Name: Grundlegende Methoden für die Untersuchung der Fortpflanzungsökologie von Fischen in Aquarien (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 25 s
Description: Lernen Sie die Implantation von VIE-Tags bei lebenden Fischen für ökologische Studien zur Fortpflanzungsökologie. Diese Methode ermöglicht Verhaltensbeobachtungen in Aquarien ohne negative Auswirkungen auf das Fischverhalten.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir danken S. Yokoyama für die Unterstützung beim Sammeln von Fischen. Wir sind auch dankbar für W. Kawamura für hilfreiche Beratung über Aufzucht Methoden. Diese Studie wurde von der Japanischen Gesellschaft für die Förderung der Wissenschaft (KAKENHI) durch Stipendien (Nr. 24370006 und 16K07507), die an TS vergeben wurden, unterstützt

1. Sammeln und Transportieren von Live Fish HINWEIS: Dieses Protokoll beschreibt, wie man Fische, die eine Gasblase besitzen, von einer Tiefe von ≥15 m zur Oberfläche sammeln kann. Schnelle Beförderung an die Oberfläche wird die Ausdehnung der Gasblase durch einen Druckwechsel bewirken, der den Fisch ernsthaft schädigen oder töten kann. Vorsicht ist gerechtfertigt, da Schäden, die den Fischen während dieses ersten Schrittes verursacht werden, ihr Überleben und späteres Verhalten negativ beeinflussen werden. <ol><li> Vor dem Tauchen mit SCUBA, sammeln Sie die folgenden Materialien: ein Hand-Netz geeignet für die Erfassung der gezielten Arten unter Wasser; Doppelte Polyethylen-Beutel, die groß genug für den Fisch sind; Gummibänder (ø 80 mm x 6 mm); Eine Sauerstoffzylinder zum Aufblasen der Sammelbeutel an der Oberfläche; Das Elbagin, das ein antimikrobielles Mittel ist, umfasst 10% Natriumnifurstyrenat; Eine Polystyrol-Schaumbox, in der die Sammelbeutel platziert werden können; Pipetten; Und ggf. (siehe Schritt 1.4) ein Seil mit einer LängeGleichbedeutend mit der maximalen Tauchtiefe sowie einem Gewicht von mindestens 2 kg. </li><li> Sammeln Sie die gezielten Fischarten mit einem Handnetz beim Tauchen; Während noch unter Wasser, platzieren Sie den gefangenen Fisch in einem Polyethylen-Beutel und binden Sie den Mund des Beutels mit einem Gummiband. Wenn es ≥1 Tage dauert, um den Fisch zu einem Aquarium zu transportieren, auch Wasser aus dem natürlichen Lebensraum in anderen Beuteln zu bewahren, um für die Erneuerung des Fischfangwassers verwendet zu werden. HINWEIS: Für die Sicherheit müssen die Unterwasseraufgaben von mindestens zwei Personen bearbeitet werden. </li><li> Oberfläche von der Sammelstelle mit den Beuteln von Fischen mit einer Geschwindigkeit von nicht mehr als 1 m / min: bei einer Tiefe von 10 m oder mehr, aufhören für 1 - 5 min alle 2 m; Und von einer Tiefe von 10 m bis zur oberflächlichen Haltestelle für 1 - 5 min alle 1 m. Wenn die gefangenen Fische nicht in der Lage sind, ihren Auftrieb in der Tasche aufrechtzuerhalten ( dh wenn sie mit einer ausgedehnten Gasblase schwimmen, während sie immer noch versuchen, nach unten zu schwimmen), beibehalten sie dieselbe Tiefe für 1 - 5 min oder deAuf 1 - 2 m tiefer schauen. Sobald die Fische ihren Auftrieb wiederherstellen, den Aufstieg auf die Oberfläche wieder aufnehmen. HINWEIS: Wenn es eine Möglichkeit gibt, dass die Luft im SCUBA-Tank während des Aufstiegs ausläuft, befestigen Sie ein Seil an den Polyäthylenbeutel und befestigen Sie ein Gewicht von ≥2 kg; Nachdem der Unterwasser-Betreiber sicher aufgestiegen ist, ziehen Sie diesen an die Oberfläche mit den oben beschriebenen Geschwindigkeiten. </li><li> Am Strand oder Boot, lösen Sie 10 ppm Elbagin im Wasser jeder Polyethylen-Tasche nach dem Auftauchen. HINWEIS: Obwohl einige Fische nicht in der Lage sind, ihren Auftrieb aufrechtzuerhalten, kurz nachdem sie an die Oberfläche gebracht worden sind, können die meisten erwartet werden, sich innerhalb eines Tages zu erholen. </li><li> Wenn die Dichte von Fischen in einem Sammelbeutel hoch ist, teilen Sie den Fisch unter den mehr Beuteln, um zu verhindern, dass sie sich gegenseitig beschädigen, indem sie während des Transports gegeneinander reiben. Wenn der Fisch eine aggressive Art ist, teilen sie sie einzeln zwischen den Taschen. </li><li> Aufblasen Sie die Sammelbeutel mit Sauerstoff und versiegeln Sie den Mund der Tasche mit rUbberbands Beim Einführen des Sauerstoffs in den Beutel die Düse in das Wasser des Beutels senken, um den Gehalt an gelöstem Sauerstoff zu erhöhen; Die voll ausgedehnte Tasche sollte 1/4 voll mit Wasser sein. </li><li> Halten Sie die Sammelbeutel mit Fischen in einer Polystyrol-Schaumbox, um eine stabile Wassertemperatur zu erhalten und den Stress des Fisches unter dunklen Bedingungen zu verringern. </li><li> Wenn es ≥1 Tage dauert, um die Fische zu einem Aquarium zu transportieren, tauschen Sie einmal pro Tag 1/4 bis 1/3 des Wassers in jedem Fischbeutel aus, wobei Wasser aus dem Lebensraum, dem 10 ppm Elbagin hinzugefügt wurde, zurückgehalten wurde , Und verpacken jeweils mit Sauerstoff. Jeden Tag entfernen Sie tote Fische und Exkremente auf der Unterseite von Hand Netz oder Pipette. HINWEIS: Wenn der Flugzeugtransport beteiligt ist, warten Sie mindestens 1 Tag, um den Luftdruck auf die Oberfläche vor dem Transport zu beschränken, da zwei Stufen Druckänderung (von Unterwasser zu Oberfläche und Oberfläche zur Oberluft) kurzfristig negativ beeinflussen kann Das Überleben der Fische. </l<html> I&gt; </ol> 2. Akklimatisierung der Fische zu einem Aquarium <ol><li> Schwimmen Sie die Tasche mit Fisch in einem Aquarium für 30 min, um die Wassertemperatur auszugleichen. </li><li> Über einen Zeitraum von 10 min wechselt das Beutelwasser inkrementell mit Aquarienwasser, um Schock durch einen plötzlichen Unterschied in der Wasserchemie ( zB pH-Wert, Salzgehalt) zu vermeiden. HINWEIS: Ein Fisch, der durch einen zu großen Unterschied in der Wasserchemie erschüttert wird, kann eine abnormale Veränderung der Körperfarbe und / oder des Verhaltens zeigen. Überwachen Sie diese sorgfältig während der Akklimatisierung. </li><li> 10 ppm Elbagin im Aquarienwasser auflösen. </li><li> Danach, einmal am Tag für 3 Tage, erneuern 1/3 des Aquarien-Wasser, mit 10 ppm Elbagin auf das Ersatzwasser. </li><li> Schließlich fängt an, die Elbagin zu beseitigen, indem ich die Hälfte des Aquariums Wasser einmal täglich tausche, bis die Farbe verblasst. </li></ol> 3. Injizieren eines sichtbaren Implantat-Elastomers (VIE), um einzelne Fische zu identifizieren T&gt; HINWEIS: In dieser Arbeit werden einzelne Fische mit VIE-Tags identifiziert, zum Beispiel beziehen sich auf Frederick 10 , Olsen und Vøllestad 11 und Leblanc und Noakes 12. Auch wenn die Studienart groß genug ist, um in der Hand zu halten , Ist der in Schritt 3.2 verwendete chirurgische Tisch nicht notwendig. <ol><li> Bestimmen Sie die Einspritzposition und die Tag-Farbe für jede Person. Die sicherste Option ist, einen Einspritzpunkt im dicken muskulösen dorsalen oder kaudalen Teil des Körpers zu wählen und es zu vermeiden, ihn in den Bauch zu injizieren, wo innere Organe durchbohrt werden können. HINWEIS: Ein Numerierungssystem ist in Abbildung 1 beschrieben : Wenn die Untersuchungsart groß genug für die Injektion in 8 mögliche Positionen ist, wird dieses System die Identifizierung von 154 Individuen mit einer einzigen Farbe ermöglichen. Zehn Farben von VIE-Tags sind im Handel erhältlich. Wählen Sie die unterscheidbare Farbe, die auf der Körperfarbe des Fisches basiert. </li><li> &lt;Stark&gt; Für Fische, die kleiner sind als in der Hand gehalten werden können, bereite eine chirurgische Tabelle wie folgt vor (siehe auch Kinkel et al . 13 ) ( Abbildung 2 ). <ol><li> Schneiden Sie einen weichen Schwamm ab, der 5 cm L x 5 cm W misst und der mindestens 5 - 10 mm niedriger ist als die Höhe einer Petrischale. </li><li> Schneiden Sie eine Nut in den Schwamm von ca. 5 - 10 mm Tiefe, und passen Sie die Breite an die der ungefähre Körperbreite des Fisches an. Die Polyvinylchlorid (PVC) -Platte (0,3 mm Dicke) auf 5 cm L x 5 cm W schneiden und in eine Tal-Falte (oder M-Form) biegen. </li><li> Setzen Sie die gerillte PVC-Platte auf den gerillten Schwamm und setzen Sie dann den Schwamm in die Petrischale (ø 160 mm, 30 mm Tiefe). Verwenden Sie Wasser aus dem Rückgewinnungstank, um die Petrischale zu füllen, bis die PVC-Platte ausreichend eingetaucht ist. </li></ol></li><li> Bereiten Sie die VIE-Tags nach dem VIE-Tagging-Handbuch vor. Mischen Sie die Elastomermaterialien und fügen Sie die Mischung dem 3-ml-Syri hinzuNge mit 29-gauge-Nadel, wie im Kit enthalten. </li><li> Bereiten Sie zwei Wassertanks vor, um während der Durchführung der Tag-Injektionen zu verwenden: eine für die Anästhesie und eine für die Erholung; Stellen Sie die Temperatur und die Salzgehalt-Konzentration von diesen an das Wasser im Aufzucht-Aquarium an. Verwenden Sie eine Luftpumpe mit einem Luftstein, um das Wasser im Rücklaufbehälter leicht zu zirkulieren. </li><li> Vorbereitung einer Anästhesieflüssigkeit durch Mischen von 2-Methylchinolin mit einem gleichen Volumen von 99,5% Ethanol; Fügen Sie diese an den Anästhesie-Tank, um eine Konzentration von 18 ppm zu erreichen. HINWEIS: Die optimale Konzentration der Anästhesieflüssigkeit hängt von der Art und Körpergröße der Individuen ab. Prüfen Sie daher die optimale Konzentration für die Studienarten im Voraus. </li><li> Übertragen Sie einzelne Fische in den Anästhesie-Tank und lassen Sie sie betäubt werden: das heißt, warten, bis Fisch nicht reagiert auf Berührung oder Wasser Vibrationen, wenn die Außenseite des Tanks geklopft wird. Wie die Körperfarbe ändert, wenn es Anästhesi istZed in vielen Fischen, überwachen auch die Körperfarbe sorgfältig und beurteilen, ob Fisch von seinen Veränderungen anästhesiert wird. Weil es irgendeine Möglichkeit gibt, dass Fische aus dem Anästhesie-Tank springen können, halten Sie es mit einem transparenten Acryl-Brett bedeckt, zumindest bis die Fische beginnen, sich langsam zu bewegen. HINWEIS: Feinabstimmung der Zeit, die benötigt wird, um die Konzentration der Anästhesieflüssigkeit zu betäuben und / oder anzupassen, abhängig von der Studienart und ihrer Körpergröße. Wenn die Operculum-Bewegung jemals durch die Anästhesie gestoppt wird, wird der Fisch ein hohes Todesrisiko haben. </li><li> Wenn der Fisch schwächt, wenn ihr Körper erwärmt wird, halten Sie die Finger in dem kalten Wasser, während Sie den Fisch betäuben. </li><li> Heben Sie einen Fisch aus dem Anästhesie-Tank und schnell messen oder notieren Sie die notwendigen Daten (Gesamtlänge, Geschlecht, etc. ). Wenn sich ein Fisch während der Messung erholt, sofort den Rücken zum Anästhesiebehälter zurückführen. </li><li> Übertragen Sie den Fisch auf einen chirurgischen Tisch. Setzen Sie den Fisch ventral Seite nach unten in tEr PVC-Nut. Wenn die Körpergröße sehr klein ist, verwenden Sie ein binokulares Mikroskop, während Sie die Injektion machen. Wenn die Studie Spezies groß genug ist, um in einer Hand zu halten, injizieren Sie das VIE-Tag, während es gehalten wird. </li><li> Positioniere die abgeschrägte Seite der Nadel nach außen und zeigte auf den Kopf des Fisches. Setzen Sie die Nadel subkutan, mehr oder weniger parallel zum Körper, und so nah wie möglich unter der Haut. Passen Sie die Einstecktiefe in Abhängigkeit von der Größe des Fischkörpers und der Leichtigkeit an, um den Tag zu sehen. </li><li> Injizieren Sie das VIE-Etikett, während Sie die Nadel zurückziehen und die Einspritzung stoppen, bevor die Nadel-Fase den Nadeleintrittspunkt erreicht (dies ist leicht zu erkennen, wenn das Etikett in einem relativ großen Bereich injiziert wird). </li><li> Nach Beendigung der Tag-Injektion sofort den Fisch in den Rückgewinnungsbehälter überführen. Wenn die Erholung zu langsam erscheint, zirkulieren Sie das Wasser vorsichtig von Hand. </li><li> Nach der Erholung, die Fische an die Aufzucht Aquarium, und weiterhin 10 ppm El hinzufügenBagin zum Wasser für 3 Tage. HINWEIS: Bei niedrigviskosen Bedingungen für VIE-Tags erleichtert UVA-gefiltertes Licht die Erkennung der Tags. </li></ol> 4. Zählen der Demersal Adhesive Eggs <ol><li> Um ein künstliches Laichnest zu schaffen, auf das der Fisch Klebeeier abgeben kann, schneide ein opakes PVC-Rohr (ø 5 cm, 6 cm lang) in der Hälfte, senkrecht zum Durchmesser. HINWEIS: Die oben genannte Rohrgröße eignet sich zum Laichen des relativ kleinen Goby T. marinae . So passen Sie die PVC-Rohrgröße und -form an, wie es für die Studienarten geeignet ist. </li><li> Drucken Sie ein 5 mm x 5 mm Raster auf eine wasserdichte Platte und schneiden Sie es aus, um den Innenbereich des PVC-Rohres zu passen. </li><li> Befestigen Sie die wasserdichte Folie an der Innenseite des PVC-Rohres mit einem Gummiband. HINWEIS: Wenn es für Frauen schwierig ist, Eier auf dem wasserdichten Blatt zu befestigen, und Eier fallen aus dem Blatt, machen das Blatt mit Sandpapier strukturiert. </li><li> Decke den Aquarienboden mit einer Sandschicht ab, 1- 2 cm dick Setzen Sie etwa ein Drittel des PVC-Rohres schräg in den Sand ein, mit der blattfixierten Seite nach unten. </li><li> Nach erfolgreichem Laichen durch den Fisch, entfernen Sie das Blatt mit der Eimasse aus dem PVC-Rohr und legen Sie es in eine Petrischale mit Aquarienwasser. Fix ein neues Blatt in der PVC-Rohr und legen Sie diese wieder auf den Boden des Aquariums. Schließlich zählen die Eier, indem sie die Eiermasse fotografieren. <ol><li> Alternativ, wenn nach dem Laichen Beobachtungen der elterlichen Eipflege durchgeführt werden müssen, achten Sie darauf, die Eier nicht aus dem Wasser zu bringen. Verwenden Sie stattdessen eine Petrischale, um die Eier und das Blatt zusammen mit Aquarienwasser zu schaufeln, die Eiermasse schnell zu fotografieren und dann das Blatt mit der Eimasse wieder in das gleiche PVC-Rohr zurückzukehren, bevor es alles wieder in seine ursprüngliche Position gebracht wird Unterseite des Aquariums. Schließlich zählen die Eier mit dem Bild. </li></ol></li><li> Zähle die Eier mit ImageJ ( Abb. 3 </stroNg&gt;). Diese automatischen und manuellen Zellzählmethoden werden im Folgenden näher erläutert: Grundlegende Zellzählung (Die Universität von Chicago, Integrated Light Microscopy Core Facility, http://digital.bsd.uchicago.edu/image_j.php); Partikelanalyse (http://imagej.net/Particle_Analyse); Zellzähler (https://imagej.net/Cell_Counter). <ol><li> Andernfalls, wenn Eier dicht abgeschieden werden, schätzen Sie die Anzahl der Eier durch die Berechnung der Fläche-Dichte-Verhältnis: zählen Eier in einem gedruckten 5 x 5 mm 2 Raster, um die Ei-Dichte zu berechnen, messen Sie die Oberfläche, die mit Eiern von ImageJ bedeckt ist, Und schätzen die Gesamtzahl der Eier von der obigen Dichte pro Einheit und Fläche. Die oben genannte Oberflächenbereichsmessmethode von ImageJ wird im Folgenden erläutert: Set scale ... (Research Services Branch, https://imagej.nih.gov/ij/docs/menus/analyze.html); Es erklärt, wie man die räumliche Skala des Bildes definiert; Verwenden von ImageJ zur Messung der Oberfläche (Keene State College, AcademicTechnologie, https://dept.keene.edu/at/2011/04/15/by-matthew-ragan/). HINWEIS: Wenn Eier transparent sind, ist das schwarze wasserdichte Blatt für die automatische Zählmethode besser geeignet, da ImageJ den Umriß von Eiern individuell erkennen kann. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Helfman, G., Collette, B. B., Facey, D. E., Bowen, B. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHelfman%2C+G+%22The+Diversity+of+Fishes%3A+Biology%2C+Evolution%2C+and+Ecology%22">The Diversity of Fishes: Biology, Evolution, and Ecology</a>. , Wiley-Blackwell. Oxford. (2009).</li>
<li>Davies, N. B., Krebs, J. R., West, S. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDavies%2C+NB+%22An+Introduction+to+Behavioural+Ecology%22">An Introduction to Behavioural Ecology</a>. , 4th ed, Wiley-Blackwell. Oxford. (2012).</li>
<li>Fukuda, K., Manabe, H., Sakurai, M., Dewa, S., Shinomiya, A., Sunobe, T. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s10164-016-0499-z">Monogamous mating system and sexuality in the gobiid fish, Trimma marinae (Actinopterygii: Gobiidae).</a> J Ethol. 35 (1), 121-130 (2017).</li>
<li>Manabe, H., Matsuoka, M., Goto, K., Dewa, S., Shinomiya, A., Sakurai, M., Sunobe, T. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/4536544?seq=1#page_scan_tab_contents">Bi-directional sex change in the gobiid fish Trimma sp.: does size-advantage exist?</a> Behaviour. 145 (1), 99-113 (2008).</li>
<li>Sakurai, M., Nakakoji, S., Manabe, H., Dewa, S., Shinomiya, A., Sunobe, T. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/227199940_Bi-directional_sex_change_and_gonad_structure_in_the_gobiid_fish_Trimma_yanagitai">Bi-directional sex change and gonad structure in the gobiid fish Trimma yanagitai.</a> Ichthyol Res. 56 (1), 82-86 (2009).</li>
<li>Sunobe, T., Nakazono, A. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/227870359_Sex_Change_in_Both_Directions_by_Alteration_of_Social_Dominance_in_Trimma_okinawae_Pisces_Gobiidae">Sex change in both directions by alteration of social dominance in Trimma okinawae (Pisces: Gobiidae).</a> Ethology. 94 (4), 339-345 (1993).</li>
<li>Wong, M. Y., Munday, P. L., Buston, P. M., Jones, G. P. <a target="_blank" href="https://academic.oup.com/beheco/article/19/2/353/213434/Monogamy-when-there-is-potential-for-polygyny">Monogamy when there is potential for polygyny: tests of multiple hypotheses in a group-living fish.</a> Behav Ecol. 19 (2), 353-361 (2008).</li>
<li>Kuwamura, T., Suzuki, S., Tanaka, N., Ouchi, E., Karino, K., Nakashima, Y. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/32901340_Sex_change_of_primary_males_in_a_diandric_labrid_Halichoeres_trimaculatus_Coexistence_of_protandry_and_protogyny_within_a_species">Sex change of primary males in a diandric labrid Halichoeres trimaculatus: coexistence of protandry and protogyny within a species.</a> J Fish Biol. 70 (6), 1898-1906 (2007).</li>
<li>Winterbottom, R. <a target="_blank" href="https://aqua-aquapress.com/two-new-species-of-the-trimma-tevegae-species-group-from-the-western-pacific-percomorpha-gobiidae-2/">Two new species of the Trimma tevegae species group from the Western Pacific (Percomorpha: Gobiidae).</a> Aqua J Ichthyol Aquat Biol. 10, 29-38 (2005).</li>
<li>Frederick, J. L. <a target="_blank" href="http://www.shafer-consulting.org/BMS1997.pdf">Evaluation of fluorescent elastomer injection as a method for marking small fish.</a> Bull Mar Sci. 61 (2), 399-408 (1997).</li>
<li>Olsen, E. M., Vøllestad, L. A. <a target="_blank" href="http://www.tandfonline.com/doi/abs/10.1577/1548-8675(2001)021%3C0967%3AAEOVIE%3E2.0.CO%3B2">An evaluation of visible implant elastomer for marking age-0 brown trout.</a> N Am J Fish Manag. 21 (4), 967-970 (2001).</li>
<li>Leblanc, C. A., Noakes, D. L. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/233754582_Visible_Implant_Elastomer_VIE_Tags_for_Marking_Small_Rainbow_Trout">Visible implant elastomer (VIE) tags for marking small rainbow trout.</a> N Am J Fish Manag. 32 (4), 716-719 (2012).</li>
<li>Kinkel, M. D., Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraperitoneal+injection+into+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Intraperitoneal injection into adult zebrafish.</a> J Vis Exp. (42), e2126(2010).</li>
<li>Reavis, R. H., Grober, M. S. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/PL00012232">An integrative approach to sex change: social, behavioural and neurochemical changes in Lythrypnus dalli (Pisces).</a> Acta Ethol. 2 (1), 51-60 (1999).</li>
<li>Milinski, M., Bakker, T. C. <a target="_blank" href="http://www.nature.com/nature/journal/v344/n6264/abs/344330a0.html">Female sticklebacks use male coloration in mate choice and hence avoid parasitized males.</a> Nature. 344, 330-333 (1990).</li>
<li>Basolo, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogenetic+evidence+for+the+role+of+a+pre-existing+bias+in+sexual+selection%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+R+Soc+Lond+B+Biol+Sci%22%5BJournal%5D)">Phylogenetic evidence for the role of a pre-existing bias in sexual selection.</a> Proc R Soc Lond B Biol Sci. 259 (1356), 307-311 (1995).</li>
<li>Milinski, M. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/BF00300099">Optimal forging: the influence of intraspecific competition on diet selection.</a> Behav Ecol Sociobiol. 11 (2), 109-115 (1982).</li>
<li>Manabe, H., Ishimura, M., Shinomiya, A., Sunobe, T. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1095-8649.2007.01338.x/abstract">Field evidence for bidirectional sex change in the polygynous gobiid fish Trimma okinawae.</a> J Fish Biol. 70 (2), 600-609 (2007).</li>
<li>Stammler, K. L., Corkum, L. D. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s10641-004-5562-x">Assessment of fish size on shelter choice and intraspecific interactions by round gobies Neogobius melanostomus.</a> Environ Biol Fishes. 73 (2), 117-123 (2005).</li>
<li>Matsumoto, Y., Tawa, A., Takegaki, T. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1439-0310.2010.01868.x/abstract">Female mate choice in a paternal brooding blenny: the process and benefits of mating with males tending young eggs.</a> Ethology. 117 (3), 227-235 (2011).</li>
<li>McCormick, M. I. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1890/0012-9658(1998)079[1873:BIMSIA]2.0.CO;2/full">Behaviorally induced maternal stress in a fish influences progeny quality by a hormonal mechanism.</a> Ecology. 79 (6), 1873-1883 (1998).</li>
<li>Knaepkens, G., Bruyndoncx, L., Coeck, J., Eens, M. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1023/B:BIOC.0000048448.17230.40">Spawning habitat enhancement in the European bullhead (Cottus gobio), an endangered freshwater fish in degraded lowland rivers.</a> Biodivers Conserv. 13 (13), 2443-2452 (2004).</li>
<li>Shiogaki, M., Dotsu, Y. <a target="_blank" href="http://naosite.lb.nagasaki-u.ac.jp/dspace/handle/10069/30823">The life history of the gobiid fish, Zonogobius boreus.</a> Bulletin of the Faculty of Fisheries, Nagasaki University. 37, 1-8 (1974).</li>
<li>Meunier, B., Yavno, S., Ahmed, S., Corkum, L. D. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0380133009001695">First documentation of spawning and nest guarding in the laboratory by the invasive fish, the round goby (Neogobius melanostomus).</a> J Great Lakes Res. 35 (4), 608-612 (2009).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Die Fortpflanzungsökologie zahlreicher Fische wurde oft durch experimentelle Aufzucht aufgedeckt. Vor allem, Geschlechtswechsel 6 , 8 , 14 , mate Wahl 15 , 16 und intraspezifische Konkurrenz 7 , 17 wurden häufig Themen der detaillierten Untersuchungen mit Aquarium gehaltenen Fisch. Darüber hinaus wurden einige E...

Spektakuläre adaptive Evolution zeigt sich in der Morphologie, Ökologie und Verhalten der Fische 1 . Besonders die ökologischen Merkmale der Reproduktion sind besonders vielfältig, und die meisten davon können direkt von der individuellen Fitness beeinflusst werden 2 . Um einen Einblick in selektiven Druck zu gewinnen, der zur Entwicklung von einzigartigen Merkmalen bei verschiedenen Fischarten geführt hat, ist die direkte Beobachtung von reproduktiven und sozialen Verhaltensweisen, die lebende Fische verwenden, oftmals von Vorteil, um theoretische Hypothesen zu begründen. Allerdings können kontinuierliche Feldbeobachtungen von Fischen spezialisierte Unterwasserausrüstung und Einrichtungen, die schwer zu pflegen sind, erfordern. In diesen Fällen können Beobachtungen von wild gefangenen Aquarium-aufgezogenen Fischen hilfreich sein 3 , 4 , 5 . Darüber hinaus sind effiziente Beobachtungen von Fischverhalten, die sonst selten oder diffus sindUltra unter natürlichen Bedingungen zu beobachten, kann durch Manipulation von Experimenten in Aquarien 6 , 7 , 8 möglich werden . Die Aufzucht von Fischen unter guten Bedingungen durch Minimierung von künstlichem Stress und körperlicher Schädigung ist entscheidend für genaue ökologische Untersuchungen. Der pygmäische Goby Trimma marinae erreicht 23-25 ​​mm Gesamtlänge und verteilt sich im westlichen Pazifischen Ozean, wo er in ruhigen, geschützten Buchten in Tiefen von 9-26 m 9 gefunden wird . In dieser Arbeit wird T. marinae als Modell verwendet, um eine Reihe von Grundtechniken für die Sammlung von Fischen mit dem in sich geschlossenen Unterwasseratemgerät (SCUBA), Fischtransport und eventuelle Akklimatisierung der Fische an Aquarien zur direkten Beobachtung zu beschreiben Der Studienart &quot;Fortpflanzungsverhalten und Ökologie&quot;.

<table><tbody><tr><td>Handnetz</td><td>Nisso</td><td>AQ-17</td><td>Wählen Sie die Größe der Zielart aus.</td></tr><tr><td>Polyethylen-Tasche</td><td>San-U Fish Farm</td><td>8194</td><td></td></tr><tr><td>Gummiband</td><td>ESCO Co. LTD.</td><td>78-0420-64</td><td>&oslash; 80 mm x 6 mm</td></tr><tr><td>Sauerstoffflasche</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Oxgenflasche für Tauchanzüge.</td></tr><tr><td>Elbagin</td><td>Japan Pet Design Co., Ltd.</td><td>75950</td><td>Pafurazin F (von derselben Firma geliefert) ist ein gleichwertiges Medikament wie Elbagin.</td></tr><tr><td>Polystyrol-Schaumstoffbox</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pipette</td><td>AS ONE</td><td>1-8625-04</td><td></td></tr><tr><td>Seil</td><td>Mizukami Kinzoku Co. LTD.</td><td></td><td></td>95301601</tr><tr><td>Gewicht</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Gewicht für Tauchausrüstungsanzüge.</td></tr><tr><td>Wassertank</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Luftpumpe</td><td>KOTOBUKI</td><td>4972814 062115</td><td></td></tr><tr><td>Ausströmerstein</td><td>KOTOBUKI</td><td>4972814 232204</td><td></td></tr><tr><td>2-Methylchinolin&nbsp;</td><td>Wako</td><td>170-00376</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol (99.5)</td><td>Wako</td><td>057-00456</td><td></td></tr><tr><td>Sichtbares Implantat-Elastomer-Tag-Kit</td><td>Northwest Marine Technology</td><td>N/A</td><td>http://www.nmt.us/products/vie/vie.shtml</td></tr><tr><td>Weicher Schwamm</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>PVC-Platte</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>0,3 mm Dicke ist einfach zu verwenden.</td></tr><tr><td>Petrischale</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Eine große, wie z.B. 160 mm und 30 mm Tiefe, eignet sich für die Injektion des VIE-Tags.</td></tr><tr><td>Transparente Acrylplatte</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>UVA gefiltertes Licht&nbsp;</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>PVC-Rohr</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>&OSLASH; 5 cm</td></tr><tr><td>Wasserdichte Platte</td><td>SOMAR Corp.</td><td>3EKW03</td><td>Der Film für den einfachen Kopierer.</td></tr><tr><td>Sand</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Kamera</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr></tbody></table>

grundlegende methoden für die untersuchung der fortpflanzungsökologie von fischen in aquarien

Basic Methods for the Study of Reproductive Ecology of Fish in Aquaria

Captive-Aufzucht-Beobachtungen sind wertvoll für die Aufdeckung von Aspekten des Fischverhaltens und der Ökologie, wenn kontinuierliche Felduntersuchungen unmöglich sind. Hier wird eine Reihe von Grundtechniken beschrieben, um Beobachtungen des Fortpflanzungsverhaltens eines wild gefangenen gobiiden Fisches als Modell in einem Aquarium zu ermöglichen. Die Methode konzentriert sich auf drei Schritte: Sammlung, Transport und Beobachtungen der Fortpflanzungsökologie eines Substrat-Spawers. Wesentliche Aspekte der lebenden Fischsammlung und -transport sind (1) Verhinderung der Verletzung der Fische und (2) sorgfältige Akklimatisierung des Aquariums. Vermeidung von Schäden durch Verletzungen wie Kratzer oder eine plötzliche Änderung des Wasserdrucks ist zwingend erforderlich, wenn man lebende Fische sammelt, da jeder physische Schaden das Überleben und das spätere Verhalten des Fisches negativ beeinflussen kann. Sorgfältige Akklimatisierung der Aquarien verringert den Inzidenztod und lindert den Schock des Transports. Beobachtungen während der Zwangsaufzucht umfassen (1) die Identifizierung von indiviDualfisch und (2) Überwachung von Eiern ohne negative Auswirkungen auf die Fische oder Eier, wodurch eine detaillierte Untersuchung der Reproduktionsökologie der Studienart ermöglicht wird. Die subkutane Injektion eines sichtbaren Implantat-Elastomers (VIE) ist eine präzise Methode für die anschließende Identifizierung einzelner Fische und kann mit einem breiten Größenbereich von Fischen verwendet werden, mit minimalem Einfluss auf ihr Überleben und Verhalten. Wenn die Studie Spezies ein Substrat-Spawner ist, der Klebstoff-Eier abscheidet, wird eine künstliche Nest-Stelle aus Polyvinylchlorid (PVC) Rohr mit dem Zusatz einer abnehmbaren wasserdichten Platte erleichtern Zählen und Überwachen der Eier, wodurch der Einfluss des Ermittlers auf die Nest-Holding Und Eierschutzverhalten der Fische Obwohl diese Grundmethode Techniken mit sich bringt, die in Forschungsartikeln selten erwähnt werden, sind sie für die Durchführung von Experimenten, die die gefangene Aufzucht eines Wildfisches erfordern, von grundlegender Bedeutung.

Nach den oben genannten Methoden wurden 41, 15 und 96 Personen von T. marinae im April 2014, 2015 und 2016, jeweils Offshore von Amami Oshima, Kagoshima-Präfektur, Japan ( Tabelle 1 ) gesammelt. In jedem Fall lebten 25 (61%), 14 (93%) und 91 (95%) Personen bis zur Hinterlegung von Eiern im Aquarium. Wie in Fukuda et al . 3 , nur ein Fisch starb vor dem Ende der Beobachtungsperiode im Jahr 2014, und Fisch Laichen sonst schien zu b...

Eine Reihe von grundlegenden Methoden, um das Studium der Fortpflanzungsökologie von Fisch, die in Aquarien gehalten werden, zu ermöglichen, werden beschrieben. Dies sind nützliche Protokolle für das Sammeln von Fischen mit SCUBA, den Transport von lebenden Fischen und die Beobachtung des Fortpflanzungsverhaltens von wild gefangenen Fischen, die in Aquarien gehalten werden.

Grundlegende Methoden für die Untersuchung der Fortpflanzungsökologie von Fischen in Aquarien

Captive-rearing observations are valuable for revealing aspects of fish behavior and ecology when continuous field investigations are impossible. Here, a ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, lebenden Fischen Identifikationsmarken zu implantieren, ohne sie zu verletzen, um verschiedene ökologische Studien mit in der Natur gefangenen Fischen im Aquarium zu erleichtern. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Verhaltensökologie von Fischen zu beantworten, beispielsweise zur Fortpflanzungs- und Sozialverhalten von Fischen. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass Experimente an den Fischen durchgeführt werden können, ohne dass ihr Verhalten wesentlich negativ beeinflusst wird. In diesem Abschnitt wird gezeigt, wie Fische mit VIE-Tags markiert werden. Falls die Fische aufgrund ihrer geringen Größe nicht von Hand gehalten werden können, fertigen Sie einen chirurgischen Halter zum Fixieren dieser Fische an. Schneiden Sie zunächst einen weichen Schwamm in ein fünf Quadratzentimeter großes Stück mit einer Höhe von 20 bis 25 Millimetern. Schneiden Sie anschließend eine Rille in den Schwamm, die fünf bis zehn Millimeter tief ist und genauso breit wie der Fisch, den sie aufnehmen soll. Danach schneiden Sie ein Stück Polyvinylchlorid mit einer Dicke von 0,3 Millimetern so zurecht, dass es genau über den Schwamm passt. Fügen Sie dann eine Tal-Faltung zum PVC hinzu und platzieren Sie es in der mittleren Rille.Überführen Sie die Baugruppe nun in eine 160 Millimeter große Schale mit 30 Millimeter hohen Wänden und füllen Sie die Schale mit Wasser aus dem Auffangbehälter, bis die PVC-Platte vollständig eingetaucht ist. Damit ist der Operationsplatz fertiggestellt. Fahren Sie nun mit der Markierung eines Fisches fort.Wählen Sie zunächst eine Injektionsstelle und eine Markierungsfarbe aus. Es ist sicherer, die starkmuskulösen dorsalen oder kaudalen Bereiche zu injizieren, als den Abdomenbereich, wo innere Organe verletzt werden könnten. Wenn die untersuchte Art groß genug ist, stehen acht geeignete Positionen für eine Markierung zur Verfügung.Bei Verwendung einer einzigen Tag-Farbe und aller acht Positionen können 154 eindeutige Identifizierungsmuster erstellt werden. Wählen Sie für die Tag-Farbe diejenige, die sich am besten vom Körperfarbton abhebt. Bereiten Sie anschließend die VIE-Tags mithilfe des Kennzeichnungskits vor.Mischen Sie die Elastomermaterialien und füllen Sie sie in eine 3-Millimeter-Spritze mit einer 29-Gauge-Nadel. Bereiten Sie anschließend zwei Wassertanks für die Markierungsinjektionen vor: einen für die Anästhesie und einen für die Erholung.Verwenden Sie einen Luftpumpenstein, um das Wasser im Rekuperationstank leicht zu zirkulieren. Für den Betäubungstank stellen Sie ein 1:1-Stammlösungsgemisch aus zwei Methylchinolinen und 99,5 %igem Ethanol her. Bereiten Sie gerade so viel davon zu, dass eine Endkonzentration von 18 ppm zwei Methylchinolin im Tank erreicht wird, und mischen Sie es gründlich in das Tankwasser ein.Nach Abschluss dieser Vorbereitungen fortfahren mit der Markierung der Fische. Ein einzelnes Tier in den Betäubungsbehälter überführen und den Behälter abdecken, damit es nicht entkommen kann. Diesen Schritt je nach Art anpassen.Die Konzentration des Anästhetikums ist ein wichtiger Faktor. Warten Sie, bis der Fisch nicht mehr auf Wasserströmungen oder Berührungen reagiert. Warten Sie nicht darauf, dass sich der Operkel bewegt, da sonst die Gefahr des Todes für den Fisch sehr hoch ist.Wenn der Fisch bereit ist, nehmen Sie ihn von Hand heraus. Verwenden Sie dazu eine an kaltes Wasser angepasste Hand, damit der Fisch nicht zu stark erwärmt wird und kräftiger bleibt. Heben Sie einen Fisch aus dem Betäubungsbecken und nehmen Sie schnell die körperlichen Messungen vor.Wenn sich ein Fisch während dieser Zeit zu erholen scheint, überführen Sie ihn unverzüglich zurück in den Betäubungstank. Wenn der Fisch klein ist, legen Sie ihn mit der Bauchseite nach unten in die PVC-Nut des Operationsfelds. Wenn der Fisch sehr klein ist, verwenden Sie ein Binokularmikroskop, um die Injektion durchzuführen.Falls der Fisch groß genug ist, um ihn von Hand zu halten, injizieren Sie ihn in der Hand. Positionieren Sie nun die abgeschrägte Seite der Nadel nach außen und die Spitze der Nadel in Richtung des Fisches. Führen Sie die Nadel dann subkutan ein, mehr oder weniger parallel zum Körper und sehr flach, direkt unter die Haut.Letztlich besteht das Ziel darin, das Tag sichtbar zu machen, daher entsprechend anpassen. Als Nächstes injizieren Sie das VIE-Tag, während Sie die Nadel zurückziehen, und beenden Sie die Injektion, bevor die Nadelschräge den Einstichpunkt erreicht. Wenn Sie einen relativ großen Bereich des Fisches injizieren, ist es leichter, den richtigen Stoppunkt zu bestimmen.Falls die Injektion nicht gut verläuft, stellen Sie sicher, dass die Anästhesie wirkt, und dass die Nadel rasch auf die geeignete Tiefe eingeführt wird. Unmittelbar nach der Injektion das Fisch auf den Erholungstank umsetzen. Wenn die Erholung länger als zwei Minuten dauert, das Wasser vorsichtig von Hand in Bewegung setzen.Nachdem sich der Fisch erholt hat, zurück in das Aufzuchtaquarium mit einem Netz bringen. Im Aufzuchtaquarium über einen Zeitraum von drei Tagen 10 ppm Elbagin zugeben, um eine Wundinfektion zu verhindern. Falls die Fische unter Bedingungen mit geringer Sichtweite gehalten werden, können die VIE-Markierungen mithilfe von UVA-gefiltertem Licht deutlicher erkannt werden.Die Fortpflanzungsökologie von Trimma marinae, dem Prinzessin-Zwerggrundel, wurde mithilfe von VIE-Markierungen untersucht. Wilde Exemplare, die einmal jährlich vor der Küste von Amami Oshima in der Präfektur Kagoshima, Japan, gesammelt wurden. Die Mehrheit überlebte und laichte etwa sieben Tage nach der Einfangung. Die VIE-Tags waren sichtbar und ermöglichten die Identifizierung einzelner Gobys, obwohl diese recht klein sind. Der Zwerggoby neigte dazu, Fortpflanzungspaare zu bilden, zwischen denen der größte Teil der beobachteten Laichereignisse stattfand. Nur Männchen wurden dabei beobachtet, wie sie sich um die Eier kümmerten.Aggressive Interaktionen zwischen den Weibchen deuten darauf hin, dass das monogame Fortpflanzungssystem hauptsächlich auf der Wachsamkeit gegenüber dem Partner beruhen könnte. Wenn Eier auf einem wasserdichten Blatt abgelegt wurden, waren sie gut sichtbar und konnten gezählt werden. Nachdem das Blatt entfernt, fotografiert und an seinen ursprünglichen Platz im Aquarium zurückgebracht worden war, setzte das brütende Männchen unverzüglich die väterliche Fürsorge fort.Die Analyse der Eierzahlen ergab eine positive Korrelation zwischen der Fruchtbarkeit der Weibchen und der Körperlänge der Weibchen. Hingegen wurde kein Unterschied im Fortpflanzungserfolg zwischen unterschiedlich großen Männchen beobachtet. Seit der Entwicklung dieses Verfahrens konnten wir verschiedene Verhaltensversuche mit einer Vielzahl von Fischen einfacher und genauer durchführen als zuvor mit anderen Fisch-Identifizierungssystemen.

basic-methods-for-the-study-of-reproductive-ecology-of-fish-in-aquaria

Research

Forschung

JoVE Journal

Behavior

Verhalten

Dieses Protokoll beschreibt die regelmäßige Wartung und Pflege, um optimale Bedingungen für die Zebrafisch Haltung beizubehalten. Das Video veranschaulicht das Protokoll, für die Systemwartung, regelmäßige Haltung, Fütterung, Zucht und Aufzucht von Zebrafisch-Larven.

Regelmäßige Pflege und Wartung eines Zebrafisch (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Labor: Eine Einführung

Die Verwendung eines automatischen 3D-Videosystems, das einzelne und Gruppen von Zebrafischen verfolgen kann, wird beschrieben. Als Anwendungsbeispiel untersuchen wir die Auswirkungen des NMDA-Rezeptor-Antagonisten MK-801 auf Zebrafischschwärme.

Mit einem automatisierten 3D-Tracking-System werden Individuen und Schwärme von erwachsenen Zebrafischen erfasst

Eine neuartige Methode zur Verringerung der Variabilität bei der Exposition von Fischen gegenüber Drogen wird erläutert.  Bei Fischen, die verschiedenen Mustern der Ethanolexposition ausgesetzt waren, wurde in einem Hell/Dunkel-Scototaxie-Assay festgestellt, dass sie während des Entzugs ein verändertes Angstniveau aufwiesen.

Eine neue Methode der Drug Administration auf mehrere Zebrafisch ( Danio rerio) Und die Quantifizierung der Widerrufs

In dieser Arbeit beschreiben wir eine akute, chronische und Mehrgenerationen Bioassay zur Untersuchung der Auswirkungen von Einzel- und kombinierte Stressoren auf die türkisfarbene Killifische Nothobranchius Furzeri. Dieses Protokoll dient zur Lebensgeschichte Züge (Mortalität, Wachstum, Fruchtbarkeit, Gewicht) und kritische thermische Maximum zu studieren.

Protokoll für akute und chronische Ökotoxizität Prüfung von Türkis Killifische Nothobranchius furzeri

Mit der neuartigen FishSim Animation Toolchain, präsentieren wir ein Protokoll zur nicht-invasiven visuellen Manipulation der Information der Öffentlichkeit im Rahmen der Partnerwahl kopieren in Segelkärpflinge Mollies. FishSim Animation-Toolchain bietet einen einfach zu bedienenden Rahmen für Design, Animation und Präsentation des Computer-animierten Fische Impulse für Verhaltensexperimente mit live-Test Fisch.

Mit der FishSim Animation Toolchain zu Fisch Verhalten zu untersuchen: A Case Study on Partnerwahl kopieren In Segelkärpflinge Mollies

In diesem Protokoll wir zeigen, wie Astyanax Mexicanus Erwachsene zu züchten, die Larven zu erhöhen, und ganze-Mount Immunohistochemistry auf Post-Larven Fische zu vergleichen die Phänotypen der Oberfläche und Höhle Morphotypen führen.

Anhebung der mexikanischen Tetra Astyanax Mexicanus für Analyse der Post-larval Phänotypen und vollständig-hängen Immunohistochemistry

Die In-vitro-Fertilisation ist eine häufig verwendete Technik mit einer Vielzahl von Modellorganismen, um Laborpopulationen zu erhalten und synchronisierte Embryonen für nachgelagerte Anwendungen zu produzieren. Hier präsentieren wir ein Protokoll, das diese Technik für verschiedene Populationen des mexikanischen Tetrafisches Astyanax mexicanusumsetzt.

Gamete Collection und In-Vitro-Fertilisation von Astyanax mexicanus

Ein grundlegender Aspekt bei der Beurteilung des Wohlergehens von Tieren in Gefangenschaft ist die Frage, ob die Tiere haben, was sie wollen. Hier stellen wir ein Protokoll zur Bestimmung der Haltungspräferenz im Zebrafisch (Danio rerio) in Bezug auf das Vorhandensein/Fehlen von Umweltanreicherung und Zugang zum Fließen von Wasser vor.

Ein standardisiertes Protokoll für Präferenztests zur Bewertung des Wohlbefindens von Fischen

Dieser Artikel beschreibt die grundlegenden Laborbedingungen und Protokolle für ein inkrementelles Temperaturregime zur Stimulierung des maximalen Laichens beim mexikanischen Salmler Astyanax mexicanus, einem aufstrebenden Modell für Entwicklungs- und Evolutionsstudien.

Inkrementelle Temperaturänderungen für maximale Brut und Laichzeit bei Astyanax mexicanus

Dieser Artikel beschreibt zwei schnelle und effiziente Methoden zur Entnahme von Spermien aus dem kleinen Modellfisch Medaka (Oryzias latipes) sowie ein Protokoll zur zuverlässigen Beurteilung der Spermienqualität mittels computergestützter Spermienanalyse (CASA).

Spermienentnahme und computergestützte Spermienanalyse im Teleostmodell Japanisches Medaka (Oryzias latipes)

Lernen Sie die Implantation von VIE-Tags bei lebenden Fischen für ökologische Studien zur Fortpflanzungsökologie. Diese Methode ermöglicht Verhaltensbeobachtungen in Aquarien ohne negative Auswirkungen auf das Fischverhalten.

Grundlegende Methoden für die Untersuchung der Fortpflanzungsökologie von Fischen in Aquarien

Weitere Videos entdecken