vakuumröhren</td><td>Wuhan Zhi Yuan, medizinische Wissenschaft und Technologie Co., LTD, China</td><td>2 ml</td><td></td></tr><tr><td>Ratten-Rückhaltehalter &nbsp;</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td><td>250g Ratten-Modell</td><td></td></tr><tr><td>normale Salzdiät für Ratten</td><td></td><td></td><td>Ratten erhielten während der gesamten Studie eine normale Salzdiät (0,3% NaCl)</td></tr><tr><td>SPSS Software für die statistische Analyse</td><td>SPSS Inc,&nbsp; Chicago; Vereinigte Staaten von Amerika&nbsp;</td><td>Version 17.0.&nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

wiederholte blutentnahme aus tail vene nicht betäubt ratten mit einem vakuum blut-sammelsystem

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Blut kann bei Ratten in einer Reihe von Probenahme Standorten abgeholt. Zum Beispiel ist die Rute Vene eine erstklassige Lage für die Blutabnahme. Allerdings ist die Rute Vene dünn, so, dass es manchmal schwer zu durchstechen. Darüber hinaus die Rute Vene hat geringe Durchblutung und erfordert eine lange Abtastzeit, ausreichend Blut zu bekommen. Der vorliegende Bericht beschreibt eine einfache Blut-Sampling-Methode, die Erfassungsmethode Vakuum Blut, das normalerweise verwendet wird, um Blutproben von Patienten, die hier verwendet für Ratten nicht betäubt zu erhalten. Die 22 G Schmetterling Nadelspitze wurde in einer der seitlichen Schweif Venen eingefügt, ca. 2-3 cm von der Spitze der Rute in einem Winkel von ca. 20° und Blut in das Vakuum Sammelröhrchen gesammelt wurden, indem man Kautschuk Ende der Schmetterling Nadel in die va Cuum Blutsammelröhrchen. Die vorliegenden experimentellen Ergebnisse zeigen, dass die Erfolgsquote bei 95 % in der experimentellen Gruppe und 90 % in der Anfängergruppe war. Die Erfolgsquote und Punktion Zeiten waren zwischen beiden Gruppen ähnlich. Die Dauer der Probenahme war deutlich kürzer in der experimentellen Gruppe im Vergleich zur Anfängergruppe. Zusammenfassend ist dieses Vakuum Blut Erfassungsmethode für sequentielle Blutentnahme aus der Vene Schweif nicht anästhesierten Ratten möglich und einfach zu erlernen, die könnte als eine zuverlässige Alternative zu konventionell Blut Stichprobenverfahren für verwendet dienen Ratten.

Dauer der Probenahme, Körpermasse und Blut Auffangvolumen der beiden Gruppen Blut wurde zweimal innerhalb von zwei Wochen in jeder Gruppe aus 10 Ratten (5 Rüden) gesammelt. Der mittlere Body Mass in beiden Gruppen war ähnlich (272,00 ±9.66 g und 273.70 ±8.87 g). Probenahme von Dauer war deutlich kürzer in der experimentellen Gruppe im Vergleich zur Anfängergruppe (2,77 ±0.53 min vs. 3,28 ±0.83 min, p < 0,05) (Tabelle 1).
Erfolg bewerten und Zeiten der beiden Gruppen zu durchbohren Die Erfolgsquote betrug 95 % (19/20) in der experimentellen Gruppe und 90 % (18/20) in der Anfängergruppe (p > 0.05). Punktion Zeiten unterschieden sich nicht signifikant zwischen den beiden Gruppen (1,50 ±0.61 min vs. 1,85 ±0.75 min, p > 0,05) (Tabelle 2). Diese Ergebnisse deuten darauf hin, diese Methode ist leicht zu erlernen und die Technik könnte nach dem Training für 2 h bewältigt werden.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig1.jpg"> Abbildung 1 : 2 mL Vakuum Blut Sammelrohr (links), 22 G Schmetterling Nadel (Mitte); der zurückhaltende Kunststoffhalter (rechts). <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig2.jpg"> Abbildung 2 : Die Nadelspitze in die seitlichen Schweif Vene (ca. 5 mm) an der Position eingefügt wurde etwa 2-3 cm entfernt von der Schwanzspitze im Winkel von ca. 20°. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig3.jpg"> Abbildung 3 : Erfolgreiche Venenpunktion. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="5">Experimentelle Gruppe</td>
			<td></td>
			<td colspan="5">Anfängergruppe</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>Geschlecht</td>
			<td>Gewicht (g)</td>
			<td>Gesammelte Blutvolumen (mL)</td>
			<td>Probenahme-Dauer (min.)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Geschlecht</td>
			<td>Gewicht (g)</td>
			<td>Gesammelte Blutvolumen (mL)</td>
			<td>Probenahme-Dauer (min.)</td>
		</tr>
<tr>
<td>E1-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>291</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.12</td>
			<td></td>
			<td>B1-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>282</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.18</td>
		</tr>
<tr>
<td>E1-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>291</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.73</td>
			<td></td>
			<td>B1-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>282</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.18</td>
		</tr>
<tr>
<td>E2-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>276</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.3</td>
			<td></td>
			<td>B2-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>264</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,73</td>
		</tr>
<tr>
<td>E2-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>276</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2,37</td>
			<td></td>
			<td>B2-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>264</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.47</td>
		</tr>
<tr>
<td>E3-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>267</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.73</td>
			<td></td>
			<td>B3-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.52</td>
		</tr>
<tr>
<td>E3-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>267</td>
			<td>1.0</td>
			<td>3.88</td>
			<td></td>
			<td>B3-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.53</td>
		</tr>
<tr>
<td>E4-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>263</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.41</td>
			<td></td>
			<td>B4-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>289</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.32</td>
		</tr>
<tr>
<td>E4-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>263</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.52</td>
			<td></td>
			<td>B4-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>289</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.62</td>
		</tr>
<tr>
<td>E5-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.61</td>
			<td></td>
			<td>B5-1</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>277</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.48</td>
		</tr>
<tr>
<td>E5-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.42</td>
			<td></td>
			<td>B5-2</td>
			<td>Männlich</td>
			<td>277</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.12</td>
		</tr>
<tr>
<td>E6-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>285</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.33</td>
			<td></td>
			<td>B6-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>274</td>
			<td>0,9</td>
			<td>4,87</td>
		</tr>
<tr>
<td>E6-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>285</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.03</td>
			<td></td>
			<td>B6-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>274</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.37</td>
		</tr>
<tr>
<td>E7-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>271</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.82</td>
			<td></td>
			<td>B7-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>268</td>
			<td>1.0</td>
			<td>3.93</td>
		</tr>
<tr>
<td>E7-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>271</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.42</td>
			<td></td>
			<td>B7-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,82</td>
		</tr>
<tr>
<td>E8-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>1.93</td>
			<td></td>
			<td>B8-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>262</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.07</td>
		</tr>
<tr>
<td>E8-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.05</td>
			<td></td>
			<td>B8-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>262</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,67</td>
		</tr>
<tr>
<td>E9-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>273</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.52</td>
			<td></td>
			<td>B9-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>281</td>
			<td>1.2</td>
			<td>4.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>E9-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>273</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.17</td>
			<td></td>
			<td>B9-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>281</td>
			<td>1.2</td>
			<td>4.57</td>
		</tr>
<tr>
<td>E10-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>261</td>
			<td>1.2</td>
			<td>1,82</td>
			<td></td>
			<td>B10-1</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>275</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.53</td>
		</tr>
<tr>
<td>E10-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>261</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.25</td>
			<td></td>
			<td>B10-2</td>
			<td>Weiblich</td>
			<td>275</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.28</td>
		</tr>
<tr>
<td>Durchschnitt</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>2,77</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>3.28</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">En-1: Seriennummer der Ratten in der experimentellen Gruppe zur ersten Blutentnahme.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">En-2: Seriennummer der Ratten in der experimentellen Gruppe zur zweiten Blutentnahme.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">BN-1: Seriennummer der Ratten in der Anfängergruppe für die erste Blutentnahme.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">BN-2: Seriennummer der Ratten in der Anfängergruppe für die zweite Blutentnahme.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Ergebnisse des Blutes in der experimentellen Gruppe und der Anfängergruppe gesammelt.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td>Blut-Abholzeiten</td>
			<td>Durchschnittliche Punktion Zeiten</td>
			<td>Ein Zeit-Punktion</td>
			<td>Zwei Mal Punktion</td>
			<td>Drei Mal Punktion</td>
			<td>Fehler beim</td>
			<td>Erfolgsquote</td>
		</tr>
<tr>
<td>Experimentelle Gruppe</td>
			<td>20</td>
			<td>1,50 ±0.61</td>
			<td>11</td>
			<td>8</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>95 %</td>
		</tr>
<tr>
<td>Anfängergruppe</td>
			<td>20</td>
			<td>1.85 ±0.75</td>
			<td>7</td>
			<td>9</td>
			<td>2</td>
			<td>2</td>
			<td>90 %</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">Ein Zeit-Punktion: Anzahl von Ratten mit erfolgreichen Blutentnahme nach der ersten Punktion</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">Zwei Mal Punktion: Anzahl von Ratten mit erfolgreichen Blutentnahme nach der zweiten Punktion</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">Drei Mal Punktion: Anzahl von Ratten mit erfolgreichen Blutentnahme nach der dritten Punktion</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="5">Fehler: Anzahl der Ratten mit fehlgeschlagenen Blutentnahme nach der dritten Punktion</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 2: Vergleich der Punktion Zeiten und Erfolgsraten von der Versuchsgruppe und die Anfängergruppe.

Hier beschreiben wir eine einfache Rute Vene Blut Sampling-Methode in nicht betäubt Ratten mit einer Absauganlage Rohr. Diese Methode verringert das Risiko der direkten Kontakt mit Blut und vereinfacht, wobei mehrere Proben aus einem einzigen Venenpunktion.

Wiederholte Blutentnahme aus Tail Vene nicht betäubt Ratten mit einem Vakuum Blut-Sammelsystem

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

Der vorliegende Bericht beschreibt die Methode der einmaligen Blutentnahme aus der Schwanzvene bei nicht anästhesierten Ratten mithilfe eines Vakuum-Entnahmeröhrchensystems. Dies wird erreicht, indem die Ratte zunächst fixiert, der Schwanz gereinigt und mit 70 %igem Ethanol abgewischt wird. Anschließend wird die Kanülenspitze einer Butterfly-Nadel in eine der erweiterten seitlichen Schwanzvenen eingeführt und das Blut in dem Vakuum-Probengefäß am Gummientende der Butterfly-Nadel gesammelt.Schließlich wird die Nadel entfernt und die Blutentnahme gestoppt. Das Besondere an dieser Probennahmetechnik ist die Verwendung eines Vakuum-Extraktionsröhrchensystems. Dieses kann das Risiko einer direkten Exposition gegenüber Blut verringern und erleichtert die Entnahme mehrerer Proben aus einer einzigen Venenpunktion.Das Verfahren wird von zwei Mitgliedern unseres Labors, Yanyang Cheng und Zhong Peng, demonstriert. Bereiten Sie zunächst einen Kunststoffhalter, Vakuumröhrchen mit Gummistopfen und eine Doppelspitzennadel vor. Legen Sie diese Materialien auf eine sterile Oberfläche.Als Nächstes das Tier in den Kunststoff-Fixierhalter legen, wobei darauf zu achten ist, dass die Vorder- und Hinterpfoten in einer bequemen Position sind und die Atmung ungehindert erfolgen kann. Danach den Halter auf eine feste Arbeitsfläche stellen. Den Schwanz über die Kante der Arbeitsplatte hängen lassen, sodass er ausgestreckt ist.Um die Blutprobe zu gewinnen, spülen Sie den Schwanz mit 20 bis 30 Grad Celsius warmem Wasser ab, um sichtbaren Schmutz zu entfernen. Wischen Sie ihn mit 70 %igem Ethanol ab, um die Schwanzblutgefäße zu weiten. Suchen Sie anschließend die rechte oder linke Schwanzvene auf, die seitlich zur Arterie liegt, um daraus Blut abzunehmen.Entnahme einer Abschnitts der Vene aus dem unteren Teil des Schwanzes. Halten Sie den Schwanz sanft, aber fest nahe der Spitze, um ihn während der Probenentnahme gerade zu halten. Führen Sie nun die Spitze einer 22G-Butterfly-Kanüle in eine der seitlichen Schwanzvenen etwa fünf Millimeter an der Position ein, die ungefähr zwei bis drei Zentimeter von der Schwanzspitze entfernt liegt, in einem Winkel von etwa 20 Grad.Wenn die Vene durchstoßen wird, fließt Blut in die Nadel. Stecken Sie nun schnell das gummierte Ende der Schmetterlingsnadel in das Vakuum-Blutentnahmeröhrchen. Das Blut fließt langsam in das Vakuum-Blutentnahmeröhrchen.Das geplante Blutvolumen beträgt jedes Mal eins Komma zwei Milliliter. Sobald ein ausreichendes Probenvolumen gesammelt wurde, ziehen Sie die Nadel aus der Vene und üben Sie kurz Druck auf die Einstichstelle aus, um die Blutung zu stoppen. Um Blutplasma zu gewinnen, verwenden Sie Röhrchen, die EDTA als Antikoagulans enthalten. Den Kolben mehrmals vorsichtig umstülpen, um das Blut zu mischen und zu entkoagulieren. Die Proben anschließend senkrecht auf Eis stellen. Die Vollblutprobenröhrchen zehn Minuten lang in einer gekühlten Zentrifuge zentrifugieren, um Plasma und Serum zu trennen.Eluieren Sie das Plasma, wobei darauf zu achten ist, die Schichten der roten und weißen Blutkörperchen nicht zu stören. Zur Gewinnung von Blutserum verwenden Sie Röhrchen ohne Antikoagulanzien. Beide Probentypen können sofort verwendet oder bis zu einem Jahr bei unter 80 Grad Celsius gelagert werden.Um die Durchführbarkeit dieser Methode zu testen und zu überprüfen, wurden zwei Medizinstudenten zwei Stunden lang geschult, bevor sie als Anfängergruppe diesen Blutentnahme-Protokoll durchführten. Zwei erfahrene Assistenzärzte dienten als experimentelle Gruppe. Die Ergebnisse zeigten, dass die Erfolgsrate in der experimentellen Gruppe 95 % und in der Anfängergruppe 90 % betrug.Die Erfolgsrate und die Punktiondauer waren zwischen den beiden Gruppen vergleichbar. Die Probenahmedauer war in der Versuchsgruppe im Vergleich zur Anfängergruppe signifikant kürzer. Diese Probennahmetechnik ist einfach und effizient für wiederholte Blutentnahmen bei Ratten und ermöglicht jedes Mal die Gewinnung eines ausreichenden Blutvolumens.Außerdem ist diese Methode leicht zu erlernen und kann an nicht anästhesierten Ratten durchgeführt werden, wodurch die Tiere nur minimal belastet werden. Bei Anwendung einer Vakuum-Blutentnahmemethode ermöglichen Vakuum und Unterdruck eine kontinuierliche Blutentnahme, ohne dass das Blut Kontakt mit der Umgebung hat, wodurch auch die Gefahr von Kontamination und Hämolyse verringert wird.

repeated-blood-collection-from-tail-vein-non-anesthetized-rats-with

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Blutproben sind nützlich, um Biomarker für physiologische Zustände oder Krankheiten in vivo zu beurteilen. Hier beschreiben wir die Methode zur Entnahme von Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei der Ratte. Diese Methode liefert schnelle Proben mit minimalen Schmerzen und Invasivität.

Blutprobenentnahme aus der laterale Schwanzvene der Ratte

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um Blutproben von der Ratte subclavia Vene zu sammeln.

Vene subclavia Punktion als eine Alternative Methode zur Probe Blutentnahme bei Ratten

Diese Studie berichtet Blutentnahme aus Rute Vene bei Mäusen mit einer Absauganlage Rohr mit Brillen Lupe. Unsere Methode ist einfach und für wiederholte Blutentnahme bei Mäusen genutzt werden.

Modifizierte Blutentnahme aus Tail Venen nicht narkotisierten Mäuse mit einem Vakuum Blut Sammelsystem und Brillen Lupe

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine einfache und effiziente Methode zur Blutentnahme aus der Vena subclavia bei Ratten. Es ermöglicht eine schnelle, zeitnahe und leicht identifizierbare Probenahme ohne Anästhesie und erhält qualitativ hochwertiges Blut durch wiederholte Probenentnahme.

Wiederholte Blutentnahme aus der Vena subclavia einer bewussten Ratte

Hier stellen wir ein Protokoll vor, das schnelle, einfache und zuverlässige Alternativen zur Blutentnahme für das Rattenmodell bietet. Je nach Kontext beschreiben wir drei verschiedene Methoden der Blutentnahme: Schwanzvenenpunktion unter Narkose oder bei bewusstem Bewusstsein und dorsale Penisvenenpunktion unter Narkose.

Modifizierte Schwanzvenen- und Penisvenenpunktion zur Blutentnahme im Rattenmodell

Das Protokoll zeigt wiederholte Liquor- und Blutentnahmen von epileptischen Ratten, die parallel zur kontinuierlichen Video-Elektroenzephalogramm-Überwachung (EEG) durchgeführt werden. Diese sind von entscheidender Bedeutung, um mögliche Zusammenhänge zwischen Veränderungen verschiedener Körperflüssigkeitsmoleküle und der Anfallsaktivität zu untersuchen.

Entnahme von Liquor und Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei Ratten während EEG-Aufzeichnungen

Hier stellen wir eine Kombination aus effektiver Rattenrestriktion und Subclaviavenenpunktionsmethoden vor, die eine schnelle, sichere und wiederholte Blutentnahme bei Ratten ohne Anästhesie ermöglichen.

Blutentnahme der Vena subclavia bei bewussten Ratten

Dieses Video zeigt eine Dissektion Verfahren zur Bearbeitung der menschlichen Bauchspeicheldrüse in mehrere Speicherformate. Anatomische Orientierung wird im Laufe der Bauchspeicheldrüse Regionen aufrechterhalten, um Definition von Regional-Inselchen Zusammensetzung und Dichte zu ermöglichen.

Sammlung Protokoll zur menschlichen Pankreas

Biomarker sind direkt gemessene biologische Indikatoren von Krankheit oder Gesundheit. In der Bevölkerung und Sozialwissenschaften, Biomarker müssen leicht zu bekommen, Transport zu sein, und zu analysieren. Getrocknete Blut Spot (DBS) Sammlung erfüllt dieses Bedürfnis kann im Feld mit hohen Ansprechraten gesammelt und für eine Vielzahl von Biomarkern analysiert werden.

Trockenblut Sammlung von Gesundheits-Biomarker zur Teilnahme am Bevölkerungsstudien maximieren

Die Verwendung von Zytobürstenproben zur Entnahme von Lymphozyten und Monozyten aus dem Endozervix ist eine minimalinvasive Technik, die Proben für die Analyse der Immunität des weiblichen Genitaltrakts liefert. In diesem Protokoll beschreiben wir die Entnahme von Zytobürstenproben und die Isolierung von Immunzellen für Durchflusszytometrie-Assays.

Sammlung, Isolierung, und Durchflusszytometrische Analyse der Menschen Endozervikale Proben

Lernen Sie eine effiziente Blutentnahmemethode aus der Schwanzvene nicht betäubter Ratten mit einem Vakuum-Extraktionssystem. Diese Technik minimiert Blutkontakt und ermöglicht wiederholte Probenahmen.

Wiederholte Blutentnahme aus Tail Vene nicht betäubt Ratten mit einem Vakuum Blut-Sammelsystem

Weitere Videos entdecken