Name: Akut In vivo Elektrophysiologische Aufzeichnungen von lokalen Feldpotentialen und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 46 s
Description: Lernen Sie die akute in vivo Elektrophysiologie zur Aufzeichnung lokaler Feldpotenziale und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten. Diese Methode ermöglicht simultane Messungen kortikaler und subkortikaler Ziele für die Erforschung neuropsychiatrischer Erkrankungen.

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Wir danken der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), KFO 247, für die Finanzierung unserer Studie.

Die experimentellen Verfahren wurden nach dem deutschen Tierschutzgesetz (zuletzt überarbeitet 2014) und den europäischen Vorschriften (2010/63 / EU) durchgeführt. Experimente wurden von der örtlichen Tierschutzbehörde (LaGeSo, Berlin) genehmigt und entsprechen der lokalen Abteilung und internationalen Richtlinien. ANMERKUNG: In der vorgestellten Methode werden zwei Modelle von Elektroden verwendet, um von dem hyperdirekten Cortico-Basal-Ganglienpfad aufzuzeichnen, der den primären motorischen Kortex (M1) mit dem subthalamischen Kern (STN) und dem substantia nigra pars retikulieren (SNr) verbindet. Für epidurale Elektrokortikogramme (ECoG) werden Aufnahmen von den M1 maßgeschneiderten niederohmigen Ag / AgCl-Elektroden verwendet. Die Aufnahmen von STN und SNr werden mit handelsüblichen hochohmigen Wolfram-Elektroden durchgeführt. 1. Konstruktion von Epidural-Ag / AgCl-Epidural-Elektroden <ol><li> Nimm eine ca. 5 cm langer Streifen von 99,99% reiner Silberdraht mit einem diameteR von 200 μm und entfernen Sie ggf. Beschichtungen. </li><li> Halten Sie die Drahtspitze mit der Spitze nach unten in eine Flamme eines Feuerzeugs oder einer Kerze, bis die Spitze zu schmelzen beginnt. Warten Sie, bis die Spitze kugelförmig ist und einen Durchmesser von ca. 1 mm hat. Die vorgeformte Elektrode auf eine Gesamtlänge von 15 mm vom Beginn der kugelförmigen Spitze bis zum Drahtende abschneiden. </li><li> Lösen Sie einen Präzisionsstecker zum Drahtende, der für das verwendete elektrophysiologische Aufnahmesystem passt. Die Lötstelle vom Drahtende zum Verbinder mit leitfähigem Silberlack abdecken. Das hilft Leitfähigkeit und führt zu einer besseren Signalqualität. </li><li> Nach dem Trocknen des leitfähigen Lackes die Lötstelle mit einem 3 mm bis 1 mm Wärmeschrumpfschlauch abdecken. Verwenden Sie sorgfältig einen Uhrmacherhammer, um die kugelförmige Spitze auf die Hälfte der Dicke zu glätten. </li><li> Setzen Sie auf Untersuchungshandschuhe und nehmen Sie ein fusselfreies Reinigungstuch mit 100% Ethanol, um Schmutz und Fett zu entfernen. </li><li> Setzen Sie die Elektroden inEin 15-ml-Zentrifugenröhrchen oder Zellkulturrohr und füllen es mit Haushalts-Chlorbleiche (ACHTUNG, mit 2,8 g Natriumhypochlorid pro 100 g Lösungsmittel) bis die kugelförmige Spitze vollständig bedeckt ist. ACHTUNG: Chlorbleiche ist korrosiv; Befolgen Sie immer die Sicherheitshinweise des Herstellers. </li><li> Nach 23 min die Elektroden herausnehmen und mit destilliertem Wasser großzügig spülen. Die erfolgreiche Anwendung einer Silberchloridschicht erscheint als homogene violette Farbänderung. </li><li> In der Luft trocknen Nach dem vollständigen Trocknen die Elektroden mit feiner Pinzette nehmen. Mit einem feinen Pinsel, wenden Sie flüssige elektrische Isolierung. Starten Sie den Draht direkt hinter der Elektrodenspitze und decken Sie alles bis zum Schrumpfschlauch ab. Lassen Sie die Isolierung mindestens 2 Stunden lang trocknen. </li><li> Zur Qualitätskontrolle eine Überprüfung der elektrischen Leitfähigkeit mit einem Multimeter durchführen. Wenn verfügbar, führen Sie Impedanz-Tests bei 1 kHz mit einem geeigneten Impedanz-Meter, während die Elektrode und TestSonde werden in einer 0,9% NaCl enthaltenden H 2 O-Lösung zusammengesetzt, ohne sich gegenseitig zu berühren. Impedanzwerte bei 1 kHz sollten ca. 8 kΩ betragen. </li></ol> 2. Anbringen der Elektroden an einen stereotaktischen Halter HINWEIS: Zur gleichzeitigen Aufzeichnung von MUA und LFPs verwenden Sie Wolfram-Microwire-Elektroden mit einer Impedanz von 1,5 MΩ. Wenn der Fokus der Aufnahmen auf qualitativ hochwertigen Aufnahmen einzelner Einheiten liegt, wählen Sie microwire-Elektroden mit einer höheren Impedanz (&gt; 5 MΩ). Wenn das Ziel der Studie ausschließlich auf LFPs gerichtet ist, können Elektroden mit niedrigeren Impedanzen akzeptabel sein. Für kleine Strukturen, für die dorsoventrale stereotaxische Einstellungen oft notwendig sind, verwenden Sie Elektrodenpaare mit einer geeigneten dorsoventralen Spitzenabscheidung (in diesem Fall 250 μm). Darüber hinaus bietet dies den Vorteil einer lokaleren Referenzelektrode, falls erforderlich. Die stereotaxischen Koordinaten werden immer von der untersten Elektrode und a gemessenRe berechnet in Bezug auf die Bregma. <ol><li> Nehmen Sie einen serienmäßigen stereotaxischen Elektrodenhalter mit Acrylblock und Klemme und legen Sie ihn auf einer ebenen Fläche im Sichtfeld eines Operationsmikroskops fest. </li><li> Lose das erste Paar Elektroden mit Acrylblock des Halters mit Klebestreifen (3 mm x 8 mm) mit feinen Pinzetten fixieren. Die Elektroden sollen den Acrylblock ca. 12 mm </li><li> Die zweite bipolare Elektrode vorsichtig neben der ersten Elektrode fixieren. Für die Ausrichtung der Strukturen des Hyperdirect-Weges sollte der Abstand 2 mm betragen ( Abbildung 1 ). Für die meisten Standard-Stereotax-Elektrodenhalter ist dies die angrenzende Aussparung. Verwenden Sie eine Bremssattellehre, um zu überprüfen. Verschiedene Netzwerke können auf die gleiche Weise angefahren werden. Hierzu kann der Acrylblock zu einem gewissen Grad gedreht werden. </li><li> Stellen Sie das zweite Paar von Elektroden ein, indem Sie es sorgfältig in eine Position schieben, in der die ventralste Spitze etwa 200 istUmgesetzt gegenüber der ersten Elektrode ( Abbildung 1 ). Tun Sie dies unter mikroskopischen Vision. Verwenden Sie dazu eine 30 G Kanüle (Außendurchmesser 300 μm), um den Abstand besser abzuschätzen. </li><li> Drücken Sie auf das Klebeband und befestigen Sie es mit der Metallklemme des Halters. </li></ol> 3. Chirurgie <ol><li> Für elektrophysiologische Aufnahmen verwenden Sie Urethan (ACHTUNG) für die Anästhesie. Achtung: Urethan ist giftig und krebserregend, daher immer die Sicherheitsbestimmungen und das Datenblatt des Stoffherstellers einhalten. </li><li> Eine Lösung von 200 mg / ml Urethan in 0,9% iger NaCl-Kochsalzlösung vorbereiten. </li><li> Verabreichen Sie insgesamt 1,3 g / kg Körpergewicht Urethan intraperitoneal (IP). Abhängig von der Rattenbelastung könnte es sinnvoll sein, die Dosis in zwei Dosen mit einem 15-minütigen Intervall zwischen den Injektionen aufzuteilen, um die Sicherheit der Anästhesie zu erhöhen. </li><li> Überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie mit pEdal-Entzugsreflex und andere geeignete Reflexe. Wenn die Anästhesie nicht tief genug ist, um eine Operation durchzuführen, injizieren Sie 0,15 g / kg Körpergewicht von Urethan-IP und warten noch 15 min. </li><li> Wenden Sie eine Augensalbe an, um Hornhautentwässerung zu verhindern. </li><li> Ständig überwachen Atemfrequenz und Pedal Entnahme Reflex während der Anästhesie. Verwenden Sie ein kleines Tier Heizkissen mit Temperaturkontrolle, um sicherzustellen, dass eine physiologische Körpertemperatur während der Operation beibehalten wird. Vor dem Beginn der elektrophysiologischen Aufnahmen wechseln Sie zu einer nicht-elektrischen Alternative ( zB Natriumacetat-Kopfpolster). </li><li> Rasiere das Fell neben der dorsalen Seite des Kopfes, um ein sauberes chirurgisches Feld zu erreichen. Desinfizieren Sie die Inzisionsstelle mit einem geeigneten chirurgischen Desinfektionsmittel. Fixiere das Tier im stereotaktischen Rahmen. </li><li> Führen Sie einen 2 cm langen Einschnitt der Kopfhaut in sagittaler Richtung mit einem Skalpell. Verwenden Sie ein Skalpell, um die Schädel-Aponeurose leicht abzuschaben und den Schädel zu desinfizieren. Verwenden Sie coTtonknospen, die in 3% H 2 O 2 eingeweicht wurden , um das übrige Gewebe zu entfernen. </li><li> Verwenden Sie einen Elektrokauter oder Thermokocher, um die Blutung zu kontrollieren, falls erforderlich. Stoppen Sie Blutungen aus dem Schädelknochen und Hypoderm, wenn die Blutung nicht spontan nach 1-2 min aufhört und den Blick auf den Schädel hindert. </li><li> Stellen Sie den Schneidezahnstab ein, bis der Kopf in flacher Schädelposition positioniert ist, was bedeutet, dass die Bregma und Lambda als stereotaxische Referenzpunkte in der gleichen Ebene liegen. Dies ist am wichtigsten, um eine hohe chirurgische Präzision zu erreichen. Verwenden Sie ein Standard-Stereotax-Ratten-Ausrichtungswerkzeug, kalibrieren Sie die angegebene Spitze zum Bregma unter mikroskopischem Sehen und stellen Sie die Schneidezange ein, bis die vorgesehenen Punkte für das Bregma und Lambda auf dem Werkzeug gleichzeitig den Schädel berühren. HINWEIS: Eine Ansicht von einer Seite mit fokussiertem Licht von der anderen kann helfen, diesen Zustand zu bestimmen. Alternativ nehmen Sie einen stereotaxischen Halter mit einer feinen Kanüle und messen die dorsoventralen Koordinaten von Bregma aNd lambda unter mikroskopischen vision. Passen Sie die Schneidezelle an, bis die dorsoventralen Koordinaten von Bregma und Lambda gleich sind. </li><li> Verwenden Sie einen stereotaxischen Halter mit Kanüle, kalibrieren Sie den Bregma und berechnen Sie dann die Position aller Bohrlöcher am Schädel. Mit dem stereotaxischen Halter markieren Sie die Positionen der zu bohrenden Löcher entweder durch sorgfältiges Kratzen des Schädels oder durch Verwendung einer chirurgischen Farbmarkierung. Die Koordinaten hierfür hängen von den Zielen ab, Koordinaten mit Bezug auf das Bregma sind für den Hyperdirect-Pfad in Tabelle 1 angegeben , einschließlich der vorgeschlagenen Koordinaten für zerebelläre Referenzelektroden. </li><li> Mit einem Mikrobohrer alle Löcher sorgfältig bohren. Für die STN und SNr bohren Sie ein gemeinsames Loch (ca. 2 mm x 3 mm groß). Alle anderen Bohrlöcher sollten einen Durchmesser von ca. 1 mm haben. </li><li> Nehmen Sie zwei feine Kanülen (mindestens 27 G) und biegen Sie ihre Spitzen, um eine hooked Form, mit einer harten Oberfläche oder Pinzette zu bilden. Verwenden Sie diese, um alle Trümmer zu entfernenS von den Bohrlöchern, und sorgfältig schneiden und entfernen Sie die Dura mater in der gemeinsamen STN / SNr Loch. </li><li> Spülen Sie die Bohrlöcher mit physiologischer Kochsalzlösung. Tragen Sie einen Tropfen physiologischer Kochsalzlösung alle 15 min auf die Bohrlöcher, um das Gehirn und die Dura vor dem Austrocknen zu verhindern. </li><li> Nehmen Sie einen Mikrobohrer und passende Edelstahl-Mikroschraube ( z. B. eine M 1,2 mm x 2 mm Schraube), bohren Sie ein Loch und schrauben Sie eine Mikroschraube zwischen den Bohrlöchern der Referenz-Epidural-Elektroden über dem Kleinhirn ein, machen Sie dasselbe für die M1-Epidural-Elektroden. </li><li> Schieben Sie die selbstgebauten Ag / AgCl-Epidural-Elektroden in die Bohrlöcher für die Referenzelektroden und M1-Elektroden. Führen Sie die Elektrodenspitze mit einer feinen Pinzette und schieben Sie sie direkt unter den Schädelknochen in das Bohrloch. </li><li> Fixieren Sie alle Epidural-Elektroden mit Zweikomponenten-Dental-Acryl. Achten Sie darauf, den Bregma-Punkt nicht zu decken und das gemeinsame STN / SNr-Loch nicht zu beeinträchtigen. </li><li> Setzen Sie den vorbereiteten Halter mit dem Wolfram-Microwire-Elektrod einEs in den stereotaxischen Rahmen. </li><li> Kalibrieren Sie die ventrale Elektrode, die auf das STN gerichtet ist, auf das Bregma. An die berechnete Position über dem gemeinsamen STN / SNr-Loch anpassen und die Elektroden unter mikroskopischem Anblick auf das Gehirn absenken. Stellen Sie sicher, dass die Wolfram-Mikrowellenelektroden reibungslos in das Gehirn gehen. </li></ol> 4. Elektrophysiologische Kartierung und Aufnahmen HINWEIS: Für diesen Schritt ist ein Faraday-Käfig und ein mehrkanaliges elektrophysiologisches Aufzeichnungssystem mit Aufzeichnungssoftware erforderlich, das Online-Filterung und Online-Spike-Sortierung ermöglicht. Verwenden Sie vorzugsweise ein System, das mit einem Vorverstärker arbeitet, der in der Nähe des Kopfes der Tiere positioniert ist, um das elektrische Rauschen und die Artefakte auf ein absolutes Minimum zu halten. Neben den Wolfram-Microwire-Elektroden sind mindestens eine Epidural- und eine Referenzelektrode erforderlich, um Aufnahmen des hyperdirekten Weges durchzuführen. Es wird empfohlen, epidural und referenc einzufügenE Elektroden paarweise, ohne dass sie sich gegenseitig berühren, hilft dies bei Störungen und ermöglicht verschiedene Arten der Referenzierung in der Datenanalyse. <ol><li> Setzen Sie einen mobilen Faraday Käfig über den stereotaxischen Rahmen. Wenn nur ein stationärer Faraday-Käfig vorhanden ist, bewegen Sie den stereotaxischen Rahmen vorsichtig in den Faraday-Käfig, während sichergestellt wird, dass tiefe Hirnelektroden nicht in das Gehirn abgesenkt werden, bis der stereotaxische Rahmen in seiner endgültigen Position ist. </li><li> Verbinden Sie die Elektroden mit der Kopfstufe des elektrophysiologischen Aufbaus. Stellen Sie sicher, dass die Referenzelektroden mit geeigneten Referenzkanälen verbunden sind. </li><li> Richten Sie die Aufnahmesoftware ein: Bandpassfilter (0,05-8,000 Hz) und verstärken Sie (Verstärkung 1.500-2.000x) das Rohdatensignal. Verwenden Sie einen Online-LFP- und Spike-Filter mit entsprechenden Einstellungen (Bandpassfilter 0,05-250 Hz für LFPs, Bandpassfilter 300-8.000 Hz für MUA). Für alle Filter einen Butterworth-Filter verwenden. </li><li> Richten Sie eine Spike-Schwelle, falls zutreffend, für onlin einE spike sortieren Die meisten Aufnahmesoftware ermöglicht die Einrichtung einer Spike-Schwelle, die ein Amplitudenwert ist, oberhalb dessen ein Signal als Spike durch die Software markiert wird. Diese Schwelle kann entweder mathematisch als Faktor oder Standardabweichung der mittleren Amplitude des gefilterten Spikesignals bestimmt werden oder kann vorzugsweise durch visuelle Inspektion von Datensegmenten &lt;500 ms bestimmt und als Zeile über dem Signalrauschen grafisch aufgebaut werden Benutzer interface. HINWEIS: Die Absicht, eine Spike-Schwelle einzurichten, besteht darin, Spikes und Sortiereinheiten zu zählen, um darüber zu informieren, wie viele Neuronen gegenwärtig aufgezeichnet sind und wie ihre Spikes geformt werden. </li><li> Langsam die Wolfram-Microwire-Elektroden auf 1 mm dorsal des Targets senken, was STN für hyperdirect-Weg ist. Warten Sie, bis sich das Signal bei Bedarf stabilisiert hat. </li><li> Für die elektrophysiologische Kartierung die Elektroden ventral in Schritten von 100 μm vorschieben. Bei jedem Schritt das Ausfeuchtungsmuster auswertenAßen und form von spikes Vergleichen Sie diese mit den typischen Beispielen in Abbildung 2 . Häufig zeigen dichte Kerne schnell und kontinuierlich über mehrere dorsoventrale Schritte hinweg, während faserreiche Strukturen in nachfolgenden ventralen Schritten niedrige Brenngeschwindigkeiten und weniger homogene Spikeaktivitäten zeigen. </li><li> Für den hyperdirekten Weg ist darauf zu achten, dass die ventrale Elektrode im Inneren des STN liegt. HINWEIS: Die STN wird erreicht, wenn ein erheblicher Anstieg der MUA ventral der Zona incerta festgestellt wird. Ventral zum STN, das Spiking stoppt fast vollständig, weil die Elektrode die interne Kapsel erreicht hat. Wenn die ventralste Elektrode in STN ist, sorgt die Konfiguration der Wolfram-Mikroelektroden für die hintere, zweite Elektrode in SNr. Dorsoventrale Feinabstimmung in kleinen Schritten könnte notwendig sein, um typische MUA in STN und SNr zur gleichen Zeit aufzuzeichnen. Beachten Sie, dass die Häufigkeit von MUA von der Anzahl der tatsächlich aufgenommenen Neuronen und auf dem ebenen Gehirn abhängtAktivierung. </li><li> Sobald sich die Elektroden in den gewünschten Strukturen befinden, richten Sie Online-Filterung und Spikesortierung ein (siehe Abbildung 4 ) und starten dann die Aufzeichnung der Daten. Typische Beispiele für die verschiedenen kortikalen Synchronisationszustände, die in den LFP-Aufzeichnungen identifiziert werden können, sind in Abbildung 3 dargestellt . </li></ol> 5. Ende des Experiments <ol><li> Wenn Aufnahmen gemacht werden, heben Sie die Elektroden langsam aus dem Gehirn und spülen sie sofort mit physiologischer Kochsalzlösung aus. Die Elektroden können nach gründlicher Spülung und Sichtkontrolle wiederverwendet werden. Entladungs-Biegeelektroden </li><li> Euthanisieren Sie die Tiere durch eine IP-Injektion einer Überdosierung von Urethan (2,5 g / kg Körpergewicht). HINWEIS: Urethan sollte nur für die endgültigen Verfahren verwendet werden. </li><li> Wenn eine histologische Verifikation der Elektrodenposition oder anderer histologischer Färbeverfahren erforderlich ist, entfernen Sie das Gehirn aus dem Schädel und verarbeiten dasGewebe passend. HINWEIS: Abhängig von den beabsichtigten Färbemethoden kann eine transkardiale Perfusion notwendig sein. Für die Nachuntersuchung der Elektrodenposition genügt eine Standard-Nissl-Färbung in den meisten Fällen, um die Elektrodentrajektorie in zB koronalen Hirnabschnitten zu visualisieren. Weitere Ansätze zur Erleichterung der histologischen Zielverifizierung sind die Verwendung von elektrisch induzierten Läsionen an das Hirngewebe durch Anlegen eines elektrischen Stroms über die Aufzeichnungselektroden oder das Aufbringen von biokompatiblen Farbstoffen vor der Elektrodeneinführung 16 , 17 . </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

In der vorliegenden Studie wird die Methode gezeigt, wie man extrazelluläre elektrophysiologische Signale gleichzeitig von mehreren Standorten eines gegebenen Netzwerks unter Verwendung des Beispiels des hyperdirektigen Cortico-Basal-Ganglienpfades aufzeichnet, der das M1 mit dem STN und SNr in Nagetieren verbindet. Ein kritischer Schritt bei der Aufzeichnung kleiner subkortikaler Strukturen wie der STN ist die präzise geführte Insertion der Aufzeichnungselektroden in das Target. In der vorg...

Die jüngsten kumulativen Evidenz bei verschiedenen neuropsychiatrischen Erkrankungen wie Parkinson&#39;sche Krankheit (PD) und Schizophrenie deutet stark darauf hin, dass ihre Pathophysiologie auf einer kritischen Dysfunktion von erweiterten neuronalen Kreisen beruht, die oft kortikale und subkortikale Strukturen 1 , 2 , 3 beinhalten . Nach dieser Theorie entstehen die klinischen Manifestationen der Erkrankungen als Folge einer beeinträchtigten Informationsverarbeitungskapazität eines Netzwerkes von Zellen anstelle von einzelnen Zellen oder spezifischen neuronalen Elementen 1 , 2 , 3 . Um das Verständnis dieser komplexen Gruppe neuropsychiatrischer Erkrankungen zu verbessern und neue Behandlungsmöglichkeiten zu finden, ist es notwendig, die neuronale Dynamik jener ungeordneten Netzwerke bei menschlichen Patienten und in Tiermodellen im Detail zu charakterisieren. Eine excellEnt-Methode, um große Netzwerke in lebenden Probanden zu untersuchen, ist mehrfache elektrophysiologische Aufzeichnungen von extrazellulären Potentialen 4 . Mit dieser Methode ist es möglich, lokale Feldpotentiale (LFPs) gleichzeitig zu beurteilen, die in erster Linie die zeitliche Summierung von exzitatorischen und inhibitorischen postsynaptischen Strömen und Multi-Unit-Aktivität (MUA) darstellen, die durch präsynaptische Potentiale erzeugt wird. Die Aufzeichnung von extrazellulären Potentialen hat gegenüber alternativen Methoden, um Netzwerke zu untersuchen, zB funktionelle Magnetresonanztomographie und Calciumbildgebung, weil sie eine höhere zeitliche und räumliche Auflösung bietet und weil sie nicht auf gentechnisch veränderte Organismen angewiesen ist. Allerdings ist die Verwendung von extrazellulären In-vivo- Aufnahmen begrenzt, da es sich um eine invasive Technik handelt, die nicht universell angewendet werden kann. In vivo elektrophysiologische recOrden können sowohl bei wach als auch bei anästhesierten Tieren durchgeführt werden 6 . Beide Methoden werden von spezifischen Vor- und Nachteilen begleitet. Studien in wachen Tieren erlauben die Aufzeichnung von Hirnsignalen während der Durchführung von definierten Verhaltensaufgaben, sind aber anfällig für bewegungsbezogene und andere Artefakte 7 , 8 . Aufzeichnungen in anästhesierten Tieren bieten andererseits die Möglichkeit, LFPs und MUA mit einem Minimum an Artefakten in hoch definierten kortikalen Synchronisationszuständen zu beurteilen, aber die Ergebnisse unterscheiden sich auch in gewissem Maße von dem, was in den wachenden Fächern 9 , 10 , 11 gefunden werden kann . In den letzten Jahren wurde gezeigt, dass die Probenahme von LFPs besonders nützlich ist, um pathologische Veränderungen der Netzwerkaktivität abzugrenzen. Ein prominentes Beispiel dafür ist die Erforschung der Pathophysiologie der PD bei menschlichen PatientenS und Tiermodelle der Krankheit, wo es gezeigt werden konnte, dass erhöhte Beta-Oszillationen in der Cortico-Basal-Ganglien-Schleife mit Parkinson-Motorsymptomen 12 , 13 verknüpft sind. Als Konsequenz dieser Forschungsrichtung wird derzeit untersucht, ob Beta-Oszillationen als Online-Feedback-Biomarker für geschlossene tiefe Hirnstimulation 14 , 15 verwendet werden könnten. In der vorliegenden Studie wird eine detaillierte Beschreibung der akuten mehrstufigen in vivo elektrophysiologischen Aufzeichnungen von LFPs und MUA bei Ratten, die mit Urethan betäubt sind, bereitgestellt. Es wird gezeigt, wie ein komplettes Netzwerk, wie der hyperdirekte Cortico-Basalganglienweg, elektrophysiologisch mit Standard- und kundenspezifischen Elektroden charakterisiert werden kann und wie diese Elektroden aufgebaut werden können. Es wird besonders hervorgehoben, wie eine präzise Ausrichtung von Basalganglienkernen durch Co erreicht werden kannMbining stereotaktische Chirurgie zusammen mit der Online-Registrierung von MUAs.

<table><tbody><tr><td>Kundenspezifische Ag/AgCl-Epiduralelektroden</td><td>Goodfellow GmbH D-61213 Bad Nauheim, Germany info@goodfellow.com</td><td>Produkt-ID AG005127 für 99,99 % Silberdraht</td><td>Ag/AgCl-Elektroden ermöglichen eine bessere Signalqualität, dürfen aber nur in akuten Experimenten verwendet werden. Möglicher Austausch: Elektroden</td></tr><tr><td>aus Edelstahl Stereotaktischer Halter mit Acrylblock</td><td>David Kopf Instruments, 7324 Elmo Street, Tujunga, CA 91042, USA</td><td>Produkt-ID Modell 1770 Standard-Elektrodenhalter</td><td>Stellen Sie sicher, dass der Acrylblock Aussparungen hat, die zum Elektrodenaufbau für das gewünschte Ziel passen. Acrylblöcke können leicht mit einer Datei geändert werden, um die gewünschte Konfiguration zu erhalten. Möglicher Austausch: Selbstgebaute Elektrodenhalter</td></tr><tr><td>Wolfram-Mikrodrahtelektroden 1,5 M&Omega; Impedanz</td><td>Microprobes.com 18247-D Flower Hill Way&nbsp; Gaithersburg, Maryland, 20879 USA</td><td>Produkt-ID WE3ST31.5A5-250um</td><td>Das 1.5 M&Omega; ist notwendig, um MUA und LFP gleichzeitig aufzuzeichnen. Möglicher Austausch: Es können Mikroelektroden aus unterschiedlichen Materialien verwendet werden. Die Elektroden müssen gerade, robust und so dünn wie möglich sein.</td></tr><tr><td>Ratten-Ausrichtungswerkzeug</td><td>David Kopf Instruments, 7324 Elmo Street, Tujunga, CA 91042, USA</td><td>Produkt-ID Modell 944 Ratten-Ausrichtungswerkzeug</td><td>Ermöglicht die exakte Ausrichtung des Gehirns, um stereotaktische Atlanten abzugleichen. Möglicher Austausch: Stereotaktischer Halter mit einer Kanüle</td></tr><tr><td>Zweikomponenten-Dentalacryl</td><td>Associated Dental Products Ltd. Kemdent Works, Purton, Swindon Wiltshire, SN5 4HT, United Kingdom</td><td>Simplex Rapid Powder Clear 225g, Produktcode: ACR803; Simplex Rapid Liquid 150ml, Artikelnummer: ACR920</td><td>Abhängig von den verwendeten Elektroden kann Sekundenkleber eine einfache Alternative sein, wenn die Elektroden klein und leicht sind. Möglicher Ersatz: Sekundenkleber (auf Cyanacrylatbasis)</td></tr><tr><td>Faradayscher Käfig</td><td>Selbstbau</td><td></td><td>Ein richtiger Faradayscher Käfig ist der beste Schutz vor elektromagnetischen Artefakten, aber alles, was in eine Kastenform geformt oder auf einen Rahmen aufgebracht werden kann und aus leitfähigem Material besteht, kann helfen. Möglicher Austausch: Aluminiumfolie oder Kupfergewebe</td></tr><tr><td>Elektrophysiologischer Aufbau mit Aufzeichnungssoftware und Online-Spike-Sortierfunktionen</td><td>OmniPlex&reg; Neural Data Acquisition System Plexon Inc 6500 Greenville Avenue, Suite 700 Dallas, Texas 75206 USA</td><td></td><td>Offline-Sortiersoftware ist eine potenzielle Alternative, mehrere Skripte und Software können kostenlos in der Open-Source-Community gefunden werden.</td></tr></tbody></table>

akut<em&gt; in vivo</em&gt; elektrophysiologische aufzeichnungen von lokalen feldpotentialen und multi-unit-aktivitäten von der hyperdirect-pathway in anästhesierten ratten

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Konvergente Beweise zeigen, dass viele neuropsychiatrische Erkrankungen als Störungen von großräumigen neuronalen Netzwerken verstanden werden sollten. Um die pathophysiologische Grundlagen dieser Erkrankungen besser zu verstehen, ist es notwendig, genau zu charakterisieren, in welcher Weise die Verarbeitung von Informationen zwischen den verschiedenen neuronalen Teilen der Schaltung gestört wird. Unter Verwendung von extrazellulären in vivo elektrophysiologischen Aufnahmen ist es möglich, die neuronale Aktivität innerhalb eines neuronalen Netzwerks genau abzugrenzen. Die Anwendung dieses Verfahrens hat gegenüber alternativen Techniken, zB funktionelle Magnetresonanztomographie und Calciumabbildung, mehrere Vorteile, da es eine einzigartige zeitliche und räumliche Auflösung ermöglicht und sich nicht auf gentechnisch veränderte Organismen stützt. Allerdings ist die Verwendung von extrazellulären In-vivo- Aufnahmen begrenzt, da es sich um eine invasive Technik handelt, die nicht universell angewendet werden kann. In diesem Artikel wird eine einfache und einfach zu bedienende Methode dargestelltMit denen es möglich ist, gleichzeitig extrazelluläre Potentiale wie lokale Feldpotentiale und Multifunktionsaktivitäten an mehreren Standorten eines Netzwerks aufzuzeichnen. Es wird detailliert, wie eine präzise Ausrichtung von subkortikalen Kernen durch eine Kombination von stereotaktischer Chirurgie und Online-Analyse von Multi-Unit-Aufnahmen erreicht werden kann. So wird gezeigt, wie ein komplettes Netzwerk wie die hyperdirekte Cortico-Basal-Ganglienschleife in anästhesierten Tieren in vivo untersucht werden kann .

Mit den hierin verwendeten Aufzeichnungselektroden ist es möglich, LFPs aus dem primären motorischen Kortex, dem subthalamischen Kern und den substantia nigra pars reticulata und MUA aus dem STN und SNr zu probieren. Anfänglich werden LFPs und Multi-Unit-Aktivitäten zusammen in einem Breitband-Signal aufgezeichnet. Danach werden LFPs und MUAs durch Bandpassfilter (0,05-250 Hz für LFPs und 300-4000 Hz für MUA) getrennt. Für die...

In dieser Studie wird die Methodik vorgestellt, wie man mehrfache in vivo elektrophysiologische Aufnahmen aus dem hyperdirekten Weg unter Urethananästhesie durchführt.

Akut<em&gt; In vivo</em&gt; Elektrophysiologische Aufzeichnungen von lokalen Feldpotentialen und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Das übergeordnete Ziel dieses Experiments besteht darin, die Durchführung akuter in-vivo-Elektrophysiologischer Ableitungen lokaler Feldpotentiale und multikanaliger Aktivität aus der kortiko-basalganglionären Schleife anästhesierter Ratten zu demonstrieren. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Neurowissenschaften zu beantworten, beispielsweise wie pathologische Oszillationen zur komplexen Pathophysiologie neuropsychiatrischer Erkrankungen beitragen. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie gleichzeitige Ableitungen extrazellulärer Potentiale aus verschiedenen kortikalen und subkortikalen Zielstrukturen des Gehirns ermöglicht.Die Implikationen dieser Technik reichen bis zur Therapie verschiedener neuropsychiatrischer Erkrankungen, da lokale Feldpotentiale möglicherweise als Biomarker für Behandlungen wie die Closed-Loop-Stimulation verwendet werden können. Obwohl diese Methode Einblicke in die Pathophysiologie der Basalganglien ermöglichen kann, ist sie auch auf andere Hirnareale anwendbar. Beginnen Sie das Verfahren, indem Sie ein fünf Zentimeter langes Silberdrahtstück mit einem Durchmesser von 200 µm vorbereiten und gegebenenfalls eine Beschichtung entfernen.Als Nächstes halten Sie die Drahtspitze mit der Öffnung nach unten in eine Flamme, bis die Spitze zu schmelzen beginnt und einen Tropfen mit einem Durchmesser von einem Millimeter bildet. Danach schneiden Sie die Elektrode so ab, dass sie insgesamt eine Länge von 15 Millimetern aufweist, gemessen vom Anfang der kugelförmigen Spitze bis zum Ende des Drahtes. Löten Sie einen Präzisionsverbinder an das Ende des Drahtes, der zum elektrophysiologischen Aufnahmesystem passt.Bedecken Sie anschließend die Lötstelle vom Drahtende bis zum Anschluss mit leitfähigem Silberlack, um die Leitfähigkeit zu verbessern. Nachdem der leitfähige Lack getrocknet ist, überziehen Sie die Lötstelle mit einem ein bis drei Millimeter langen Schrumpfschlauch. Glätten Sie die kugelförmige Spitze vorsichtig mit einem Uhrmacherhammer auf die halbe Dicke.Anschließend Untersuchungshandschuhe anziehen und mit einem fusselfreien Reinigungstuch und 100 % Ethanol jeglichen Schmutz und Fett entfernen. Danach die Elektroden in ein 15-Milliliter-Zentrifugenröhrchen oder ein Zellkultur-Röhrchen geben und mit Haushalts-Chlorbleiche auffüllen, bis die kugelförmige Spitze vollständig bedeckt ist. Nach 23 Minuten die Elektroden herausnehmen und reichlich mit destilliertem Wasser durchspülen.Die Elektrodenoberfläche sollte bei erfolgreicher Anwendung von Silberchlorid ein homogen dunkelviolett erscheinen. Danach lassen Sie die Elektroden an der Luft trocknen. Nehmen Sie die Elektroden nach vollständiger Trocknung mit feinen Pinzetten auf.Verwenden Sie anschließend einen feinen Pinsel, um flüssige elektrische Isolierung auf die Elektroden aufzutragen. Beginnen Sie beim Draht direkt hinter der Elektrodenspitze und isolieren Sie alles bis zum Schrumpfschlauch. Anschließend lässt man die Isolierung mindestens zwei Stunden trocknen.Befestigen Sie in diesem Schritt das erste Elektrodenpaar mit Klebestreifen locker am Acrylblock des Haltesystems. Die Elektroden sollten etwa 12 Millimeter aus dem Acrylblock herausragen. Befestigen Sie anschließend die zweite bipolare Elektrode vorsichtig neben der ersten Elektrode.Um die Strukturen der hyperdirekten Bahn zu erreichen, sollte der Abstand zwischen den Elektrodenpaaren zwei Millimeter betragen. Stellen Sie unter dem Mikroskop die zweite bipolar Elektrode durch vorsichtiges Verschieben so ein, dass ihre ventralste Spitze etwa 200 Mikrometer im Vergleich zur ersten Elektrode zurückgesetzt ist. Drücken Sie auf das Klebeband und befestigen Sie anschließend die Elektroden mit der Metallklemme des Halteres.Nach der Anästhesie des Tieres den Kopf rasieren, um ein sauberes Operationsfeld zu erhalten. Das Tier im stereotaktischen Rahmen fixieren und anschließend die Schnittstelle sowie die umgebende Region mit einem geeigneten chirurgischen Desinfektionsmittel desinfizieren. Danach mit einem Skalpell einen zwei Zentimeter langen Schnitt in sagittaler Richtung auf der Kopfhaut durchführen.Verwenden Sie das Skalpell, um die Schädel-Aponeurose leicht abzukratzen, und desinfizieren Sie den Schädel mit 3 % Wasserstoffperoxid. Anschließend entfernen Sie mithilfe mit 3 % Wasserstoffperoxid getränkter Wattestäbchen jegliches verbleibende Gewebe. Danach justieren Sie die Incisoraufnahme, bis die Schädeloberseite ausgerichtet ist, was bedeutet, dass Bregma und Lambda als stereotaktische Referenzpunkte in einer Ebene liegen.Verwenden Sie unter dem Mikroskop ein standardmäßiges stereotaktisches Ausrichtungswerkzeug für Ratten, um die vorgesehene Spitze auf den Bregma auszurichten, und justieren Sie die Incisorenstange, bis die auf dem Werkzeug vorgesehenen Punkte für Bregma und Lambda gleichzeitig die Schädeldecke berühren. Kalibrieren Sie mithilfe eines stereotaktischen Haltegeräts mit Kanüle auf den Bregma und berechnen Sie anschließend die Position aller Bohrlöcher auf dem Schädel. Markieren Sie dann die Positionen der zu bohrenden Löcher entweder durch vorsichtiges Kratzen auf dem Schädel oder durch Verwendung eines chirurgischen Farbmarkers.Verwenden Sie dann einen Mikrobohrer, um vorsichtig alle Löcher mit einem Durchmesser von etwa einem Millimeter zu bohren. Für den STN und den SNr bohren Sie ein gemeinsames Loch von etwa zwei Millimetern mal drei Millimetern. Nehmen Sie eine feine Kanüle und biegen Sie die Spitze, um zwei Haken zu formen.Verwenden Sie dann die Haken, um Ablagerungen aus den Bohrlöchern zu entfernen, und schneiden Sie vorsichtig die Dura mater im gemeinsamen STN/SNr-Loch aus. Danach spülen Sie die Bohrlöcher mit physiologischer Kochsalzlösung aus. Geben Sie alle 15 Minuten einen Tropfen physiologischer Kochsalzlösung auf die Bohrlöcher, um zu verhindern, dass das Gehirn und die Dura austrocknen.Danach nehmen Sie einen Mikrobohrer und eine passende mikroskopische Schraube aus rostfreiem Stahl, bohren ein Loch und schrauben die Mikroschraube zwischen die Bohrlöcher der Referenz-Epidural-Elektroden über dem Kleinhirn ein. Anschließend führen Sie die Elektrodenspitzen mit einer feinen Pinzette und schieben sie direkt unterhalb des Schädelknochens in die Bohrlöcher ein. Befestigen Sie alle Epidural-Elektroden mit einem zweikomponentigen Schablonenacryl.Stellen Sie sicher, dass der Bregmapunkt nicht bedeckt wird und das gemeinsame Loch für STN/SNr nicht beeinträchtigt wird. Danach setzen Sie den vorbereiteten Halter mit den Wolfram-Mikrodraht-Elektroden in den stereotaktischen Rahmen ein. Kalibrieren Sie die am weitesten ventral gelegene Elektrode auf den Bregmapunkt, der das STN anvisieren soll.Stellen Sie die Elektroden auf die berechnete Position oberhalb des gemeinsamen STN/SNr-Lochs ein und senken Sie sie bis zum Gehirn ab. Achten Sie darauf, dass die Wolfram-Mikrodraht-Elektroden reibungslos in das Gehirn eindringen. Richten Sie in diesem Verfahren die Aufnahmesoftware ein, beispielsweise einen Bandpassfilter, und verstärken Sie das Rohdatensignal.Verwenden Sie anschließend einen Online-LFP- und Spike-Filter mit geeigneten Einstellungen. Verwenden Sie für alle Filter einen Butterworth-Filter. Richten Sie eine Spike-Schwelle für die Online-Spike-Sortierung ein.Die meisten Aufnahmesoftware-Programme ermöglichen die Einstellung einer Spike-Schwelle, bei der ein Signal, das einen Amplitudenwert oberhalb dieser Schwelle erreicht, von der Software als Spike markiert wird. Senken Sie anschließend die Wolfram-Mikrodraht-Elektroden langsam auf einen Millimeter über dem STN ab und warten Sie gegebenenfalls, bis sich das Signal stabilisiert hat. Für die elektrophysiologische Abbildung werden die Elektroden in Schritten von 100 Mikrometern ventral vorgeschoben.Beurteilen Sie in jedem Schritt das Feuermuster, die Feuerrate und die Form der Spikes, indem Sie diese mit den typischen Beispielen in Abbildung zwei des begleitenden Manuskripts vergleichen. Sobald sich die Elektroden in den gewünschten Strukturen befinden, richten Sie die Online-Filterung und Spike-Sortierung ein und beginnen Sie mit der Aufnahme der Daten. Hier ist eine repräsentative 600-Sekunden-LFP-Aufnahme des primären motorischen Kortex.Zeiträume mit hochfrequenten, niederamplitudigen Aktivitäten, die dem aktivierten Zustand entsprechen, und Zeiträume mit langsamerer Rhythmik und höherer Amplitude, die der Zustand langsamer Wellenaktivität entsprechen, können unterschieden werden. Dies ist die entsprechende Zeit-Frequenz-Darstellung über ein Intervall von 600 Sekunden, die die relative Leistung der LFPs von 0 bis 20 Hertz veranschaulicht. Wenn die Methode einmal beherrscht ist, kann sie bei korrekter Durchführung innerhalb von zwei Stunden durchgeführt werden.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man extrazelluläre in-vivo-Elektrophysiologie-Ableitungen aus der kortiko-basalgangliären Schleife anesthetisierter Ratten durchführt.

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Dieses Video zeigt das detaillierte Verfahren zur Vorbereitung einer anästhesierten Ratte für elektrophysiologische Aufzeichnungen der Gehirnaktivität von mehreren Stellen. Die Kopfhaut wird präpariert, um Zugang zum Schädel zu erhalten, und es werden Löcher an präzisen Stellen gebohrt, um Elektroden zu installieren und zu sichern. Wolfram-Mikrodrahtelektroden werden dann an der Zielstelle eingesetzt, um die Daten aufzuzeichnen.

In vivo Elektrophysiologische Aufzeichnungen von Gehirnaktivitäten von mehreren Stellen bei Ratten

Dieses Video zeigt das Verfahren zur gleichzeitigen Aufzeichnung von kolokalisierter Elektroenzephalographie (EEG) und lokalen Feldpotentialen (LFPs) bei einer anästhesierten Ratte. Bei diesem Prozess wird die Ratte vorbereitet und Stimulationselektroden an ihren Schnurrhaarpolstern befestigt. Eine EEG-Spinnenelektrode wird für Oberflächen-EEG-Messungen auf den Schädel der Ratte gelegt. Gleichzeitig wird eine Mehrkanal-Mikroelektrode durch ein Bohrloch im Schädel in eine bestimmte Hirnregion...

Gleichzeitige elektroenzephalographische und lokale Feldpotentialaufzeichnungen bei einer anästhesierten Ratte

Dieses Verfahren führt langanhaltende in vivo intrazelluläre Aufnahmen von einzelnen Neuronen während physiologisch relevanten Hirnzustände und nach der vollständigen Abschaffung der laufenden elektrischen Aktivitäten, in einem isoelektrischen Zustand des Gehirns führt. Die physiologischen Konstanten des Tieres während des Übergangs zur künstlichen komatösen Zustand sorgfältig überwacht.

Induktion einer Isoelektrischer Gehirn Staat die Auswirkungen der Endogene synaptische Aktivität auf neuronaler Erregbarkeit zur Untersuchung<em&gt; In Vivo</em

Dieses Protokoll beschreibt die gleichzeitige Messung von Elektroretinogramm und visuell evozierten Potentialen bei anästhesierten Ratten.

Gleichzeitige Aufnahme von Elektroretinographie und visuell evozierten Potentialen in narkotisierten Ratten

Wir zeigen eine chirurgische Implantation und Aufnahmeverfahren visuelle elektro Signale aus dem Auge (ERG) und Gehirn (visuell evozierte Potentiale) zu messen in der bewussten Ratten, die mehr analog zum menschlichen Zustand ist, wo Aufnahmen ohne Narkose verwechselt durchgeführt werden.

Implantations- und Aufzeichnung von Wireless-Elektroretinogramm und visuell evozierten Potenziale in wachen Ratten

Dieses Protokoll beschreibt eine einfache Methode zur gleichzeitigen Erfassung von Co lokalisierte Elektroenzephalographie (EEG) und Multi-laminar lokales Feld bei einem anästhesierten Ratte. Eine Grat-Bohrung im Schädel für das Einfügen von einer Mikroelektrode erweist sich vernachlässigbar Verzerrung des EEG Signals zu produzieren.

Gleichzeitige Aufnahme von Co lokalisierte Elektroenzephalographie und lokales Feld Potential in Nagetier

Diese Studie stellt eine Methode für die gleichzeitige Aufzeichnung von lokales Feld Potenziale im Gehirn, EKG, Elektromyogrammen und Signale einer frei beweglichen Ratte zu atmen. Diese Technik, die experimentelle Kosten reduziert und vereinfacht die Analyse der Daten, wird zum Verständnis der Wechselwirkungen zwischen Gehirn und periphere Organe beitragen.

Gleichzeitige Aufnahmen der kortikalen lokales Feld Potentiale, Elektrokardiogramm, Elektromyogramm und Atemrhythmus aus einem frei beweglichen Ratte

Wir veranschaulichen, Aufzeichnungs- und elektrische Modulation von 4-Aminopyridine-induzierte epileptiformen Aktivität in Nagetier Gehirnscheiben mit Mikroelektrode Arrays durchzuführen. Eine benutzerdefinierte Aufnahme Kammer unterhält Gewebe Lebensfähigkeit während längerer experimentelle Sessions. Elektrode Zuordnung zu leben und Auswahl an anregenden Paare von eine benutzerdefinierte Benutzeroberfläche durchgeführt werden.

Aufnahme und Modulation der Epileptiformen Aktivität in Nagetier Gehirnscheiben gekoppelt mit Mikroelektrode Arrays

Wir entwickelten eine Technik, die gleichzeitig Electrocorticography und lokales Feld Potentiale in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten aufzeichnet. Diese Technik hilft, eine direkte Verbindung von Electrocortical Signalen auf mesoskopischen und makroskopischen Ebene aufzubauen, die erleichtert die Untersuchung der nozizeptiven Informationsverarbeitung im Gehirn.

Gleichzeitige Aufnahmen von kortikalen lokales Feld Potentialen und Electrocorticograms in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode, um in vivo Einzelneuronen-Aufzeichnungen mit hoher Dichte aus dem Hirnstamm von kopffixierten Mäusen zu erhalten. Dieser Ansatz wird eingesetzt, um das Aktionspotentialfeuer von Neuronen im ventrolateralen periaquäduktalen Grau - einer Hirnstammregion, die während des REM-Schlafs (Rapid Eye Movement) inaktiv ist - vor und während der Vollnarkose zu messen.

Akute Einzel-Multi-Elektroden-Ableitungen aus dem Hirnstamm von Mäusen mit fixiertem Kopf

Hier präsentieren wir eine Methode zur Bewertung der Aktivierung und Blockade sensorischer Axone in peripheren Nerven in akuten, anästhesisierten, in vivo Rattenexperimenten mit zwei Arten von spinalen elektrophysiologischen Messungen, die die Aktivität von Nervenfasersubtypen unterscheiden können: lokale Feldpotenziale und Wide Dynamic Range Einzelneuronenaufnahmen.

Elektrophysiologische Methoden zur Beurteilung der peripheren Schmerzblockade bei einer anästhesierten Ratte

Lernen Sie die akute in vivo Elektrophysiologie zur Aufzeichnung lokaler Feldpotenziale und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten. Diese Methode ermöglicht simultane Messungen kortikaler und subkortikaler Ziele für die Erforschung neuropsychiatrischer Erkrankungen.

Akut In vivo Elektrophysiologische Aufzeichnungen von lokalen Feldpotentialen und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten (Video) | JoVE Journal

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