Name: Kardiopulmonalen Bypass in einem Mausmodell: ein neuer Ansatz (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 8 s
Description: Erfahren Sie einen neuen Ansatz für den kardiopulmonalen Bypass in Mäusen zur Untersuchung molekularer Mechanismen bei Herzschäden. Dieses Modell ermöglicht die Erforschung verlängerter Bypass-Zeiten und Kardioplegie.

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Die Autoren haben keine Bestätigungen.

alle Tierversuche wurden durchgeführt in Übereinstimmung mit dem deutschen Gesetz über Tier (TierSchG) und wurden von der lokalen Tierschutz-Ausschuss (unteren sächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit, Protokoll genehmigt TSA 14/1556). Das minimale Gewicht der Maus für dieses Modell geeignet ist 25 g.
 1. präoperativen Vorbereitungen Hinweis: alle Eingriffe werden sauber, unsterilen Bedingungen mit autoklaviert Instrumenten durchgeführt.
<ol><li>50-60 Platz 8 cm lange Propylen hohlen Fasern in ein Rohr parallel und verbinden Sie mit einem T-Adapter auf beiden Seiten. Füllen den Raum zwischen den Hohlfasern und der externe Teil der T-Adapter mit Leim.
	<ol><li>Erlauben mindestens 24 Stunden Aushärten des Klebers. Die hohlen Fasern aus der T-Adapter mit einem standard Mikrotom schneiden und ziehen Sie den Silikonschlauch über die Verbindungspunkte.</li>
	</ol></li> <li>2 Fr Polyurethan Kanüle eine Metallnadel 27 G (von einem 26G Branule) einfügen. Verwenden Sie eine chirurgische Klinge und Mikro-Schere unter dem Mikroskop (8-12 X Vergrößerung) zu drei bis vier Fenestrationen von je ca. 0,15 cm im distalen Drittel der Kanüle zu gewährleisten optimale venösen Rückfluss.
	<ol><li>Entfernen des Drahtes nach Abschluss. Verwenden Sie Wattestäbchen für stumpfe Dissektion und Retraktion der Strukturen. Gaze-Tupfer (5 x 5 cm 2) verwenden, um tanken überschüssige Flüssigkeit zu Gewebe Austrocknung zu verhindern.</li>
	</ol></li> <li>Bereiten das Priming-Volumen. Fügen Sie für die Fertigstellung 30 IU Heparin pro mL Lösung und 2,5 % V/V einer 8.4 % Lösung von Nahco3 3 für die Pufferung zu grundieren hinzu. Speichern Sie diese Lösung bei 4 ° C bis verwendet.</li>
	<li>Füllen die CPB-Schaltung (d. h., Pumpe, Luft Trapper, Tubing und beide Kanülen) mit 850 µL-Priming-Lösung über die venöse Kanüle. Sobald gefüllt, halten die CPB im Umlauf, bis das Tier zur Kanülierung bereitsteht.</li>
</ol> 2. Tierische Narkose <ol><li>Anästhesie zu verwalten, legen Sie das Tier in eine Induktion Kammer unter 2,5 % V/V Isofluran/Sauerstoff-Gemisch. Bestätigen Sie ordnungsgemäße Betäubung durch Beurteilung von Pedal Rückzug Reflex, Tail Prise Reflex und Auge blinzeln Reflex. Tierärztliche Auge Salbe zur Vermeidung von Augentrockenheit.</li>
	<li>Legen Sie das Tier auf eine Erwärmung mit klimaregulierende Funktion. Messen der Körpertemperatur mit einer Sonde rektal eingeführt und angeschlossen an das Datenerfassungssystem.</li>
	<li>Nach Vollnarkose erreicht ist, Intubation der tierischen Orotracheally mit einer 20G Kunststoff Braunule, mündlich einlegen und schob es in die Luftröhre unter Sichtkontrolle. Mechanische Lüftung, die Verwendung einer Isofluran Vaporizer, verbunden mit einem Maus-Ventilator zu starten. Je nach Tier die Lüftung so einstellen, dass ein Tidalvolumen von 250-350 µL erreicht wird.</li>
	<li>Komplette Analgesie versichern Spritzen subkutan 5 mg/kg Körpergewicht tierischen Carprofen. Es wird empfohlen, dass Isofluran Konzentration zwischen 1,3-2,5 % Sauerstoff gehalten werden. Isofluran Konzentration kann manuell eingestellt werden, je nach Stadium des Verfahrens.</li>
</ol> 3. Chirurgische Eingriffe <ol><li>nach Vollnarkose und Intubation ist erreicht, führen Sie einen Mittellinie Hautschnitt am Hals mit einer scharfen Schere feinen Muskeln in einem stumpfen Mode zu trennen und Aussetzen der rechten Halsschlagader und linken Halsschlagader. Während der Zubereitung gerinnen kleine Schiffe mit einer tierärztlichen Coagulator verbunden, bipolare Pinzetten, um minimaler Blutverlust zu gewährleisten.</li>
	<li>Nach der Präparation der Vena Schiffe, cranially verbinden das distale Segment der linke gemeinsame Halsschlagader zu seiner Gabelung mit seidenen Fäden 8-0.</li>
	<li>Verbinden das distale Ende der Kanüle 27 G auf den arteriellen Zustrom Schlauch mit einem Silikon-Stecker (0,5 mm ID, 1 mm OD), Platz 8-0 Seide Naht Rutsch am proximalen Segment der Arterie, und legen Sie die Spitze der Kanüle in die Halsschlagader Knoten.</li>
	<li>Nach der korrekten Platzierung von der Kanülenspitze der Kanülenspitze voraus, so dass es 3-4 mm proximal der Aortenbogen legt. Beheben der Kanülenspitze durch die Sicherung mit Seide Knoten 8-0.</li>
	<li>Mit mikrochirurgischen Pinzetten und Scheren, stumpfe und scharfe Dissektion durchzuführen, aussetzen der rechten Halsschlagader durch stumpfe Präparation des Gewebes seitlich an den sternocleidomastoideus-Muskel in der Nähe von Schlüsselbein, und legen Sie einen 8-0 Seide Knoten am distalen Ende und ein 8-0 Schleife am proximalen Ende.</li>
	<li>Nach Unterbindung der distalen Ende der Halsschlagader, setzen Sie die Spitze der venösen Kanüle in der rechten Halsschlagader und Fortschritte in Richtung auf den rechten Vorhof und mit der Seide Knoten sichern. Für optimale venösen Rückfluss, ist es möglicherweise erforderlich, die venöse Spitze in den rechten Ventrikel gelangen.</li>
	<li>Sobald die korrekte Kanüle Position erreicht ist, führen Sie systemische Heparinisierung durch Zugabe von 2,5 IU Heparin pro Gramm der tierischen Körpergewicht über direkte intravenöse Injektion in die Halsschlagader.</li>
	<li>Für Echtzeit-invasive Drucküberwachung, cannulate die linke Femoral Arterie. Aussetzen die Leistengegend und vorsichtig trennen die gemeinsame Femoral Arterie aus der femoral Ader und femoral Nerv unter 25 X Vergrößerung.
	<ol><li>Ligate der distale Teil der Femoral Arterie. Vorübergehend verdecken den proximalen Teil mit eine Anfangsschlaufe und machen einen kleinen Schnitt an der vorderen Wand mit Mikro-Pinzetten.</li>
		<li>Danach legen Sie eine 1 Fr Polyurethan Kanüle in die Femoral Arterie und sichern Sie es mit einem Seide 10-0 Naht. Diese Kanüle wird verwendet, um Blutproben für die Gasanalyse Blut extrahieren.</li>
	</ol></li> <li>Nach der erfolgreichen Platzierung der arteriellen und venösen Kanülen, initiieren kardiopulmonalen Bypass durch Einschalten der Pumpe. Die Intubation zum Start des CPB beträgt ca. 45 min. Starten Sie mit einer Fließgeschwindigkeit von 0,5 mL/min, je nach systemischen Druckmessungen und Erhöhung der Durchblutung innerhalb von 2 min auf vollen Durchfluss (4-6 mL/min) durch die Erhöhung der Pumpendrehzahl.</li>
	<li>Unter voller Kontrolle durchführen einer oberen Sternotomie mit scharfen Schere ab das Manubrium und 5 mm in der kaudalen Richtung gehen. Gerinnen der sternalen Kanten sofort um Blutungen zu vermeiden. Aussetzen der Aortenbogen durch Ziehen der rechten Halsschlagader in kranialer Richtung.</li>
	<li>Für optimale Kontrolle, umlaufend frei Aortenbogen aus dem Thymus und umliegendes Gewebe spannen zu erleichtern. Legen Sie eine 8: 0 Seide Schleife um die Aorta ascendens. Um die Kreuzklemme für Kardioplegie platzieren, Schlaufe die Seide in kranialer Richtung besser aussetzen der Aorta ascendens.</li>
</ol> 4. Herz-Lungen-Bypass und Blut-Gas-Analyse <ol><li>für Gas Blutanalyse (BGA), verwenden Sie Glas-Kapillarröhrchen, um 60-90 µL arterielles Blut über die Femoral Arterie Katheter zu sammeln.
	<ol><li>Eine kleine Klemme auf der Silikonschlauch und lösen Sie den Schlauch vom Katheter. Druck langsam auf die Klemme ermöglicht kontrollierte Füllung des Kapillarröhrchens.</li>
		<li>Befestigen Sie den Silikonschlauch des Katheters. Blut-Gas-Analysator für Messungen zu den folgenden Zeitpunkten Kapillarröhrchen einfügen: 10 min nach der Einleitung der CPB mit Belüftung (BGA1) nach 25 min von CPB und 15 min von Atemstillstand (BGA2) nach 40 min von CPB und 30 min von Atemstillstand (BGA3) nach 55 min von CPB, 45 min der Atemwege und 20 min an Herzstillstand (BGA4)</li></ol></li> <li>durch stabile CPB fließen, Initiative Te Atemstillstand durch Anhalten Lüftung.</li>
	<li>Nach Beendigung der Belüftung, stellen die Erwärmung Pad 28 º c und starten Sie topisch Kühlung das Tier auf 28 ° c Körpertemperatur innerhalb der ersten 20 Minuten Atemstillstand mit Gaze in kalten Kochsalzlösung getränkt.</li>
	<li>Einmal eine Temperatur von 28 ° c erreicht wird, und nach insgesamt 30 min Atemstillstand, verwalten 0,3 mL 7,45 % KCl-Lösung in den Kreislauf der CPB Kardioplegie initiieren.</li>
	<li>Für überqueren Sie Klemmen der Aorta, ziehen Sie die zuvor platzierte Seide Schleife (Schritt 3.10) in Pfeilrichtung kranialen für bessere Belichtung und legen Sie eine Mikro-Serrefine Klammer auf den aufsteigenden Teil der Aorta.</li>
	<li>Führen Sie insgesamt 60 min Atemstillstand und 30 min von Herzstillstand. Entfernen Sie die Mikro-Serrefine-Klemme aus der Aorta ascendens, Reperfusion des Herzens zu initiieren. Gleichzeitig wieder lüften und wärmen Sie das Tier auf 37 ° c</li>
	<li>Nach Reperfusion abgeschlossen ist und das Tier Normothermie erreicht, kündigen die CPB durch das Ausschalten der Pumpe und weiterhin überwachen physiologische Messungen (z.B. Körpertemperatur, EKG, und invasive Blutdruckmessung) für 20 min.</li>
	<li>Am Ende des Experiments, das Tier in Vollnarkose (5 % Isofluran) aussaugen und sammeln Blut und Organe für die weitere Analyse 14.</li>
</ol>

<ol><li>Edmunds, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiopulmonary+Bypass+after+50+Years%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">Cardiopulmonary Bypass after 50 Years.</a> N. Engl. J. Med. 351 (16), 1601-1603 (2004).</li>
<li>Goto, T., Maekawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+dysfunction+after+coronary+artery+bypass+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Anesth%22%5BJournal%5D)">Cerebral dysfunction after coronary artery bypass surgery.</a> J. Anesth. 28 (2), 242-248 (2014).</li>
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</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Wir haben eine voll funktionsfähige klinisch relevante Modell des CPB in eine Maus entwickelt. Mit mehr als 30 Stämme von Mäusen mit Herz-Kreislauf-Krankheiten wäre unser Modell einen Ausgangspunkt für die Entwicklung neuer Interessenten Protokolle im Zusammenhang mit CPB. Darüber hinaus aufgrund der Fülle von Maus-spezifischen Reagenzien und Ko-Out Mäuse, dieses Modell kann nicht nur die aktuellen Rattenmodell der CPB ersetzen aber erleichtert Sezieren von den molekularen Mechanismen CPB-bezogene Organschäden. Bisher wu...

Seit der Einführung der kardiopulmonalen Bypass (CPB) in die Klinik hat es eine wesentliche Rolle in der Herzchirurgie1gespielt. In der modernen Herzchirurgie unbedingt längere CPB Zeit umfangreiche Aorten Rekonstruktionen und kombinierte Verfahren durchführen. Technologische Fortschritte enorm gewesen, die Verwendung des intravasalen Umlauf wird im Zusammenhang mit Intra- und postoperativen systemische und lokale Orgel Schaden2,3.
Große Tier-Modelle wurden entwickelt, um die Rolle des CPB auf physiologische Prozesse4,5zu untersuchen. Obwohl diese Modelle zur Verfügung, einen Einblick in die CPB Komplikationen verbunden gestellt haben, sie sind extrem teuer und molekulare Werkzeuge (z. B. Antikörper) sind sehr begrenzt. Bei kleinen Tieren wurde eine kostengünstigere Alternative entwickelt. Seit ihrer Entwicklung wurden mehrere Studien durchgeführt, um ein Modell der CPB in Ratten und Kaninchen5,6,7,8,9zu optimieren. Diese Modelle bieten eine gute Grundlage für Messungen der pathophysiologischen Krankheitsprozesse; Sie sind jedoch noch nicht ausreicht, um zelluläre und humorale Immunologie aufgrund des Fehlens von entsprechenden Antikörper und Reagenzien zu untersuchen. Dies beeinträchtigt ihre Rolle in diesem Bereich der Forschung.
Wir haben vor kurzem ein Maus-Modell der CPB entwickelt. Durch eine Vielzahl von Maus-spezifischen Reagenzien und genetisch veränderte Mäuse sind Maus-Modellen im Allgemeinen das Modell der Wahl für physiologische, molekularen und immunologischen Forschung10,11. Daher wird unser Modell die Studie von CPB in Bezug auf verschiedenen Komorbiditäten erleichtern, da gibt es viele Mäuse Stämme mit klinisch relevanten Krankheiten12,13. Entsprechend beschreibt dieses Papier im Detail, wie CPB an Mäusen durchgeführt. Sauerstoff und hämodynamischen Parameter sind genau nach Tiefe Atem-und Kreislauf überwacht.

<table><tbody><tr><td>Sterofundin</td><td>B.Braun Petzold GmbH</td><td>PZN: 8609189</td><td>Grundvolumen, 1:1 mit Tetraspan</td></tr><tr><td>Tetraspan 6% HES Lösung</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 05565416</td><td>Grundvolumen, 1:1 mit Sterofundin</td></tr><tr><td>Heparin Natrium 25.000</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td>PZN: 3029843</td><td>2,5 IE pro ml Grundierungslösung</td></tr><tr><td>NaHCO3 8,4% Lösung</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 1579775</td><td>3% in der Priming-Lösung</td></tr><tr><td>KCL 7,45 % Lösung</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 2418577</td><td>0,1 mL bei Kardioplegie</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis Inc., USA</td><td>PZN:00289615 08859153</td><td>5 mg/kg/KG</td></tr><tr><td>1 Fr PU Katheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C10PU-MCA1301</td><td>Halsschlagader</td></tr><tr><td>2 Fr PU Katheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C20PU-MJV1302</td><td>Halsvene</td></tr><tr><td>Vasofix Sicherheitskatheter 20G</td><td>B.Braun Medical</td><td>4268113S-01</td><td>orotracheale Intubation</td></tr><tr><td>8-0 Seidennaht geflochten</td><td>Ashaway Line & Twine Mfg. Co., USA</td><td>75290</td><td>Ligatur</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Piramal Critical Care Deutschland GmbH</td><td>PZN:9714675</td><td>Narkose</td></tr><tr><td>CLINITUBES Blutkapillaren</td><td>Radiomed GmbH</td><td>51750132</td><td>Blutentnahme 60 - 95 Mikroliter</td></tr><tr><td>Federschere - 6mm Klingen</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15020-15</td><td>Instrumente</td></tr><tr><td>Federschere - 2mm Klingen</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15000-03</td><td>Instrumente</td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito Hemostat</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>Instrumente Dumont #55 Pinzette</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>11295-51</td><td>Instrumente</td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holder - 9cm</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>12060-02</td><td>Instrumente</td></tr><tr><td>Micro Serrefines</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18555-01</td><td>Instrumente</td></tr><tr><td>Bulldog Serrefine</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18050-28</td><td>Instrumente</td></tr><tr><td>MiniVent Beatmungsgerät für Mäuse (Modell 845)</td><td>Harvard Apparatus</td><td>73-0044</td><td>mechanische Beatmung</td></tr><tr><td>Isofluran Verdampfer Dräger 19.1</td><td>Dr&auml; gerwerk AG & Co. KGaA</td><td></td><td>Anästhesie 1,3 - 2,5%</td></tr><tr><td>PowerLab Datenerfassungsgerät 4/35</td><td>ADInstruments Ltd, Neuseeland</td><td>PL3504</td><td>invasiver Druck, EKG, Temperatur</td></tr><tr><td>ABL 800 Flex</td><td>Radiometer GmbH</td><td></td><td>Blutgasanalyse</td></tr><tr><td>NMRI-Mäuse</td><td>Charles River Laboratories</td><td>Crl:NMRI(Han)</td><td>männlich, 30 - 35 g, 12 Wochen alt, mindestens 1 Woche vor dem Experiment untergebracht</td></tr></tbody></table>

kardiopulmonalen bypass in einem mausmodell: ein neuer ansatz

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

Während längerer kardiopulmonalen Bypass bei kardiologischen Eingriffen wichtiger wird, entsteht ein zunehmender klinischer Bedarf zur Optimierung der Verfahren und zur Minimierung der Organschäden, die aus dem längeren intravasalen Verkehr. Das Ziel dieser Arbeit war eine voll funktionsfähige und klinisch relevante Modell der kardiopulmonalen Bypass in einer Maus zu demonstrieren. Wir berichten über das Gerätedesign, Perfusion Schaltung Optimierung und mikrochirurgischen Techniken. Dieses Modell ist ein akuter Modell, das mit überleben aufgrund des Bedarfs an mehreren Blut Zeichnungen nicht kompatibel ist. Wegen der Auswahl an Tools für die Mäuse (z.B., Marker, Knockouts, etc.) wird dieses Modell Untersuchung über die molekularen Mechanismen der Organschäden und die Wirkung der kardiopulmonalen Bypass im Vergleich zu anderen erleichtern. Begleiterkrankungen.

Dieses Protokoll beschreibt die Perfusion Schaltung, chirurgische Eingriffe und die Überwachung der physiologischen Parameter während CPB einer Maus. Wenn von einem angemessen qualifizierten Mikrochirurg durchgeführt, werden die Ergebnisse konstant und reproduzierbar erzielt.
Um ausreichende Gewebedurchblutung zu erhalten, wird der mittlere arterielle Druck immer zwischen 40 und 60 MmHg durch Anpassung des CPB Blutfluss und Hinz...

Dieses Papier beschreibt die kardiopulmonalen Bypass bei Mäusen durchführen. Dieses neue Modell erleichtert die Untersuchung der molekularen Mechanismen Organschäden.

Kardiopulmonalen Bypass in einem Mausmodell: ein neuer Ansatz

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, einen neuartigen Ansatz für die Herz-Lungen-Maschine bei der Maus bereitzustellen, um Untersuchungen der molekularen Mechanismen, die Herzschäden zugrunde liegen, zu verbessern. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen in der Herzchirurgie zu beantworten, insbesondere solche, die mit verlängerter Herz-Lungen-Maschine und verlängerter Kardioplegiezeit zusammenhängen. Der Hauptvorteil dieses neuartigen akuten Modells ohne Überleben ist, dass es die Untersuchung molekularer Mechanismen in der Herzchirurgie sowie deren Beziehung zu anderen Komorbiditäten erleichtert.Bereiten Sie zunächst eine Polyurethan-Kanüle vom Typ French Nummer zwei für die Operation vor. Führen Sie eine Metallnadel mit 27 Gauge in die Kanüle ein und erzeugen Sie unter dem Mikroskop mit einem chirurgischen Skalpell und einer Mikroschere drei oder vier Fenster im distalen Drittel der Kanüle. Dies gewährleistet einen optimalen venösen Rückfluss.Bereiten Sie die Priming-Lösung für den CPB-Kreislauf vor. Geben Sie zuerst Sterofundin und dann Tetraspan in das Röhrchen. Zum Abschluss Heparin und zur Pufferung Natriumbicarbonat hinzufügen.Bewahren Sie die Lösung bei vier Grad Celsius auf, bis sie verwendet wird. Geben Sie zur Inbetriebnahme des CPB-Kreislaufs 850 Mikroliter Priminglösung über die venöse Kanüle hinzu. Nach dem Priming sollte die Lösung weiterhin zirkulieren, bis das Tier für die Kanülierung bereit ist.Kanülieren Sie die linke A. femoralis für die Blutentnahme. Zunächst exponieren Sie den Leistenbereich und trennen vorsichtig die A. femoralis communis von der V. femoralis und dem N. femoralis. Nach vollständiger Anästhesie und Intubation führen Sie einen medianen Hautschnitt im Halsbereich mit feiner Schere durch.Danach die Muskeln stumpf auseinanderpräparieren, um die rechte Vena jugularis und die linke Arteria carotis zu freilegen. Gegebenenfalls die kleinen Gefäße mit einem veterinärmedizinischen Koagulator, der an bipolare Pinzetten angeschlossen ist, koagulieren. Nach der Vorbereitung der jugularen Gefäße den distalen Abschnitt der linken Arteria carotis communis bis zur Gabelung kranial mit 8-0-Seidenlitzen ligieren.Anschließend wird unter Verwendung mikrochirurgischer Pinzette und Schere eine stumpfe Präparation des Gewebes seitlich zum Musculus sternocleidomastoideus durchgeführt, um die rechte Vena jugularis nahe der Clavicula freizulegen. Danach werden das distale und proximale Ende der Vena jugularis mit 8-0 Seidenfaden ligiert. Nach der Ligatur wird die Spitze der venösen Kanüle in die rechte Vena jugularis eingeführt und bis in das rechte Atrium vorgeschoben; anschließend wird die Naht verknotet, um die Kanüle zu fixieren.Als Nächstes platzieren Sie 8-0 Seidenligatur-Schlingknoten am proximalen Arterienabschnitt und führen die Kanülenspitze in die Arteria carotis ein. Für einen optimalen venösen Rückfluss kann es erforderlich sein, die venöse Kanülenspitze bis in das rechte Ventrikel vorzuschieben. Sobald die korrekte Position der Kanüle erreicht ist, führen Sie eine systemische Heparinisierung durch, indem Sie 2,5 Einheiten Heparin pro Gramm Körpergewicht des Tieres mittels direkter intravenöser Injektion in die Vena jugularis verabreichen.Als Nächstes ligieren Sie den distalen Teil der Vena femoralis und okkludieren vorübergehend den proximalen Teil mit einem Schlingknoten. Anschließend führen Sie einen kleinen Einschnitt in der vorderen Wand mithilfe von Mikrozangen durch, um die Kanüle einzubringen. Führen Sie nun eine Polyurethan-Kanüle mit einer Größe von einem französischen Maß ein und fixieren Sie sie mit einer 10-0-Seiden Naht.Um die CPB einzuleiten, starten Sie die Pumpe mit etwa 0,5 Milliliter pro Minute. Erhöhen Sie innerhalb von zwei Minuten die Flussrate auf 46 Milliliter pro Minute. Führen Sie anschließend ein oberes Sternotomie unter vollständiger Überwachung durch.Verwenden Sie eine scharfe Schere, beginnend am Manubrium, und schneiden Sie fünf Millimeter in kaudaler Richtung. Koagulieren Sie unverzüglich die Sternausrandungen und legen Sie den Aortenbogen frei, indem Sie die rechte Arteria carotis in kranialer Richtung ziehen. Frei um den Aortenbogen herum vom Thymus und dem umgebenden Gewebe, um eine optimale Abriegelung zu ermöglichen.Legen Sie dann eine 8-0-Seidenschlaufe um die aufsteigende Aorta und ziehen Sie die Seidenschlaufe in kraniale Richtung. Die aufsteigende Aorta sollte ausreichend freigelegt sein, um die Kreuzklemme für die Kardioplegie anzubringen. Für BGA-Analysen sammeln Sie mittels eines Glas-Kapillarrohrs 60 bis 90 Mikroliter arterielles Blut über den Katheter in der Arteria femoralis.Um ein Röhrchen zu füllen, lösen Sie langsam die Klemme an dem Silikonrohr und überführen das Blut aus der Spritze in das Kapillarröhrchen. Bei stabilen CPB-Fluss beginnen Sie den Atemstillstand, indem Sie die Beatmung stoppen. Innerhalb der ersten 20 Minuten des Atemstillstands kühlen Sie das Tier topisch mit einem in kalte Kochsalzlösung getränkten Mulltuch ab.Wenn die Körpertemperatur 28 Grad Celsius beträgt und nach 30 Minuten Atemstillstand, 0,3 Milliliter 7,45 % Kaliumchlorid in den EKZ-Kreislauf geben, um die Kardioplegie einzuleiten. Um die Aorta zu klemmen, die zuvor platzierte Schlinge in kranialer Richtung ziehen und eine Mikro-Serrefine-Klemme am aufsteigenden Teil der Aorta anbringen. Insgesamt 60 Minuten Atemstillstand und 30 Minuten Herzstillstand durchführen.Um die Reperfusion des Herzens einzuleiten, entfernen Sie die Klemme und beginnen Sie gleichzeitig mit der erneuten Beatmung und Erwärmung des Tieres auf 37 Grad Celsius. Nach Abschluss der Reperfusion und Erreichen der Normothermie beenden Sie die Herz-Lungen-Maschine, indem Sie die Pumpe ausschalten. Mit dem beschriebenen Protokoll konnten reproduzierbare Ergebnisse konsistent erzielt werden.Physiologische Parameter wurden mittels BGA zu vier verschiedenen Zeitpunkten während eines erfolgreichen Verfahrens bewertet. Die Hämatorwerte zeigten eine Hämodilution aufgrund der Zugabe des Primingvolumens zum Kreislauf. Es war jedoch keine Bluttransfusion erforderlich, da die Hämoglobinspiegel während des gesamten Experiments auf ausreichendem Niveau gehalten wurden.BGA lieferte ebenfalls Einblicke in den Stoffwechselzustand der Tiere. Nach Einleitung der CPB mit Beatmung war der arterielle pH-Wert erhöht. Wie erwartet, wurde während des Atemstillstands eine schrittweise Abnahme des arteriellen pH-Werts beobachtet.Trotz seiner Komplexität kann diese Methode, einmal beherrscht, innerhalb von drei bis vier Stunden vollständig durchgeführt werden. Während der Durchführung dieses Verfahrens ist es sehr wichtig, die Kanülierungstechnik zu üben, und im Verlauf des Experiments ist die Überwachung hämodynamischer und Sauerstoffversorgungsparameter von großer Bedeutung. Letztendlich kann dieses neuartige Modell dazu beitragen, die molekularen Mechanismen akuter Organverletzungen während der Herz-Lungen-Bypass-Operation zu untersuchen.Unser nächster Schritt besteht darin, ein klinisches Überlebensmodell der Herz-Lungen-Maschine bei Mäusen zu etablieren, das eine neue mikrochirurgische Technik in murinen Modellen fördern könnte.

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