Name: Neue Methoden zum Studieren der Gustatory Coding (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-29T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 59 s
Description: Lernen Sie neue Methoden zur Untersuchung der gustatorischen Kodierung bei der Motte Manduca sexta mit extrazellulären Tetroden-Ableitungen und präziser Reizgabe. Diese Techniken ermöglichen in vivo-Aufnahmen von Geschmacksrezeptorneuronen.

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Diese Arbeit wurde von einem intramuralen Stipendium von NIH-NICHD an MS unterstützt. Wir danken G. Dold und T. Talbot von der NIH-NIMH Instrumentation Core Facility für die Unterstützung bei der Gestaltung des Tastant Delivery Systems.

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Die hier beschriebenen Verfahren erlauben in vivo Aufnahmen von einem relativ einfachen Tier, Manduca sexta , um die Aktivität mehrerer, zufällig ausgewählter GRNs über lange Zeitdauern (für mehr als 2 h) vor, während und nach der Tastantlieferung zu charakterisieren. Diese Methoden erlauben auch die schnelle, sequentielle Abgabe von mehrfachen Taststimuli mit präziser zeitlicher Kontrolle, Vorteile, die für das Studium von neuronalen Mechanismen, die einer schmackhaften Repräsentation zugrunde liegen, nützlich sind. Dieses Protokoll wurde verwendet, um zu untersuchen, wie die Reaktionen von GRNs auf Geschmackstoffe transformiert werden, wenn sie auf ihre postsynaptischen Zielneuronen ( z. B. in der SEZ) übertragen werden, indem sie GRNs gleichzeitig mit monosynaptisch verbundenen Interneuronen überwachen. Darüber hinaus können diese Methoden an die Bedürfnisse des Experimentators angepasst werden, so dass die Durchführung von komplexen Paradigmen grundlegende Aspekte der gustatory Codierung zu studieren. Wenn anfangsG unsere Studien, ein technisches Problem, das wir manchmal zu beheben hatten, war die Unfähigkeit, Spiking-Signale aus N. maxillaris mit den Tetrodendrähten zu erkennen. Mögliche Ursachen dafür sind vielfältig, da das Dissektionsprotokoll anspruchsvoll ist und manche Praxis notwendig ist, um eine gute Vorbereitung zu erhalten. Zuerst werden während der Motten-Sezierung die Oberkiefer-Nerven leicht zu beschädigen, besonders während der Entfernung der Hülle, die das Nervengewebe umgibt. Zweitens, wenn die Scheide nicht vollständig entfernt wird, können die Tetrodendrähte nicht in der Lage sein, auf den Nerv zuzugreifen. In beiden Fällen ist das Starten einer neuen Vorbereitung oft der einfachste Weg, um diese Probleme zu lösen. Drittens kann es ein Problem mit den Tetrodendrähten geben. Dies kann durch Messung der Impedanz der Drähte, die ~ 270 kΩ bei 1kHz sein sollte, überprüft werden. Wenn der Impedanzwert über ~ 300 kΩ liegt, galvanisieren Sie die Drähte mit Gold, um die gewünschte Impedanz zu erreichen (siehe Referenz 30 ). Viertens kann ein Gerät verkürzt werdenOder fehlerhaft Ein weiteres mögliches Problem ist, dass spiking Signale aufgezeichnet werden, aber die Neurone (n) erscheinen unempfänglich für die Tastamente. Dies könnte daran liegen, dass die aufgezeichneten Neuronen unempfindlich gegenüber dem gelieferten Geschmack sind. Auch ist wichtig zu beachten, dass zusätzlich zu den Axonen der GRNs der N. maxillaris auch mechanosensorische Fasern trägt. So ist es möglich, von mechanosensorischen Neuronen anstelle von oder zusätzlich zu GRNs aufzuzeichnen. Das Tastant-Abgabesystem ist jedoch so ausgelegt, dass es während des gesamten Experiments eine konstante mechanische Eingabe liefert, was es unwahrscheinlich macht, dass Reaktionen auf einen Geschmack durch Reaktionen auf die mechanische Komponente seiner Auslieferung verwechselt werden. Neuronen, die auf einige, aber nicht andere Geschmacksrichtungen reagieren, oder auf unterschiedliche Weise zu verschiedenen Geschmacksrichtungen, können eindeutig als GRNs eingestuft werden. Wir empfehlen, frisch verdünnte Geschmacksstoffe zu verwenden, um Variationen der Geschmackskonzentration oder -zusammensetzung aufgrund von vermindertem Abbau oder Verdampfung zu vermeidenDes Lösungsmittels. Wir empfehlen auch, das System regelmäßig zu reinigen, um Schlauchverunreinigungen und / oder Hindernisse zu vermeiden. Ein weiteres mögliches technisches Problem ist ein nachteiliges Signal-Rausch-Verhältnis. Dieses Problem kann oft durch Rechlorieren oder Einstellen der Position der Bad-Masseelektrode gelöst werden. Andere Lösungen können eine Abschirmung erfordern und die Länge jeder elektrischen Verbindung im Gerät minimieren. Schließlich ist es wichtig zu beachten, dass eine korrekte Analyse der Daten, die mit Tetrodenaufnahmen erhalten wurden, eine sorgfältige Spikesortierung erfordert. Wir haben festgestellt, dass vollautomatische Methoden in der Regel unzureichend sind. Wir empfehlen, mit der Spike-Sortierliteratur vertraut zu werden, bevor wir die Tetrodendaten 10 , 29 , 31 , 32 , 33 analysieren. Alternativen zu unserer Sektion ProTocol kann verwendet werden. Hier haben wir eine Zergliederung durch den ventralen Teil des Mottenkopfes beschrieben, der Zugang zu den Oberkiefernerven und SEZ bietet, aber es ist auch möglich, auf diese Strukturen zuzugreifen, indem sie durch die dorsale Seite zerlegen. Wir fanden die dorsale Seite Vorbereitung ist nicht optimal für die Aufnahmen von diesen Geschmack Strukturen aufgrund ihrer tiefen Lage, aber diese Vorbereitung bietet den Vorteil der Ermöglichung von Aufnahmen aus höheren Ordnung Strukturen wie der Pilz Körper, ein Bereich, der mit Multi verbunden war -sensorische Integration, assoziatives Lernen und Gedächtnisverarbeitung 34 . Wir haben uns auf die Verwendung von Tetrodenelektroden konzentriert, um aus dem N. maxillaris aufzutragen, aber, wie wir veranschaulicht haben, können auch standardmäßige intrazelluläre scharfe Elektroden verwendet werden. Darüber hinaus können beide Techniken kombiniert werden, um simultane Aufnahmen von mehreren Gehirnbereichen auszuführen 10 . Die neurowissenschaftliche Literatur bietet viele Beispiele für iWirbeltiermodelle, die sich als mächtige Werkzeuge erwiesen haben, um grundlegende Prinzipien der sensorischen Verarbeitung, wie z. B. olfaktorische Kodierung, die sowohl für Insekten als auch für Wirbeltiere 35 , 36 , 37 , 38 , 39 gelten, aufzudecken. Wir hoffen, dass unsere Methoden zu grundlegenden neuen Einsichten über die gustatorische Kodierung führen werden.

Die gustatorischen und olfaktorischen Systeme erzeugen interne Darstellungen von Chemikalien in der Umwelt, was zu einer Wahrnehmung von Geschmack und Gerüchen führt. Diese chemischen Sinne sind wesentlich für das Auslösen zahlreicher Verhaltensweisen, die für das Überleben des Organismus kritisch sind, von der Suche nach Kumpel und Mahlzeiten zur Vermeidung von Raubtieren und Toxinen. Der Prozess beginnt, wenn Umweltchemikalien mit Rezeptoren interagieren, die sich in den Plasmamembranen von sensorischen Rezeptorzellen befinden; Diese Zellen, direkt oder durch Wechselwirkungen mit Neuronen, übertragen Informationen über die Identität und Konzentration von Chemikalien in elektrische Signale. Diese Signale werden dann auf Neuronen höherer Ordnung und auf andere Hirnstrukturen übertragen. Wenn diese Schritte fortschreiten, wird das ursprüngliche Signal immer Veränderungen unterworfen, die die Fähigkeit des Organismus fördern, die sensorischen Informationen zu erkennen, zu unterscheiden, zu klassifizieren, zu vergleichen und zu speichern und eine geeignete Aktion auszuwählen. Verstehen, wie der BHIn verwandelt Informationen über Umweltchemikalien, um am besten eine Vielzahl von Aufgaben zu erfüllen ist eine grundlegende Frage in der Neurowissenschaften. Die Gustator-Codierung wurde als relativ einfach angesehen: Eine weit verbreitete Ansicht stellt fest, dass jedes chemische Molekül, das einen Geschmack hervorruft (ein &quot;schmackhaft&quot;), natürlich zu einer der etwa fünf oder so grundlegenden Geschmackseigenschaften gehört ( dh süß, bitter, sauer , Salzig und umami) 1 . In dieser &quot;Grundgeschmack&quot; -Ansicht ist die Aufgabe des Geschmackssystems zu bestimmen, welcher dieser Grundgeschmack vorhanden ist. Ferner sind die neuronalen Mechanismen, die der grundlegenden Geschmacksdarstellung im Nervensystem zugrunde liegen, unklar und werden durch eine &quot;markierte Linie&quot; 2 , 3 , 4 , 5 , 6 oder ein &quot;über Fasermuster&quot; 7 bestimmt </suP&gt; , 8 code. In einem etikettierten Liniencode reagiert jede sensorische Zelle und jede ihrer neuralen Anhänger auf eine einzige Geschmacksqualität, die zusammen einen direkten und unabhängigen Kanal zu höheren Bearbeitungszentren im zentralen Nervensystem bildet, die diesem Geschmack gewidmet sind. Im Gegensatz dazu kann in einem across-Faser-Muster-Code jede sensorische Zelle auf mehrere Geschmackseigenschaften reagieren, so dass Informationen über den Geschmack durch die Gesamtreaktion der Population von sensorischen Neuronen repräsentiert werden. Ob gustatorische Information durch grundlegende Geschmäcke, durch markierte Linien oder durch einen anderen Mechanismus repräsentiert wird, ist unklar und steht im Mittelpunkt der neueren Untersuchung 3 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 . Unsere eigenen jüngsten Arbeiten deuten darauf hin, dass das Geschmackssystem einen räumlich-zeitlichen Bevölkerungscode verwendet, um zu erzeugenDarstellungen einzelner Geschmacksrichtungen anstatt der Grundgeschmackskategorien 10 . Hier bieten wir 3 neue Werkzeuge an, um das Studium der Gustatory Coding zu unterstützen. Zuerst schlagen wir die Verwendung des hawkmoth Manduca sexta als relativ einfacher Modellorganismus vor, der dem elektrophysiologischen Studium des Geschmacks zugänglich ist und ein Sektionsverfahren beschreibt. Zweitens schlagen wir die Verwendung von extrazellulären &quot;Tetroden&quot; vor, um die Aktivität einzelner GRNs aufzuzeichnen. Und drittens schlagen wir einen neuen Apparat vor, um präzise zeitgesteuerte Impulse für das Tier zu liefern und zu überwachen. Diese Werkzeuge wurden aus Techniken unseres Labors angepasst und andere haben das olfaktorische System untersucht. Insekten wie die Fruchtfliege Drosophila melanogaster , die Heuschrecke Schistocerca americana , sowie die Motte Manduca sexta, haben seit Jahrzehnten leistungsstarke Mittel, um Grundprinzipien über den Ner zu verstehenVous-System, einschließlich sensorischer Codierung ( zB Olution 13 ). Bei Säugetieren sind Geschmacksrezeptoren spezialisierte Zellen, die mit Neuronen über komplexe Sekundärboten 1 , 14 kommunizieren. Es ist einfacher bei Insekten: ihre Geschmacksrezeptoren sind Neuronen. Weiterhin sind Säugetier-Geschmackswege in der Nähe der Peripherie relativ komplex, mit mehreren, parallelen neuronalen Strecken, und wichtige Komponenten sind herausfordernd zugänglich, in kleinen knöchernen Strukturen enthalten. Insektengeschäftswege scheinen einfacher zu sein. Bei Insekten sind GRNs in spezialisierten Strukturen, die als Sensilla bekannt sind, in der Antenne, den Mundstücken, den Flügeln und den Beinen 16 , 17 enthalten . Die GRNs direkt projektieren, um die subösophageale Zone (SEZ), eine Struktur, deren Rolle wurde vor allem gustatory 17 , und die Zweite Ordnung enthältGeschmack Neuronen 10 . Von dort aus gelangt die Information zum Körper, um Reflexe zu fahren und höhere Gehirnbereiche zu integrieren, zu speichern und letztlich Verhaltensweisen zu treffen 16 . Es ist notwendig, periphere Geschmacksreaktionen zu charakterisieren, um zu verstehen, wie die Geschmacksinformation propagiert und von Punkt zu Punkt im ganzen Nervensystem transformiert wird. Die am häufigsten verwendete Methode zur direkten Überwachung der neuronalen Aktivität von GRNs bei Insekten ist die Tip-Recording-Technik 12 , 18 , 19 , 20 , 21 , 22 , 23 . Dabei geht es darum, eine Elektrode direkt auf ein Sensillum zu legen, von denen viele relativ leicht zugänglich sind. Der Geschmack ist in der Elektrode enthalten, so dass man zu aktivieren und extRaumuläre Messung der neuronalen Reaktionen von GRNs im Sensillum. Da aber der Geschmack in der Elektrode enthalten ist, ist es nicht möglich, die GRN-Aktivität zu messen, bevor der Geschmack abgegeben wird oder nachdem er entfernt wurde, oder um Tastants auszutauschen, ohne die Elektrode 20 zu ersetzen. Eine andere Methode, die &quot;Seitenwand&quot; Aufnahmetechnik, wurde auch verwendet, um GRNs Aktivität aufzuzeichnen. Hier wird eine Aufzeichnungselektrode in die Basis eines Geschmacksensilums 24 eingeführt und die Geschmackstoffe werden durch eine separate Glaskapillare an der Spitze des Sensillums abgegeben. Beide Techniken beschränken die Aufzeichnung von GRNs auf ein bestimmtes Sensillum. Hier schlagen wir eine neue Technik vor: Aufzeichnung von zufällig ausgewählten GRN-Axonen aus verschiedenen Sensillen, während sie separat Septionen von Tasting an den Rüssel liefern. Axon-Aufnahmen werden erreicht, indem entweder scharfe Glaselektroden oder extrazelluläre Elektrodenbündel (Tetroden) in den Nerven gebracht werden, der Axone trägtGRNs im Rüssel der SEZ 10 . In Manduca durchqueren diese Axone den N. maxillaris, der bekanntermaßen rein afferent ist und die eindeutige Aufzeichnung von Sinnesreaktionen ermöglicht. Diese Methode der Aufzeichnung von Axonen, erlaubt für mehr als zwei Stunden, stabile Messung der GRN-Antworten vor, während und nach einer Reihe von leckeren Präsentationen. Hier beschreiben wir ein Sektionsverfahren, um die Oberkiefernerven zusammen mit der SEZ auszusetzen, die es erlauben, gleichzeitig die Reaktionen von mehreren GRNs und Neuronen in der SEZ 10 aufzuzeichnen. Wir beschreiben auch die Verwendung von extrazellulären Aufnahmen von GRNs mit einer maßgeschneiderten 4-Kanal-Twisted-Wire-Tetrode, die in Kombination mit einer Spike-Sortiermethode die Analyse von mehreren (in unseren Händen bis zu sechs) GRNs gleichzeitig ermöglicht. Wir vergleichen weiter Aufnahmen mit Tetroden zu Aufnahmen mit scharfen intrazellulären gemachtElektroden Schließlich beschreiben wir einen neuen Apparat für die Bereitstellung von schmackhaften Reizen. Angepasst von Geräten, die von vielen Forschern verwendet wurden, um Geruchsstoffe in Olivitätsstudien zu liefern, bietet unser neues Gerät Vorteile für das Studieren von Böen: Verbesserung des bisherigen Mehrkanal-Abgabesystems, wie sie von Stürckow und Kollegen entwickelt wurden (siehe Referenzen 26 , 27 ), unser Gerät erreicht präzise Kontrolle über den Zeitpunkt der Tastant-Abgabe, während eine Spannungsauslesung dieser Zeitsteuerung bereitgestellt wird; Und es ermöglicht die schnelle, sequentielle Lieferung von mehrfachen Taststimuli 10 . Die Apparatur badet den Rüssel in einem konstanten Strom von sauberem Wasser, in das kontrollierte Impulse des Geschmacks geliefert werden können. Jeder schmackhafte Puls geht über den Rüssel und wird dann weggewaschen. Schmecken enthalten eine kleine Menge von geschmacklosen Lebensmittel Färbung, so dass ein Farbsensor zu überwachen, mit präzisen Timing, die Passage von schmackhaften ovEr ist der Rüssel.

<table><tbody><tr><td>Dissektion und Probenvorbereitung</td>Röhrchen aus <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Polypropylen, 15 mL Falcon</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-959-53A</td><td></td></tr><tr><td>Nadel, kurze Fase, 19 G x 1 - 1/2" &nbsp;</td><td>&nbsp; MONOJET</td><td>888200144</td><td>Zum Auftragen von Luft, um die Haare von der Motte zu entfernen.</td></tr><tr><td>Modelliermasse-Van Aken Plastalina&nbsp;</td><td>DickBlick</td><td>33268</td><td></td></tr><tr><td>Petrischale -100 x 15 mm&nbsp;</td><td>VWR International</td><td>89000-304</td><td></td></tr><tr><td>Pipettenspitze (1 - 200 & Mikro; L)</td><td>USA Scientific</td><td>1111-0806</td><td></td></tr><tr><td>Rasierklinge</td><td>Techni Edge</td><td>TE05-071</td><td></td></tr><tr><td>22 AWG Standard-Anschlusskabel</td><td>AlphaWire</td><td>1551</td><td>Zum Einführen des Rüssels in die Pippete-Spitze.</td></tr><tr><td>Batik Wachs</td><td>Jacquard</td><td>7946000</td><td></td></tr><tr><td>Elektrische Wachsmaschine</td><td>Almore International</td><td>66000</td><td></td></tr><tr><td>Stereo Myscroscope</td><td>Leica</td><td>MZ75</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #1 Pinzette (grob)&nbsp;</td><td>World Precision Instruments</td><td>500335</td><td>Zur Entfernung von Fett und nicht-nervösem Gewebe.</td></tr><tr><td>Dumont #5 Titan Pinzette (fein)&nbsp;</td><td>World Precision Instruments</td><td>14096</td><td>Zur Entfernung von Fett und nicht-nervösem Gewebe.</td></tr><tr><td>Dumont #5SF Pinzette (superfein)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500085</td><td>Zum Enthüllen des Nervengewebes.</td></tr><tr><td>Vannas Schere (fein)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500086</td><td>Zum Entfernen der Nagelhaut.</td></tr><tr><td>Kollagenase</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>11097113001</td><td></td></tr><tr><td>Epoxy</td><td>Permatex</td><td>84101</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Katalognummer<</td><td>>Kommentare</td></tr><tr><td>Kochsalz-Perfusionssystem</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Erweiterungsset mit Durchflussregler</td><td> B Braun Medical Inc.</td><td>V5200</td><td></td></tr><tr><td>IV Verabreichungsset mit Y-Injektionsstelle</td><td>&nbsp; B Braun Medical Inc.</td><td>V1402</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Unternehmen</td><td>Katalognummer</td><td>Kommentare</strong</td></tr><tr><td>>Tastant Delivery System</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Weiß durchscheinender Nylonschlauch OD 1/4", ID 1/8"</td> <td>Kleinteile Inc.</td><td>B001JJT4SA</td><td>Starres Rohr, das die vier Hauptelemente des Systems verbindet.</td></tr><tr><td>Lötkolben</td><td>Circuit Specialists</td><td>ZD200BK</td><td></td></tr><tr><td>Rotationswerkzeug-Dremel</td><td>Dremel</td><td>4200</td><td></td></tr><tr><td>Polypropylengewebe, Lochgröße (Lochgröße 0,1 x 0,13 cm)&nbsp;</td><td>Industrienetz</td><td>XN5170</td><td>Um sicherzustellen, dass die Rüssel verschiedener Tiere an der gleichen Stelle platziert werden.</td></tr><tr><td>Druckbeaufschlagtes 16-Kanal-Perfusionssystem&nbsp;</td><td>Bioscience Tools</td><td>PS-16H</td><td>Für eine schmackhafte Abgabe. Dieses System umfasst Quetschventile, Schläuche, Verteiler, Lösungszylinder, Ventilsteuerung und Armaturenzubehör.</td></tr><tr><td>Polypropylen-Schlauch, ID 0,034", ID 0,050"</td> <td>Becton, Dickinson & Co</td><td>427421</td><td>Ausgangsröhre aus dem Perfusionssystem.</td></tr><tr><td>Pneumatische PicoPump</td><td>World Precision Instruments</td><td>SYS-PV820</td><td>Zur Steuerung des Ausgangskanals des Perfusionssystems.</td></tr><tr><td>Datenerfassungssoftwaresystem, LabVIEW PCI-MIO-16E-4 Datenerfassungskarte</td><td>National Instruments</td><td>LabVIEW 2011</td><td>Zur Steuerung der Pico-Pumpe für eine geschmackvolle Abgabe und zur Aufzeichnung der Signale vom Farbsensor.</td></tr><tr><td>Compulab 3 Manostat Schlauchpumpe</td><td>Sigma</td><td>P1366</td><td>Zum Pumpen von Wasser.</td></tr><tr><td>Silikonschlauch, ID 1/16" OD 1/8"</td><td>Cole-Parmer</td><td>WU-95802-02</td><td>Zum Verbinden der Wasserquelle mit dem Schlauch der Schlauchpumpe und des Auslassrohrs der Pumpe mit dem starren Schlauch des Fördersystems.</td></tr><tr><td>Farbsensor-digitaler faseroptischer Sensor</td><td>Keyence</td><td>&nbsp; FS-V31M</td><td>Zur Überwachung der geschmacklichen Lieferung.&nbsp;</td></tr><tr><td>Farbsensor-reflektierende Fasereinheit</td><td>Keyence</td><td>FU35-FZ</td><td>Zum Anschließen des Farbsensorgeräts.</td></tr><tr><td>Zahnperipherie Wachs</td><td>Henry-Schein Dental</td><td>6652151</td><td>Zur Befestigung des Rüssels im starren Rohr.</td></tr><tr><td>Zwei 3,7-Liter-Behälter</td><td></td><td></td><td>Zur Wasserversorgung des Systems und zum Auffangen des Wasserabfalls.</td></tr><tr><td>Schnelle grüne FCF&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>F7258</td><td></td></tr><tr><td>Abrichtzange 25,5 cm</td><td>WPI</td><td>500364</td><td>Zum Einbringen des Mottenrüssels in das Rüsselloch im starren Rohr.</td></tr><tr><td>Name</td><td><>Unternehmen</td><td>Katalognummer</td><td>Kommentare</td></tr><tr><td>Elektrophysiologie Geräte</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gleichstromverstärker</td><td>Brown-Lee</td><td>440</td><td></td></tr><tr><td>Lampe</td><td>Schott</td><td>Schott Fostec Lichtquelle DCR 2</td><td></td></tr><tr><td>Manueller Mikromanipulator</td><td>Leica</td><td>Mikromanipulator</td><td>Zum präzisen Einsetzen der Tetroden in das Gehirn des Tieres. Der Manipulator muss feine und grobe Bewegungen in der x-, y- und z-Achse ermöglichen.</td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Leica</td><td>MZ75</td><td></td></tr><tr><td>Schwingungsisolationstisch (MICRO-g Labortisch)</td><td>TMC</td><td>63-541</td><td></td></tr><tr><td>Oszilloskop</td><td>Tektronix</td><td></td><td></td>TDS2014</tr><tr><td>16-Kanal-Vorverstärker und Verstärker</td><td>16-Kanal-Verstärkersystem MA-800&nbsp;</td><td>B.E.S 2013</td><td></td></tr><tr><td>Computer</td><td>Dell</td><td>optiplex 780</td><td>Im Folgenden sind die empfohlenen Mindestanforderungen aufgeführt. Arbeitsspeicher: 3,32 GHz, 3 GB. Prozessor: Intel Core &nbsp; 2 Duo. Grafikkarte: integrierte Intel GMA X4500.</td></tr><tr><td>Datenerfassungssoftwaresystem, LabVIEW PCI-MIO-16E-4 Datenerfassungskarte</td><td>National Instruments</td><td>LabVIEW 2011</td><td>Zur Steuerung der Pico-Pumpe für eine schmackhafte Abgabe und zur Aufzeichnung der Signale vom Farbsensor und der Elektrode.</td></tr><tr><td>Name</td><td>Unternehmen</td><td>Katalognummer</td><td>Kommentare</td></tr><tr><td>Tastants</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>KAc</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5708</td><td></td></tr><tr><td>LiCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L9650</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>73575</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>84097</td><td></td></tr></tbody></table>

neue methoden zum studieren der gustatory coding

New Methods to Study Gustatory Coding 

Der Geschmackssinn erlaubt es den Tieren, Chemikalien in der Umwelt zu erkennen, was zu Verhaltensweisen führt, die für das Überleben entscheidend sind. Wenn Gustatory Receptor Neurons (GRNs) schmeckende Moleküle erkennen, kodieren sie Informationen über die Identität und Konzentration des Geschmacks als Muster der elektrischen Aktivität, die sich dann zu den Neuronen im Gehirn ausbreiten. Diese Muster bilden innere Darstellungen des Geschmacks, die es dem Tier erlauben, Handlungen auszuwählen und Erinnerungen zu bilden. Die Verwendung von relativ einfachen Tiermodellen war ein mächtiges Werkzeug, um Grundprinzipien in der sensorischen Kodierung zu untersuchen. Hier schlagen wir drei neue Methoden vor, um mit der Motte Manduca sexta die Gustatory Coding zu untersuchen. Zuerst stellen wir ein Dissektionsverfahren für die Freilegung der Oberkiefernerven und der subösophagealen Zone (SEZ) vor, was die Aufzeichnung der Aktivität von GRNs aus ihren Axonen ermöglicht. Zweitens beschreiben wir die Verwendung von extrazellulären Elektroden, um die Aktivität von mehreren GRNs aufzuzeichnen, indem man teTrommeln direkt in den N. maxillaris Drittens präsentieren wir ein neues System für die Bereitstellung und Überwachung, mit hoher zeitlicher Präzision, Impulse verschiedener Geschmacksrichtungen. Diese Methoden erlauben die Charakterisierung von neuronalen Reaktionen in vivo direkt von GRNs vor, während und nach der Verabreichung von Leckerbissen. Wir stellen Beispiele für Spannungsspuren dar, die von mehreren GRNs aufgenommen wurden, und stellen ein Beispiel dar, wie eine Spike-Sortierungstechnik auf die Daten angewendet werden kann, um die Antworten einzelner Neuronen zu identifizieren. Um unseren Aufzeichnungsansatz zu validieren, vergleichen wir extrazelluläre Aufnahmen von GRNs mit Tetroden zu intrazellulären Aufnahmen, die mit scharfen Glaselektroden erhalten wurden.

Die Aktivität von GRNs kann mit einer extrazellulären Tetrodelektrode vor, während und nach der Tastantabgabe aufgezeichnet werden ( Abbildung 6A und 6C ). Fig. 6A (mittlere und untere Tafeln) zeigt gefilterte (300-6.000 Hz) Spannungsspuren, die von jedem der vier Drähte aufgezeichnet werden, die im N. maxillaris angeordnet sind, wobei Signale mit unterschiedlichen Amplituden, die die Aktionspotentiale (Pfeile) widerspiegeln, beobachtet werden können. Ein 1 s Puls von Tastament (1 M Saccharose) wurde 2s nach Beginn des Experiments geliefert; Der Beginn und der Versatz des Stimulus wurde durch den Farbsensor überwacht ( Bild 6A , oberes Feld). Die schmackhaft induzierten Spikes, die in jedem der vier Kanäle beobachtet werden können ( Abbildung 6A , Mitteltafel). GRNs können identifiziert und von Mechanosensoren (hier nicht gezeigt) unterschieden werden, wenn sie auf einige Geschmacksrichtungen und nicht auf andere reagieren Um einzelne Neuronenantworten aus den Tetrodenaufnahmen zu identifizieren und zu isolieren, führten wir mit einer Reihe von benutzerdefinierten Funktionen auf der Basis von Pouzats 31 und Kleinfelds 32 , 33 Methoden (diese Methoden sind in diesen Zitaten beschrieben: 10 , 29 ). Fig. 6B zeigt ein Beispiel einer Spikesortierung, die auf die in Fig. 6A gezeigten Daten angewendet wurde, in denen drei gut isolierte Einheiten gefunden wurden. Rasterplots aus Abbildung 6C zeigen die Reaktionen der drei isolierten Einheiten in Abbildung 6B auf sechs verschiedene Geschmacksstoffe (1 M Saccharose, Maltose und NaCl, 100 mM Koffein und 10 mM Berberin und Lobeline), die nacheinander (4 Versuch)S / tastant werden gezeigt). Wie in Abbildung 6C gezeigt , haben die aufgezeichneten GRNs unterschiedliche Ebenen der Baselineaktivität, die von stiller (GRNs 1) bis zu niedrig oder mäßig (GRN 2 und 3) reichen. Nach dem anstrengenden Beginn zeigen GRNs diverse Aktivitätsmuster und zeigen unterschiedliche Selektivität für die Geschmackstoffe. Zum Beispiel antwortete GRN 1 nur auf Saccharose, während GRN 2 auf Maltose und NaCl mit Stacheln von Spikes und Lobeline mit Spiking nur zu Beginn des Reizes reagierte. Darüber hinaus sind einige Reaktionen mit dem Timing des Stimulus verriegelt ( zB GRN 1-Antwort auf Saccharose), während andere Reaktionen die Dauer des Reizes ( zB GRN 3-Response auf Berberine) überdauern oder sowohl exzitatorische als auch inhibitorische Komponenten enthalten ( z GRN 2 -Antworten auf NaCl und Saccharose). Für weitere Informationen über die unterschiedlichen Empfindlichkeiten und Aktivitätsmuster von GRNs siehe Referenz 10 . <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page= &quot;1&quot;&gt; Zur Validierung der Verwendung der Tetrode- und Spike-Sortierungstechniken zur Aufzeichnung von GRNs aus dem N. maxillaris haben wir intrazelluläre Aufnahmen von GRN-Axonen in anderen Tieren mit herkömmlichen scharfen Glaselektroden (Widerstand von 80-120 MΩ) durchgeführt. Wir fanden heraus, dass die Aktivitätsmuster, die unter Verwendung von intrazellulären Aufnahmen erhalten wurden, den Reaktionen ähnlich waren, die unter Verwendung der Tetrodentechnik beobachtet wurden ( 7 ). Die Spannungsspuren in der grünen Box in Panel A wurden intrazellulär von GRN 1 während 5 aufeinanderfolgenden Versuchen der Saccharose-Präsentation aufgezeichnet, und die gleichen Antworten werden als Raster-Diagramme in Panel B gezeigt. (Beachten Sie, dass diese Art von Antwort mit der mit Tetroden und Gezeigt in 6C .) GRN 2, aufgezeichnet mit scharfen intrazellulären Elektroden, zeigt ein breiteres Antwortmuster. <img alt="Abbildung 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55868/55868fig6v2.jpg"/&gt; Abbildung 6: Repräsentative Ergebnisse von Nervenaufnahmen mit extrazellulären Tetroden. ( A ) Gefilterte (300-6.000 Hz) Spannungsspuren, die von jedem der vier Drähte im N. maxillaris aufgezeichnet wurden, werden angezeigt (Mittelfeld). Ein 1 s Puls von Tastament wurde während der Zeitspanne angewendet, die durch eine rote Schattierung in der mittleren Platte angezeigt wurde. Der Beginn und der Versatz des Stimulus wurde durch den Farbsensor überwacht, wie durch die rote Spannungsspur auf der oberen Tafel angezeigt und wird auf dem mittleren Feld durch den rot-schattierten Bereich angezeigt. Die gepunkteten horizontalen Linien bezeichnen +50 (oben), 0 (Mitte) und -50 (unten) μV. Eine Vergrößerung der Rohspannungsspuren entsprechend der Fläche innerhalb der vertikalen gestrichelten Linien ist dargestellt (Bodenplatte). Beispiele für Spikes sind durch die Pfeile gekennzeichnet. ( B ) Ein Beispiel für eine Spikesortierung, die auf die in der Platte A gezeigten Daten angewendet wird. Die Wellenformen, die an jedem der vier extrazellulären Drähte (1-4) aufgezeichnet wurden,E identifiziert mit drei verschiedenen GRNs (Einheiten 1-3), die zu den aufgezeichneten Signalen beitragen. Einzelne Ereignisse (farbige dünne Linien) und die mittlere (dicke schwarze Linie) werden für die drei Einheiten gezeigt. Es müssen mehrere statistische Kriterien betrachtet werden, um unabhängige Einheiten nach der Spike-Sortiermethode zuverlässig zu identifizieren (siehe Referenzen 10 , 29 ). ( C ) Rasterplots, die die Antworten der drei isolierten Einheiten auf eine Sequenz von sechs verschiedenen Tastants darstellen (4 Versuche / Geschmack sind gezeigt). Die Zeitspanne der schmackhaften Zustellung (1 s) wird durch den rot-schattierten Bereich angezeigt. Die Konzentrationen der Geschmacksstoffe waren entweder 1 M (Saccharose, Maltose, NaCl), 100 mM (Koffein) und 10 mM (Berberin und Lobeline). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55868/55868fig6v2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 7" c<html> Lass = &quot;xfigimg&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 55868 / 55868fig7.jpg&quot; /&gt; Abbildung 7 : Intrazelluläre Aufnahmen von GRN-Axonen. ( A , grünes Kastenfeld) Spannungsspuren, die von einem GRN mit scharfen Glas intrazellulären Elektroden (Widerstand von 80 - 120 MΩ) aufgezeichnet wurden, die in den N. maxillaris eingebracht wurden, entstanden durch 5 aufeinanderfolgende Stimulationen mit 1 M Saccharose (Suc). ( B ) Raster-Plots der Reaktionen von zwei GRNs, einschließlich der in Panel A (Green Box Panel) gezeigten Reaktionen auf zwei verschiedene Talkants, die nacheinander geliefert wurden (100 mM Grau-Schriftfarbe, 1 M Schwarz-Schriftfarbe), aufgenommen mit scharfen Glas-Intrazellulären Elektroden In den N. maxillaris (7 Versuche / Geschmack und 3 Versuche / Wasser werden gezeigt). Die Tastzeit wird in den beiden Tafeln durch rot-schattierte Bereiche angezeigt. Der Beginn und der Versatz des Stimulus wurde durch den Farbsensor überwacht, wie durch die roten Spannungsspuren am Boden jedes Panels angezeigt.Es / ftp_upload / 55868 / 55868fig7large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Wir präsentieren drei neue Methoden, um die gustende Kodierung zu untersuchen . Mit einem einfachen Tier, der Motte Manduca sexta ( Manduca ) , beschreiben wir ein Dissektionsprotokoll, die Verwendung von extrazellulären Tetroden zur Aufzeichnung der Aktivität von mehreren Gustatorrezeptor-Neuronen und ein System zur Bereitstellung und Überwachung von präzise zeitgesteuerten Impulsen.

Neue Methoden zum Studieren der Gustatory Coding

The sense of taste allows animals to detect chemicals in the environment, giving rise to behaviors critical for survival. When Gustatory Receptor Neurons ...

Das übergeordnete Ziel dieser Methoden besteht darin, die gustatorische Kodierung bei einem einfachen Tiermodell Mandi-casecsta zu untersuchen, indem die Aktivität mehrerer Rezeptorneuronen in vivo aufgezeichnet wird, während präzise zeitgesteuerte Reizimpulse von Geschmacksstoffen appliziert und überwacht werden. Diese Methoden können helfen, zentrale Fragen zur Geschmackswahrnehmung zu beantworten, beispielsweise wie Geschmacksreize durch Populationen gustatorischer Rezeptorneuronen kodiert werden. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie in vivo-Aufzeichnungen von mehreren gustatorischen Neuronen vor, während und nach präzise applizierten Geschmacksreizen ermöglicht.Personen, die mit dieser Methode neu sind, könnten dies als herausfordernd empfinden, da der Dissektionsvorgang komplex ist. Daher hoffen wir, dass die visuelle Demonstration der Methode hilfreich sein wird. Diese Techniken wurden von Sam Writer entwickelt, als er Doktorand in meinem Labor war, zusammen mit Alejandra, und Kui Sun wird diese Verfahren demonstrieren.Drei Tage nach der Eclose ein Falter beliebigen Geschlechts mit allgemein gesundem Erscheinungsbild ausw&auml;hlen. Die Fl&uuml;gel sollten vollst&auml;ndig ausgefaltet sein, und R&uuml;ssel sowie F&uuml;hler sollten gut geformt und intakt sein. In einer Abzugshaube den ausgew&auml;hlten Falter in eine Fixierh&uuml;lle schieben, bis der Kopf herausragt.Dann fixieren Sie den Schmetterling, indem Sie Papiertuch in das andere Ende des Röhrchens einführen. Entfernen Sie nun mithilfe von Druckluft, die aus einer Spritze abgegeben wird, die Haare vom freiliegenden Kopf. Stellen Sie danach das Röhrchen auf eine Tonhalterung in einer Petrischale ab.Richten Sie den Kopf mit der dorsalen Seite nach oben aus. Schützen Sie anschließend die Antennen und den Saugrüssel. Stellen Sie zuerst Abdeckungen für jede Struktur aus 200-Mikroliter-Pipettenspitzen her, die in halbzentimeterlange Stücke geschnitten wurden.Um den Rüssel zu manipulieren, bereiten Sie einen Haken aus einem Stück Draht vor. Strecken Sie den Rüssel in eine der Abdeckungen hinein, bis der proximalste Teil des Rüssels geschützt ist. Befestigen Sie das Röhrchen mit festem Batikwachs am dorsalen Teil der Kopfkapsel.Danach die Antennen vorsichtig abstreifen und die R&ouml;hrchen mit Batikwachs sichern. Nun das Gehirn stabilisieren, indem der Schnallenmuskulaturkompressor durchtrennt wird. Unter dem Dissektionsmikroskop mit Mikrodissektionswerkzeugen die Kopfkapsel &ouml;ffnen, indem ein kleiner Schnitt direkt unterhalb des R&uuml;ssels angelegt wird.Um zu überprüfen, ob der Muskel durchtrennt ist, wird eine Saccharoslösung auf die distalen zwei Drittel des Rüssels aufgetragen, und fünf Minuten lang sichergestellt, dass sich der Rüssel nicht ausstreckt. Anschließend wird die Kopfkapsel mit einer Schicht geschmolzenem Batikwachs verschlossen. Um das Gehirn mit physiologischer Kochsalzlösung zu perfundieren, wird ein Wachskübel um die ventrale Seite des Kopfes gebaut. Verwenden Sie einen elektrischen Wachsauftr&auml;ger, um entlang der Vorderseite des Kopfes in Richtung der R&uuml;ckseite einen Wachstrichter zu formen. Halten Sie die R&uuml;ssel- und F&uuml;hlerkan&auml;le innerhalb des Trichters. Setzen Sie das Formen des Trichters nach au&szlig;en und nach oben fort, bis er die H&ouml;he der Augen erreicht.Entnehmen Sie mit einer Pinzette die labialen Palpen und befestigen Sie sie mit geschmolzenem Wachs an der Wachstülle. Dichten Sie anschließend alle Öffnungen in der Wachstülle und den Röhren mit einer dünnen Schicht zweikomponentigem Epoxidharz ab. Mischen Sie das Epoxidharz mit einem Zahnstocher.Zuerst die äußeren und inneren Oberflächen des Bechers bedecken. Danach den Teil des Halterohrs, der den Hals umgibt, füllen, damit der Kopf fester gehalten wird. Nach 20 Minuten den Becher auf Undichtigkeiten überprüfen.Um die Gehirnoperation zu beginnen, schneiden Sie zuerst die labialen Palpen ab. Um die ventrale Seite der Kopfkapsel zu öffnen, schneiden Sie die Cuticula entlang der Rückseite und Vorderseite des Kopfes sowie um die Augen herum. Anschließend schneiden Sie entlang der Rückseite des Kopfes und führen weitere Schnitte entlang der Vorderseite des Kopfes in der Nähe des Rüssels durch.Heben Sie dann vorsichtig mit einer Pinzette die Cuticula-Falte an, um das Gehirn freizulegen. Führen Sie nun den wichtigsten Schritt durch: die Freilegung der SEZ und der maxillären Nerven. Entfernen Sie langsam und sorgfältig Fettgewebe und die Trachee.Spülen Sie das Gehirn häufig mit frischer Kochsalzlösung. Seien Sie sehr vorsichtig, da es sehr leicht ist, die Maxillarnerven zu zerquetschen. Wenn die SEZ und die Maxillarnerven schließlich sichtbar sind, werden sie von einer dünnen Hülle bedeckt sein.Um diese Hülle zu entfernen, abfließen lassen Sie überschüssige Kochsalzlösung ab und schwächen Sie die Hülle anschließend durch Auftragen einer 10 %igen Kollagenase-Dispase-Lösung. Nach einer Einwirkzeit von fünf Minuten spülen Sie die Lösung mehrmals mit Kochsalzlösung aus. Danach entfernen Sie vorsichtig die Hülle nach mehrmaligem Spülen mit Kochsalzlösung mithilfe von feinsten Mikrodissektionspinzetten. Zuletzt befestigen Sie eine Kochsalzlösungs-Tropfleitung in der Perfusionskappe. Dieser Abschnitt beschreibt, wie ein System zur Applikation von Geschmacksstoffen aufgebaut und verwendet wird. Das System besteht aus einem Prüfrohr mit mehreren Öffnungen.Die Öffnungen dienen als Einstieg für den Rüssel des Tieres, das Aromastoff-Mehrwegeventil, einen Farbsensor und ermöglichen den Durchfluss von Wasser. Um dieses System aufzubauen, bereiten Sie zunächst ein Teströhrchen für den Rüssel vor. Erstellen Sie mit einem Lötkolben ein loch in der Größe des Rüssels.Danach einen abgeschirmten Bereich innerhalb des Rohrs anlegen, um den Rüssel an Ort und Stelle zu halten. Fünf Millimeter oberhalb des Lochs abschneiden, das Netz mit Wachs dort befestigen und die Röhrchen mit Wachs und Epoxidharz wieder verbinden. Ein unter Druck stehendes Perfusionsystem verwenden, um die Geschmacksstoffe zuzuführen.Verbinden Sie so viele Geschmacksstoffröhrchen, wie benötigt, mit einem Verteiler. Um das Auslassröhrchen für den Geschmacksstoff anzuschließen, bohren Sie ein Loch etwa einen Zentimeter über dem Netz und befestigen Sie das Auslassröhrchen mit Epoxidharz daran. Geben Sie in jeden Geschmacksstoff einen künstlichen Farbstoff ein, der von einem Farbsensor erfasst werden kann.Befestigen Sie einen Farbsensor an der Vorrichtung an einer Öffnung einen halben Zentimeter über dem Netz und sichern Sie ihn dort mit Epoxidharz. Verwenden Sie eine peristaltische Pumpe, um destilliertes Wasser über Silikonschläuche in das System zu leiten. Sammeln Sie das Abwasser mit einem großen Behälter auf.Verwenden Sie eine pneumatische Pumpe, um die Geschmacksstoffe mit Luftstößen zuzuführen. Beginnen Sie nun damit, sauberes Wasser durch die Schläuche zu pumpen, und geben Sie kurze Impulse des Geschmacksstoffes ab, um den Farbsensor zu testen. Führen Sie nun die destillierte Flüssigkeit zu zwei Dritteln des Schmetterrüssels in das Probenglas ein.Strecken Sie mit einer Pinzette den Rüssel aus und schieben Sie ihn vorsichtig in das Loch. Dichten Sie den Rüssel dann mit weichem Zahnwachs und einer Schicht Epoxidharz ab. Schließen Sie nun die Pufferperfusionsleitung an und stellen Sie den Perfusionsfluss ein.Danach tauchen Sie die Masselektrode des verdrillten Draht-Tetroden in das Salzlösungsbad. Positionieren Sie anschließend mithilfe eines Mikromanipulators die Tetrode neben dem Nervus maxillaris und führen Sie sie langsam in den Nerv ein. Nach dem Nachweis von Aktionspotentialen lassen Sie das Präparat mindestens 10 Minuten lang stabilisieren, bevor Sie die Aufzeichnungen beginnen.Die Ableitungen erfolgten von gustatorischen Rezeptorneuronen vor, während und nach der Applikation der Geschmacksstoffe gemäß dem beschriebenen Protokoll. Der Beginn und das Ende eines einsekündigen Pulses jedes Geschmacksstoffs wurden durch den Farbsensor überwacht. Die Geschmacksstoffe lösten Spikes aus, die von jedem der vier Kanäle detektiert wurden.Innerhalb der Spiketrainings konnten einzelne Aktionspotentiale beobachtet werden. Eine Spike-Sortierungssoftware wurde verwendet, um diese Spikes einzelnen Neuronen zuzuordnen. Die Reaktion von drei verschiedenen gustatorischen Rezeptorneuronen auf sechs nacheinander applizierte Geschmacksstoffe zeigt unterschiedliche Grundaktivitätsniveaus und Selektivitäten gegenüber den Geschmacksstoffen auf.Außerdem unterschieden sich die Antworten in ihrem zeitlichen Verlauf. Einige sind an die Dauer des Reizes gekoppelt, während andere den Reiz überdauern. Intrazelluläre Ableitungen konnten ebenfalls von den Axonen gustatorischer Rezeptoren mit herkömmlichen scharfen Glaselektroden durchgeführt werden.Die intrazellulären Ableitungen waren den Reaktionen, die mit der beschriebenen Tetroden-Technik beobachtet wurden, sehr ähnlich, jedoch waren die Tetroden-Ableitungen einfacher durchzuführen, langlebiger und robuster. Nachdem Sie dieses Video angesehen haben, sollten Sie in der Lage sein, die maxillären Nerven und die subösophageale Zone in Mandi-casecsta freizulegen, und sollten ein Geschmacksstoff-Zufuhrsystem mit präziser zeitlicher Steuerung aufbauen können. Während Sie dieses Protokoll durchführen, tragen Sie Laborschutzhandschuhe und eine Gesichtsmaske, da das feine, pulverförmige Schuppenmaterial, das von Mandi-casecsta abgegeben wird, allergen wirken kann.Wenn die Methode einmal beherrscht ist, kann das Verfahren innerhalb von dreieinhalb Stunden abgeschlossen werden. Mit diesem Verfahren können anschließend auch gleichzeitige Ableitungen aus mehreren Gehirnarealen durchgeführt werden, um weitere Fragestellungen zu beantworten, beispielsweise wie die Antworten gustatorischer Rezeptorneuronen auf Geschmacksstoffe transformiert werden, wenn sie an die nachgeschalteten Zielneuronen weitergeleitet werden.

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Die Kenntnis der zugrunde liegenden molekularen Mechanismen Geschmacks Transduktion hat kürzlich bedeutende Fortschritte genossen, vor allem aufgrund der Verwendung von Tiermodellen. Doch die große Vielfalt in Geschmack Sensitivität und Spezifität bei Säugetieren Optionsscheinen Studien in menschlichem Gewebe. Wir beschreiben eine Biopsie-Technik auf lebende Geschmack Zellen aus der Papillen auf die menschliche Zunge zu sammeln.

Technik zu pilzförmigen (Taste) Papillen aus menschlichen Zunge sammeln

Dieses Protokoll beschreibt extrazellulären Aufnahme der Aktionspotentialantworten durch labellar Geschmack Neuronen in Drosophila gefeuert.

Elektrophysiologische Aufnehmen von<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Geschmack Sensillen

Die Vorderbeine und der Rüssel von Drosophila enthalten ein reiches Repertoire an geschmacklichen sensorischen Neuronen. Hier stellen wir eine Methode vor, die Calcium-Imaging verwendet, um physiologische Reaktionen von sensorischen Neuronen im Vorderbein und Rüssel lebender Fliegen nach exogener Applikation eines gustatorischen Pheromons zu messen.

Mess physiologischen Reaktionen von<em&gt; Drosophila</emNeurone&gt; Sensory zu Lipid Pheromone Verwendung von Live-Calcium Imaging

Geschmack ist ein wichtiger sensorischer Prozess, der die Anziehungskraft auf nützliche Substanzen und die Vermeidung von giftigen Substanzen erleichtert.  Dieses Protokoll beschreibt einen einfachen Ingestion-Assay zur Bestimmung der gustatorischen Präferenz von Drosophila für eine gegebene chemische Verbindung.

Geschmackspräferenz Assay für Erwachsene<em&gt; Drosophila</em

Dieses Protokoll menschlichen Geschmack Antworten und umfasst eine kurze anatomische Einschätzung und eine kurze Geschmackstest eine Validierungsmethode über das Thema berichteten Gefühl und Geschmack-Rezeptor-Genotyp.

Geschmack-Prüfung: Eine kurze und validierten Test

Diese Arbeit beschreibt Methoden zur Gewebevorbereitung, Färbung und Analyse von ganzen Fungiform-, Zirkumvallat- und Gaumengeschmacksknospen, die konsistent ganze und intakte Geschmacksknospen (einschließlich der Nervenfasern, die sie innervieren) ergeben und die Beziehungen zwischen Strukturen innerhalb der Geschmacksknospen und der umgebenden Papille aufrechterhalten.

Färbung, Visualisierung und Analyse von Fungiform-, Circumvallate- und Gaumengeschmacksknospen

Hier präsentieren wir, wie man das genikulierte Ganglion einer lebenden, betäubten Labormaus freilegt und wie man Kalziumbildgebung verwendet, um die Reaktionen von Ensembles dieser Neuronen auf Geschmacksreize zu messen, was mehrere Versuche mit verschiedenen Stimulanzien ermöglicht. Dies ermöglicht detaillierte Vergleiche, welche Neuronen auf welche Tastants reagieren.

In vivo Calcium Imaging of Mouse Geniculate Ganglion Neuron Reaktionen auf Geschmacksreize

Der Artikel stellt das μTongue-Gerät (Microfluidics-on-a-Tongue) für die funktionelle Geschmackszellbildgebung in vivo vor, indem die Mikrofluidik in ein intravitalen Bildgebungsfenster auf der Zunge integriert wird.

μTongue: Eine mikrofluidikbasierte funktionelle Bildgebungsplattform für die Zunge in vivo

Eine selten verwendete Methode der elektrophysiologischen Aufzeichnung, die Basisaufzeichnung, ermöglicht die Analyse von Merkmalen der Geschmackscodierung, die mit herkömmlichen Aufzeichnungsmethoden nicht untersucht werden können. Die Basenaufzeichnung ermöglicht auch die Analyse von Geschmacksreaktionen auf hydrophobe Reize, die mit herkömmlichen elektrophysiologischen Methoden nicht untersucht werden können.

Base Recording: Eine Technik zur Analyse der Reaktionen von Geschmacksneuronen in Drosophila

Ein Calcium-Imaging-Ansatz ermöglicht die Aufzeichnung von geschmacksinduzierten Reaktionen im Gehirn wacher Fliegen, während eine Lösung auf das Labellum aufgetragen wird. Primäre gustatorische Reaktionen in Drosophila melanogaster werden als Beispiel verwendet, aber dieses Protokoll kann angepasst werden, um nachgeschaltete Neuronen oder andere Spezies zu untersuchen.

Im lebenden Organismus Kalzium-Bildgebung von geschmacksinduzierten neuronalen Reaktionen bei adulten Drosophila

Lernen Sie neue Methoden zur Untersuchung der gustatorischen Kodierung bei der Motte Manduca sexta mit extrazellulären Tetroden-Ableitungen und präziser Reizgabe. Diese Techniken ermöglichen in vivo-Aufnahmen von Geschmacksrezeptorneuronen.

Neue Methoden zum Studieren der Gustatory Coding

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