Name: Ein standardisierter Ansatz für Multispezies Reinigung von männlichen männlichen Keimzellen durch mechanische Gewebedissoziation und Durchflusszytometrie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-12T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Erfahren Sie die standardisierte Isolierung männlicher Keimzellen aus verschiedenen Säugetierarten durch mechanische Gewebedissoziation und Durchflusszytometrie. Diese Methode ermöglicht Hochdurchsatzanalysen zur Untersuchung der Spermatogenese.

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Die Autoren danken dem Hillside Animal Hospital (St. Louis, MO) für Hundehunde; Jason Arand und Dr. Ted Cicero&#39;s Labor an der Washington University in St. Louis (WashU) für die Bereitstellung von Ratten-Testes und Brianne Tabers für die Unterstützung der Sammlung; Jared Hartsock und Dr. Salt&#39;s Lab bei WashU für die Meerschweinchen-Hoden; Und Dr. Michael Talcott in der Abteilung für Vergleichende Medizin bei WashU für die Mini-Schweine-Hoden. Die Autoren bestätigen auch das Alvin J. Siteman Cancer Center an der Washington University School of Medicine und dem Barnes-Jewish Hospital in St. Louis, MO, für den Einsatz des Siteman Flow Cytometry Core, der mit dem Personal betriebenen Zellsortierdienst ausgestattet war. Das Siteman Cancer Center wird teilweise unterstützt von NCI Cancer Center Support Grant # P30 CA91842. Diese Forschung wurde von einem FCT-Doktorandenstipendium [SFRH / BD / 51695/2011 an ACL] finanziert, gewährt von den United States National Institutes of Health [R01HD078641 und R01MH101810 bis DFC] und einem FCT-Forschungsvertrag [IF / 01262/2014 bis AML].

Alle nachfolgend beschriebenen Verfahren entsprechen den Bestimmungen des Tierstudienausschusses an der Washington University in St. Louis. 1. Vorbereitungen für das Mechanische Dissoziations-Protokoll <ol><li> Vornässen einer 50-μm-Einweg-Gewebe-Disaggregationskartusche zur Dissoziation eines ganzen murinen Hodens. ANMERKUNG: Diese Einweg-Gewebe-Disaggregationskartusche enthält Mikroklingen, die zum Schneiden von Geweben und einem unbeweglichen Stahlgitter mit etwa 100 sechseckigen Löchern ausgelegt sind. Verschiedene Größen von Mesh für Gewebe Disaggregation Patrone sind verfügbar, um dieses Protokoll auf der Grundlage von Arten und gewünschten Zelltypen anzupassen. 50 μm Patronen wurden für alle in diesem Papier erwähnten Säugetierarten verwendet. <ol><li> Laden Sie 1 ml eiskaltes Phenol rot frei 1x Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium (DMEM) auf die 50 μm Einweg-Gewebe-Disaggregationspatrone. HINWEIS: Phenolrot kann die Erkennung von roten Fluoreszenen beeinträchtigenWährend der FACS. </li><li> Aspirieren Sie 1x DMEM aus der Gewebe-Disaggregations-Patrone mit einer Einweg-3-ml-Nadel-freien Spritze aus dem Spritzen-Port. </li></ol></li><li> Schalten Sie das Gewebe-Disaggregationssystem durch Drücken der Taste &quot;ON&quot; ein. Dieses System erfordert keine &quot;Aufwärmzeit&quot;. </li><li> Vornasse drei 40 μm Einwegfilter mit eiskaltem 1x DMEM. Legen Sie jeden 40 μm Einwegfilter auf ein 50 mL konisches Rohr. Pipette 1 ml 1x DMEM und Durchlauf der Flüssigkeit. </li><li> Vorbereitung einer 100 mm x 15 mm Petrischale zur Sammlung von Hodengeweben. 500 μl 1x DMEM auf die Petrischale pipettieren. </li></ol> 2. Vorbereitung des Hodengewebes für das mechanische Dissoziations-Protokoll <ol><li> Disektion einer männlichen Maus, um vorsichtig frische ganze Hoden oder Hodenfragmente (bei Umgang mit anderen Säugetierarten) mit chirurgischen Scheren und Pinzetten zu entfernen. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass Gewebe frei von Fett und Nekrose sind. Fr<html> Esh-Hodengewebe erzeugen eine überlegene Einzelzell-Suspensionsqualität als gefrorene Gewebe. <ol><li> Transfer gesammelte Hoden / Fragmente auf die vorbereitete 100 mm x 15 mm Petrischale mit 500 μl 1x DMEM. </li><li> Das Gewebe vorsichtig in 1x DMEM spülen, um rote Blutzellen zu entfernen (falls vorhanden). </li></ol></li><li> Entfernen Sie sorgfältig Tunica albuginea. Die Dicke von Tunica albuginea variiert in verschiedenen Arten. <ol><li> Ergreife ein Ende von Hoden mit Pinzette. </li><li> Punktion das andere Ende der Hoden mit einem Skalpell, während immer noch das eine Ende von Hoden mit Pinzette aus früheren Schritt. </li><li> Kratzen Sie Hodenröhrchen mit einem Skalpell, während immer noch das eine Ende von Hoden mit Pinzette aus Schritt 2.2.1. </li></ol></li><li> Schneiden Sie Hoden Tubuli in Stücke von ~ 2-3 mm 3 mit einem Skalpell. </li></ol> 3. Gewinnung von Einzelzell-Suspensionen durch mechanische Dissoziation von Hodengewebe Ontent &quot;&gt; HINWEIS: Die unten beschriebenen Dissoziationsschritte beziehen sich auf einen erwachsenen Maus-Test. Die Mengen von Hodengeweben aus jugendlichen Mäusen oder nicht-murinen Spezies sollten entsprechend angepasst werden, jugendliche Tiere dürfen nicht alle Stadien von Keimzellen enthalten, einige Säugetierarten haben Hodengewebszusammensetzung ändert sich während der Zuchtperioden im Vergleich zur Nicht-Paarungszeit. <ol><li> Übertragen Sie die kleinen Hoden-Tubulusstücke auf die vorbenetzte 50 μm-Gewebe-Disaggregationskartusche mit Pinzette und fügen Sie 1 ml 1x DMEM hinzu. </li><li> Legen Sie die Gewebe-Disaggregations-Patrone auf das Gewebe-Disaggregationssystem und verarbeiten Sie für 5 min, indem Sie den Knopf von &quot;Standby&quot; in den &quot;Run&quot; -Modus drehen. </li><li> Entfernen Sie die Gewebe-Disaggregations-Patrone aus dem Gewebe-Disaggregationssystem und saugen Sie die Zellsuspension mit einer wegwerfbaren 3-ml-Nadel-freien Spritze aus dem Spritzenanschluss. <ol><li> Aspirieren Sie ein paar Mal, um alle Flüssigkeit aus Gewebe Disaggregation Patrone zu entfernen. NichtAlle 1 ml können aus der Gewebe-Disaggregations-Patrone gewonnen werden. </li></ol></li><li> Führen Sie die aspirierte Zellsuspension durch zwei wegwerfbare, vorvernetzte 40 μm Filter. Filtern Sie zweimal, um alle Zellenaggregate zu entfernen. <ol><li> Legen Sie einen vorbenetzten 40 μm Filter in ein 50 mL konisches Rohr. Die aspirierten Zellen direkt in die Spritze auf das 40 μm Filter geben. Pipetten-Durchlauf-Einzelzellen-Aufhängung mit Einwegpipette. </li><li> Entfernen Sie den gebrauchten, vorbenetzten 40 μm Filter und legen Sie einen weiteren vorberührten 40 μm Filter in das 50-mL konische Rohr. Die gesammelte Einzeller-Suspension auf den sauberen 40 μm-Filter pipettieren. </li><li> Sammelt gefilterte Einzelzelle Suspension mit einer sauberen Einwegpipette. </li></ol></li><li> Pipettierte gefilterte Zellsuspension zurück zu der 50 μm Gewebe-Disaggregationskartusche und Verfahren für weitere 5 min in einem Gewebe-Disaggregationssystem. </li><li> Erfahre alle Flüssigkeit aus dem Gewebe disaggregatiAuf Patrone </li></ol> 4. Färbung mit Hoechst und Propidiumiodid (PI) <ol><li> Die zurückgewonnene Zellsuspension aus der 50 μm Gewebe-Disaggregationskartusche auf ein sauberes 1,5 mL-Röhrchen übertragen. Etwa 1-1,5 ml Einzelzell Suspension werden gewonnen. </li><li> Teilen Sie die gewonnene Einzelzell-Suspension in vier 1,5 ml- oder 5-ml-Röhrchen. <ol><li> Für die ersten drei Röhrchen pipettieren Sie 150 μl einzelzellige Suspension und Pipettenrest einzelzelliger Suspension in das letzte der vier Röhrchen (ca. 550 μl Einzelzell Suspension). HINWEIS: Die Menge der Einzelzell-Suspension in der letzten Röhre kann je nach der Effizienz der Zellsuspensionsrückgewinnung in Schritt 3.6 variieren. </li></ol></li><li> Setzen Sie das erste Röhrchen der vier Röhren als ungefärbte Kontrolle für die FACS-Sitzung ein. </li><li> Bereiten Sie einzelne Farbstoff gefärbte (PI oder Hoechst) Zellsuspensionen als Kontrollen vor. Zugabe von 2,5 μl Hoechst oder 1 μl PI zu jedem Röhrchen (zweiter und thiRd) </li><li> Bereiten Sie ein doppelt gebeiztes Rohr vor. Dies wird zum Sammeln von Keimzell-Subpopulationen verwendet. Füge 2,5 μl Hoechst und 1 μl PI zum letzten Röhrchen hinzu. HINWEIS: Hoechst hat eine Haltbarkeitsdauer von 2-3 Monaten. Die Verwendung älterer Farbstoffbestände führt zu erheblichen Veränderungen während der FACS-Sitzung. </li><li> Inkubieren bei Raumtemperatur für 30 min im Dunkeln. Legen Sie die Proben in einen Röhrenrotator oder setzen Sie die 1,5 ml Röhrchen alle 5-10 Minuten ein. </li><li> Filtrieren Sie die Zellsuspension mit einem vorberührten 40 μm Sieb und halten Sie die gefilterte Lösung auf Eis und im Dunkeln bis zur FACS-Sitzung. HINWEIS: Der Filtrationsschritt ist notwendig, um Zellklumpen für FACS zu verhindern. Zusätzlich kann die Behandlung mit DNase (siehe Abbildung 1 ) oder 2-Naphthol-6,8-disulfonsäure-dikalium-salz (NDA 20 ) zur Begrenzung der Zellverklumung verwendet werden. Verlängerte Wartezeiten beeinflussen das bei FACS detektierte Fluoreszenzsignal und können zu einem erhöhten Zelltod führen. </liAufgaben </ol> 5. Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung (FACS) Aufbau und Reinigung von Hodenzellen <ol><li> FACS-Sammelrohre vorbereiten. <ol><li> 5 ml Polypropylen-Rundbodenrohre oder 1,5 ml Röhrchen mit 400 μl FBS zur Zellkollektion beschichten. Dekant überschüssiges FBS nach dem Beschichten. </li><li> FACS-Sammelmedium (1x DMEM + 10% fetales Rinderserum, FBS) zu den Röhrchen hinzufügen: 1 ml für 5 ml Röhrchen oder 100 μl für 1,5 ml Röhrchen. </li></ol></li><li> Setzen Sie geeignete Sortierbedingungen in Zellsortierer und Software ein. HINWEIS: Andere Zellsortiermaschinen und Analysesoftware können mit den unten beschriebenen ähnlichen Setup- und Gating-Strategien verwendet werden. Die hier beschriebenen Bedingungen wurden von Gaysinskaya und Bortvin 2 , Geisinger und Rodriguez-Casuriaga 3 , und Getun et al. 4 <ol><li> Laden Sie einen Ultraviolettlaser mit 463/25-nm-Bandpaßfilter, um Hoechst-Blau und 680 nm LP-Bandpassfilter zu detektieren, um Hoechst rot zu detektieren und PI zu detektieren. </li><li> Verwenden Sie einen 555DLP dichroitischen Spiegel, um Blau von roter Fluoreszenz zu unterscheiden. </li><li> Verwenden Sie eine 70 μm Düse und sortieren Sie Zellen mit einer Geschwindigkeit von 1000-2000 Zellen / Sekunde. HINWEIS: Die Sortierleistung wird direkt durch den Durchfluss beeinflusst. Hohe Durchflussraten (&gt; 3500 Ereignisse / s) erhöhen die Geschwindigkeit der Sortierung, führen aber zu einer Kontamination der Populationen. Siehe Referenz 12 für weitere Informationen. </li></ol></li><li> Stellen Sie die Tore mit Kontrollproben ein. <ol><li> Laden und führen Sie ungefärbte Probe. </li><li> Ausschließen von Zelltrümmern auf der Grundlage von FSC vs SSC-Plot-Muster. Zelltrümmer werden im unteren linken Quadranten der Handlung auftauchen. Willkürlich die Schwelle für Zelltrümmer durch den Benutzer oder den Zellsortierer-Techniker einstellen. </li><li> Gate auf einzelne Zellen durch Einstellen der Schwelle für FSC und Pulsbreite. Verschiedene Zellsortierer haben unterschiedliche Möglichkeiten, sich zu unterscheidenBeifall singlets Wenn die Pulsbreite die Zeitspiegel reflektiert, die der Laser überquert, haben einzelne Zellen im Vergleich zu mehrzelligen Aggregaten niedrigere Werte. Anpassen der Schwelle auf einem Plot für FSC vs Pulsbreite kann verwendet werden, um für Singlets zu wählen. </li><li> Setzen Sie optimale Photomultiplier Röhre (PMT) Spannungen. </li><li> Verwenden Sie sowohl ungefärbte als auch einfarbig gefärbte Zellen, um die Schwelle des PI- oder Hoechst-Fluoreszenzsignals festzulegen. HINWEIS: Es ist wichtig, die Grundlinien-PTM-Spannungen für die interessierenden Zellen zu optimieren, um für jeden Farbstoff den richtigen Fluoreszenzbereich festzulegen. Dies ist entscheidend für eine optimale Signalerkennung und Empfindlichkeit. Die ungefärbten und einfachgefärbten Kontrollzellen werden verwendet, um eine Reihe von negativ und positiv gefärbten Zellen mit PI- und / oder Hoechst-Farbstoffen zu etablieren und Rauschen in Signalen zu minimieren. Weitere Erläuterungen zur Optimierung der PMT-Spannung mit Kontrollzellen finden Sie unter Gaysinskaya und Bortvin 2 </li><li> Tor auf lebende ZelleS basierend auf PI-Färbung (PI-negativ) und FSC-Plot. Tote Zellen sind positiv für PI-Fluoreszenz. </li><li> Stellen Sie das DNA-Inhalts-Gate ein, indem Sie ein Histogramm von Zellzahlen auf der Grundlage von Hoechst-Blau-Fluoreszenz aufzeichnen. Es sollten 3 Peaks mit zunehmenden Konzentrationen von Hoechst blauer Fluoreszenz auftreten, die haploide (1C), diploide (2C) und tetraploide (4C) Zellen darstellen. Set 3 Tore, eine für jeden Peak. </li><li> Beachten Sie mindestens 500.000 Ereignisse auf FSC vs SSC-Plot, bevor Sie auf die Keimzellpopulationen gehen. </li></ol></li><li> Gate verschiedene Keimzellpopulationen. <ol><li> Load Hoechst / PI gefärbte Probe. </li><li> Setzen Sie die ersten 3 Eltern-Tore, die allen Populationen gemeinsam sind. <ol><li> Ausschließen von Zelltrümmern auf der Basis des FSC vs SSC-Plots. Wähle Einzelstücke basierend auf dem FSC vs Pulsbreiten-Plot. Wähle lebende Zellen, indem du PI-negative Zellen schlägst. </li></ol></li><li> Definieren spermatogonia tor </li><li> Plot PI negative Zellen auf der Grundlage von Hoechst blau und rote FluoreszenzIntensitäten. Spermatogonie erscheint als Seitenpopulation (siehe Abbildung 1 ). </li><li> Definiere Tore für die verbleibenden Keimzellpopulationen. HINWEIS: Siehe Abbildung 1 und ergänzende Abbildung 2 für visuelle Details. </li><li> Plot PI-negativen Zellen in DNA-Content-Gate. <ol><li> Für Spermatiden Tor der Spitze mit niedrigster Hoechst Fluoreszenz (1C). </li><li> Für Spermatozyten II, Tor der Peak mit Zwischen-Hoechst-Fluoreszenz (2C). </li><li> Für die Spermatozyten I, Tor der Spitze mit der höchsten Hoechst Fluoreszenz (4C). </li></ol></li><li> Plot Hoechst blaue und rote Fluoreszenzintensität zur Verfeinerung von Spermatozyten und Spermatiden Populationen aus DNA-Content-Toren. </li></ol></li><li> Sammeln Sie die ausgewählten Subpopulationstore in die zuvor vorbereiteten Sammelröhrchen. Jeder Hoden wird durchschnittlich 45 min bis 1,5 h dauern, um etwa 0,5-6,0 x 10 6 Zellen für jede Subpopulation zu sammeln. ANMERKUNG: Verlängerte Zell-Exposition gegenüber Hoechst maIch verschiebe die Lage der Populationen mit der Zeit. Aktualisieren Sie die Einstellungen nach 20-30 min FACS. Die maximale Ausbeute für jede Subpopulation wird abhängig von der Effizienz des Dissoziationsschrittes sein. </li></ol> 6. Mikroskopische Bewertung von gereinigten Zellen <ol><li> Spin gesammelte Zellen bei 500-600 xg bei 4 ° C für 10 min. </li><li> Zellenpellet mit 1 ml eiskalter 1x Phosphatpufferlösung (PBS) oder 1x DMEM erneut suspendieren. HINWEIS: Das Re-Suspensionsvolumen kann entsprechend der Anzahl der sortierten Zellen und der gewünschten Endkonzentration eingestellt werden. </li><li> 4 &amp; mgr; l gewaschene Zellen auf einen sauberen Glasschieber pipettieren und ein Deckglas legen. </li><li> Fixieren Sie die verbleibenden Zellen mit 4% Paraformaldehyd (PFA) und speichern Sie feste Zellen bei 4 ° C in Dunkel für zukünftige Referenz. <ol><li> 100 μl 4% PFA direkt in die Sammelröhrchen pipettieren. </li><li> Die Röhrchen oder Pipetten kurzzeitig vortexen, um eine gute Vermischung der Zellsuspension zu gewährleisten. </li></ol></li><li> Visualisieren Sie die vorbereiteten Folien in einem Mikroskop mit einer UV-Lampe ausgestattet, um Hoechst Fluoreszenz unter einem 63X Ziel zu erkennen. Beziehen Sie sich auf den Ergebnisbereich - Morphologische Auswertung der sortierten Keimzellpopulationen - für weitere Details zur Identifizierung bestimmter Keimzelltypen. </li></ol>

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Alle Autoren erklären keine konkurrierenden Interessen.

In Anbetracht der hochkonservierten Chromatin-Dynamik bei der Spermatogenese bei Säugetieren war das Ziel dieser Arbeit, ein Protokoll zu entwickeln, um männliche Keimzellen in verschiedenen Stadien der Differenzierung von verschiedenen Säugetier-Hodengeweben zu isolieren ( Abbildung 1 ). Eines der größten Hindernisse bei der Anwendung eines einzelnen Workflows auf verschiedene Tiermodelle ist die Notwendigkeit von Spezies-spezifischen Anpassungen, insbesondere in Bezug auf Gewebe-Dissoziat...

Angesichts des Mangels an In-vitro- System, das für die Spermatogenese-Progression repräsentativ ist, und die Anwesenheit einer großen zellulären Heterogenität im Hoden, erforschen die Studien der männlichen Keimzellbiologie robuste Techniken, um angereicherte Populationen spezifischer Zelltypen zu isolieren. Die Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung (FACS) wurde zu diesem Zweck 1 , 2 , 3 , 4 , 5 weit verbreitet , da sie eine hohe Ausbeute und Reinheit liefert und andere Isolationsverfahren in der Anzahl der Keimzelltypen übertrifft, die sie identifizieren können Wählen Sie 6 , 7 , 8 . Das Prinzip der Durchflusszytometrieanalyse basiert auf der Erkennung von Differenzlichtmustern nach der Laserstrahlanregung einzelner Zellen. Als eine Zelle durch den Laser geht es reflektiert / streut LichtIn allen Winkeln, proportional zur Zellgröße (Vorwärtsstreuung, FSC) und zur intrazellulären Komplexität (Seitenstreuung, SSC). Siehe Ormerod 9 für detaillierte Informationen zur Durchflusszytometrie. Männliche Keimzellen unterliegen spezifischen Modifikationen des DNA-Gehalts, der Chromatinstruktur, der Größe und der Form in verschiedenen Stadien der Spermatogenese. So können unterschiedliche Zellpopulationen identifiziert und durch Kombination von Lichtstreuung und DNA-Färbung mit Fluoreszenzfarbstoffen 10 , 11 getrennt werden . Hierzu können mehrere Farbstoffe verwendet werden (siehe Geisinger und Rodriguez-Casuriaga 3 ), wie zB Hoechst-33342 (Hoechst), die häufig in der Durchflusszytometrieanalyse von Hodenzellen für die letzten zehn Jahre 1 , 2 , 4 , 10 verwendet wurde , 12 AufN Anregung mit UV-Licht, Hoechst emittiert blaue Fluoreszenz proportional zum zellulären DNA-Gehalt, während weit rote Fluoreszenz die Variabilität der Chromatinstruktur und der Verdichtung 1 , 13 , 14 widerspiegelt. Als Ergebnis zeigen männliche Keimzellen in verschiedenen Stufen der Differenzierung spezifische Muster während FACS von Hoechst-gefärbten Einzelzellsuspensionen (Ho-FACS, 1 , 12 ). Interessanterweise ist die Intensität der Hoechst-Blau-Fluoreszenz aufgrund eines Mechanismus des Farbstoff-Efflux, der nur während des Spermatogonialstadiums aktiv ist, nicht proportional zum Chromatingehalt in diesen Zellen, und sie gruppieren sich als Seitenpopulation während Ho-FACS 15 . Darüber hinaus ermöglicht die Kombination von Hoechst-Färbung mit dem nicht-permeierenden Farbstoff Propidiumjodid (PI) den Anwendern, lebende (PI-negative) von toten (PI-positiven) Zellen während FACS 1 &lt;zu unterscheidenSup&gt;, 2 , 10 , 12 . Diese Strategie wurde bisher in Durchflusszytometrieanalysen von Hodenkeimzellen verwendet und weitgehend in der Maus optimiert, um bis zu 9 Keimzelltypen, einschließlich Zellen in 4 verschiedenen Stadien der Meiose I 1 , 2 , 4 , 16 zu unterscheiden . Für die Zwecke dieser Arbeit hat Hoechst Färbung drei Hauptvorteile. Zuerst wurde Ho-FACS erfolgreich auf die Isolierung von männlichen Keimzellen im Mausmodell 1 , 2 , 12 und anderen Nagetieren wie Ratte und Meerschweinchen 17 , 18 , 19 angewendet. Zweitens ist Hoechst ein Zell-Permeations-Farbstoff und erfordert keine Membran-Permeabilisierung, so dass es preserVes Zelle Integrität. Schließlich ist keine RNase-Behandlung erforderlich, da Hoechst bevorzugt Poly (d [AT]) DNA-Sequenzen 1 , 20 bindet, was bedeutet, dass RNA konserviert wird und zusätzlich zu DNA und Proteinen für weitere nachgeschaltete molekulare Studien von Keim verwendet werden kann Zelldifferenzierung. Trotz der Ähnlichkeit der DNA-Ploidie und / oder der Färbbarkeit, die bei Durchflusszytometrie-Analysen von Säugetierarten beobachtet wurde (in Geisinger und Rodriguez-Casuriaga 3 untersucht ), gab es in den für die männliche Keimzellisolation durch Durchflusszytometrie beschriebenen Protokolle viel Variabilität. Verschiedene Studien haben spezifische Protokolle für die Gewebe-Dissoziation verwendet und verwendeten unterschiedliche DNA-bindende Farbstoffe (allein oder in Kombination) und FACS-Gating-Strategien in verschiedenen Modellorganismen, hauptsächlich der Maus, Ratte und Meerschweinchen. Daher kann der direkte Vergleich der für verschiedene Arten gesammelten Daten durch Unacco beeinflusst werdenUnzureichende technische Artefakte, die sich aus der Variabilität zwischen den Methoden ergeben. Wichtig ist, dass die markante Konservierung der Chromatin-Dynamik während der Säugetier-Spermatogenese (2N-4N-2N-1N) darauf hindeutet, dass ein standardisiertes Protokoll quer auf eine Vielzahl von Säugetierarten angewendet werden könnte. Das Ziel dieser Studie war es, einen einzigen Workflow zu entwickeln, der für verschiedene Säugetierarten anwendbar ist, indem er die bisher veröffentlichten Techniken 2 , 20 kombiniert und anpasst. Standardisierung eines Verfahren zur Gewebeverarbeitung wurde durch Durchführen mechanische Dissoziation zu überwinden , die Notwendigkeit für speziesspezifische Anpassungen erforderlich , für die enzymatische Verdauung 5 erreicht. Es ist bemerkenswert, dass eine mechanische Dissoziation von Nagetier-Hodengewebe gezeigt wurde, dass sie besser als die enzymatische Gewebsverdauung 20 und Ho-FACS von Einzelzell-Suspensionen, die durch beide Verfahren erzeugt wurden, ausführenEs vergleichbare Ergebnisse 5 . Als Beweis für das Prinzip beschreibt dieses Protokoll die Einstellungen, die verwendet werden, um bis zu 5 Keimzellpopulationen zu isolieren: Spermatogonie (SPG); Primäre (SPC I) und sekundäre Spermatozyten (SPC II) und Spermatiden (SPD) - rund (rSPD) und verlängert (eSPD). Wichtig ist, dass es einfach im Labor zu implementieren ist, wobei die Hauptanforderungen das System für die Gewebedissoziation und den Zugang zu einem Zellsortierer sind, der mit einem UV-Laser ausgestattet ist. Dieser Workflow ( Abbildung 1 ) ist schnell und unkompliziert und ermöglicht die gleichzeitige Isolierung von 4 Keimzellpopulationen aus frischem Hodengewebe in weniger als 2 h. Die reduzierte Verarbeitungszeit ist entscheidend für die Aufrechterhaltung der zellularen Integrität für weitere nachgeschaltete Verfahren. Darüber hinaus deutet die erfolgreiche Aufführung in 5 verschiedenen Spezies darauf hin, dass es in der Säugetier-Clade weitgehend angewendet werden kann. Damit ist es die ideale Methode, um Keimzellen für Vergleichsstudien von männlichen männlichen Fortpflanzungsbiolen zu untersuchenOgy Dieses Protokoll besteht aus drei Hauptabschnitten, abgesehen von den vorbereitenden Schritten: (1) der mechanischen Dissoziation von Hodengewebe und (2) Färbung von Hodenzellen mit Hoechst und PI, gefolgt von (3) FACS-Sortierung relevanter spermatogener Zellen. Sobald gesammelt, können diese angereicherten Populationen von verschiedenen Säugetier-Hoden-Keimzellen für eine breite Palette von Anwendungen verwendet werden. Dieses Protokoll beschreibt eine &quot;one-size fits all&quot; Dissoziationsmethode, um männliche Keimzellen aus vielen verschiedenen Säugetierarten zu reinigen. Abhängig von der Art der Studie, die die Benutzer mit den isolierten Keimzellen durchführen möchten, können andere Medien oder Puffer verwendet werden. Die folgenden Protokollschritte sind für die Erzeugung von Einzelzell-Suspensionen aus einem ganzen Mäuse-Testis.

<table><tbody><tr><td>4% Paraformaldehyd</td><td>VWR</td><td>#15710</td><td>4% PFA, Zur Fixierung sortierter Zellen</td></tr><tr><td>Medimachine</td><td>BD Biosciences</td><td>#340588;</td><td>System zur Dissoziation der Hoden</td></tr><tr><td>1X Dulbecco modifiziertes Eagle medium</td><td>Life Technologies</td><td>#31053</td><td>DMEM, für die Hodendissoziation</td></tr><tr><td>Medicon</td><td>BD Biosciences</td><td>#340591</td><td>Disaggregationspatrone für die Hodendissoziation</td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum</td><td>Thermo Scientific</td><td>#10082139</td><td>FBS, für FACS-Entnahme</td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>Invitrogen</td><td>#H3570</td><td>Hoecsht, für FACS-Färbung</td></tr><tr><td>40 & Mikro; m Zellsieb</td><td>GREINER BIO-ONE</td><td>#89508-342</td><td>Für die Hodendissoziation</td></tr><tr><td>100x 15 mm Petrischale</td><td>Falcon</td><td>#351029</td><td>Für die Hodendissektion</td></tr><tr><td>5 mL Polypropylen-Rundbodenröhrchen</td><td>Falcon</td><td>#352063</td><td>Für die FACS-Entnahme</td></tr><tr><td>1,5 mL Eppendorf Röhrchen</td><td>VWR</td><td>#20170-650</td><td>Für die FACS-Entnahme</td></tr><tr><td>3 mL Needless Spritze</td><td>BD Biosciences</td><td>#309657</td><td>Für die Dissoziation des Hodens</td></tr><tr><td>50 mL konisches Röhrchen</td><td>MIDSCI</td><td></td>#C50R <td>Für die Dissoziation des Hodens&nbsp;</td></tr><tr><td>Propidiumiodid</td><td>Invitrogen</td><td>#L7011</td><td>PI, für FACS-Färbung</td></tr><tr><td>MoFlo Legacy-Zellsortierer</td><td>Beckman Coulter</td><td>#ML99030</td><td>Für FACS</td></tr><tr><td>Summit Zellsortiersoftware</td><td>Beckman Coulter</td><td>#ML99030</td><td>Für FACS</td></tr><tr><td>Phosphatgepufferte Kochsalzlösung</td><td>Thermo Scientific</td><td>#AM9625</td><td>PBS, Für die Mikroskopie</td></tr><tr><td>Mikroskopischer Objektträger aus Glas</td><td>Fisher Scientific</td><td>#12-544-4</td><td>Für die Mikroskopie</td></tr><tr><td>Glasdeckglas</td><td>Fisher Scientific</td><td>#12-548-87</td><td>Für die Mikroskopie</td></tr><tr><td>Einweg-Transferpipette (3 mL)</td><td>Samco Scientific</td><td>#225</td><td>Für die Hodendissoziation</td></tr><tr><td>DNase I</td><td>Roche</td><td>#10104159001</td><td>Für die Hodendissoziation</td></tr><tr><td>Chirurgische Klinge aus Kohlenstoffstahl</td><td>Miltex</td> <td>#4-111</td><td>Für die Hodendissektion</td></tr><tr><td>Countess automatisierter Zellzähler</td><td>Invitrogen</td><td>#C10227</td><td>Für die automatische</td></tr><tr><td>Zellzählung Trypanblau-Lösung (0,4%)</td><td>Sigma</td><td>#T8154</td><td>Für die Viabilitätsfärbung</td></tr></tbody></table>

ein standardisierter ansatz für multispezies reinigung von männlichen männlichen keimzellen durch mechanische gewebedissoziation und durchflusszytometrie

A Standardized Approach for Multispecies Purification of Mammalian Male Germ Cells by Mechanical Tissue Dissociation and Flow Cytometry

Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung (FACS) war eine der Methoden der Wahl, um angereicherte Populationen von Säugetier-Hoden-Keimzellen zu isolieren. Derzeit ermöglicht es die Unterscheidung von bis zu 9 murinen Keimzellpopulationen mit hoher Ausbeute und Reinheit. Diese hochauflösende Diskriminierung und Reinigung ist durch einzigartige Veränderungen der Chromatinstruktur und -menge in der gesamten Spermatogenese möglich. Diese Muster können durch Durchflusszytometrie von männlichen Keimzellen erfasst werden, die mit fluoreszierenden DNA-bindenden Farbstoffen wie Hoechst-33342 (Hoechst) gefärbt sind. Hierin ist eine detaillierte Beschreibung eines kürzlich entwickelten Protokolls zur Isolierung von Hodenzellen von Säugetieren. Kurz gesagt werden Einzelzellsuspensionen aus dem Hodengewebe durch mechanische Dissoziation erzeugt, mit Hoechst und Propidiumjodid (PI) doppelt gefärbt und durch Durchflusszytometrie verarbeitet. Eine serielle Gating-Strategie, einschließlich der Auswahl von lebenden Zellen (PI-negativ) mit unterschiedlichem DNA-Gehalt (Hoechst-Intensität), iS verwendet während der FACS-Sortierung, um bis zu 5 Keimzelltypen zu unterscheiden. Hierbei handelt es sich um entsprechende durchschnittliche Reinheiten (bestimmt durch mikroskopische Auswertung): Spermatogonien (66%), primäre (71%) und sekundäre (85%) Spermatozyten und Spermatiden (90%), weiter getrennt in runde (93%) und verlängert (87%) Subpopulationen. Die Ausführung des gesamten Workflows ist einfach, ermöglicht die gleichzeitige Isolierung von 4 Zelltypen mit der entsprechenden FACS-Maschine und kann in weniger als 2 h durchgeführt werden. Da eine reduzierte Verarbeitungszeit entscheidend für die Erhaltung der Physiologie von ex vivo- Zellen ist, eignet sich diese Methode ideal für nachgeschaltete Hochdurchsatz-Studien der männlichen Keimzellbiologie. Darüber hinaus eliminiert ein standardisiertes Protokoll für die Multispezies-Reinigung von Säugetierkeimzellen methodische Quellen von Variablen und ermöglicht es, einen einzelnen Satz von Reagenzien für verschiedene Tiermodelle zu verwenden.

Einzelzelle Suspensionen aus der mechanischen Dissoziation von Hodengewebe Fig. 2 vergleicht Einzelzellsuspensionen, die durch mechanische Dissoziation von Maus-Hodengewebe unter verschiedenen Bedingungen erhalten werden. Proben, die durch Verarbeiten von frischem Gewebe, ungefärbt ( Fig. 2A ) oder mit Hoechst gefärbt wurden ( Fig. 2B ), zei...

Diese Arbeit beschreibt die Standardisierung eines Verfahrens, um gereinigte Keimzellpopulationen aus Hodengewebe verschiedener Säugetierarten zu erhalten. Es ist ein einfaches Protokoll, das mechanische Hodendissoziation, Färbung mit Hoechst-33342 und Propidiumjodid und FACS-Sortierung kombiniert, mit breiten Anwendungen in vergleichenden Studien der männlichen Fortpflanzungsbiologie.

Ein standardisierter Ansatz für Multispezies Reinigung von männlichen männlichen Keimzellen durch mechanische Gewebedissoziation und Durchflusszytometrie

Fluorescence-activated cell sorting (FACS) has been one of the methods of choice to isolate enriched populations of mammalian testicular germ cells. ...

Das übergeordnete Ziel dieses standardisierten Verfahrens besteht darin, unterschiedliche männliche Keimzelltypen aus verschiedenen Säugetierarten mithilfe eines einzigen Protokolls zu isolieren. Diese Methode kann die molekulare Untersuchung der Spermatogenese durch Hochdurchsatzanalyse verschiedener Keimzelltypen erleichtern. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass ein einheitlicher Satz an Reagenzien auf verschiedene Säugetierarten angewendet werden kann, um gleichzeitig vier verschiedene Populationen männlicher Keimzellen zu isolieren.Die Idee zu dieser Methode entstand zunächst, als wir beschlossen, die Evolution spezifischer Muster der Genexpressionregulation bei verschiedenen Säugetieren zu untersuchen. Chris Holley, ein medizinischer Technologe vom Siteman Flow Cytometry Core, wird demonstrieren, wie man den Zellsortierer bedient und die Gates einstellt. Beginnen Sie damit, einen einzelnen murinen Hoden zu entkapseln und das Gewebe in kleine Stücke zu schneiden.Verwenden Sie dann eine Pinzette, um kleine Gewebestücke auf eine vorbenetzte 50-Mikrometer-Gewebegrindungskartusche zu übertragen. Geben Sie ein Milliliter DMEM-Medium zur Kartusche hinzu und setzen Sie die Gewebegrindungskartusche in das Gewebegrindungssystem ein. Drehen Sie den Knopf von Standby auf Run und bearbeiten Sie das Gewebe fünf Minuten lang.Entfernen Sie dann die Kartusche und aspirieren Sie die Zellsuspension mit einer Einweg-Spritze mit drei Milliliter Volumen über den Spritzenanschluss. Sobald die gesamte Flüssigkeit gewonnen wurde, filtrieren Sie die Zellen durch zwei separate, entsorgbare, vorgewässerte 40-Mikrometer-Filter, um Zellaggregate zu entfernen, und geben Sie die Suspension anschließend in die Disaggregationskartusche zurück. Bearbeiten Sie die Zellen danach weitere fünf Minuten.Um die Zellen für die fluoreszenzaktivierte Zellsortierung anzufärben, sammeln Sie die dissoziierte Zellsuspension in einem 1,5-Milliliter-Röhrchen. Überführen Sie anschließend 150 Mikroliter Zellen in jeweils drei neue 1,5-Milliliter-Röhrchen und geben Sie das verbleibende Volumen in ein viertes 1,5-Milliliter-Röhrchen. Während das erste Röhrchen als unbehandelte Kontrolle beiseitegestellt wird, geben Sie 2,5 Mikroliter Hoechst in das zweite Röhrchen, einen Mikroliter Propidiumiodid in das dritte Röhrchen und sowohl Hoechst als auch Propidiumiodid in das vierte Röhrchen.Nach 30 Minuten bei Raumtemperatur im Dunkeln unter sanfter Rotation filtrieren Sie die Zellsuspensionen einzeln durch vorbenetzte 40-Mikron-Siebe in runde 5-Milliliter-Röhrchen. Stellen Sie anschließend vier Sammelröhrchen, die mit FBS ergänztes DMEM enthalten, unter die Sortierausläufe des Durchflusszytometers und laden Sie das nicht angefärbte Kontrollröhrchen zur Analyse ein. Verwenden Sie ein Vorwärts- gegen Seitwärtsstreu-Diagramm, um Zelltrümmer auszuschließen, und stellen Sie die Schwelle der Vorwärtsstreuung sowie die Impulsbreite so ein, dass die Einzelzellen gezielt ausgewählt werden können.Strenge Gating ist entscheidend, um die Qualität der gesammelten Probe zu optimieren. Stellen Sie die Auswahl einzelner Zellen sicher, indem Sie zellulären Detritus und mehrzellige Aggregate ausschließen. Verwenden Sie einfachgefärbte Zellen, um die Schwelle für die Fluoreszenzintensität von Hoechst und Propidiumiodid in Bezug auf die ungefärbte Probe festzulegen.Laden Sie dann die doppelt gefärbte Versuchsprobe auf und setzen Sie die drei übergeordneten Gates wie zuvor gezeigt. Sobald die drei übergeordneten Gates definiert sind, wählen Sie lebende Zellen basierend auf dem Fehlen der Propidiumiodid-Färbung aus und bestimmen Sie den DNA-Gehalt, indem Sie ein Histogramm der Zellanzahlen in Abhängigkeit von der Hoechst-Blau-Fluoreszenz erstellen. Setzen Sie ein Gate für jedes der drei Peaks mit zunehmender Hoechst-Blau-Fluoreszenzintensität, die die haploiden, diploiden und tetraploiden Zellen repräsentieren, und analysieren Sie mindestens 500.000 Ereignisse im Vorwärts- gegen Seitwärtsstreuungs-Plot.Tragen Sie die Propidiumiodid-negativen Zellen entsprechend ihrer Hoechst-Blau- und Rot-Fluoreszenzintensitäten auf. Die Spermatogonien erscheinen als side population. Die Intensität der Hoechst-Blau-Fluoreszenz korreliert mit dem DNA-Gehalt.Daher gewährleistet die Einstellung dieses Gates vor der Erstellung der Hoechst-Blau- und Rot-Diagramme die Auswahl der Zellen mit der gewünschten Ploidie. Zur Isolierung von Spermatiden grenzen Sie den haploiden Peak ein und wählen die Population aus, die erscheint, wenn die Hoechst-Blau- und Rot-Fluoreszenz gegenübergestellt werden. Zur Isolierung von Spermatocyten II grenzen Sie den diploiden Peak ein und wählen die Population aus, die erscheint, wenn die Hoechst-Blau- und Rot-Fluoreszenz gegenübergestellt werden.Für die Isolation von Spermatocyten I: Gating des tetraploiden Peaks und Auswahl der Population, die erscheint, wenn die blaue und rote Fluoreszenz von Hoechst gegenübergestellt werden. Anschließend die ausgewählten Teilpopulationen in einzelne Sammelröhrchen sortieren, um etwa 0,5 bis sechsmal 10 hoch 6 Zellen für jede Zelluntergruppe zu gewinnen. Zellsuspensionen, die durch mechanische Dissoziation von frischem Gewebe – unbehandelt oder mit Hoechst gefärbt – erhalten wurden, zeigen das Vorhandensein einzelner Zellen in verschiedenen Differenzierungsstadien. Wichtig ist, dass die zellulären Strukturen erhalten erscheinen, einschließlich der Geißeln der Spermatozoen. Nach Ausschluss zellulärer Trümmer bestehen 95 bis 98 % der Zellen aus Einzelzellen, von denen 86 bis 93 % lebendig sind. Die Auftragung der Funktion der blau-roten Hoechst-Fluoreszenz während der FACS ermöglicht die Identifizierung spezifischer Keimzellpopulationen im Hoden. Wie erwartet ist die Population der haploiden Spermatiden am häufigsten vertreten, gefolgt von diploiden Spermatocyten II und tetraploiden primären Spermatocyten, ein Muster, das sich über verschiedene Arten hinweg erhält. Die mikroskopische Analyse der sortierten Zellen zeigt, dass Spermatogonien deutlich sichtbare, kleine, runde, perizentrische Heterochromatinareale aufweisen, die intensiv für Hoechst färben. Spermatocyten sind größere, granulierte Zellen mit leicht erkennbaren Kernen, die chromatische Veränderungen aufweisen, die für meiotische Zellen in der Subpopulation der Spermatocyten I charakteristisch sind, sowie kernhaltige oder diakinetische Kerne in den Subpopulationen der Spermatocyten II. Spermatiden sind kleine haploide Zellen mit runder oder länglicher Form, die sich von den Spermatogonien durch das Vorhandensein lokalisierten Chromozentren unterscheiden. Wenn die Technik einmal beherrscht ist, kann sie bei korrekter Durchführung innerhalb von zwei Stunden abgeschlossen werden. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist zu beachten, dass Hoechst sowohl hochgradig empfindlich als auch genotoxisch ist und dass die Auflösung der Zellpopulationen durch längere Inkubationszeiten nach Bedarf verbessert werden kann.Mithilfe dieses Verfahrens können Hochdurchsatz-Omics-Methoden durchgeführt werden, um Fragen zu epigenetischen Modifikationen oder zur Häufigkeit und Vielfalt von Transkripten und Proteinen innerhalb von Säugetierarten im evolutiven Kontext zu beantworten. Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik Forschern auf dem Gebiet der männlichen Fortpflanzungsbiologie den Weg, um die regulatorischen Mechanismen zu untersuchen, die die Fortschreitung der Spermatogenese in mehreren Säugetierarten steuern. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie testikuläre Proben für die Hoechst-FACS aufbereitet werden, und wie verschiedene Typen männlicher Keimzellen anhand ihres Hoechst-Signals identifiziert und isoliert werden können.DNA-bindende Farbstoffe wie Hoechst und Propidiumjodid können äußerst gefährlich sein. Tragen Sie beim Umgang mit diesen Reagenzien stets persönliche Schutzausrüstung.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Dieses Video beschreibt eine einfache, zeitsparende Technik für die automatisierte Gewebedissoziation mit dem gentleMACS Dissociator zu Single-Zellsuspensionen von Maus-Splenozyten vorzubereiten.

Erstellung von Einzel-Zellsuspensionen aus Maus-Milz mit dem gentleMACS Dissociator

Distanziert Zellen aus bestimmten Gewebearten erfordert spezifische Parameter für die Gewebe-Agitation um ein hohes Volumen an lebensfähigen, kultivierbaren Zellen zu erhalten. Die Miltenyi gentleMACS dissociator optimiert diese Aufgabe mit einem einfachen, praktischen Protokoll. In dieser Veröffentlichung wird die Verwendung dieser Vorrichtung auf das Lungengewebe erklärt.

Standardisierte Erstellung von Einzel-Zellsuspensionen aus Maus Lungengewebe mit dem gentleMACS Dissociator

Eine effiziente Methode, um hochreine lebensfähig meiotischen Fraktionen aus Maus Hoden zu erhalten, ist beschrieben, die vereint ein raffiniertes Zelle Dissoziation Protokoll mit fluoreszierenden activated cell sorting (FACS). Diese Methode nutzt die Unterschiede in der DNA-Gehalt und nukleare Dichte der diskreten meiotischen Fraktionen.

Durchflusszytometrie Reinigung der Maus meiotischen Zellen

Ein neuartiges Protokoll für die mechanische Aufbereitung von Hoden Zellsuspensionen von Nagetier Material, die Vermeidung Enzyme und Reinigungsmittel, beschrieben. Das Verfahren ist sehr einfach, schnell, reproduzierbar und macht gute Qualität Zellsuspensionen, die sich für Durchfluss Sortier-und RNA-Extraktion sind.

Einfache und effiziente Technik zur Herstellung von Hodenkrebs Zellsuspensionen

Die STA-PUT Verfahren ermöglicht die Trennung der verschiedenen Populationen von Zellen spermatogenic basierend auf Größe und Dichte.

Die Trennung der Spermatogenese Zelltypen Mit STA-PUT Velocity Sedimentation

De-novo-Mutationen in der männlichen Keimbahn können zu nachteiligen gesundheitlichen Folgen in nachfolgenden Generationen beitragen. In dieser Arbeit beschreiben wir ein Protokoll zur Verwendung eines transgenen Nagetiermodells zur Quantifizierung von Mutationen in männlichen Keimzellen, die durch Umwelteinflüsse induziert werden.

Transgenen Nager Assay zur Quantifizierung von männlichen Keimzellmutantenhäufigkeit

Wir beschreiben eine Sortierstrategie für Mausspermatiden mittels Durchflusszytometrie. Die Spermatiden werden in vier hochreine Populationen eingeteilt, darunter runde (Spermiogenese-Schritte 1-9), früh-elongierende (Spermiogenese-Schritte 10-12), spät-elongierende (Spermiogenese-Schritte 13-14) und längliche Spermatiden (Spermiogenese-Schritte 15-16). DNA-Färbung, Größe und Granulosität werden als Selektionsparameter verwendet.

Schritt spezifische Sortierung der Maus Spermatiden durch Durchflusszytometrie

Präsentiert hier ist ein Protokoll zur Anreicherung von Pachyten-Spermatozyten, runden Spermaatien und lästigen Spermaatiden aus erwachsenen Maushoden mit einem diskontinuierlichen Rinderserum-Albumin-Dichtegradienten mit Standard-Laborgeräten.

Anreicherung von Pachyten-Spermatozyten und Spermatien aus Maushoden mit Standard-Laborgeräten

Wir präsentieren eine Durchflusszytometrie-Methode, um gleichzeitig verschiedene Zelltypen zu identifizieren, die aus dem Gehirn oder Rückenmark der Maus abgerufen wurden. Diese Methode könnte genutzt werden, um reine Zellpopulationen bei neurodegenerativen Erkrankungen zu isolieren oder zu charakterisieren oder das Ausmaß der Zellausrichtung bei der In-vivo-Verabreichung von viralen Vektoren oder Nanopartikeln zu quantifizieren.

Gleichzeitige zytometrische Charakterisierung mehrerer Zelltypen, die durch verschiedene Homogenisierungsmethoden aus dem Maushirn/Spinalcord abgerufen wurden

Hier werden vier Methoden zur Erzeugung von Hodenorganoiden aus primären neonatalen murinen Hodenzellzellen beschrieben, d.h. extrazelluläre Matrix (ECM) und ECM-freie 2D- und 3D-Kulturumgebungen. Diese Techniken haben mehrere Forschungsanwendungen und sind besonders nützlich für das Studium der Hodenentwicklung und Physiologie in vitro.

Extra Cellular Matrix-Based und Extra Cellular Matrix-Free Generation of Murine Hodenorganoide

Hier präsentieren wir eine einfache und effiziente Methode, um lebende meiotische und postmeiotische Keimzellen von erwachsenen Maushoden zu isolieren. Mit einem zytotoxischen, violett-erregten DNA-Bindungsfarbstoff und fluoreszenzaktivierter Zellsortierung kann man hoch angereicherte spermatogene Zellpopulationen für viele nachgelagerte Anwendungen isolieren.

Isolierung von murinen Spermatogenic Cells mit einem violett-erregten Zellpermeable DNA Binding Dye

Erfahren Sie die standardisierte Isolierung männlicher Keimzellen aus verschiedenen Säugetierarten durch mechanische Gewebedissoziation und Durchflusszytometrie. Diese Methode ermöglicht Hochdurchsatzanalysen zur Untersuchung der Spermatogenese.

Ein standardisierter Ansatz für Multispezies Reinigung von männlichen männlichen Keimzellen durch mechanische Gewebedissoziation und Durchflusszytometrie (Video) | JoVE Journal

Ein standardisierter Ansatz für Multispezies Reinigung von männlichen männlichen Keimzellen durch mechanische Gewebedissoziation und Durchflusszytometrie

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